Name: Model wstawiania żył: odpowiedni model do badania drożności przeszczepu bypassów (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2017-01-15T13:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 22 s
Description: Poznaj model wstawiania żyły u szczurów do badania drożności przeszczepów bypassowych i rozwoju hiperplazii mioinimalnej. Ta technika umożliwia badanie procesów biologicznych podczas zarośnięcia naczynia.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Autorzy dziękują Christiane Pahrmann za pomoc techniczną. Badanie zostało sfinansowane przez Deutsche Stiftung für Herzforschung (F/28/14). D.W. otrzymał nagrodę podróżniczą przyznawaną przez Międzynarodowe Towarzystwo Transplantacji Serca i Płuc. T.D. otrzymał stypendium Else Kröner Excellence Stypendium od Else-Kröner-Fresenius-Stiftung (2012_EKES.04). S.S. otrzymała granty badawcze od Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG; DE2133/2-1, T.D. i SCHR992/3-1, SCHR992/4-1, S.S.).

Zwierzęta otrzymały humanitarną opiekę zgodnie z Przewodnikiem po zasadach postępowania ze zwierzętami laboratoryjnymi, przygotowanym przez Instytut Zasobów Zwierząt Laboratoryjnych i opublikowanym przez National Institutes of Health. Wszystkie protokoły dotyczące zwierząt zostały zatwierdzone przez właściwe władze lokalne ("Amt für Gesundheit und Verbraucherschutz, Hansestadt (Urząd Zdrowia i Ochrony Konsumentów) Hamburg").
1. Opieka nad zwierzętami
<ol>
	<li>Pozyskać szczury Lewisa (LEW/Crl) i transgeniczne szczury ROSA/lucyferazy-LEW o wadze 300-350 g z Instytutu Zwierząt Laboratoryjnych.</li>
	<li>Trzymaj szczury w konwencjonalnych warunkach w wentylowanych szafkach i karm je standardową karmą dla szczurów i wodą w autoklawie ad libitum.</li>
	<li>Wykonaj przeszczep przy użyciu transgenicznych szczurów ROSA/lucyferazy-LEW jako dawców i syngennych szczurów LEW/Crl jako biorców.</li>
</ol>
2. Przygotowanie Szczura-dawcy
<ol>
	<li>Użyj komory indukcyjnej, aby znieczulić szczura izofluranem (2,5-3%).</li>
	<li>Połóż szczura na plecach i utrzymuj znieczulenie za pomocą maski zakrywającej usta i nos. Sprawdź, czy znieczulenie jest wystarczająco głębokie, ściskając tylne łapy i sprawdzając brak odruchów. Nałóż trochę maści weterynaryjnej na oczy, aby zapobiec wysuszeniu podczas znieczulenia. </li>
	<li>Rozłóż tylne nogi i ustal ich pozycję za pomocą taśmy.</li>
	<li>Ogolić włosy pachwinowe maszynką do strzyżenia włosów i zdezynfekować cały obszar za pomocą jodu powidonu, a następnie 80% etanolu. Powtórz krok dezynfekcji dwukrotnie. 
	UWAGA: Obszar operacyjny, gaza i narzędzia chirurgiczne należy wysterylizować. Utrzymuj sterylne pole przez cały zabieg i noś jednorazowe, sterylne rękawiczki chirurgiczne, maski i czepki.</li>
	<li>Pod mikroskopem wykonaj pionowe nacięcie wzdłuż linea inguinalis. Użyj dwóch kleszczy, aby delikatnie oddzielić tkanki podskórne i odsłonić powierzchowną żyłę nadbrzusza od jej początku na żyle udowej. Ostrożnie odizoluj powierzchowną żyłę nadbrzusza od otaczających tkanek.</li>
	<li>Zatrzymaj przepływ krwi w powierzchownej żyle nadbrzusza za pomocą dwóch mikrozacisków.</li>
	<li>Zbierz około 0,5 do 1 cm odcinka żyły, ostrożnie podnosząc izolowaną żyłę kleszczami i przecinając naczynie mikronożyczkami. Pozostaw mikrozaciski na kikutu naczynia, aby zapobiec utracie krwi. Umieść usunięty kawałek żyły na sterylnej gazie. Ostrożnie umieścić igłę 30 G w jednym końcu pobranej żyły i przepłukać naczynie heparyną (50 jednostek/ml). 
	UWAGA: Z żyłą należy obchodzić się ostrożnie i unikać uszkodzeń podczas podnoszenia, cięcia i spłukiwania. Upewnij się, że przeszczep został przepłukany odpowiednią ilością heparyny.</li>
	<li>Utrzymuj segment naczynia w 1% lidokainie na lodzie do czasu przeszczepu szczurowi biorcy, aby zapobiec skurczowi naczynia.</li>
	<li>Poddaj eutanazji szczura dawcę, zwiększając znieczulenie do 5% izofluranu. Po 2-3 minutach otwórz brzuch wzdłuż kresy białej, przetnij przeponę i usuń serce, aby zatrzymać krążenie.</li>
</ol>
3. Przygotowanie Szczura Odbiorcy
<ol>
	<li>Znieczulić i utrwalić szczura biorcę w taki sam sposób, jak szczura dawcy.</li>
	<li>Ogol przyśrodkową stronę nóg maszynką do strzyżenia włosów i trzykrotnie zdezynfekuj za pomocą jodu powidonu i 80% etanolu. </li>
	<li>Monitoruj głębokość znieczulenia i upewnij się, że jest ona wystarczająca, sprawdzając brak odruchów podczas szczypania tylnych łap.</li>
	<li>Wykonaj środkowe nacięcie kości udowej od kolana do fałdu pachwinowego. Pod mikroskopem użyj 2 kleszczyków, aby oddzielić tętnicę udową od jej otoczenia.</li>
	<li>Użyj mikro zacisków, aby zatrzymać przepływ krwi. Najpierw umieść proksymalny zacisk, a następnie dystalny zacisk.</li>
	<li>Wytnij krótki odcinek zaciśniętej tętnicy udowej za pomocą mikronożyczek i wyrzuć go. Skróć pozostały kikut tętnicy za pomocą mikronożyczek, tworząc szczelinę o 1-2 mm większą niż przeszczep żyły. Przepłukać kikut tętnicy heparyną za pomocą igły 30 G. 
	UWAGA: Jeśli przydanka wystaje nieco poza kikut naczynia, użyj kleszczy, aby przeciągnąć ją lekko nad końcem naczynia i usunąć kawałek.</li>
	<li>Umieść pobraną żyłę z kroku 2.8 między kikutami tętniczymi i dostosuj długość tak, aby odpowiednio pasowała do szczeliny. Zwróć uwagę na kierunek żyły.</li>
	<li>Najpierw wykonaj zespolenie proksymalne za pomocą szwu prolenowego 10-0. Przeprowadzaj pojedyncze ściegi w pokazanej kolejności (Rysunek 1D). Zacznij od szwu po każdej stronie bocznej, a następnie dodaj trzy kolejne szwy po stronie brzusznej. Następnie umieść trzy szwy na grzbietowej stronie naczynia, aby zakończyć zespolenie.  </li>
	<li>Połączyć dystalne naczynia z przeszczepem przy użyciu tej samej techniki, co w przypadku zespolenia bliższego opisanego w kroku 3.8. Ponownie zacznij od szwu po każdej stronie bocznej, a następnie umieść trzy szwy po stronie brzusznej i grzbietowej.</li>
	<li>Załaduj dwie strzykawki o pojemności 1 ml z klejem fibrynowym 1 i 2. Ostrożnie podnieś przeszczep kleszczami i wrzuć pod przeszczep około 100 μl kleju fibrynowego składnika 1, a następnie składnika 2, 
	UWAGA: Upewnij się, że składniki 1 i 2 są nakładane w stosunku 1:1.</li>
	<li>Umieść przeszczep z powrotem na swoim miejscu i upuść dodatkowe 100 μl składników 1 i 2 na wierzch przeszczepu. Należy upewnić się, że klej pokrywa zarówno przeszczep, jak i zespolenie, aby zapobiec niewydolności zespolenia i nadmiernemu rozdęciu przeszczepu żyły.  </li>
	<li>Ostrożnie otwórz dystalny zacisk, a następnie proksymalny.</li>
	<li>Potwierdź udaną operację, sprawdzając, czy w przeszczepionej żyle i tętnicy dystalnej przeszczepu jest widoczny puls</li>.
	<li>Usuń nadmiar kleju, który utrudnia zamykanie skóry. Za pomocą kleszczy podnieś utwardzony klej i usuń jego nadmiar mikronożyczkami. Zamknij warstwy skóry za pomocą szwów prolenowych 5-0.</li>
	<li>Wstrzyknąć 4-5 mg/kg karprofenu podskórnie przed umożliwieniem szczurowi przebudzenia. Nie pozostawiaj zwierzęcia bez opieki, dopóki nie odzyska wystarczającej przytomności, aby utrzymać pozycję leżącą w mostku. Trzymaj zwierzę w jednej klatce, dopóki w pełni nie wyzdrowieje.</li>
	<li>Dodaj Metamizol do wody pitnej (50 mg Metamizolu na 100 ml) jako lek przeciwbólowy przez następne 3 dni i codziennie monitoruj zwierzę. </li>
</ol>
4. Ultrasonografia dupleksowa
UWAGA: Użyj ultrasonografii duxplex, aby nieinwazyjnie zobrazować przepływ krwi u szczurów14.
<ol>
	<li>Znieczulić szczura w komorze indukcyjnej (izofluran 2%). Połóż szczura na plecach i utrzymuj znieczulenie za pomocą maski zakrywającej nos.</li>
	<li>Użyj maszynki do strzyżenia włosów i kremu do depilacji, aby usunąć włosy wokół uda.</li>
	<li>Nałóż żel ultradźwiękowy na udo. Upewnij się, że nie ma pęcherzyków powietrza. Rejestruj dupleksowe obrazy ultrasonograficzne za pomocą przetwornika MS 400 (częstotliwość środkowa: 30 MHz) z szybkością odświeżania 230-400 klatek/s. </li>
</ol>
5. Histopatologia
UWAGA: Zbierz i zabarwij naczynie trichromowym barwieniem Massona do analizy morfometrycznej15.
<ol>
	<li>Utrwal pobrane naczynie w 4% paraformaldehydzie przez noc i odwodnij je w rosnących stężeniach etanolu. Zanurz próbkę w parafinie i pokrój ją na plastry o grubości 5 μm za pomocą mikrotomu. 
	UWAGA: Paraformaldehyd jest toksyczny i należy obchodzić się z nim ze szczególną ostrożnością.</li>
	<li>Odparafinować szkiełka przed zabarwieniem ich roztworem barwiącym trichrom. Odwodnić poplamione szkiełka, oczyścić je ksylenem i zamontować w podłożu montażowym. Po wysuszeniu szkiełek obejrzyj próbki pod mikroskopem. </li>
</ol>
6. Obrazowanie bioluminescencyjne (BLI)
UWAGA: Przeszczep pooperacyjny był śledzony w czasie in vivo, mierząc sygnał bioluminescencyjny16.
<ol>
	<li>Rozpuścić 1 g soli potasowej D-Lucyferyny w 22 ml PBS i wstrzyknąć ją dootrzewnowo szczurowi (375 mg/kg masy ciała). Odczekaj 15 minut, aż lucyferyna zacznie krążyć w zwierzęciu.</li>
	<li>Umieść szczura w bioluminescencyjnym systemie kwantyfikacji w czasie rzeczywistym i uzyskaj dostęp do sygnału bioluminescencji.</li>
</ol>

<ol><li>Sabik, J. F., 3rd, <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Understanding+saphenous+vein+graft+patency%5BTitle%5D)+AND+%22Circulation%22%5BJournal%5D)">Understanding saphenous vein graft patency.</a> Circulation. 124, 273-275 (2011).</li>
<li>Goldman, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Long-term+patency+of+saphenous+vein+and+left+internal+mammary+artery+grafts+after+coronary+artery+bypass+surgery%3A+results+from+a+Department+of+Veterans+Affairs+Cooperative+Study%5BTitle%5D)+AND+%22J+Am+Coll+Cardiol%22%5BJournal%5D)">Long-term patency of saphenous vein and left internal mammary artery grafts after coronary artery bypass surgery: results from a Department of Veterans Affairs Cooperative Study.</a> J Am Coll Cardiol. 44, 2149-2156 (2004).</li>
<li>Fitzgibbon, G. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Coronary+bypass+graft+fate+and+patient+outcome%3A+angiographic+follow-up+of+5%2C065+grafts+related+to+survival+and+reoperation+in+1%2C388+patients+during+25+years%5BTitle%5D)+AND+%22J+Am+Coll+Cardiol%22%5BJournal%5D)">Coronary bypass graft fate and patient outcome: angiographic follow-up of 5,065 grafts related to survival and reoperation in 1,388 patients during 25 years.</a> J Am Coll Cardiol. 28, 616-626 (1996).</li>
<li>O'Brien, J. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Wound+healing+around+and+within+saphenous+vein+bypass+grafts%5BTitle%5D)+AND+%22J+Thorac+Cardiovasc+Surg%22%5BJournal%5D)">Wound healing around and within saphenous vein bypass grafts.</a> J Thorac Cardiovasc Surg. 114, 38-45 (1997).</li>
<li>El-Kurdi, M. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ovine+femoral+artery+bypass+grafting+using+saphenous+vein%3A+a+new+model%5BTitle%5D)+AND+%22J+Surg+Res%22%5BJournal%5D)">Ovine femoral artery bypass grafting using saphenous vein: a new model.</a> J Surg Res. 193, 458-469 (2015).</li>
<li>Yuda, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Angiotensin+II+receptor+antagonist%2C+L-158%2C809%2C+prevents+intimal+hyperplasia+in+dog+grafted+veins%5BTitle%5D)+AND+%22Life+Sci%22%5BJournal%5D)">Angiotensin II receptor antagonist, L-158,809, prevents intimal hyperplasia in dog grafted veins.</a> Life Sci. 68, 41-48 (2000).</li>
<li>McCann, R. L., Hagen, P. O., Fuchs, J. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Aspirin+and+dipyridamole+decrease+intimal+hyperplasia+in+experimental+vein+grafts%5BTitle%5D)+AND+%22Ann+Surg%22%5BJournal%5D)">Aspirin and dipyridamole decrease intimal hyperplasia in experimental vein grafts.</a> Ann Surg. 191, 238-243 (1980).</li>
<li>Thomas, A. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Animal+models+for+studying+vein+graft+failure+and+therapeutic+interventions%5BTitle%5D)+AND+%22Curr+Opin+Pharmacol%22%5BJournal%5D)">Animal models for studying vein graft failure and therapeutic interventions.</a> Curr Opin Pharmacol. 12, 121-126 (2012).</li>
<li>Hu, Y., Xu, Q. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((New+mouse+model+of+vein+bypass+graft+atherosclerosis%5BTitle%5D)+AND+%22Heart+Lung+Circ%22%5BJournal%5D)">New mouse model of vein bypass graft atherosclerosis.</a> Heart Lung Circ. 11, 182-188 (2002).</li>
<li>Salzberg, S. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Increased+neointimal+formation+after+surgical+vein+grafting+in+a+murine+model+of+type+2+diabetes%5BTitle%5D)+AND+%22Circulation%22%5BJournal%5D)">Increased neointimal formation after surgical vein grafting in a murine model of type 2 diabetes.</a> Circulation. 114, I302-I307 (2006).</li>
<li>Abbott, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Laboratory+animals%3A+the+Renaissance+rat%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Laboratory animals: the Renaissance rat.</a> Nature. 428, 464-466 (2004).</li>
<li>Lindblad-Toh, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Genome+sequencing%3A+three%27s+company%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Genome sequencing: three's company.</a> Nature. 428, 475-476 (2004).</li>
<li>Yu, P., Nguyen, B. T., Tao, M., Campagna, C., Ozaki, C. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rationale+and+practical+techniques+for+mouse+models+of+early+vein+graft+adaptations%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+vascular+surgery%22%5BJournal%5D)">Rationale and practical techniques for mouse models of early vein graft adaptations.</a> Journal of vascular surgery. 52, 444-452 (2010).</li>
<li>Olver, D. T., Lacefield, J. C., Shoemaker, K. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evidence+of+bidirectional+flow+in+the+sciatic+vasa+nervorum%5BTitle%5D)+AND+%22Microvascular+research%22%5BJournal%5D)">Evidence of bidirectional flow in the sciatic vasa nervorum.</a> Microvascular research. 94, 103-105 (2014).</li>
<li>Stubbendorff, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Inducing+myointimal+hyperplasia+versus+atherosclerosis+in+mice%3A+an+introduction+of+two+valid+models%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+visualized+experiments+%3A+JoVE%22%5BJournal%5D)">Inducing myointimal hyperplasia versus atherosclerosis in mice: an introduction of two valid models.</a> Journal of visualized experiments : JoVE. , (2014).</li>
<li>Conradi, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Immunobiology+of+fibrin-based+engineered+heart+tissue%5BTitle%5D)+AND+%22Stem+cells+translational+medicine%22%5BJournal%5D)">Immunobiology of fibrin-based engineered heart tissue.</a> Stem cells translational medicine. 4, 625-631 (2015).</li>
<li>Dashwood, M. R., Tsui, J. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((%27No-touch%27+saphenous+vein+harvesting+improves+graft+performance+in+patients+undergoing+coronary+artery+bypass+surgery%3A+A+journey+from+bedside+to+bench%5BTitle%5D)+AND+%22Vascular+Pharmacology%22%5BJournal%5D)">'No-touch' saphenous vein harvesting improves graft performance in patients undergoing coronary artery bypass surgery: A journey from bedside to bench.</a> Vascular Pharmacology. 58, 240-250 (2013).</li>
<li>Bekler, H. I., Rosenwasser, M. P., Akilina, Y., Bulut, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+use+of+an+absorbable+collagen+cover+%28NeuraWrap%29+improves+patency+of+interpositional+vein+grafts%5BTitle%5D)+AND+%22Acta+orthopaedica+et+traumatologica+turcica%22%5BJournal%5D)">The use of an absorbable collagen cover (NeuraWrap) improves patency of interpositional vein grafts.</a> Acta orthopaedica et traumatologica turcica. 44, 157-161 (2010).</li>
<li>Geurts, A. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Knockout+rats+via+embryo+microinjection+of+zinc-finger+nucleases%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Knockout rats via embryo microinjection of zinc-finger nucleases.</a> Science. 325, 433(2009).</li>
<li>Moreno, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Creation+and+characterization+of+a+renin+knockout+rat%5BTitle%5D)+AND+%22Hypertension%22%5BJournal%5D)">Creation and characterization of a renin knockout rat.</a> Hypertension. 57, 614-619 (2011).</li>
</ol>

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Ten film przedstawia model wstawiania żył szczurów w celu zbadania utraty przeszczepu żyłowego i umożliwienia eksploracji leżących u podstaw procesów patologicznych oraz testowania nowych leków lub opcji terapeutycznych.
Znieczulenie jest kluczowym aspektem zabiegów chirurgicznych. Zalecany jest system ciągłego znieczulenia wziewnego, ponieważ jest to bezpieczna i łatwa metoda, zwłaszcza podczas długotrwałych operacji. Może to mieć ogromne znaczenie w fazie treningu, kiedy operacja trwa dłużej...

Choroby wieńcowe i ich powikłania są jednymi z głównych przyczyn zgonów na całym świecie. Obecne strategie terapeutyczne koncentrują się na przywróceniu przepływu krwi, albo poprzez rozszerzenie zwężonego naczynia, albo poprzez stworzenie bypassu. Pomostowanie aortalno-wieńcowe (CABG) przy użyciu autoprzeszczepów żył zostało po raz pierwszy opisane w 1968 roku i przez lata było udoskonalane. Oprócz rewaskularyzacji lewej przedniej zstępującej tętnicy wieńcowej najczęściej stosuje się przewody żyły odpiszczelowej1. Jednak drożność przeszczepu pozostaje piętą achillesową przeszczepów żyły odpiszczelowej (SVG). Rok po operacji drożność przeszczepu wynosi 85%, a po dziesięciu latach spada do 61%2,3. Odkrycie mechanizmów patofizjologicznych i przyczyn utraty drożności SVG jest zatem ważnym zadaniem.
Ten film demonstruje model wstawiania żył szczurów do badania utraty przeszczepu żyłowego. Ogólnym celem tej metody jest zbadanie procesów patobiologicznych i fizjologicznych leżących u podstaw progresji choroby oraz opracowanie odpowiedniego modelu do testowania leków lub opcji terapeutycznych. Przeszczepiając powierzchowną żyłę nadbrzusza do układu tętniczego, model ten ściśle naśladuje warunki kliniczne pomostowania aortalno-wieńcowego. Uraz chirurgiczny, niedokrwienie i stres ściany są ważnymi wyzwalaczami patologicznych zmian naczyniowych i są naśladowane w opisanym modelu.
Dostępne są różne modele i gatunki do badania utraty drożności przeszczepów żyłowych. Duże modele zwierzęce, takie jakświnie4,owce5, psy6 imałpy7, przypominają ludzkie naczynia krwionośne i struktury anatomiczne, a tym samymumożliwiają testowanie złożonych strategii terapeutycznych, takich jak stentowanie bypassów lub nowe techniki chirurgiczne8. Wymagane jest jednak specjalne zakwaterowanie, sprzęt i personel. Ponadto wysokie koszty i konieczność dodatkowego anestezjologa podczas operacji utrudniają ich szersze zastosowanie. Małe zwierzęta, w tym szczury, są łatwe w obsłudze, nie wymagają specjalnego trzymania i mają możliwe do opanowania koszty. W porównaniu z modelami mysim9,10, modele szczurze mają tę zaletę, że są lepiej operowalne, a tym samym mają mniejszą zmienność wyników. Szczury są fizjologicznie i genetycznie bardziej podobne do ludzi niż myszy11,12. Ponadto większość myszy typu dzikiego rozwija tylko ograniczoną miointimę13, co sprawia, że modele myszy są podatne na błędy typu II. Histologia głównych żył myszy, takich jak żyła główna dolna, składa się tylko z kilku warstw komórkowych i utrudnia wczesną ocenę13. Kolejną wadą jest niewielka ilość tkanki dostępnej do późniejszej analizy po odzyskaniu przeszczepu.
Model opisany w tym filmie jest powtarzalny, tani i łatwy do wykonania, a także może być szybko i niezawodnie ustalony. Jest szczególnie przydatny do oceny drogich eksperymentalnych środków terapeutycznych, takich jak wektory wirusowe do terapii genowej, w ekonomiczny sposób.

<table><tbody><tr><td>Szczur LEW/Crl</td><td>Charles River</td><td>Numer stada 004</td><td></td></tr><tr><td>Szczur LEW-Tg(Gt(ROSA)26Sor- 1 luc)11Jmsk</td><td>Instytut Zwierząt Laboratoryjnych, Uniwersytet w Kioto, Japonia</td><td>NBPR numer szczura 0299</td><td>http://www.anim.med.kyoto-u.ac.jp/NBR/</td></tr> <tr><td>PFA 4%</td><td>Mikroskopia elektronowa</td><td>#157135S</td><td>20%</td></tr><tr><td>maszynka do strzyżenia włosów</td><td>WAHL</td><td>8786-451A ARCO SE</td><td></td></tr><tr><td>Forene</td><td>AbbVie</td><td>PZN 10182054 Art.Nr.: B506</td> Klamra mikrochirurgiczna <td>z izofluranu</td></tr><tr><td></td><td>Fine Science Tools</td><td>18055-04</td><td>Micro-Serrefine -</td></tr><tr><td>aplikator zaciskowy</td> 4 mm <td>Fine Science Tools</td><td>18056-14</td><td></td></tr><tr><td>krem do depilacji</td><td>Rufin kosmetyczny</td><td>27618</td><td></td></tr><tr><td>Powidon-jod</td><td>Betadine Purdue Pharma</td><td>NDC:67618-152</td><td></td></tr><tr><td>10-0 Szew Ethilon</td><td>Ethicon</td><td>2814G</td><td></td></tr><tr><td>Szew prolenowy 5-0</td><td>Ethicon</td><td>EH7229H</td><td></td></tr><tr><td>Rimadyl</td><td>Pfizer</td><td>400684.00.00</td><td>Carprofen</td></tr><tr><td>Novaminsulfon</td><td>Ratiopharm</td><td>PZN 03530402</td><td>Metamizole</td></tr><tr><td>Heparyna</td><td>Rotexmedica</td><td>PZN: 3862340</td><td>25.000 I.E./ ml</td></tr><tr><td>Xylocain 1%</td><td>AstraZeneca</td><td>PZN: 1137907</td><td>Lidocain</td></tr><tr><td>EVICEL</td><td>J& J Med.Ethicon Biosur</td><td>PZN 7349697 Art. Nr.:EVK01DE</td><td>klej fibrynowy</td></tr><tr><td>NaCl 0,9%</td><td>B.Braun</td><td>PZN 06063042 Nr art.: 3570160</td><td></td></tr><tr><td>System mikroobrazowania Vevo 770 o wysokiej rozdzielczości in vivo</td><td>VisualSonics</td><td></td><td>duplex ultrasonografia</td></tr><tr><td>Ecogel 100 żel ultradźwiękowy Eco-med</td><td></td><td>30GB</td><td></td></tr><tr><td>D-Luciferin Firefly, sól potasowa</td><td>Biosynth</td><td>L-8220</td><td></td></tr><tr><td>PBS pH 7,4</td><td>Gibco</td><td>10010023</td><td></td></tr><tr><td>Xenogen Ivis 200</td><td>Perkin Elmer</td><td></td><td>obrazowanie bioluminescencyjne</td></tr><tr><td>Weigerts żelazo Zestaw hematoksyliny</td><td>Merck</td><td>1.15973.0002</td><td>Barwienie trichromowe</td></tr><tr><td>Rezorcyna-Fuksyna Weigert Waldeck</td><td></td><td>2.00E-30</td><td>Barwienie trichromowe</td></tr><tr><td>Kwas Fuksyna</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>F8129-25G</td><td>Barwienie trichromowe</td></tr><tr><td>Roztwór Pąsek</td><td>Serva Elektroforeza</td><td>33427</td><td>Barwienie trichromowe</td></tr><tr><td>Azoflosyna</td><td>Waldeck</td><td>1B-103</td><td>Barwienie trichromowe</td></tr><tr><td>Hydrat kwasu molibdetofosforowego</td><td>Merck</td><td>1.00532.0100</td><td>Barwienie trichromowe</td></tr><tr><td>Pomarańczowy G</td><td>Waldeck</td><td>1B-221</td><td>Barwienie trichromowe</td></tr><tr><td>Jasnozielony SF</td><td>Waldeck</td><td>1B-211</td><td>Barwienie trichromowe</td></tr><tr><td>Vitro-Clud</td><td>Langenbrinck</td><td>04-0001</td><td></td></tr><tr><td>Lodowaty kwas octowy</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>537020</td><td></td></tr><tr><td>37% HCl</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>H1758</td><td></td></tr><tr><td>Ksylen</td><td>Th. Geyer</td><td>3410</td><td></td></tr><tr><td>Parafina</td><td>Leica biosystems</td><td>REF 39602004</td><td></td></tr><tr><td>Etanol absolutny</td><td>Th. Geyer</td><td>2246</td><td></td></tr><tr><td>Etanol 96%</td><td>Th. Geyer</td><td>2295</td><td></td></tr><tr><td>Etanol 70%</td><td>Th. Geyer</td><td>2270</td><td></td></tr><tr><td>Stojak na slajdy</td><td>Ted Pella</td><td>21057</td><td></td></tr><tr><td>Naczynie do barwienia</td><td>Ted Pella</td><td>21075</td><td></td></tr><tr><td>Bepanthen Maść do oczu</td><td>Bayer</td><td>1578675</td><td>Maść do oczu</td></tr></tbody></table>

model wstawiania żył: odpowiedni model do badania drożności przeszczepu bypassów

Vein Interposition Model: A Suitable Model to Study Bypass Graft Patency

Bypass jest uznaną metodą leczenia choroby wieńcowej. Drożność przeszczepów nadal jest piętą achillesową przeszczepów żyły odpiszczelowej. Modele badawcze dotyczące niepowodzenia pomostowania są niezbędne do lepszego zrozumienia procesów patobiologicznych i patofizjologicznych zachodzących podczas utraty drożności przeszczepu. Duże modele zwierzęce, takie jak świnie czy owce, przypominają ludzkie struktury anatomiczne, ale wymagają specjalnych urządzeń i sprzętu. Ten film opisuje model wstawiania żył szczurów w celu zbadania utraty drożności przeszczepu żyłowego. Szczury są niedrogie i łatwe w obsłudze. W porównaniu z modelami mysimi, dogodny rozmiar szczurów pozwala na lepszą operatywność i umożliwia uzyskanie wystarczającej ilości materiału do dalszej zróżnicowanej analizy. Krótko mówiąc, dolna żyła nadbrzusza szczura dawcy jest pobierana i wykorzystywana do zastąpienia odcinka tętnicy udowej. Zespolenie przeprowadza się za pomocą pojedynczych szwów i uszczelnia klejem fibrynowe. Drożność przeszczepu można monitorować nieinwazyjnie za pomocą ultrasonografii dwustronnej. Przerost mięśniowo-intimalny, który jest główną przyczyną utraty drożności przeszczepu, rozwija się stopniowo w czasie i można go obliczyć na podstawie przekrojów histologicznych.

Model interpozycji żyły szczura jest odpowiedni do badania rozwoju hiperplazji warstwy mięśniowo-błoniastej oraz niewydolności przeszczepu żylnego. Zwierzęta dobrze regenerują się po zabiegu i wykazują doskonałą kondycję fizyczną po operacji. Rysunek 1 przedstawia kluczowe etapy chirurgiczne. Po nacięciu skóry wzdłuż linii pachwinowej (linea inguinalis) identyfikuje się powierzchowną żyłę nadbrzuszną oraz tętnicę udową (Rysunek 1A). Pobranie przeszczepu należy przeprowadzić ostrożnie, ab...

Ten film demonstruje model do badania rozwoju przerostu mięśniowo-wewnętrznego, po operacji wstawiania żył u szczurów.

Model wstawiania żył: odpowiedni model do badania drożności przeszczepu bypassów

Bypass grafting is an established treatment method for coronary artery disease. Graft patency continues to be the Achilles heel of saphenous vein grafts. ...

Ogólnym celem tej procedury jest zbadanie drożności przeszczepu bypassów w modelu wstawiania żył szczurów. Metoda ta może pomóc odpowiedzieć na kluczowe pytania w dziedzinie chirurgii pomostowania, takie jak leżąca u podstaw ścieżka procesów biologicznych i fizjologicznych podczas okluzji bypassów. Główną zaletą tej techniki jest to, że zabieg chirurgiczny jest łatwy i szybki, co można wykorzystać do badania nowych terapii i dróg in vivo.Technikę zademonstruje Grigol Tediashvili, mikrochirurg z naszego laboratorium. Przed zabiegiem sprawdź, czy znieczulenie jest wystarczająco głębokie, szczypiąc tylne łapy szczura i sprawdzając brak odruchów. Następnie nałóż maść weterynaryjną na oczy, aby zapobiec wysuszeniu podczas znieczulenia.Następnie rozłóż tylne nogi i ustal ich pozycję za pomocą taśmy. Następnie zgol włosy pachwinowe za pomocą trymera do włosów, a następnie szeroko zdezynfekuj obszar za pomocą jodu powidonu, a następnie 80% alkoholu. Powtórz te naprzemienne peelingi w sumie trzy razy.Teraz pod mikroskopem wykonaj pionowe nacięcie wzdłuż linea inguinalis. Następnie za pomocą dwóch kleszczy delikatnie oddzielij tkanki podskórne i odsłoń powierzchowną żyłę nadbrzusza aż do jej początku na żyle udowej. Rób to bardzo ostrożnie, ponieważ żyła jest delikatna.Następnie zatrzymaj przepływ krwi przez powierzchowną żyłę nadbrzusza za pomocą dwóch zacisków. Teraz zbierz odcinek żyły. Ostrożnie podnieś izolowaną żyłę i przetnij naczynie za pomocą mikronożyczek.Następnie umieść odcinek żyły na sterylnej gazie. Tam ostrożnie wsuń igłę o rozmiarze 30 do jednego końca i przepłucz żyłę heparyną. Następnie przenieś żyłę do 1% lidokainy i trzymaj ją na lodzie, aby zapobiec skurczom.Teraz poddaj szczura eutanazji dawcę, zwiększając znieczulenie do 5% izofluranu. Następnie, przygotowując się do anastamoz, przygotuj szczura biorcę w taki sam sposób, jak szczura dawcę, aż do etapu golenia. Po dwóch do trzech minutach 5% izofluranu otwórz brzuch szczura dawcy wzdłuż kresy białej, przetnij przeponę i usuń serce, aby zatrzymać krążenie.Kontynuuj przygotowanie szczura biorcy do operacji. Ogol przyśrodkową stronę nóg maszynką do strzyżenia włosów i zdezynfekuj skórę trzema naprzemiennymi peelingami z jodonu powidonu i 80% etanolu. Zanim przejdziesz dalej, wykonaj kolejne uszczypnięcie palca u nogi, aby monitorować znieczulenie.Teraz wykonaj środkowe nacięcie kości udowej od kolana do fałdu pachwinowego. Pod mikroskopem użyj dwóch kleszczyków, aby oddzielić tętnicę udową od jej otoczenia. Następnie użyj dwóch mikro zacisków, aby zatrzymać przepływ krwi, umieszczając najpierw zacisk proksymalny.Następnie wytnij krótki odcinek zaciśniętej tętnicy udowej i wyrzuć go. Skróć pozostały kikut tętnicy, aby pozostawić szczelinę o jeden do dwóch milimetrów większą niż przeszczep żyły. Następnie przepłucz kikut tętnicy heparyną z igły o rozmiarze 30.Jeśli przydanka wystaje nieco poza kikut naczynia, użyj kleszczy, aby lekko przeciągnąć przydankę przez koniec naczynia, a następnie usuń kawałek przydanki. Teraz umieść pobrany segment żyły między kikutami tętnic we właściwej orientacji i dostosuj rozmiar szczeliny, aby uzyskać dobre dopasowanie. Teraz najpierw wykonaj zespolenie proksymalne za pomocą szwu 10-0 prolenowego.Zacznij od zszycia każdej bocznej strony, a następnie dodaj trzy kolejne szwy po stronie brzusznej. Zakończ trzema szwami po stronie grzbietowej. Następnie połącz dystalne naczynia tą samą techniką, zaczynając od szwu po każdej stronie bocznej, następnie trzech szwów po stronie brzusznej, a następnie kończąc na stronie grzbietowej.Po wykonaniu zespoleń załadować dwie jednomililitrowe strzykawki ze składnikami kleju fibrynowego. Następnie ostrożnie podnieś przeszczep kleszczami i nałóż około 100 mikrolitrów składnika pierwszego pod przeszczep, a następnie 100 mikrolitrów składnika drugiego. Oba składniki muszą być zawsze dodawane w tych samych woluminach.Teraz umieść przeszczep z powrotem na swoim miejscu i nałóż 100 mikrolitrów każdego składnika na przeszczep, aby całkowicie pokryć przeszczep i zespolenie. Zapobiega to niewydolności zespolenia i nadmiernemu rozdęciu przeszczepu żyły. Teraz ostrożnie otwórz zaciski, zaczynając od dystalnego zacisku.Następnie potwierdź udaną operację, sprawdzając, czy nie ma widocznego tętna w przeszczepionej żyle i dystalnej tętnicy przeszczepu. Przed zamknięciem skóry usuń nadmiar kleju, który mógłby utrudniać zamknięcie. Następnie zamknij warstwy skóry za pomocą szwów prolenowych 5-0.Zanim szczur się obudzi, wstrzyknij podskórnie od czterech do pięciu miligramów karprofenu na kilogram. Miej oko na zwierzę, dopóki nie odzyska wystarczającej przytomności, aby utrzymać leżący mostek. Następnie daj szczurowi domową klatkę bez innych zwierząt.Przez następne trzy dni podawaj metamizol w wodzie pitnej i codziennie sprawdzaj regenerację szczura. Po całkowitym wyzdrowieniu szczur może być trzymany w domu z innymi szczurami. Zwierzęta dobrze wracają do zdrowia po operacji i wykazały doskonałą kondycję fizyczną po operacji.Pomyślne zintegrowanie żyły z tętnicą udową i drożność przeszczepu po przeszczepieniu potwierdzono nieinwazyjnie za pomocą ultrasonografii dupleksowej. Poprzez przeszczepienie żyły szczura luke-dodatniego szczurowi letniemu, wykorzystano obrazowanie bioluminescencyjne do monitorowania obecności przeszczepu. Stwierdzono, że przerost mięśniówki wewnętrznej rozwija się stopniowo w przeszczepie w miarę upływu czasu.Barwienie histologiczne trichromem Massona wykazuje tworzenie się mięśnio-błony wewnątrz wewnętrznej blaszki elastycznej. Aby potwierdzić, że model odtwarza dynamikę przerostu mięśniowo-intimalnego, zmierzono zacieranie światła. Obserwowano stopniową utratę drożności przeszczepu od siedmiu do 28 dni po operacji, co dobrze pasuje do modelu.Po opanowaniu tej techniki można ją wykonać w 20 minut, jeśli zostanie wykonana prawidłowo. Dziękujemy za oglądanie i życzymy powodzenia w eksperymentach.

vein-interposition-model-suitable-model-to-study-bypass-graft

Research

JoVE Journal

Medicine

Medycyna

Hiperplazja neointimy jest główną przyczyną zwężenia w żyłach arteryalizowanych. Proponujemy nowy protokół, w którym żyła zewnętrzna szyjna prawa jest przeszczepiana z wykorzystaniem techniki mankietowej do tętnicy szyjnej wspólnej u szczurów Sprague Dawley. Przeżywalność w momencie uśmiercenia zwierząt wynosiła 100 %.

Szkolenie z zaawansowanej techniki mikrosurgicalnej: Interpozycja przeszczepu z żyły szyjnej zewnętrznej w tętnicy szyjnej wspólnej u szczurów

Ten film pokazuje interpozycję tętnicy szyjnej królika z żyłą szyjną w celu wywołania przerostu żył wewnętrznych poprzez poddanie żył ciśnieniu tętniczemu. Model ten pomoże w badaniu interwencji molekularnych i genetycznych w celu osłabienia progresji przerostu błony wewnętrznej po operacjach rewaskularyzacji.

Interpozycja tętnicy szyjnej i żyły szyjnej: technika wywoływania przerostu żylnej błony wewnętrznej w modelu królika

Unaczynione allotransplantacje kompozytowe (VCA) stały się kliniczną rzeczywistością. Jednak szerokie zastosowanie kliniczne VCA jest ograniczone przez przewlekłą wielolekową immunosupresję. Autorzy prezentują wiarygodny i powtarzalny duży model zwierzęcy do tłumaczenia nowych strategii immunomodulacyjnych, które mogą zminimalizować lub potencjalnie wyeliminować potrzebę immunosupresji w VCA.

Zmodyfikowany heterotopowy model przeszczepu kończyn tylnych świń do badań nad translacyjną unaczynioną allotransplantacją kompozytową (VCA)

Aby poszerzyć naszą wiedzę na temat komórkowego i molekularnego tworzenia się nowotworów, niedawno opracowano mysi model TEVG. Przeszczepy wszczepiono jako przeszczepy z interpozycją żyły głównej podnerkowej u myszy C57BL/6. Model ten osiąga wyniki podobne do tych osiągniętych w naszym badaniu klinicznym, ale w znacznie krótszym czasie.

Implantacja przeszczepu interpozycji żyły głównej dolnej w modelu mysim

Mechanizmy prowadzące do rozwoju przerostu błony wewnętrznej (IH) i niewydolności przeszczepów żył są nadal słabo poznane. Badanie to opisuje system ex vivo do perfuzji ludzkich żył pod kontrolowanym przepływem i ciśnieniem. Ponadto oceniono skuteczność zbrojenia siatką zewnętrzną w celu ograniczenia rozwoju IH.

Procedura perfuzji żył odpiszczelowych człowieka ex vivo i wzmocnienia zewnętrznego

Ta metoda opisuje umieszczanie przeszczepów żył interpozycyjnych u królików, transdukcję przeszczepów i osiągnięcie trwałej ekspresji transgenu. Pozwala to na badanie fizjologicznych i patologicznych ról transgenów i ich produktów białkowych w przeszczepionych żyłach oraz testowanie terapii genowych w chorobach przeszczepów żył.

Króliczy model trwałej ekspresji transgenu w przeszczepach interpozycji żyły szyjnej do tętnicy szyjnej wspólnej

Obecny protokół ma na celu eksperymentalne stworzenie przerostu żył wewnętrznych poprzez poddanie żył działaniu ciśnienia krwi tętniczej w celu opracowania strategii osłabienia przerostu żył wewnętrznych po operacji rewaskularyzacji za pomocą przeszczepów żyłowych.

Model wstawiania żył królika naśladujący operację rewaskularyzacji przy użyciu przeszczepów żył do oceny przerostu błony wewnętrznej pod ciśnieniem tętniczym krwi

W tym protokole, nowatorskie obejście żył świni zostało przeprowadzone przez małe nacięcie w lewej ścianie klatki piersiowej bez krążenia pozaustrojowego. Wykonano pooperacyjne badanie patomorfologiczne, które wykazało pogrubienie błony wewnętrznej.

Opracowanie i ocena modelu choroby przeszczepu żyły świni

Ten protokół pozwala na ilościowe określenie in vivo podatności i rozciągliwości żył za pomocą cewnikowania i angiografii 3D jako procedury przetrwania, co pozwala na różnorodność potencjalnych zastosowań.

Kwantyfikacja podatności i rozciągliwości żyły głównej dolnej w modelu owiec in vivo przy użyciu angiografii 3D

W pracy przedstawiono model świni do oceny przeszczepów o małej średnicy w tętnicach udowych. Model naśladuje dynamikę naczyń krwionośnych człowieka i kompleksowo ocenia drożność przeszczepów, hemodynamikę i przebudowę naczyń. Stanowi cenną platformę do badania przeszczepów naczyniowych i monitorowania ich za pomocą ultrasonografii dopplerowskiej i angiografii.

Implantacja przeszczepu naczyniowego kości udowej w modelu trzody chlewnej w celu przetestowania przeszczepów naczyniowych o małej średnicy

Poznaj model wstawiania żyły u szczurów do badania drożności przeszczepów bypassowych i rozwoju hiperplazii mioinimalnej. Ta technika umożliwia badanie procesów biologicznych podczas zarośnięcia naczynia.

Model wstawiania żył: odpowiedni model do badania drożności przeszczepu bypassów

Przeglądaj więcej filmów