Zastosowanie techniki rękawowej w mysim modelu przeszczepu aorty - film instruktażowy

W tej procedurze aorta dawcy jest umieszczana w pozycji ortopnecznej, a powierzchowne zgryzy pobierane są w naczyniu pokarmowym. Znieczulij myszy mieszaniną 1,5 procenta objętościowego izofluranu i 100% tlenu przez maskę na twarz. Połóż mysz na platformie w pozycji leżącej na plecach i przyklej wszystkie nogi do stołu operacyjnego.

Umieść maść okulistyczną na oczach, aby zapobiec wysuszeniu podczas zabiegu. Sprawdź refleksy, szczypiąc tylne łapy, aby upewnić się, że mysz jest wystarczająco znieczulona. Usuń wszystkie włosy z brzucha.

Nałóż krem do depilacji lub użyj golarki. Operację należy wykonać w sterylnych warunkach. Zdezynfekuj brzuch.

Aby usunąć aortę dawcy, wykonaj nacięcie brzucha w linii środkowej i ręcznie cofnij jelito w prawo. Delikatnie ręcznie odbij jelita na bok za pomocą rękawiczek bezpudrowych. Ułóż jelita na kawałku gazy zwilżonej solą fizjologiczną, aby były wilgotne.

Bardzo ostrożnie wypreparuj aortę brzuszną z otaczającej tkanki, używając cięcia pęsetą. Wypreparuj odcinek aorty między tętnicą nerkową a rozwidleniem od żyły głównej za pomocą pęsety. Zabezpiecz wszystkie małe gałęzie tego segmentu za pomocą pojedynczego szwu monofilamentowego 11-0.

Przed usunięciem aorty wstrzyknij 0,5 mililitra roztworu soli fizjologicznej zawierającego 50 jednostek heparyny do żyły głównej dolnej. Pozwól zwierzęciu dawcy wykrwawić się, zanim segment aorty zostanie usunięty. Całkowicie spłucz przeszczep solą fizjologiczną, a następnie natychmiast umieść go w pojemniku z lodowatą solą fizjologiczną.

Aby przygotować biorcę, znieczul zwierzę za pomocą maski na twarz, usuń sierść i zdezynfekuj jak powyżej, a następnie wykonaj nacięcie w linii środkowej od mieczykowatej do miednicy za pomocą skalpela. Cofnij ściany brzucha za pomocą retraktorów. Owiń jelita gazą zwilżoną roztworem soli fizjologicznej i bardzo delikatnie przesuń je w prawo od zwierzęcia.

Za pomocą pęsety należy wyciąć aortę podnerkową między tętnicami nerkowymi proksymalnie a rozwidleniem dystalnie. Zabezpiecz wszystkie małe gałęzie tego segmentu za pomocą pojedynczego szwu monofilamentowego 11-0. Zacisnąć proksymalną i dystalną część aorty za pomocą pojedynczego szwu jedwabnego 6-0.

Podziel aortę pośrodku między zaciski i przepłucz odcięte końce heparynizowaną solą fizjologiczną, aby wypłukać światło. Umieść przeszczep w pozycji ortopneicznej. Zespolenie należy wykonać techniką rękawową z założeniem szwów z użyciem żyłki 11-0.

W tej metodzie koniec naczynia podającego umieszcza się w naczyniu odbiorczym. Umieść koniec aorty biorczej podnerkowej w proksymalnym końcu aorty dawczej. W ten sam sposób wykonaj zespolenie dystalne.

Umieść dystalny koniec aorty dawczej w dystalnym końcu aorty biorczej. Należy uważać, aby uniknąć skręcenia aorty, zapewniając idealne wyrównanie aorty dawcy i biorcy. Moment zwolnienia zacisku jest bardzo ważnym etapem zabiegu i musi być wykonany bardzo ostrożnie.

Po sprawdzeniu, czy zespolenie jest w porządku, zwolnij zaciski. Najpierw delikatnie zwolnij dystalny zacisk, a następnie proksymalny zacisk. W ten sposób powstaje niskie ciśnienie, które utrzymuje ściany razem, zanim strona wysokiego ciśnienia zostanie zwolniona.

Przeszczep jest natychmiast perfundowany i widoczny jest puls. Delikatnie usuń resztki jedwabiu. Włóż zawartość brzuszną z powrotem do jamy brzusznej i zamknij ranę za pomocą szwy 3-0 z kwasem poliglikolowym.

Podaj myszom buprenorfinę w dawce 0,05 miligrama na kilogram przed zakończeniem znieczulenia. Przedstawiamy przykłady zdjęć z sekcji zwłok przeszczepu sześć tygodni po przeszczepie oraz jego trójwymiarowy widok ultrasonograficzny i w trybie B. Zdjęcia pokazują drożność przeszczepu.

Nie ma żadnych zmian w wymiarach światła widocznych przez przeszczep. Ponadto nie znaleźliśmy żadnych zwężeń ani tworów tętniakowych. Nie zaobserwowaliśmy istotnych zmian w przeszczepionych aorcie w wyniku barwienia histologicznego i immunohistochemicznego.

Jądra zostały poddane barwieniu przeciwstawnemu przez DAPI. Podsumowując, ta bardzo szybka metoda zespolenia może być wykorzystana do badania chorób naczyniowych u genetycznie modyfikowanych myszy.