Name: Zastosowanie techniki rękawowej w mysim modelu przeszczepu aorty - film instruktażowy (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2017-10-22T13:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 55 s
Description: Poznaj technikę rękawową w ortotopowym przeszczepie aorty u myszy, umożliwiającą szybką anastomozę. Ta metoda pozwala badaczom studiować choroby naczyniowe w modelach genetycznie modyfikowanych.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Chcielibyśmy podziękować Romie Wieczorek i Peterowi Kurdybacha za doskonałą pomoc w edycji, a Leonowi Deckerowi i Uli Heuterowi za doskonałą pomoc techniczną.

Procedury z udziałem zwierząt zostały zatwierdzone przez Instytucjonalny Komitet ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt (IACUC) na Uniwersytecie RWTH w Akwizgranie, AZ 84-02.04.2012.A234.
UWAGA: Procedura jest demonstrowana na użyciu dorosłych samców myszy typu dzikiego z tłem CD1. Trzymaj myszy w specjalistycznej jednostce laboratoryjnej przed i po operacji, zapewniając odpowiedni dostęp do pożywienia, specjalistyczną kontrolę weterynaryjną i leczenie. Jeśli zwierzęta są kupowane z zewnątrz, przed wykonaniem operacji należy odczekać tygodniową aklimatyzację.
1. Przygotowanie Dawcy
<ol>
	<li>Używaj sterylnych materiałów i narzędzi, aby utrzymać sterylne warunki podczas operacji, aby uniknąć infekcji.</li>
	<li>Znieczulij każdą mysz mieszaniną 1,5% objętości izofluranu i 100% tlenu przez maskę na twarz. Połóż mysz na platformie w pozycji leżącej na plecach i przyklej wszystkie jej nogi do stołu operacyjnego. Sprawdź jej odruchy, szczypiąc tylne łapy, aby upewnić się, że mysz jest wystarczająco znieczulona. Umieść maść okulistyczną na oczach, aby zapobiec wysuszeniu podczas zabiegu.</li>
	<li>Usuń wszystkie włosy z brzucha za pomocą żelu do depilacji lub golarki. Operację należy wykonać w sterylnych warunkach. Zdezynfekuj brzuch naprzemiennie peelingami chlorheksydyny i sterylnej wody.</li>
	<li>Usuń aortę dawczą przez nacięcie brzucha w linii środkowej za pomocą nożyczek lub skalpela. Cofnij jelito ręcznie w prawo. Delikatnie ręcznie odbij jelita na bok za pomocą rękawiczek bezpudrowych.
	<ol>
		<li>Ułóż jelito na kawałku gazy zwilżonej solą fizjologiczną, aby było wilgotne.</li>
		<li>Bardzo ostrożnie wypreparuj aortę brzuszną z otaczającej tkanki za pomocą cięcia pęsetą.</li>
		<li>Oddziel odcinek aorty między tętnicami nerkowymi i jej rozwidleniem od żyły głównej za pomocą pęsety.</li>
		<li>Zabezpiecz wszystkie małe gałęzie tego segmentu bardzo ostrożnie za pomocą pojedynczego szwu monofilamentowego 11-0.</li>
		<li>Przed usunięciem aorty wstrzyknąć 0,5 mililitra (ml) roztworu soli fizjologicznej zawierającego 50 j. heparyny do żyły głównej dolnej.</li>
		<li>Pozwól zwierzęciu dawcy wykrwawić się po usunięciu odcinka aorty.</li>
		<li>Całkowicie spłucz przeszczep solą fizjologiczną, a następnie natychmiast przenieś go do pojemnika z lodowatą solą fizjologiczną.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
2. Przygotowanie odbiorcy
<ol>
	<li>Znieczulić zwierzę biorcy mieszaniną izofluranu o stężeniu 1,5% objętościowym i 100% tlenu za pomocą maski na twarz, a następnie usunąć sierść i zdezynfekować (punkt 1). Wykonaj nacięcie w linii środkowej od mieczyka mieczykowatego do miednicy za pomocą skalpela i cofnij ściany brzucha. Umieść maść okulistyczną na oczach, aby zapobiec wysuszeniu podczas zabiegu.</li>
	<li>Owiń jelito w gazie zwilżonej roztworem soli fizjologicznej i bardzo delikatnie przesuń w prawo zwierzęcia.</li>
	<li>Wypreparuj aortę podnerkową wolną między tętnicami nerkowymi proksymalnie a rozwidleniem dystalnie za pomocą pęsety.</li>
	<li>Zabezpiecz wszystkie małe gałęzie tego segmentu bardzo ostrożnie za pomocą pojedynczego szwu monofilamentowego 11-0.</li>
	<li>Zacisnąć bliższą i dalszą część aorty za pomocą pojedynczego szwu jedwabnego 6-0.</li>
	<li>Podziel aortę pośrodku między zaciski i przepłucz odcięte końce heparynizowaną solą fizjologiczną, aby wypłukać światło.</li>
	<li>Umieść przeszczep w pozycji ortotopowej z końcem naczynia do karmienia włożonym do naczynia odbiorczego, a następnie zszyj żyłką 11-0, uważając, aby uniknąć skręcenia aorty poprzez prawidłowe ustawienie dawcy i biorcy (<silna klasa = "xfig">Rysunek 1)10.</li>
	<li>Ostrożnie zwolnij ligatury po przeprowadzeniu oględzin zespolenia. Najpierw zwolnij dystalny zacisk. Powoduje to, że niskie ciśnienie utrzymuje ściany razem przed uwolnieniem proksymalnej strony wysokiego ciśnienia.</li>
	<li>Natychmiast wykonaj przeszczep i sprawdź, czy nie ma widocznego impulsu. Delikatnie usuń resztki jedwabiu. Optymalna długość zachodzenia na siebie aorty dawcy i biorcy wynosi 1-2 mm.</li>
	<li>Z powrotem zawartość brzuszną należy wprowadzić z powrotem do jamy brzusznej i zamknąć całą ranę szokiem z kwasem poliglikolowym 3-0.</li>
	<li>Podać myszy buprenorfinę (0,05 mg/kg masy ciała podskórnie (SC)) przed zakończeniem znieczulenia.</li>
	<li>Nie zostawiaj zwierzęcia bez opieki, dopóki nie będzie w pełni przytomne. Leczenie bólu należy stosować buprenofiną w dawce 0,05 mg/kg masy ciała, podawaną podskórnie trzy razy dziennie przez trzy dni po operacji, zgodnie z aprobatą instytucjonalnego organu nadzoru.</li>
	<li>W celu pobrania tkanek znieczulij myszy biorcę zgodnie z powyższym opisem i przepłucz naczynia solą fizjologiczną buforowaną fosforanami (PBS), a następnie 4% formaldehydem/PBS (pH = 7,4) przez nakłucie serca. Delikatnie usuń przeszczepy. Po utrwaleniu przez noc w 4% formaldehydzie/PBS, próbki należy poddać dalszej obróbce i zatopić w parafinie.</li>
</ol>

<ol><li>Rowinska, Z., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Non-+invasive+in+vivo+analysis+of+a+murine+aortic+graft+using+high+resolution+ultrasound+microimaging%5BTitle%5D)+AND+%22Eur+J+Radiol%22%5BJournal%5D)">Non- invasive in vivo analysis of a murine aortic graft using high resolution ultrasound microimaging.</a> Eur J Radiol. 81 (2), 244-249 (2012).</li>
<li>Daugherty, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mouse+models+of+atherosclerosis%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Med+Sci%22%5BJournal%5D)">Mouse models of atherosclerosis.</a> Am J Med Sci. 323 (1), 3-10 (2002).</li>
<li>Xu, Q. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mouse+models+of+arteriosclerosis%3A+from+arterial+injuries+to+vascular+grafts%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Pathol%22%5BJournal%5D)">Mouse models of arteriosclerosis: from arterial injuries to vascular grafts.</a> Am J Pathol. 165 (1), 1-10 (2004).</li>
<li>Daugherty, A., Cassis, L. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mouse+models+of+abdominal+aortic+aneurysms%5BTitle%5D)+AND+%22Arterioscler+Thromb+Vasc+.Biol%22%5BJournal%5D)">Mouse models of abdominal aortic aneurysms.</a> Arterioscler Thromb Vasc .Biol. 24 (3), 429-434 (2004).</li>
<li>Zernecke, A., Shagdarsuren, E., Weber, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Chemokines+in+atherosclerosis%3A+an+update%5BTitle%5D)+AND+%22Arterioscler+Thromb+Vasc+Biol%22%5BJournal%5D)">Chemokines in atherosclerosis: an update.</a> Arterioscler Thromb Vasc Biol. 28 (11), 1897-1908 (2008).</li>
<li>Chereshnev, I., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mouse+model+of+heterotopic+aortic+arch+transplantation%5BTitle%5D)+AND+%22J+Surg+Res%22%5BJournal%5D)">Mouse model of heterotopic aortic arch transplantation.</a> J Surg Res. 111 (2), 171-176 (2003).</li>
<li>Koulack, J., McAlister, V. C., Giacomantonio, C. A., Bitter-Suermann, H., MacDonald, A. S., Lee, T. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Development+of+a+mouse+aortic+transplant+model+of+chronic+rejection%5BTitle%5D)+AND+%22Microsurgery%22%5BJournal%5D)">Development of a mouse aortic transplant model of chronic rejection.</a> Microsurgery. 16 (2), 110-113 (1995).</li>
<li>Engelbrecht, G., Kahn, D., Duminy, F., Hickman, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((New+rapid+technique+for+renal+transplantation+in+the+rat%5BTitle%5D)+AND+%22Microsurgery%22%5BJournal%5D)">New rapid technique for renal transplantation in the rat.</a> Microsurgery. 13 (6), 340-344 (1992).</li>
<li>Baxter, K., Hao, P. M., Howden, B. O., Saunder, A., Jablonski, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Modified+technique+of+abdominal+heart+transplantation+in+the+rat%5BTitle%5D)+AND+%22J+Heart+Lung+Transplant%22%5BJournal%5D)">Modified technique of abdominal heart transplantation in the rat.</a> J Heart Lung Transplant. 17 (11), 1057-1064 (1998).</li>
<li>Dambrin, C., Calise, D., Pieraggi, M. T., Thiers, J. C., Thomsen, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Orthotopic+aortic+transplantation+in+mice%3A+a+new+model+of+allograft+arteriosclerosis%5BTitle%5D)+AND+%22J+Heart+Lung+Transplant%22%5BJournal%5D)">Orthotopic aortic transplantation in mice: a new model of allograft arteriosclerosis.</a> J Heart Lung Transplant. 18 (10), 946-951 (1999).</li>
<li>Siemionow, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Histopathology+of+microarterial+anastomoses%3A+end-to-end+versus+end-in-end+%28sleeve%29+technique%5BTitle%5D)+AND+%22J+Hand+Surg+Am%22%5BJournal%5D)">Histopathology of microarterial anastomoses: end-to-end versus end-in-end (sleeve) technique.</a> J Hand Surg Am. 15, 619-625 (1990).</li>
<li>Charo, I. F., Ransohoff, R. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+many+roles+of+chemokines+and+chemokine+receptors+in+inflammation%5BTitle%5D)+AND+%22N+Engl+J+Med%22%5BJournal%5D)">The many roles of chemokines and chemokine receptors in inflammation.</a> N Engl J Med. 354 (6), 610-621 (2006).</li>
<li>Sun, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Improved+surgical+technique+for+the+establishment+of+a+murine+model+of+aortic+transplantation%5BTitle%5D)+AND+%22Microsurgery%22%5BJournal%5D)">Improved surgical technique for the establishment of a murine model of aortic transplantation.</a> Microsurgery. 18 (6), 368-371 (1998).</li>
<li>Guo, L., Agarwal, A., George, J. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Orthotopic+aortic+transplantation+in+mice+for+the+study+of+vascular+disease%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Orthotopic aortic transplantation in mice for the study of vascular disease.</a> J Vis Exp. (69), e4338(2012).</li>
</ol>

Autorzy oświadczają, że nie mają konkurencyjnych interesów finansowych.

Przed tym badaniem dokładnie przeanalizowano różne inne modele przeszczepiania u myszy 3,6,7,10,13,14. Model przeszczepienia aorty techniką rękawową z modyfikacjami Dambrina i wsp. został wybrany, ponieważ odpowiadał naszym kryteriom i wykazał wysoką wiarygodność zespolenia rękawowego w porównaniu z konwencjonalnymi metodami szwów typu end-to-end 1,10.
Technika ta jest korzystna pod wieloma względami, ponieważ czas zacisku krzyżowego jest znacznie skrócony, co minimalizuje uszkodzenie aorty podczas operacji. Zaobserwowano niską częstość występowania zakrzepicy, a także uniknięto potencjalnej niezgodności kalibru naczyń między dawcą a biorcą. Powyższe obserwacje sprawiają, że technika ta jest wysoce odpowiednia do badania chorób naczyniowych w przeszczepach aorty u myszy. 
W badaniu kontrolnym, w którym wykonano badanie ultrasonograficzne 8 tygodni po przeszczepie, nie wykryto żadnych istotnych zmian. Potwierdziło to przypuszczenia, że jakiekolwiek uszkodzenie aorty podczas operacji będzie minimalne1. 
Przedstawiona w tym artykule procedura szczepienia gwarantuje brak upośledzenia zarówno integralności przeszczepu, jak i jego funkcji. W związku z tym można stwierdzić, że ten eksperymentalny model transplantacji może służyć jako cenne narzędzie dla przyszłych badań molekularnych i farmakologicznych choroby naczyń zwyrodnieniowych u genetycznie modyfikowanych myszy.
Wierzymy, że przewodnik wideo może służyć jako materiał dydaktyczny ilustrujący zastosowanie tego prostego modelu tętniczo-tętniczego i że przyczyni się do dalszej owocnej debaty na temat wielu ważnych kwestii w patologiach naczyniowych. Ta bardzo szybka metoda zespolenia może być wykorzystana do badania chorób naczyniowych u genetycznie modyfikowanych myszy. Może być również stosowany jako modyfikacja modelu tętniaka połączona z przeszczepem. 
Podczas zabiegu występują punkty krytyczne. Założenie samego szwu jest najbardziej krytycznym krokiem. Chirurg musi zadbać o to, aby uniknąć skrętu aorty poprzez odpowiednie ustawienie dawcy i biorcy. Klamry są ostrożnie usuwane po oględzinach zespolenia. Dystalny zacisk powinien być zawsze zwalniany jako pierwszy, co powoduje niskie ciśnienie utrzymujące ścianki razem przed proksymalnym zwolnieniem bocznym wysokiego ciśnienia. Konsekwencją niewłaściwego przestrzegania kolejności uwalniania byłoby krwawienie.

Jak wskazano w poprzednim badaniu, dużą uwagę zwrócono na modele przeszczepu aorty u myszy, które umożliwiają rozróżnienie między specyficznymi reakcjami naczyniowymi spowodowanymi przez sam przeszczep a pewnymi czynnikami ogólnoustrojowymi związanymi ze środowiskiem tętniczym1,2,3. Głównym czynnikiem, który odgrywa tutaj kluczową rolę, jest dostępność myszy nokautujących i transgenicznych. Ich udział w takim modelu daje możliwość identyfikacji i wyznaczenia nowych ścieżek patofizjologicznych związanych z rozwojem choroby zwyrodnieniowej naczyń krwionośnych, takich jak miażdżyca i powstawanie tętniaków4,5.
Warto zauważyć, że podczas szczepienia może pojawić się wewnętrzne uszkodzenie niedokrwienia/reperfuzji naczyń przeznaczonych do przeszczepu. W związku z tym nie można wykluczyć wystąpienia określonych problemów z integralnością przeszczepu lub nieoczekiwanej reakcji zapalnej w okresie pooperacyjnym, co może wykluczać zmiany patofizjologiczne w zwyrodnieniowych chorobach naczyniowych3,4,5,6,7. Zespolenie rękawowe jest alternatywną metodą end-in-end do zespolenia tętniczego naczyń o średnicy mniejszej niż jeden milimetr i zostało z powodzeniem zastosowane w transplantacji nerek i serca u szczurów, które zostało następnie przystosowane do przeszczepu aorty u myszy przez Dambrina i wsp.8,9,10,11.
Uszkodzenia aorty przy użyciu techniki przeszczepu rękawowego są zminimalizowane dzięki bardzo niskiemu wskaźnikowi niepowodzeń technicznych, dzięki temu, że trwają średnio tylko 20 minut. Nasze dotychczasowe wyniki wykazały doskonałe właściwości funkcjonalne i strukturalne przeszczepu in vivo po przeszczepieniu przy użyciu techniki rękawowej1. Dambrin i wsp. opisują, że po krótkiej krzywej uczenia się wskaźnik sukcesu wynosił ponad 78%10. Powikłania, takie jak zakrzepica, występują rzadko, na przykład Engelbrecht i wsp. nie zaobserwowali zakrzepicy przy użyciu techniki rękawowej w przeszczepie nerki u szczura8.
Model przeszczepu mysiego aorty z zespoleniami rękawowymi to szybkie i łatwe narzędzie do badania reakcji izo/alloprzeszczepu w przeszczepionym naczyniu. Ten film ilustruje zabieg przeszczepu aorty przeprowadzany w naszym laboratorium. Ten model transplantacji może być przydatny w definiowaniu podstawowych mechanizmów patologicznych choroby zwyrodnieniowej naczyń krwionośnych i może przyczynić się do dalszej oceny interwencji molekularnych i farmakologicznych12.

<table><tbody><tr><td>Uchwyt na igły Halsey</td><td>Fine Science Tools</td><td>12001-13</td><td></td></tr><tr><td>Dumont #5 Kleszcze -</td><td>Fine Science Tools</td><td>11254-20</td><td></td></tr><tr><td>Lexer-Nożyczki dla niemowląt</td><td>Fine Science Tools</td><td>14079-10</td><td></td></tr><tr><td>Castroviejo Micro Needle</td><td>Holder Fine Science Tools</td><td>12060-01</td><td></td></tr><tr><td>Vannas Nożyczki</td><td>Aesculap, Niemcy</td><td>Typ OC498R</td><td></td></tr><tr><td>Castroviejo Kleszcze do szwów</td><td>Geuder, Niemcy</td><td>19015</td><td></td></tr><tr><td>6-0 jedwab (Jedwab)</td><td>Deknatel, Research Triangle Park NC, USA</td><td>18020-60- FST</td><td></td></tr><tr><td>11-0 monofilament (Ethilon)</td><td>Ethicon, Norderstedt, Niemcy</td><td>EH7438G</td><td></td></tr><tr><td>3-0 szew z kwasem poliglikolowym (Serafit)</td><td>Serag-Wiessner, Naila, Niemcy</td><td>60203214</td><td></td></tr><tr><td>Izofluoran</td><td>Dowolna generikona</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Heparyna</td><td>Dowolna generyka</td><td></td><td></td></tr><tr><td>0,9% sól fizjologiczna</td><td>Dowolna generikona</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Buprenorfina</td><td>Dowolna generikona</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Bepanthene krem pod oczy i nos</td><td>Bayer, Niemcy</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Microscop</td><td>Zeiss</td><td>Opmi MDO/S5</td><td></td></tr><tr><td>Waporyzator</td><td>Eickemeyer</td><td>TEC3</td><td></td></tr><tr><td>Ultrasonografia</td><td>Vevo, Kanada</td><td>770,2100</td><td></td></tr></tbody></table>

zastosowanie techniki rękawowej w mysim modelu przeszczepu aorty - film instruktażowy

Using the Sleeve Technique in a Mouse Model of Aortic Transplantation - An Instructional Video

Ortotopowy przeszczep aorty przy użyciu techniki rękawowej zmniejsza uszkodzenia aorty przy wskaźniku niepowodzeń wynoszącym zaledwie 10-20%. Czas zespolenia aorty u myszy metodą rękawową był krótki i łatwy, wynosił średnio 20 minut, co pozwoliło na badania przeszczepów iso/allo. Poniższy artykuł opisuje procedurę przeszczepu aorty stosowaną w naszym laboratorium. Myszy znieczulono mieszaniną izofluranu o objętości 1,5% i 100% tlenu przez maskę na twarz. W tym miejscu odcinek aorty między tętnicami nerkowymi i jego rozwidleniem został oddzielony od żyły głównej, swobodnie przygotowany i zaciśnięty na bliższym i dalszym odcinku za pomocą jednego szwu jedwabnego. Przed usunięciem aorty do żyły głównej dolnej wstrzyknięto roztwór soli fizjologicznej zawierający heparynę. Następnie aorta została przecięta między klamrami i użyto roztworu heparyny soli fizjologicznej do przepłukania światła. W celu przeszczepienia aorty brzusznej w pozycji ortotopowej zastosowano technikę rękawową z użyciem szwów monofilamentowych.

Myszy wybudziły się z narkozy w ciągu 15-30 min bez obserwowanych zaburzeń fizycznych, choć istniało podwyższone ryzyko zakrzepicy. Podczas obserwacji pooperacyjnych zastosowano analizę ultradźwiękową. U myszy typu dzikiego wykorzystanych w badaniu nie stwierdzono zmian w wymiarach ich światła naczyń. W związku z tym nie zaobserwowano ani zwężeń, ani formacji tętniakowych. U zwierząt z przeszczepem nie stwierdzono rozwoju blaszek miażdżycowych w ścianach naczyń (Rycina 2).
Konwencjonalne procedury barwienia, takie jak immunohistohistochemia, mogą być wykorzystane do określenia obecności blaszki miażdżycowej, układu komórek mięśni gładkich oraz akumulacji makrofagów. W naszym badaniu barwienie histologiczne i immunohistochemiczne wykonano 6 tygodni po przeszczepieniu w celu sprawdzenia integralności przeszczepu. Barwienie histologiczne (hematoksyliną i eozyną (HE)) oraz barwienie immunohistochemiczne (aktyna mięśni gładkich (SMA) i makrofagi (MAC2)) (Rycina 3) wykazały niezmienione wzorce rozkładu komórek mięśni gładkich, nienaruszoną wyściółkę z komórek śródbłonka oraz brak akumulacji komórek w błonie wewnętrznej. Wyniki te wskazują, że w przeszczepionych naczyniach nie stwierdzono istotnych zmian chorobowych ani aktywacji komórkowej (Rycina 3).
<img alt="Schemat przeszczepu naczyniowego; proces łączenia tętnicy dawcy z biorcą." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/54915/54915fig1.jpg" data-altupdatedat="1788235205000" data-alt="Rysunek 1"> 
Rysunek 1: Technika mankietowa (Sleeve technique). Aorta brzuszna została przeszczepiona z wykorzystaniem techniki mankietowej. W tej procedurze aorta dawcy została umieszczona w pozycji ortotopowej przy zastosowaniu powierzchownych szwów w naczyniu doprowadzającym. <a href="https://cloudflare.jove.com/files/ftp_upload/54915/54915fig1large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.</a>
<img alt="Przeszczep na żyłę głównej dolnej; obrazowanie ultrasonograficzne i dopplerowskie struktury naczyniowej w badaniu chirurgicznym." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/54915/54915fig2.jpg" data-altupdatedat="1788235205000" data-alt="Rycina 2"> 
Rycina 2: Obrazy śródoperacyjne i ultrasonograficzne. Przykłady widoku śródoperacyjnego (sekcyjnego) przeszczepów 6 tygodni po transplantacji (A), ich obrazowania ultrasonograficznego trójwymiarowego (B) oraz obrazowania w trybie B (C). Pooperacyjna obserwacja była prowadzona za pomocą ultrasonografii. Zdjęcia wykazują drożność przeszczepu bez zmian w wymiarach światła naczynia. Dodatkowo nie zaobserwowano zwężeń ani formacji tętniakowatych. <a href="https://cloudflare.jove.com/files/ftp_upload/54915/54915fig2large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.</a>
<img alt="Analiza barwienia histologicznego; HE, SMA, MAC2, DAPI; obrazy mikroskopowe; paski skali 50μm, 25μm." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/54915/54915fig3.jpg" data-altupdatedat="1788235205000" data-alt="Rycina 3"> 
Rycina 3: Obrazy histologiczne i immunohistochemiczne. Reprezentatywne obrazy histologiczne i immunohistochemiczne zwierząt po przeszczepie w 6 tygodniu po zabiegu. W przeszczepionych aortach nie zaobserwowano istotnych zmian w badaniu histologicznym (hematoksylina i eozyna, HE, powiększenie 100X, pasek skali = 50 µm) oraz w barwieniu immunohistochemicznym (aktyna mięśni gładkich SMA (czerwony) lub makrofagi MAC2 (zielony), powiększenie 200X, pasek skali = 25 µm). Jądra komórkowe przeciwbarwiono DAPI (niebieski). <a href="https://cloudflare.jove.com/files/ftp_upload/54915/54915fig3large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.</a>

Prezentujemy model ortotopowego przeszczepu aorty przy użyciu techniki rękawowej u myszy. Jest to bardzo szybka metoda zespolenia, która może być stosowana w badaniach nad chorobami naczyniowymi.

Zastosowanie techniki rękawowej w mysim modelu przeszczepu aorty - film instruktażowy

Orthotopic aortic transplantation using the sleeve technique reduces injury to the aorta with failure rate of only 10-20%. The time to anastomose the ...

W tej procedurze aorta dawcy jest umieszczana w pozycji ortopnecznej, a powierzchowne zgryzy pobierane są w naczyniu pokarmowym. Znieczulij myszy mieszaniną 1,5 procenta objętościowego izofluranu i 100% tlenu przez maskę na twarz. Połóż mysz na platformie w pozycji leżącej na plecach i przyklej wszystkie nogi do stołu operacyjnego.Umieść maść okulistyczną na oczach, aby zapobiec wysuszeniu podczas zabiegu. Sprawdź refleksy, szczypiąc tylne łapy, aby upewnić się, że mysz jest wystarczająco znieczulona. Usuń wszystkie włosy z brzucha.Nałóż krem do depilacji lub użyj golarki. Operację należy wykonać w sterylnych warunkach. Zdezynfekuj brzuch.Aby usunąć aortę dawcy, wykonaj nacięcie brzucha w linii środkowej i ręcznie cofnij jelito w prawo. Delikatnie ręcznie odbij jelita na bok za pomocą rękawiczek bezpudrowych. Ułóż jelita na kawałku gazy zwilżonej solą fizjologiczną, aby były wilgotne.Bardzo ostrożnie wypreparuj aortę brzuszną z otaczającej tkanki, używając cięcia pęsetą. Wypreparuj odcinek aorty między tętnicą nerkową a rozwidleniem od żyły głównej za pomocą pęsety. Zabezpiecz wszystkie małe gałęzie tego segmentu za pomocą pojedynczego szwu monofilamentowego 11-0.Przed usunięciem aorty wstrzyknij 0,5 mililitra roztworu soli fizjologicznej zawierającego 50 jednostek heparyny do żyły głównej dolnej. Pozwól zwierzęciu dawcy wykrwawić się, zanim segment aorty zostanie usunięty. Całkowicie spłucz przeszczep solą fizjologiczną, a następnie natychmiast umieść go w pojemniku z lodowatą solą fizjologiczną.Aby przygotować biorcę, znieczul zwierzę za pomocą maski na twarz, usuń sierść i zdezynfekuj jak powyżej, a następnie wykonaj nacięcie w linii środkowej od mieczykowatej do miednicy za pomocą skalpela. Cofnij ściany brzucha za pomocą retraktorów. Owiń jelita gazą zwilżoną roztworem soli fizjologicznej i bardzo delikatnie przesuń je w prawo od zwierzęcia.Za pomocą pęsety należy wyciąć aortę podnerkową między tętnicami nerkowymi proksymalnie a rozwidleniem dystalnie. Zabezpiecz wszystkie małe gałęzie tego segmentu za pomocą pojedynczego szwu monofilamentowego 11-0. Zacisnąć proksymalną i dystalną część aorty za pomocą pojedynczego szwu jedwabnego 6-0.Podziel aortę pośrodku między zaciski i przepłucz odcięte końce heparynizowaną solą fizjologiczną, aby wypłukać światło. Umieść przeszczep w pozycji ortopneicznej. Zespolenie należy wykonać techniką rękawową z założeniem szwów z użyciem żyłki 11-0.W tej metodzie koniec naczynia podającego umieszcza się w naczyniu odbiorczym. Umieść koniec aorty biorczej podnerkowej w proksymalnym końcu aorty dawczej. W ten sam sposób wykonaj zespolenie dystalne.Umieść dystalny koniec aorty dawczej w dystalnym końcu aorty biorczej. Należy uważać, aby uniknąć skręcenia aorty, zapewniając idealne wyrównanie aorty dawcy i biorcy. Moment zwolnienia zacisku jest bardzo ważnym etapem zabiegu i musi być wykonany bardzo ostrożnie.Po sprawdzeniu, czy zespolenie jest w porządku, zwolnij zaciski. Najpierw delikatnie zwolnij dystalny zacisk, a następnie proksymalny zacisk. W ten sposób powstaje niskie ciśnienie, które utrzymuje ściany razem, zanim strona wysokiego ciśnienia zostanie zwolniona.Przeszczep jest natychmiast perfundowany i widoczny jest puls. Delikatnie usuń resztki jedwabiu. Włóż zawartość brzuszną z powrotem do jamy brzusznej i zamknij ranę za pomocą szwy 3-0 z kwasem poliglikolowym.Podaj myszom buprenorfinę w dawce 0,05 miligrama na kilogram przed zakończeniem znieczulenia. Przedstawiamy przykłady zdjęć z sekcji zwłok przeszczepu sześć tygodni po przeszczepie oraz jego trójwymiarowy widok ultrasonograficzny i w trybie B. Zdjęcia pokazują drożność przeszczepu.Nie ma żadnych zmian w wymiarach światła widocznych przez przeszczep. Ponadto nie znaleźliśmy żadnych zwężeń ani tworów tętniakowych. Nie zaobserwowaliśmy istotnych zmian w przeszczepionych aorcie w wyniku barwienia histologicznego i immunohistochemicznego.Jądra zostały poddane barwieniu przeciwstawnemu przez DAPI. Podsumowując, ta bardzo szybka metoda zespolenia może być wykorzystana do badania chorób naczyniowych u genetycznie modyfikowanych myszy.

using-sleeve-technique-mouse-model-aortic-transplantation-an

Research

JoVE Journal

Medicine

Medycyna

Opisujemy technikę, w której fragment aorty brzusznej myszy jest przeszczepiany ortotopowo tuż poniżej tętnic nerkowych u biorcy allogenicznego lub syngenicznego. Technika ta może być przydatna w badaniach, w których za korzystne uznaje się przeszczepienie dużych tętnic o jednolitym rozmiarze.

Ortotopowy przeszczep aorty u myszy do badań nad chorobami naczyniowymi

Opisujemy protokoły dla naszych modeli miażdżycy przeszczepów myszy (GA), które polegają na wprowadzeniu segmentu naczynia myszy do biorcy tego samego szczepu wsobnego. Poprzez krzyżowanie wsteczne dodatkowych zmian genetycznych z dawcą naczynia, model może ocenić wpływ określonych genów na GA.

Modele myszy do miażdżycy przeszczepów

Model przeszczepu mysiego serca szyjnego doskonale nadaje się do badań immunologicznych i niedokrwiennych uszkodzeń reperfuzyjnych. Zmodyfikowaliśmy procedurę przy użyciu techniki mankietu bez szwów i przeprowadziliśmy ponad 1000 udanych przeszczepów przy użyciu tego podejścia. Niniejszym podajemy dodatkowe szczegóły tej techniki, aby uzupełnić film.

Mysi model przeszczepu szyjki macicy przy użyciu zmodyfikowanej techniki mankietowej

W manuskrypcie opisano kroki wymagane do przeprowadzenia heterotopowego przeszczepu serca u myszy.

Mysia heterotopowa technika przeszczepu serca

Opisujemy protokół szczepienia interpozycji aorty u myszy. Celem protokołu jest dostarczenie modelu, za pomocą którego można badać procesy patologiczne i strategie terapeutyczne związane z reakcjami alloimmunologicznymi w tętnicach i wynikającymi z nich zmianami tętniczymi, które przyczyniają się do niewydolności przeszczepu narządu.

Mysi model odrzucenia naczyniowego indukowanego alloimmunologicznie i miażdżycy tętnic po przeszczepie

Technika mankietowa skraca i ułatwia model heterotopowego przeszczepu szyjki macicy u myszy, unikając technicznie trudnych zespoleń szwów w małych naczyniach. Szczegóły techniczne przedstawione w tym artykule wideo powinny pozwolić naukowcom na ustalenie tego modelu w swoich laboratoriach.

Heterotopowy przeszczep szyjki macicy u myszy

Ten nowatorski model do ortotopowego przeszczepu kończyn tylnych u myszy, wykorzystujący technikę mankietu bez szwów do zespolenia supermikronaczyniowego, stanowi potężne narzędzie do mechanistycznych badań immunologicznych in vivo związanych z unaczynioną allotransplantacją kompozytową (VCA).

Ortotopowy przeszczep kończyn tylnych u myszy

Tutaj prezentujemy protokół heterotopowego przeszczepu aorty u myszy przy użyciu techniki mankietu bez szwów w mysim modelu szyjki macicy. Model ten może być wykorzystany do badania patologii leżącej u podstaw przewlekłej waskulopatii przeszczepu allogenicznego (CAV) i może pomóc w ocenie nowych środków terapeutycznych w celu zapobiegania jej powstawaniu.

Mysi model przeszczepu aorty szyjnej przy użyciu zmodyfikowanej techniki mankietu bez szwów

Wprowadzamy podejście z rurką wewnętrzną do techniki mankietu do heterotopowego przeszczepu szyjki macicy u myszy, aby pomóc w przeprowadzeniu naczynia nad mankietem. Odkryliśmy, że współpraca dwóch doświadczonych chirurgów znacznie skraca czas operacji.

Optymalizacja techniki mankietowej do przeszczepu serca u myszy

W obecnym protokole, model przeszczepu serca myszy jest używany do badania mechanizmu odrzucania przeszczepu alloprzeszczepu serca. W tym heterotopowym modelu przeszczepu serca poprawia się efektywność operacji, a przeżycie przeszczepów serca jest zapewnione dzięki zespoleniu implantacji serca w szyjce macicy od końca do końca przy użyciu zmodyfikowanej techniki Cuff.

Zmodyfikowana technika mankietowa dla heterotopowego modelu przeszczepu szyjki macicy serca u myszy

Modele transplantacji serca u myszy stanowią cenne narzędzia badawcze do badania immunologii transplantacyjnej. Niniejszy protokół szczegółowo opisuje heterotopowy przeszczep serca szyjki macicy u myszy, który polega na umieszczeniu mankietów na wspólnej tętnicy szyjnej biorcy i pniu tętnicy płucnej dawcy, aby umożliwić laminarny przepływ krwi.

Heterotopowy przeszczep szyjki macicy u myszy z wykorzystaniem mankietów naczyniowych

Poznaj technikę rękawową w ortotopowym przeszczepie aorty u myszy, umożliwiającą szybką anastomozę. Ta metoda pozwala badaczom studiować choroby naczyniowe w modelach genetycznie modyfikowanych.

Zastosowanie techniki rękawowej w mysim modelu przeszczepu aorty - film instruktażowy

Przeglądaj więcej filmów