Name: Hodowla narządów i barwienie immunofluorescencyjne całego wierzchowca mysich przewodów Wolffa (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2017-01-13T15:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 16 s
Description: Poznaj metodę hodowli narządów i barwienia immunofluorescencyjnego całego wierzchowca mysich przewodów Wolffa. Technika ta umożliwia badanie rozwoju, zwijania i różnicowania przewodów w warunkach imitujących in vivo.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Chcielibyśmy podziękować członkom grupy ginekologiczno-onkologicznej za krytyczną lekturę tego manuskryptu. Praca ta jest częściowo wspierana przez fundusze z National Health and Medical Research Council, Australian Research Council oraz Cancer Institute NSW (P.S.T). M.K. jest stypendystką University of Newcastle Postgraduate Research Fellowship.

Procedury opieki nad zwierzętami i eksperymentów zostały przeprowadzone zgodnie z wytycznymi Komitetu ds. Opieki nad Zwierzętami i Etyki Uniwersytetu w Newcastle i potwierdzone przez Ustawę o Badaniach nad Zwierzętami w Nowej Południowej Walii, Przepisy o Badaniach nad Zwierzętami w Nowej Południowej Walii oraz australijski kodeks opieki i wykorzystywania zwierząt do celów naukowych. Wszystkie procedury przeprowadzone na myszach zostały zatwierdzone przez Komisję ds. Opieki nad Zwierzętami i Etyki Uniwersytetu w Newcastle.
1. Czas krycia
<ol>
	<li>Para 6-8 tygodniowych samców i samic myszy tuż przed końcem cyklu dziennego.</li>
	<li>Sprawdzaj samice pod kątem obecności czopów dopochwowych wcześnie rano (najpóźniej o 8.00 rano), każdego dnia. Dzień wtyczki jest uważany za 0,5 dpc.</li>
	<li>Przenieś samicę z czopem dopochwowym do nowej klatki (bez samca) i oznacz datę zatyczki.</li>
</ol>
2. Izolacja embrionalnych grzbietów gonad myszy
<ol>
	<li>Wyizolować embrionalne grzbiety gonad myszy od ciężarnych samic o sile 15,5 dpc, jak opisano w 9, z kilkoma modyfikacjami opisanymi poniżej.</li>
	<li>Sekcję należy przeprowadzić przed południem, ponieważ uważa się, że czas wejścia ciężarnych samic w następny dzień ciąży odbywa się po południu.</li>
	<li>Uśmiercać ciężarne samice o nasileniu 15,5 dpc za pomocą zwichnięcia szyjki macicy (lub zgodnie z zatwierdzonym protokołem przez instytucjonalną Komisję Etyki Zwierząt).</li>
	<li>Trzymaj mysz na plecach na chłonnej bibułce i spryskaj brzuszną stronę brzucha 70% etanolem.</li>
	<li>Podnieś dolną część skóry brzucha (stronę brzuszną) za pomocą kleszczy i wykonaj boczne nacięcie za pomocą nożyczek chirurgicznych, rozciągające się od otworu moczowo-płciowego do końca do klatki piersiowej. Pociągnij skórę w kierunku głowy zwierzęcia, aby odsłonić brzuch.</li>
	<li>Przetnij mięśnie brzucha nożyczkami chirurgicznymi, aby odsłonić jamę otrzewnej. Chwyć ciężką macicę kleszczami tuż nad szyjką macicy i wykonaj cięcie. Teraz podnieś macicę, trzymając się pęcherza moczowego i przetnij szerokie więzadło macicy, a następnie nacięcia w połączeniach macicowo-jajowych, aby oderwać macicę od przyczepu otrzewnej.</li>
	<li>Przenieś macicę do probówki o pojemności 50 ml zawierającej lodowaty HBSS (Zbilansowany Roztwór Soli Hanka). Delikatnie umyj ciążącą macicę lodowatym HBSS, aby usunąć nadmiar krwi.</li>
	<li>Trzymaj macicę na szalce Petriego zawierającej lodowaty HBSS i trzymaj na lodzie. Przetnij ścianę macicy i wyjmij zarodki. Trzymaj zarodki na świeżej szalce Petriego z HBSS na lodzie.</li>
	<li>Weź czystą, sterylną bibułkę i połóż ją na nowej szalce Petriego. Spryskaj bibułę 70% etanolem. Trzymaj zarodek na tej bibułce po bocznej stronie i odetnij go od dolnej części brzucha za pomocą sterylnego ostrza w kierunku pokazanym linią przerywaną na rysunku 1.</li>
	<li>Umocuj zarodek na sterylnej podstawie z gąbki, przypinając kręgosłup</li>.
	<li>Umieść go pod mikroskopem stereoskopowym i ostrożnie przetnij wzdłuż brzusznej linii środkowej. Usuń wątrobę i jelita. Układ moczowo-płciowy myszy (nerka, moczowód, jądro, WD i nasieniowód) powinien być teraz widoczny.</li>
	<li>Wytnij jądro i WD i trzymaj na świeżej szalce Petriego z HBSS, na lodzie. Aby usunąć WD i jądro, przeciąć nasieniowody w pobliżu jego przyczepu do cewki moczowej i odciąć przyczep dolnej części WD od gubernaculum.</li>
	<li>Połączyć jądra i WD z zarodków z tej samej grupy (może się to różnić w zależności od planu eksperymentalnego).</li>
</ol>
3. Hodowla embrionalnych grzbietów gonad (Rysunek 2)
<ol>
	<li>Przygotuj podłoże do hodowli embrionalnych grzbietów gonad, uzupełniając DMEM/F12 10% FBS (płodowa surowica bydlęca), 1% penicyliny/streptomycyny i 1% L-glutaminy. Podgrzać podłoże do temperatury 37 °C w łaźni wodnej.</li>
	<li>Dodać 300 μl pożywki na dołek 24-dołkowej płytki do hodowli komórkowej.</li>
	<li>Weź świeżą szalkę Petriego i umieść na niej małą kroplę sterylnego HBSS. Umieść poliwęglanową membranę do wytrawiania ścieżek (0,8 μm) na tej kropli HBSS tak, aby jej błyszcząca powierzchnia była skierowana w stronę HBSS.</li>
	<li>Za pomocą czystych kleszczyków umieść dwa WD i gonady na membranie (na jej szorstkiej powierzchni, skierowanej do góry) i usuń maksymalną ilość HBSS za pomocą sterylnych chusteczek/papieru chłonnego. Nie dotykaj chusteczki papierem chłonnym; W przeciwnym razie uszkodzi tkankę.</li>
	<li>Upewnij się, że ani WD, ani gonady nie stykają się ze sobą. W przeciwnym razie będą się sklejać podczas kolejnej inkubacji.</li>
	<li>Przenieść błonę z tkankami do dołka 24-dołkowej płytki zawierającej 300 μl pożywki hodowlanej i hodować je na granicy faz powietrze-pożywka. Zbyt duża ilość pożywki hodowlanej na błonach powoduje torbielowaty wzrost WD.</li>
	<li>Inkubować płytkę w inkubatorze o temperaturze 37 °C, w obecności 5% CO2 .</li>
	<li>Codziennie zmieniaj pożywkę hodowlaną. Aby zmienić pożywkę za pomocą pipety, najpierw wyjmij pożywkę z dołka, a następnie dodaj 300 μl podgrzanej świeżej pożywki. 
	Uwaga: W celu zbadania wpływu różnych szlaków sygnałowych na morfogenezę WD, do pożywki hodowlanej można dodać aktywatory chemiczne i/lub inhibitory w wymaganych stężeniach.</li>
	<li>Hoduj tkanki przez 3 dni. W ciągu 3 dni rozwinięte WD pobrane z zarodka o nasileniu 15,5 dpc przekształcają się w wysoce pofałdowane rurki (ryc. 3B). Dodanie inhibitora Wnt, IWR1, powoduje zahamowanie zwijania WD (ryc. 3C).</li>
	<li>Do pobrania tych tkanek należy wziąć szalkę Petriego z lodowatym PBS. Przenieś membranę z hodowaną gonadą i WD na płytkę Petriego. Membrana będzie unosić się na PBS. Naciśnij membranę, aby zanurzyć ją w PBS i wyjmij gonadę i WD.</li>
	<li>Utrwalić tkanki za pomocą 4% paraformaldehydu (PFA) O/N w temperaturze 4 °C lub przez 1 godzinę w temperaturze pokojowej. W razie potrzeby zrób zdjęcia WD w jasnym polu przed fiksacją.</li>
</ol>
4. Immunofluorescencja całego wierzchowca
<ol>
	<li>Utrwalone chusteczki przemyć 3x za pomocą PBS-T (PBS + 1% Triton X-100) z powolnym kołysaniem, po 10 min każda, w temperaturze pokojowej.</li>
	<li>Odwodnić tkanki w stopniowanej serii etanolu (25%, 50%, 75% i 100%), po 10 minut każda, w temperaturze 4 °C, z powolnym kołysaniem (~30 obr./min). Na tym etapie tkanki mogą być przechowywane w temperaturze 4 °C w 75% etanolu.
	<ol>
		<li>Aby zmienić etanol, utrzymuj tkanki w spokoju przez 2 minuty i pozwól tkankom się uspokoić. Usuń jak najwięcej supernatantu, a następnie dodaj następne wyższe stężenie etanolu. Aby uniknąć uszkodzenia tkanek, końcówka pipety nie powinna dotykać tkanek na żadnym etapie.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Po odwodnieniu należy ponownie nawodnić tkanki w stopniowanej serii etanolu (100%, 75%, 50% i 25%), po 10 minut każda, w temperaturze 4 °C, powoli kołysząc.</li>
	<li>Chusteczki umyć PBS-T (PBS + 0,1% Triton X-100), 4x, po 20 min każda, w temperaturze RT, z delikatnym kołysaniem (~30 obr./min).</li>
	<li>Blokować tkanki przez 1 godzinę w temperaturze pokojowej z buforem blokującym (PBS + 1% BSA + 0,2% odtłuszczone mleko w proszku w proszku + 0,3% Triton X-100).</li>
	<li>Po zablokowaniu przenieść tkanki do pierwszorzędowego roztworu przeciwciała (rozcieńczonego w buforze blokującym) i inkubować O/N w temperaturze 4 °C z delikatnym kołysaniem (~30 obr./min). Rozcieńczenia zastosowanych przeciwciał pierwszorzędowych są opisane w Tabeli Materiałów.</li>
	<li>Następnego dnia umyj chusteczki higieniczne PBS-MT (PBS + 2% odtłuszczone mleko w proszku + 0,5% Tween-20), 4x, po 30 min, w temperaturze RT, z delikatnym kołysaniem (~30 obr./min).</li>
	<li>Po tym etapie przemywania dodać przeciwciało drugorzędowe w rozcieńczeniu 1:250 (ten etap wymaga optymalizacji dla poszczególnych przeciwciał) w buforze blokującym i inkubować przez 1 godzinę w temperaturze pokojowej, delikatnie kołysząc.</li>
	<li>Od teraz utrzymuj tkanki przykryte folią aluminiową, aby zapobiec ekspozycji na światło, ponieważ przeciwciała drugorzędowe są znakowane światłoczułymi fluoroforami.</li>
	<li>Chusteczki myj 3x za pomocą PBS-T (PBS + 0,1% Tween-20) po 30 minut, delikatnie kołysząc.</li>
	<li>Przygotuj szkiełka do montażu poplamionych tkanek.
	<ol>
		<li>W tym celu pokrój szklane szkiełka na cienkie paski za pomocą pisaka diamentowego i przyklej dwa paski jeden na drugim na szkiełku za pomocą emalii do paznokci. Zrób dwie granice i umieść tkanki między tymi dwiema granicami.</li>
		<li>Dodać DAPI zawierające podłoże montażowe i założyć szkiełko nakrywkowe. Nałóż emalię do paznokci w rogach szkiełka nakrywkowego, aby przymocować go do szkiełka. 
		Uwaga: Tkanki są teraz gotowe do obrazowania. Szkiełka należy przechowywać w temperaturze -20 °C.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>

<ol><li>Joseph, A., Yao, H., Hinton, B. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Development+and+morphogenesis+of+the+Wolffian%2Fepididymal+duct%2C+more+twists+and+turns%5BTitle%5D)+AND+%22Dev+Biol%22%5BJournal%5D)">Development and morphogenesis of the Wolffian/epididymal duct, more twists and turns.</a> Dev Biol. 325, 6-14 (2009).</li>
<li>Murashima, A., Xu, B., Hinton, B. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Understanding+normal+and+abnormal+development+of+the+Wolffian%2Fepididymal+duct+by+using+transgenic+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Asian+J+Androl%22%5BJournal%5D)">Understanding normal and abnormal development of the Wolffian/epididymal duct by using transgenic mice.</a> Asian J Androl. 17, 1-7 (2015).</li>
<li>Carroll, T. J., Park, J. S., Hayashi, S., Majumdar, A., McMahon, A. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Wnt9b+plays+a+central+role+in+the+regulation+of+mesenchymal+to+epithelial+transitions+underlying+organogenesis+of+the+mammalian+urogenital+system%5BTitle%5D)+AND+%22Dev+Cell%22%5BJournal%5D)">Wnt9b plays a central role in the regulation of mesenchymal to epithelial transitions underlying organogenesis of the mammalian urogenital system.</a> Dev Cell. 9, 283-292 (2005).</li>
<li>Kumar, M., Syed, S. M., Taketo, M. M., Tanwar, P. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Epithelial+Wnt%2F%CE%B2catenin+signalling+is+essential+for+epididymal+coiling%5BTitle%5D)+AND+%22Dev+Biol%22%5BJournal%5D)">Epithelial Wnt/βcatenin signalling is essential for epididymal coiling.</a> Dev Biol. 412, 234-249 (2016).</li>
<li>Murashima, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Essential+roles+of+androgen+signaling+in+Wolffian+duct+stabilization+and+epididymal+cell+differentiation%5BTitle%5D)+AND+%22Endocrinology%22%5BJournal%5D)">Essential roles of androgen signaling in Wolffian duct stabilization and epididymal cell differentiation.</a> Endocrinology. 152, 1640-1651 (2011).</li>
<li>Lin, J. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Applications+and+limitations+of+genetically+modified+mouse+models+in+drug+discovery+and+development%5BTitle%5D)+AND+%22Curr+Drug+Metab%22%5BJournal%5D)">Applications and limitations of genetically modified mouse models in drug discovery and development.</a> Curr Drug Metab. 9, 419-438 (2008).</li>
<li>Rak-Raszewska, A., Hauser, P. V., Vainio, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Organ+In+Vitro+Culture%3A+What+Have+We+Learned+about+Early+Kidney+Development%3F%5BTitle%5D)+AND+%22Stem+Cells+Int%22%5BJournal%5D)">Organ In Vitro Culture: What Have We Learned about Early Kidney Development?</a> Stem Cells Int. 959807, 1-16 (2015).</li>
<li>Hirashima, T., Adachi, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Procedures+for+the+Quantification+of+Whole-Tissue+Immunofluorescence+Images+Obtained+at+Single-Cell+Resolution+during+Murine+Tubular+Organ+Development%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">Procedures for the Quantification of Whole-Tissue Immunofluorescence Images Obtained at Single-Cell Resolution during Murine Tubular Organ Development.</a> PLoS One. 10, 0135343(2015).</li>
<li>Chan, W. Y., Blomberg, L. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Germline+Development%3A+Methods+and+Protocols%5BTitle%5D)+AND+%22Methods+Mol+Biol%22%5BJournal%5D)">Germline Development: Methods and Protocols.</a> Methods Mol Biol. 825, (2012).</li>
<li>Karner, C. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Tankyrase+Is+Necessary+for+Canonical+Wnt+Signaling+During+Kidney+Development%5BTitle%5D)+AND+%22Dev+Dyn%22%5BJournal%5D)">Tankyrase Is Necessary for Canonical Wnt Signaling During Kidney Development.</a> Dev Dyn. 239, 2014-2023 (2010).</li>
<li>Traykova-Brauch, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+efficient+and+versatile+system+for+acute+and+chronic+modulation+of+renal+tubular+function+in+transgenic+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Med%22%5BJournal%5D)">An efficient and versatile system for acute and chronic modulation of renal tubular function in transgenic mice.</a> Nat Med. 14, 979-984 (2008).</li>
</ol>

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

System hodowli narządowej ma wiele zalet w porównaniu z tradycyjnym systemem hodowli komórkowych. System ten zachowuje pierwotne relacje strukturalne i interakcje między różnymi typami komórek. Naśladuje systemy in vivo i dostarcza dokładniejszych informacji niż badania nad hodowlami komórkowymi, w których nie ma czynnika niszowego. Stosowanie systemów hodowli narządów ma nawet przewagę nad wykorzystaniem całego zwierzęcia. Należą do nich wyższe koszty użytkowania całego zwierzęcia, łatwa pielęgnacja i utrzymani...

Męski układ rozrodczy składa się głównie z jąder, miejsca rozwoju i różnicowania komórek rozrodczych, oraz złożonego systemu przewodowego, który jest niezbędny do dojrzewania, transportu i przechowywania plemników. Najądrze to narząd rurkowy, który łączy jądra z nasieniowodami i bierze głównie udział w rozwoju pozajądrowym i dojrzewaniu komórek rozrodczych 1. Silnie zwinięty najądrze dorosłej myszy rozwija się z prostej i prostej rurki prekursorowej, przewodu Wolffa (WD) 1. Złożona i zwinięta struktura najądrza jest niezbędna, aby plemniki nabrały zdolności do zapłodnienia żeńskich komórek rozrodczych 2. To, w jaki sposób tak niezbędny dla męskiej płodności narząd rozwija się i nabiera kształtu, nie jest dobrze poznane. Wykazano, że różne szlaki sygnałowe są zaangażowane w rozwój WD, takie jak szlak sygnałowy Wnt 3,4 i szlak sygnałowy androgenów 5. Nasze ostatnie prace ustaliły wymóg zrównoważonej sygnalizacji Wnt dla zwijania WD podczas rozwoju prenatalnego 4. Potrzebne są jednak dalsze badania, aby zrozumieć mechanizmy związane z poporodowym zwijaniem się najądrza, różnicowaniem komórkowym i komunikacją międzykomórkową w nabłonku najądrza i komórkami śródmiąższowymi.
Genetycznie modyfikowane modele myszy okazały się potężnym narzędziem do identyfikacji/walidacji mechanizmów molekularnych leżących u podstaw rozwoju i choroby różnych układów narządów 6. Pomimo jego szerokiego zastosowania, istnieją znaczne ograniczenia genetycznie modyfikowanych modeli mysich, w tym nieprzewidywalny fenotyp docelowych mutantów myszy w odniesieniu do przypuszczalnej funkcji genów i brak fenotypu w mutantach zerowych w niektórych modelach, wpływ czynników genetycznych i środowiskowych, pracochłonny i czasochłonny proces opracowywania modeli mysich. W związku z tym interpretacja znaczenia wyników uzyskanych wyłącznie na genetycznie zmodyfikowanych modelach myszy nie zawsze jest prosta 6. Ograniczenia te można przezwyciężyć poprzez zastosowanie systemu hodowli narządów in vitro, który daje nam elastyczność w manipulowaniu wieloma szlakami sygnałowymi w czasie rzeczywistym w kontrolowanych warunkach hodowli. System hodowli narządów odgrywa zasadniczą rolę w zrozumieniu fizjologii i patologii całych narządów 7. Co więcej, obrazowanie całych narządów barwionych przeciwciałami znakowanymi fluoroforem umożliwia nam wizualizację interesujących nas markerów w trójwymiarowym kontekście, tak jak to ma miejsce in vivo, zapewniając w ten sposób lepsze zrozumienie kształtu, struktury i funkcji narządu 8.
Tutaj opisaliśmy metody izolacji embrionalnych grzbietów gonad myszy, hodowli in vitro i obrazowania immunofluorescencyjnego całej góry WD, które mogą być zastosowane do odpowiedzi na różne pytania dotyczące morfogenezy narządów rurkowych, takich jak WD. W tym protokole wyizolowaliśmy mysie embrionalne grzbiety układu moczowo-płciowego od ciężarnych samic 15,5 dnia po stosunku (dpc) i hodowaliśmy je przez 3 dni, a następnie przeprowadziliśmy barwienie immunologiczne dla markera komórek nabłonkowych (cytokeratyna 8, CK8), markera proliferacji komórek (fosfo-histon 3, PH3) i aktywna βkatenina.

<table><tbody><tr><td>Płytki 24-dołkowe</td><td>Corning, USA</td><td>3524</td><td>można kupić u innych sprzedawców</td></tr><tr><td>Hank' s Zrównoważony roztwór soli (HBSS)</td><td>GE Healthcare Life Sciences, USA</td><td>SH30031.02</td><td>można kupić u innych dostawców</td></tr><tr><td>Dulbecco's Modified Eagle Medium: Mieszanka składników odżywczych F-12 (DMEM/F12)</td><td>Sigma, USA</td><td>D8437</td><td>Ciepły w 37 stopniach; C kąpiel wodna przed użyciem</td></tr><tr><td>Płodowa surowica bydlęca (FBS)</td><td>Interpath,&nbsp; Australia</td><td>SH30034.02</td><td>10% FBS stosowany w pożywce hodowlanej</td></tr><tr><td>L-glutamina</td><td>GE Healthcare Life Sciences, USA</td><td>SH30034.01</td><td>Stosowane stężenie 1%</td></tr><tr><td>Penicylina/Streptomycyna</td><td>Gibco, USA</td><td>15070-063</td><td>Stężenie 1% używane</td></tr><tr><td>Whatman Nuclepore Poliwęglan Track-Etch&nbsp;</td><td>Whatman, USA</td><td></td><td>110409 Membrana (0,8 &mikro; m)</td></tr><tr><td>IWR1</td><td>Sigma, Stany Zjednoczone</td><td>10161-5mg</td><td>100 &mikro; Stężenie M używane</td></tr><tr><td>Paraformaldehyd (PFA)</td><td>Mikroskopia elektronowa Sciences, USA</td><td>15710</td><td>16% zapasu, 4% w PBS do stosowania. TOKSYCZNY - nosić rękawiczek i nie można wyrzucać do zlewu</td></tr><tr><td>Etanol</td><td>Thermo Scientific Fisher, USA</td><td>214-20L PL</td><td>Absolute, zrobić 25, 50 i 75% z wodą miliQ.</td></tr><tr><td>Tween-20</td><td>Thermo Scientific Fisher, USA</td><td>2509-500ml</td><td>Bardzo lepki, ostrożny podczas dozowania</td></tr><tr><td>Triton X-100</td><td>Sigma, USA</td><td>T8787-50ml</td><td>Bardzo lepki, ostrożny podczas dozowania</td></tr><tr><td>wodorofosforanu sodu</td><td>Thermo Scientific Fisher, USA</td><td>621-500mg</td><td>można kupić u innych dostawców</td></tr><tr><td>Di-wodorofosforan sodu</td><td>Ajax Finechem, USA</td><td>4745-500g</td><td>można kupić od innych dostawców</td></tr><tr><td>Chlorek sodu</td><td>Thermo Scientific Fisher, USA</td><td>465-500g</td><td>można kupić od innych dostawców</td></tr><tr><td>Cytokeratin8/Troma I</td><td>Developmental Studies Hybridoma Bank, USA (DHSB)</td><td>TROMA-I</td><td>1:250 w buforze blokującym</td></tr><tr><td>aktywny i beta; Katenina&nbsp;</td><td>Technologia sygnalizacji komórkowej,&nbsp; USA</td><td>D13A1</td><td>1:200 w buforze blokującym</td></tr><tr><td>fosfo-histon 3</td><td>Millipore, MA, USA</td><td>06-570</td><td>1:200 w buforze blokującym</td></tr><tr><td>Alexa488 Koza anty-królicza IgG</td><td>Jackson ImmunoResearchLabs,&nbsp; USA</td><td>111-545-047</td><td>1:250 w buforze blokującym</td></tr><tr><td>Alexa594 Goat anty-Rat</td><td>IgG Jackson ImmunoResearchLabs,&nbsp; USA</td><td>112-585-072</td><td>1:250 w buforze blokującym</td></tr><tr><td>Glycerol</td><td>Thermo Fisher Scientific, USA</td><td>242-500ml</td><td>można kupić od innych dostawców</td></tr><tr><td>Galan n-propylu</td><td>Sigma, USA</td><td>2370-2</td><td></td></tr><tr><td>-(4-amidinofenylo)-1H -indolo-6-karboksyamidyna (DAPI)</td><td>Sigma, USA</td><td>D9564-10mg</td><td>Służy do barwienia kwasów nukleinowych (DNA)</td></tr><tr><td>Dimetylosulfotlenek (DMSO)</td><td>Thermo Fisher Scientific, USA</td><td>2225-500ml</td><td></td></tr><tr><td>Solvent Szkiełka nakrywkowe (24 x 50 mm)</td><td>Lomb Scientific</td><td>CS24501GP</td><td>-</td></tr></tbody></table>

hodowla narządów i barwienie immunofluorescencyjne całego wierzchowca mysich przewodów wolffa

Organ Culture and Whole Mount Immunofluorescence Staining of Mouse Wolffian Ducts

Morfogeneza jajowodów jest podstawowym wymogiem dla rozwoju większości organów ssaków, w tym męskiego układu rozrodczego. Najądrze, integralna część męskiego układu rozrodczego, jest odpowiedzialna za przechowywanie, dojrzewanie i transport plemników. Dorosły najądrze jest silnie zwiniętą rurką, która rozwija się z prostego i prostego prekursora embrionalnego znanego jako przewód Wolffa (WD). Prawidłowe zwijanie się najądrza jest niezbędne dla męskiej płodności, ponieważ plemniki w jądrze nie są w stanie zapłodnić oocytu. Jednak mechanizm odpowiedzialny za rozwój i zwijanie się najądrzy pozostaje niejasny, częściowo z powodu braku hodowli całego narządu i metod obrazowania. W tym badaniu opisujemy system hodowli in vitro i protokół immunofluorescencji całego mount, aby lepiej zobrazować proces zwijania i rozwoju WD, który można również zastosować do badania innych narządów rurkowych.

Podczas rozwoju WD przechodzi znaczące zmiany, w wyniku których prosta rurka przekształca się w wysoce złożony i zwinięty przewód. Stosując opisane powyżej metody, WD ulegają podobnej transformacji w warunkach hodowli. Przedstawiono tutaj wyniki dla WD hodowanych przez 3 dni (Rysunek 3). Aby zbadać mechanizmy molekularne zaangażowane w morfogenezę WD, do pożywki hodowlanej można dodać inhibitory i aktywatory ukierunkowane na różne szlaki sygnałowe. Rysunek 3C przedstawia niezwinięty WD p...

Prezentujemy metodę izolacji i hodowli mysiego kanału Wolffa (WD). Demonstrujemy również szczegółową procedurę barwienia immunologicznego całej góry hodowanych/świeżo wyizolowanych WD z fluorescencyjnie znakowanymi przeciwciałami. Razem techniki te umożliwiają badanie rozwoju, zwijania i różnicowania WD.

Hodowla narządów i barwienie immunofluorescencyjne całego wierzchowca mysich przewodów Wolffa

Tubal morphogenesis is a fundamental requirement for the development of most mammalian organs, including the male reproductive system. The epididymis, an ...

Ogólnym celem tej metody hodowli organów i immunofluorescencji całego preparatu jest lepsza wizualizacja i zrozumienie procesu zwijania i rozwoju przewodu Wolffa. Metoda ta pomoże odpowiedzieć na kluczowe pytania w dziedzinie biologii rozwoju dotyczące mechanizmów uczestniczących w kształtowaniu kształtu, struktury i funkcji organów. Główną zaletą tej techniki jest to, że naśladuje ona systemy in vivo i dostarcza dokładniejszych informacji niż badania na hodowlach komórkowych, w których brakuje czynników niszowych.Przed południem w 15. dniu po zapłodnieniu umieść ciężarną mysz w pozycji grzbietowej na chłonnym papierze ręcznikowym i spryskaj brzuszną stronę brzucha 70% etanolem. Za pomocą pęsety unieś skórę dolnej części brzucha na stronie brzusznej zwierzęcia i za pomocą nożyczek chirurgicznych wykonaj nacięcie boczne rozciągające się od otworu urogenitalnego do klatki piersiowej. Chwyć pęsetą pęcherz moczowy tuż nad szyjką macicy i wykonaj nacięcie w obrębie macicy.Przytrzymując pęcherz moczowy, wykonaj nacięcie w więzadle szerokim macicy oraz w miejscu połączenia macicy z jajdowodem, aby oddzielić macicę od przyczepów paratenigalnych. Umieść macicę w probówce o pojemności 50 ml

organ-culture-whole-mount-immunofluorescence-staining-mouse-wolffian

Research

JoVE Journal

Developmental Biology

Biologia rozwojowa

Ten film opisuje technikę barwienia immunofluorescencyjnego nienaruszonych organoidów raka prostaty i ich obrazowania za pomocą mikroskopii konfokalnej z pełnym wierzchołkiem. Technika ta ma na celu ocenę zdolności różnicowania ex vivo podstawnych i świetlnych komórek nabłonka prostaty.

Obrazowanie immunofluorescencyjne w całości: technika utrwalania i barwienia do oceny nienaruszonych organoidów

Ulepszona technologia obrazowania pozwala na trójwymiarowe obrazowanie organów podczas rozwoju. W tym miejscu opisujemy cały system hodowli narządów, który umożliwia obrazowanie na żywo rozwijających się kosmków w jelicie płodu myszy.

System hodowli całego jelita moczowego u myszy płodu do manipulacji ex vivo szlakami sygnałowymi i trójwymiarowego obrazowania na żywo rozwoju kosmków

Protokół immunofluorescencji pośredniej opisany w tym artykule pozwala na wykrywanie i lokalizację białek w gruczole sutkowym myszy. Podano kompletną metodę przygotowania próbek gruczołu mlecznego, przeprowadzenia immunohistochemii, obrazowania skrawków tkanek za pomocą mikroskopii fluorescencyjnej oraz rekonstrukcji obrazów.

Immunofluorescencja pośrednia na zamrożonych odcinkach mysiego gruczołu sutkowego

Hodowla pionowych kropelek ex vivo jest alternatywą dla obecnych technik eksperymentalnych in vitro i in vivo. Protokół ten jest łatwy do wykonania i wymaga mniejszych ilości odczynnika, a jednocześnie umożliwia manipulowanie i badanie unaczynienia, morfogenezy i organogenezy płodu.

Wykorzystanie ex vivo pionowych kultur kropelkowych całych narządów płodu do badania procesów rozwojowych podczas organogenezy myszy

Tutaj prezentujemy protokół do ilościowego oznaczania pęcherzyków w hodowanych jajnikach młodych myszy bez seryjnego cięcia. Stosując immunofluorescencję całego narządu i oczyszczanie tkanek, cięcie fizyczne zastępuje się cięciem optycznym. Ta metoda przygotowania i wizualizacji próbek utrzymuje integralność narządów i ułatwia automatyczną ocenę ilościową określonych komórek.

Immunofluorescencja całej góry i kwantyfikacja pęcherzyków w hodowanych jajnikach myszy

Genetycznie modyfikowane myszy są użytecznymi modelami do badania mechanizmów raka prostaty. W tym miejscu przedstawiamy protokół identyfikacji i preparowania płatów prostaty z układu moczowo-płciowego myszy, różnicowania ich na podstawie histologii oraz izolowania i hodowli pierwotnych komórek prostaty in vitro jako sferoid do dalszych analiz.

Identyfikacja, charakterystyka histologiczna i sekcja płatów prostaty myszy dla modeli hodowli sferoidalnych 3D in vitro

Organoidy prostaty myszy stanowią obiecujący kontekst do oceny mechanizmów regulujących różnicowanie. W artykule opisano ulepszone podejście do ustalania organoidów prostaty i przedstawiono metody (1) zbierania lizatu białkowego z organoidów oraz (2) utrwalania i barwienia organoidów do mikroskopii konfokalnej z pełną mocą.

Ocena zdolności różnicowania komórek nabłonka prostaty myszy za pomocą hodowli organoidów

Tutaj opisane są cztery metody generowania organoidów jąder z pierwotnych komórek jąder myszy noworodków, tj. macierz zewnątrzkomórkowa (ECM) oraz środowiska hodowli 2D i 3D wolne od ECM. Techniki te mają wiele zastosowań badawczych i są szczególnie przydatne do badania rozwoju jąder i fizjologii in vitro.

Pozakomórkowe i pozakomórkowe wolne od macierzy komórkowej wytwarzanie mysich organoidów jąder

Ten protokół przedstawia zoptymalizowaną metodę izolacji nabłonka żeńskiej moczowodu myszy do analiz wtórnych, w tym cytometrii przepływowej, immunobarwienia i hodowli organoidalnej. Metody dały wzbogacone, żywe komórki nabłonkowe cewki moczowej, co potwierdzono za pomocą analizy cytometrii przepływowej, pełnego obrazowania i wydajnego tworzenia organoidów.

Zoptymalizowana metoda izolacji nabłonka cewki moczowej żeńskiej myszy do analizy pojedynczych komórek i immunofluorescencji

Badania nad rozwojem podniebienia są motywowane występowaniem rozszczepu podniebienia, wady wrodzonej, która stanowi ogromne obciążenie dla zdrowia i może pozostawić trwałe zniekształcenie. Demonstrujemy tutaj technikę hodowli półek podniebiennych, którą można wykorzystać do badania różnych szlaków sygnałowych zaangażowanych w rozwój i fuzję podniebienia.

Metoda badania fuzji podniebienia z wykorzystaniem statycznej hodowli narządów

Poznaj metodę hodowli narządów i barwienia immunofluorescencyjnego całego wierzchowca mysich przewodów Wolffa. Technika ta umożliwia badanie rozwoju, zwijania i różnicowania przewodów w warunkach imitujących in vivo.

Hodowla narządów i barwienie immunofluorescencyjne całego wierzchowca mysich przewodów Wolffa

Przeglądaj więcej filmów