Name: Budowa dwupoziomowych pułapek do wczesnego wykrywania omacnicy szmaragdowej (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2017-10-04T11:30:00.000+00:00
Duration: 6 min 7 s
Description: Poznaj budowę dwupoziomowych pułapek do wczesnego wykrywania omacnicy szmaragdowej. Ta metoda wykorzystuje wizualne i zapachowe sygnały, skuteczniej niż inne pułapki przyciągając chrząszcze w populacjach o niskiej gęstości.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Kilku techników i absolwentów Uniwersytetu Stanowego Michigan pomogło opracować, udoskonalić i ocenić projekt pułapki DD na przestrzeni lat, w tym Andrea Anulewicz, Robert McDonald i Nathan Siegert. Dziękujemy Jamesowi Wieferichowi i Jeremy'emu Lowellowi (MSU) za pomoc w opracowaniu instrukcji instalacji DD. James Wieferich i Molly Robinett (MSU) dokonali przeglądu wcześniejszego szkicu tego manuskryptu i doceniamy ich sugestie. Joseph Francese i Damon Crook (USDA APHIS) hojnie podzielili się swoimi spostrzeżeniami na temat reakcji EAB na kolor i substancje lotne gospodarza. Finansowanie rozwoju i oceny pułapek DD pochodziło z dotacji Służby Leśnej USDA, Obszar Północno-Wschodni, Ochrona Zdrowia Lasów.

1. Przygotuj Zielony i Fioletowy Panel
<ol>
	<li>Kup zielone i fioletowe panele z tektury falistej z tworzywa sztucznego (120 cm × 60 cm) do odłowu EAB od komercyjnego dystrybutora materiałów do ochrony przed szkodnikami. Za pomocą noża do pudełek lub noża uniwersalnego naciąć dwie linie zagięcia w każdym panelu, częściowo przecinając plastik wzdłuż pionowych pofałdowań, 40 cm od dwóch krótkich krawędzi panelu. Pozwala to na złożenie panelu w 3-stronny pryzmat (każda powierzchnia będzie miała wymiary 40 x 60 cm). Panele są zwykle nacinane przez dystrybutora, aby ułatwić składanie, więc ten krok może nie być konieczny.</li>
	<li>Wywierć dwie pary otworów w każdym panelu za pomocą wiertła 1/2 cala (1.3 cm), jak pokazano na rysunku 1. Wywierć otwory w odległości 4 cali (10 cm) od górnej części panelu i 4 cale po obu stronach lewej fałdy. Wywierć drugą parę otworów w odległości 19 cali (48 cm) od górnej części panelu i bezpośrednio pod górnymi otworami (tj. 4 cale po obu stronach lewej fałdy).</li>
</ol>
2. Przygotuj rurę PVC
<ol>
	<li>Zaopatrz się w jeden odcinek rury z polichlorku winylu (PVC) z wykazu 40 o długości 3 m i średnicy 10 cm z komercyjnego sklepu z narzędziami lub innego dostawcy dla każdej pułapki. Wywierć cztery otwory w rurze PVC, jak pokazano na rysunku 2. Za pomocą wiertła 1/2 cala (1.3 cm) wywierć parę otworów w odległości 4 cali (10 cm) od górnej części rury PVC i 31/2 cala (8.9 cm) od siebie. Wyrównaj otwory poziomo.</li>
	<li>Wywierć drugą parę otworów, w odległości 31/2 cala od siebie i 52 cale (1.3 m) poniżej górnej części rury, bezpośrednio pod pierwszym zestawem otworów.</li>
</ol>
3. Zainstaluj słupek T
<ol>
	<li>Użyj słupka słupkowego, aby zainstalować słupek t w żądanym miejscu. Wbij słupek na tyle głęboko, aby kołnierz znajdował się tuż pod powierzchnią gleby, ale nie ma potrzeby wchodzenia głębiej. Słupek t zapewni duże wsparcie dla pułapki DD, nawet przy silnym wietrze. Odciągi lub dodatkowe podpory nie są konieczne. Chociaż słupek teowy nie musi być osadzony głęboko w glebie, dobrym pomysłem jest sprawdzenie, czy nie ma podziemnych mediów lub zakopanych rur przed wbiciem słupka w ziemię.</li>
</ol>
4. Złóż pułapkę DD
<ol>
	<li>Złóż fioletowy panel w pryzmat. Jeśli panele są wstępnie sklejone, upewnij się, że lepka strona znajduje się na zewnątrz. Przełóż dwie małe klapki przez szczeliny i użyj dwóch opasek kablowych o średnicy 8 cali (20 cm), aby połączyć ze sobą końce panelu. Powtórz z zielonym panelem.</li>
	<li>Podeprzyj rurę PVC poziomo nad ziemią. Wsuń fioletowy pryzmat na rurę PVC i w dół do dolnego zestawu otworów w rurze PVC.</li>
	<li>Przeprowadź dużą opaskę kablową o długości 2 stóp (60 cm) poziomo przez lewy górny otwór w pryzmacie, następnie przez parę otworów w rurze PVC, a na końcu przez sąsiedni otwór po prawej stronie pryzmatu. Upewnij się, że pryzmat przylega do solidnej części rury PVC, która znajduje się między dwoma otworami. Zamknij i dokręć opaskę kablową, upewniając się, że opaska kablowa nie jest skręcona.</li>
	<li>Przeprowadź drugą dużą opaskę kablową przez dolny otwór w pryzmacie, wokół rury i przez odpowiedni otwór po sąsiedniej stronie pryzmatu. Zamknij opaskę kablową i dokręć, ponownie uważając, aby opaska kablowa nie skręciła się przed dokręceniem.</li>
	<li>Wsuń zielony pryzmat na rurę PVC i przymocuj go do górnego zestawu otworów w rurze PVC za pomocą dwóch opasek kablowych o długości 60 cm, wykonując te same czynności, co poprzednio. Między górnym a dolnym pryzmatem będzie 21 cali (54 cm) odstęp</li>.
</ol>
5. Nałóż klej na owady i ustaw pułapkę
<ol>
	<li>Nałóż przezroczysty klej do łapania owadów na panele, które nie są wstępnie sklejone. Nawet wstępnie sklejone panele często wymagają dodatkowego kleju do wychwytywania chrząszczy EAB. Aby nałożyć klej do łapania owadów, ustaw podstawę rury PVC na ziemi i podeprzyj wewnętrzną powierzchnię górnego pryzmatu na słupku teowym.</li>
	<li>Używając rękawiczek lateksowych (lub podobnych), nabierz dwie do trzech garści kleju i rozprowadź go po powierzchni panelu, upewniając się, że powierzchnia panelu jest dokładnie pokryta. Obróć rurę PVC, aby uzyskać dostęp do wszystkich trzech powierzchni na obu pryzmatach. Klej nie musi być nakładany na rurę PVC.</li>
	<li>Podnieś rurę PVC, przytrzymaj ją pionowo i nasuń dolny koniec na słupek t. Unikaj dotykania lepkich paneli.</li>
</ol>
6. Przynęta na pułapkę DD
<ol>
	<li>Ponieważ wstępnie sklejone pryzmaty zwykle są dostarczane z małym otworem (4 mm) w pobliżu dolnej krawędzi jednego panelu pryzmatu, użyj opaski kablowej o długości 4 cali (10 cm), aby przymocować jedną torebkę cis-3-heksenolu do dolnej krawędzi górnego (zielonego) pryzmatu. Jeśli nie ma otworu, użyj ręcznego dziurkacza lub scyzoryka, aby wyciąć mały otwór lub naciąć plastik, a następnie użyj małej opaski kablowej, aby przymocować przynętę. 
	UWAGA: Związek cis-3-heksenolu w przynętach jest powoli uwalniany przez okres około 10 tygodni. Jeśli pułapki mają pozostać skuteczne przez ponad 10 tygodni, w razie potrzeby wymień przynęty.</li>
</ol>
7. Sprawdzanie pułapek na chrząszcze EAB
<ol>
	<li>Jeśli to możliwe, sprawdzaj pułapki w odstępach 2-4 tygodni, aby uniknąć utraty schwytanych chrząszczy, które od czasu do czasu spadają z pułapek, zwłaszcza jeśli wystąpią ulewne deszcze. Zbadaj wszystkie trzy strony dolnego pryzmatu pod kątem chrząszczy EAB. Następnie, używając jednorazowych rękawiczek lateksowych, podnieś rurę PVC prosto do góry i zdejmij ze słupka teownika i podeprzyj wewnętrzną powierzchnię górnego pryzmatu na słupku teowym, odsłaniając jeden panel obu pryzmatów.</li>
	<li>Użyj kleszczy, aby usunąć wszelkie podejrzane chrząszcze EAB i umieść je w zamykanej plastikowej torbie na próbki.</li>
	<li>Obróć rurę PVC, aby sprawdzić wszystkie trzy panele na obu pryzmatach pod kątem podejrzanych chrząszczy EAB, a następnie nasuń rurę z powrotem na słupek t. 
	UWAGA: Muchy, chrząszcze i różne inne owady nieuchronnie zostaną schwytane w pułapkach. Potrzeba bystrego oka, aby dostrzec chrząszcza EAB. Noszenie przy sobie karty referencyjnej ze zdjęciem może być pomocne podczas sprawdzania pułapek po raz pierwszy.</li>
	<li>Aby potwierdzić identyfikację gatunku, zwróć podejrzane chrząszcze do laboratorium i zanurz je w nietoksycznym środku czyszczącym histologicznym na dzień lub dwa, aby usunąć klej zatrzymujący owady. Chrząszcze można następnie badać pod mikroskopem preparacyjnym.</li>
</ol>

<ol><li>EAB.info. Emerald Ash Borer Information Network. , Available from:
 <a target="_blank" href="http://emeraldashborer.info/">http://emeraldashborer.info/</a> (2016).</li>
<li>Baranchikov, Y., Mozolevskaya, E., Yurchenko, G., Kenis, M. <a target="_blank" href="http://onlinelibrary.wiley.com/doi/10.1111/j.1365-2338.2008.01210.x/abstract">Occurrence of the emerald ash borer, Agrilus planipennis in Russia and its potential impact on European forestry.</a> OEPP/EPPO Bulletin. 38, 233-238 (2008).</li>
<li>Orlova-Bienkowskaja, M. J. <a target="_blank" href="https://www.researchgate.net/publication/258161566_Ashes_in_Europe_are_in_danger_The_invasive_range_of_Agrilus_planipennis_in_European_Russia_is_expanding">Ashes in Europe are in danger: the invasive range of Agrilus planipennis in European Russia is expanding.</a> Biol. Invasions. 16, 1345-1349 (2014).</li>
<li>Anulewicz, A. C., McCullough, D. G., Cappaert, D. L. <a target="_blank" href="https://www.researchgate.net/publication/280015466_Emerald_Ash_Borer_Agrilus_planipennis_Density_and_Canopy_Dieback_in_Three_North_American_Ash_Species">Emerald ash borer (Agrilus planipennis) density and canopy dieback in three North American ash species.</a> Arbor. Urban For. 33, 338-349 (2007).</li>
<li>Chen, Y., Poland, T. M. <a target="_blank" href="https://www.treesearch.fs.fed.us/pubs/37395">Nutritional and defensive chemistry of three North American ash species: possible roles in host performance and preference by emerald ash borer adults.</a> Grt. Lakes Entomol. 43, 20-33 (2010).</li>
<li>Pureswaran, D. S., Poland, T. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Host+selection+and+feeding+preference+of+Agrilus+planipennis+%28Coleoptera%3A+Buprestidae%29+on+ash+%28Fraxinus+spp%29%5BTitle%5D)+AND+%22Environ.+Entomol%22%5BJournal%5D)">Host selection and feeding preference of Agrilus planipennis (Coleoptera: Buprestidae) on ash (Fraxinus spp).</a> Environ. Entomol. 38, 757-765 (2009).</li>
<li>Rebek, E. J., Herms, D. A., Smitley, D. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Interspecific+variation+in+resistance+to+emerald+ash+borer+%28Coleoptera%3A+Buprestidae%29+among+North+American+and+Asian+ash+%28Fraxinus+spp%29%5BTitle%5D)+AND+%22Environ.+Entomol%22%5BJournal%5D)">Interspecific variation in resistance to emerald ash borer (Coleoptera: Buprestidae) among North American and Asian ash (Fraxinus spp).</a> Environ. Entomol. 37, 242-246 (2008).</li>
<li>Tanis, S. R., McCullough, D. G. <a target="_blank" href="http://www.nrcresearchpress.com/doi/abs/10.1139/x2012-103#.WK3iAjsrLIU">Differential persistence of blue ash and white ash following emerald ash borer invasion.</a> Can. J. For. Res. 42, 1542-1550 (2012).</li>
<li>Tanis, S. R., McCullough, D. G., G, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Host+resistance+of+five+Fraxinus+species+to+Agrilus+planipennis+%28Coleoptera%3A+Buprestidae%29+and+effects+of+paclobutrazol+and+fertilization%5BTitle%5D)+AND+%22Environ.+Entomol%22%5BJournal%5D)">Host resistance of five Fraxinus species to Agrilus planipennis (Coleoptera: Buprestidae) and effects of paclobutrazol and fertilization.</a> Environ. Entomol. 44, 287-299 (2015).</li>
<li>Burr, S. J., McCullough, D. G. <a target="_blank" href="http://www.nrcresearchpress.com/doi/abs/10.1139/cjfr-2013-0415#.WK3iRTsrLIU">Condition of green ash (Fraxinus pennsylvanica) overstory and regeneration at three stages of the emerald ash borer invasion wave.</a> Can. J. For. Res. 44, 768-776 (2014).</li>
<li>Knight, K. S., Brown, J. P., Long, R. P. <a target="_blank" href="https://www.nrs.fs.fed.us/pubs/42821">Factors affecting the survival of ash (Fraxinus spp.) trees infested by emerald ash borer (Agrilus planipennis).</a> Biol. Invasions. 15, 371-383 (2013).</li>
<li>Klooster, W. S. <a target="_blank" href="https://www.researchgate.net/publication/271960197_Ash_Fraxinus_spp_mortality_regeneration_and_seed_bank_dynamics_in_mixed_hardwood_forests_following_invasion_by_emerald_ash_borer_Agrilus_planipennis">Ash (Fraxinus spp.) mortality, regeneration, and seed bank dynamics in mixed hardwood forests following invasion by emerald ash borer (Agrilus planipennis).</a> Biol. Invasions. 16, 859-873 (2014).</li>
<li>Flower, C. E. <a target="_blank" href="https://www.treesearch.fs.fed.us/pubs/47044">Native bark-foraging birds preferentially forage in infected ash (Fraxinus spp.) and prove effective predators of the invasive emerald ash borer (Agrilus planipennis Fairmaire).</a> For. Ecol. Manage. 313, 300-306 (2014).</li>
<li>Gandhi, K. J. K., Herms, D. A. <a target="_blank" href="https://www.researchgate.net/publication/225566518_North_American_arthropods_at_risk_due_to_widespread_Fraxinus_mortality_caused_by_the_Alien_Emerald_ash_borer">North American arthropods at risk due to widespread Fraxinus mortality caused by the alien emerald ash borer.</a> Biol. Invasions. 12, 1839-1846 (2010).</li>
<li>Kovacs, K. F. <a target="_blank" href="https://www.treesearch.fs.fed.us/pubs/34370">Cost of potential emerald ash borer damage in U.S. communities, 2009-2019.</a> Ecol. Econ. 69, 569-578 (2010).</li>
<li>Kovacs, K. <a target="_blank" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/21546148">The influence of satellite populations of emerald ash borer on projected economic damage in U.S. communities, 2010-2020.</a> Environ. Manage. 92, 2170-2181 (2011).</li>
<li>Herms, D. A., McCullough, D. G. <a target="_blank" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/24112110">Emerald ash borer invasion of North America: history, biology, ecology, impact and management.</a> Ann. Rev. Entomol. 59, 13-30 (2014).</li>
<li>Herms, D. A., McCullough, D. G., Smitley, D. R., Sadof, C. S., Cranshaw, W. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aHerms%2C+DA+%22Insecticide+options+for+protecting+ash+trees+from+emerald+ash+borer%22">Insecticide options for protecting ash trees from emerald ash borer</a>. , 2nd edition, North Central IPM Center Bulletin. 16(2014).</li>
<li>Mercader, R. J., McCullough, D. G., Bedford, J. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+comparison+of+girdled+ash+detection+trees+and+baited+artificial+traps+for+Agrilus+planipennis+%28Coleoptera%3A+Buprestidae%29+detection%5BTitle%5D)+AND+%22Environ.+Entomol%22%5BJournal%5D)">A comparison of girdled ash detection trees and baited artificial traps for Agrilus planipennis (Coleoptera: Buprestidae) detection.</a> Environ. Entomol. 42, 1027-1039 (2013).</li>
<li>McCullough, D. G., Poland, T. M., Anulewicz, A. C., Emerald Cappaert, D. Emerald ash borer (Agrilus planipennis Fairmaire) (Coleoptera: Buprestidae) attraction to stressed or baited ash (Fraxinus spp.) trees. Environ. Entomol. 38, 1668-1679 (2009).</li>
<li>McCullough, D. G., Poland, T. M., Cappaert, D., Anulewicz, A. C. <a target="_blank" href="https://www.researchgate.net/publication/255580297_Emerald_ash_borer_Agrilus_planipennis_attraction_to_ash_trees_stressed_by_girdling_herbicide_or_wounding">Emerald ash borer (Agrilus planipennis) attraction to ash trees stressed by girdling, herbicide and wounding.</a> Can. J. For. Res. 39, 1331-1345 (2009).</li>
<li>McCullough, D. G., Siegert, N. W., Poland, T. M., Pierce, S. J., Ahn, S. Z. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effects+of+trap+type%2C+placement+and+ash+distribution+on+emerald+ash+borer+captures+in+a+low+density+site%5BTitle%5D)+AND+%22Environ.+Entomol%22%5BJournal%5D)">Effects of trap type, placement and ash distribution on emerald ash borer captures in a low density site.</a> Environ. Entomol. 40, 1239-1252 (2011).</li>
<li>Hunt, L. Emerald ash borer state update: Ohio. Proceedings of the Emerald Ash Borer and Asian Longhorned Beetle Research and Technology Development Meeting, , U.S. Department of Agriculture, Forest Service Publication FHTET-2007-04. Morgantown, WV. Cincinnati, OH, 29 Oct. - 2 Nov. 2006 (2007).</li>
<li>Mercader, R. J. <a target="_blank" href="https://www.nrs.fs.fed.us/pubs/53037">Estimating local spread of recently established emerald ash borer, Agrilus planipennis, infestations and the potential to influence it with a systemic insecticide and girdled ash trees.</a> For. Ecol. Manage. , (2016).</li>
<li>Rauscher, K. The 2005 Michigan emerald ash borer response: an update. Proceedings of the Emerald Ash Borer Research and Technology Development Meeting, , U.S. Department of Agriculture, Forest Service Publication FHTET-2005-16. Morgantown, WV. Pittsburgh, PA, 26-27 Sept. 2005. (2005).</li>
<li>Ryall, K. <a target="_blank" href="http://cfs.nrcan.gc.ca/publications?id=36130">Detection and sampling of emerald ash borer (Coleoptera: Buprestidae) infestations.</a> Can. Entomol. 147, 290-299 (2015).</li>
<li>Silk, P. J., Ryall, K. <a target="_blank" href="https://cfs.nrcan.gc.ca/publications?id=35741">Semiochemistry and chemical ecology of the emerald ash borer Agrilus planipennis (Coleoptera: Buprestidae).</a> Can. Entomol. 147, 277-289 (2015).</li>
<li>Poland, T. M. Recent development and advances in survey and detection tools for emerald ash borer. Proceedings of the 27th USDA Interagency Research Forum on Invasive Species, , Annapolis, MD. (2016).</li>
<li>Crook, D. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Development+of+a+host-based+semiochemical+lure+for+trapping+emerald+ash+borer%2C+Agrilus+planipennis+%28Coleoptera%3A+Buprestidae%29%5BTitle%5D)+AND+%22Environ.+Entomol%22%5BJournal%5D)">Development of a host-based semiochemical lure for trapping emerald ash borer, Agrilus planipennis (Coleoptera: Buprestidae).</a> Environ. Entomol. 37, 356-365 (2008).</li>
<li>de Groot, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Electrophysiological+response+and+attraction+of+emerald+ash+borer+to+green+leaf+volatiles+%28GLVs%29+emitted+by+host+foliage%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Chem.+Ecol%22%5BJournal%5D)">Electrophysiological response and attraction of emerald ash borer to green leaf volatiles (GLVs) emitted by host foliage.</a> J. Chem. Ecol. 34, 1170-1179 (2008).</li>
<li>Poland, T. M., McCullough, D. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparison+of+trap+types+and+colors+for+capturing+emerald+ash+borer+adults+at+different+population+densities%5BTitle%5D)+AND+%22Environ.+Entomol%22%5BJournal%5D)">Comparison of trap types and colors for capturing emerald ash borer adults at different population densities.</a> Environ. Entomol. 43, 157-170 (2014).</li>
<li>Crook, D. J., Mastro, V. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Chemical+ecology+of+the+emerald+ash+borer+Agrilus+planipennis%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Chem.+Ecol%22%5BJournal%5D)">Chemical ecology of the emerald ash borer Agrilus planipennis.</a> J. Chem. Ecol. 36, 101-112 (2010).</li>
<li>Rodriguez-Saona, C. <a target="_blank" href="https://www.treesearch.fs.fed.us/pubs/15033">Behavioral and electrophysiological responses of the emerald ash borer, Agrilus planipennis, to induced volatiles of Manchurian ash, Fraxinus mandshurica.</a> Chemoecology. 16, 75-86 (2006).</li>
<li>Crook, D. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Laboratory+and+field+response+of+the+emerald+ash+borer+%28Coleoptera%3A+Buprestidae%29+to+selected+regions+of+the+electromagnetic+spectrum%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Econ.+Entomol%22%5BJournal%5D)">Laboratory and field response of the emerald ash borer (Coleoptera: Buprestidae) to selected regions of the electromagnetic spectrum.</a> J. Econ. Entomol. 102, 2160-2169 (2009).</li>
<li>Francese, J. A. <a target="_blank" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/20857732">Optimization of trap color for the emerald ash borer, Agrilus planipennis (Coleoptera: Buprestidae).</a> J. Econ. Entomol. 103, 1235-1241 (2010).</li>
<li>Crook, D. J., Khrimian, A., Cossé, A., Fraser, I., Mastro, V. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Influence+of+trap+color+and+host+volatiles+on+capture+of+the+emerald+ash+borer+%28Coleoptera%3A+Buprestidae%29%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Econ.+Entomol%22%5BJournal%5D)">Influence of trap color and host volatiles on capture of the emerald ash borer (Coleoptera: Buprestidae).</a> J. Econ. Entomol. 105, 429-437 (2012).</li>
<li>Emerald Ash Borer Survey Guidelines. , (USDA APHIS) United States Department of Agriculture Animal and Plant Health Inspection Service, USDA APHIS PPQ.. Available from:
 <a target="_blank" href="https://www.aphis.usda.gov/plant_health/plant_pest_info/emerald_ash_b/downloads/survey_guidelines.pdf ">https://www.aphis.usda.gov/plant_health/plant_pest_info/emerald_ash_b/downloads/survey_guidelines.pdf </a> (2013).</li>
<li>Grant, G. G., Poland, T. M., Ciaramitaro, T., Lyons, D. B., Jones, G. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparison+of+male+and+female+emerald+ash+borer+%28Coleoptera%3A+Buprestidae%29+responses+to+phoebe+oil+and+%28Z%29-3-hexenol+lures+in+light+green+prism+traps%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Econ.+Entomol%22%5BJournal%5D)">Comparison of male and female emerald ash borer (Coleoptera: Buprestidae) responses to phoebe oil and (Z)-3-hexenol lures in light green prism traps.</a> J. Econ. Entomol. 104, 173-179 (2011).</li>
<li>Cappaert, D., McCullough, D. G., Poland, T. M., Siegert, N. W. <a target="_blank" href="https://www.treesearch.fs.fed.us/pubs/13648">Emerald ash borer in North America: a research and regulatory challenge.</a> Am. Entomol. 51, 152-165 (2005).</li>
<li>Taylor, R. A. J., Bauer, L. S., Poland, T. M., Windell, K. <a target="_blank" href="https://www.nrs.fs.fed.us/pubs/34720">Flight performance of Agrilus planipennis (Coleoptera: Buprestidae) on a flight mill and in free flight.</a> J. Insect Behav. 23, 128-148 (2010).</li>
<li>Mercader, R. J. <a target="_blank" href="http://www.sciencedirect.com/science/article/pii/S037811271500225X">Evaluation of the potential use of a systemic insecticide and girdled trees in area wide management of the emerald ash borer.</a> For. Ecol. Manage. 350, 70-80 (2015).</li>
<li>Mercader, R. J., Siegert, N. W., Liebhold, A. M., McCullough, D. G. <a target="_blank" href="http://www.nrcresearchpress.com/doi/abs/10.1139/X10-201#.WK3oTTsrLIU">Simulating the effectiveness of three potential management options to slow the spread of emerald ash borer, (Agrilus planipennis) populations in localized outlier sites.</a> Can. J. For. Res. 41, 254-264 (2011).</li>
<li>Mercader, R. J., Siegert, N. W., Liebhold, A. M., McCullough, D. G. <a target="_blank" href="http://link.springer.com/article/10.1007/s10144-010-0233-6">Influence of foraging behavior and host spatial distribution on the localized spread of the emerald ash borer, Agrilus planipennis.</a> Pop. Ecol. 53, 271-285 (2011).</li>
<li>Poland, T. M., McCullough, D. G., Anulewicz, A. C. <a target="_blank" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/21510200">Evaluation of an artificial trap for Agrilus planipennis (Coleoptera: Buprestidae) incorporating olfactory and visual cues.</a> J. Econ. Entomol. 104, 517-531 (2011).</li>
</ol>

Autorzy oświadczają, że nie mają konkurencyjnych interesów finansowych.

Zarówno konstrukcja, jak i rozmieszczenie pułapek DD wykorzystują przyciąganie dorosłych chrząszczy EAB do określonych odcieni koloru i światła. Zielony pryzmat na górze rury PVC jest najbardziej atrakcyjny dla samców chrząszczy, które spędzają życie na żerowaniu na liściach jesionu, a także na kryciu 32,36,38,39. Dolny fioletowy pryzmat zapewnia, że pułapki są również atrakcyjne dla samic chrz...

Omacnica szmaragdowa (EAB) (Agrilus planipennis Fairmaire) (Coleoptera: Buprestidae) zabiła setki milionów drzew jesionowych (Fraxinus spp.) od czasu jej pierwszego zidentyfikowania w 2002 roku w aglomeracji Detroit, Michigan i w pobliskim Windsorze, Ontario, Kanada. Niezamierzone rozprzestrzenianie się porażonych jesionów, kłód i drewna opałowego, wraz z naturalnym rozprzestrzenianiem się chrząszczy, spowodowało do tej pory założenie EAB w co najmniej 27 stanach i dwóch prowincjach Kanady1. Ostatnie doniesienia wskazują, że EAB zaatakowało również Moskwę, gdzie zabija jesiony krajobrazowe2,3, co budzi dodatkowe obawy o potencjalne rozprzestrzenienie się w Europie. Udokumentowano międzygatunkowe różnice w preferencjach i odporności gospodarzy EAB wśród gatunków jesionów w Ameryce Północnej4,5,6,7,8,9, ale praktycznie wszystkie gatunki jesionów w Ameryce Północnej prawdopodobnie będą odpowiednimi gospodarzami. Katastrofalne poziomy śmiertelności z powodu popiołu odnotowano na obszarach Michigan i Ohio10,11,12, z powiązanymi skutkami ekologicznymi i ekonomicznymi13,14,15,16.
Skuteczne metody wykrywania nowych inwazji EAB i monitorowania populacji o niskiej gęstości są kluczowymi aspektami zarządzania tym inwazyjnym szkodnikiem w środowisku miejskim, mieszkalnym i leśnym. Wczesne wykrycie daje czas na opracowanie strategii, zabezpieczenie finansowania i wdrożenie działań mających na celu zmniejszenie wpływu EAB. Na przykład urzędnicy miejscy i właściciele domów mogą rozpocząć leczenie cennego popiołu w krajobrazach za pomocą ogólnoustrojowych środków owadobójczych, zanim szkody spowodowane rosnącym zagęszczeniem larw ograniczą skuteczność tych produktów17,18. Podobnie, identyfikacja nowego porażenia i wiarygodna informacja o lokalnym rozmieszczeniu EAB daje leśnikom i właścicielom nieruchomości możliwość realizacji sprzedaży drewna, konwersji gatunków lub innych działań mających na celu zmniejszenie kosztów ekonomicznych lub skutków ekologicznych śmiertelności jesionów.
Wczesne wykrycie, rozgraniczenie i skuteczne monitorowanie populacji EAB o niskiej gęstości jest jednak nadal trudne. Badania wizualne mające na celu identyfikację nowo porażonych jesionów nie są wiarygodne, ponieważ jesion rzadko wykazuje zewnętrzne oznaki lub objawy porażenia EAB, dopóki zagęszczenie larw nie osiągnie umiarkowanego lub nawet wysokiego poziomu4,19. Najskuteczniejszym sposobem wykrywania bardzo niskich gęstości EAB jest użycie drzew detekcyjnych jesionu opasanego19,20,21,22. Jesiony opasuje się wiosną lub wczesnym latem poprzez usunięcie pasma zewnętrznej kory i łyka na obwodzie pnia, co obciąża drzewa, zwiększając ich atrakcyjność dla dorosłych chrząszczy EAB. Opasane drzewa można okorować jesienią lub zimą, aby określić obecność i zagęszczenie larw EAB. Mimo że opasane jesiony były używane operacyjnie do wykrywania EAB19,23,24,25, są one problematyczne. Korowanie drzew opasanych może być pracochłonne, a znalezienie odpowiednich drzew do opasania może być trudne, zwłaszcza na obszarach miejskich lub mieszkalnych lub gdy badania muszą być prowadzone przez wiele lat19.
Sztuczne pułapki z przynętą z atraktantami EAB eliminują wiele problemów związanych z używaniem opasanych drzew jesionowych. W przeciwieństwie do innych ważnych szkodników leśnych, takich jak cygańska (Lymantria dispar L) i niektóre korniki Scolytinae, które wytwarzają feromony seksualne lub agregacyjne na duże odległości, do tej pory nie znaleziono skutecznych feromonów długodystansowych dla EAB. Feromon płciowy krótkiego zasięgu, cis-lakton, może ułatwiać krycie26,27, ale w próbach terenowych przynęty cis-laktonowe nie konsekwentnie zwiększały atrakcyjności EAB dla sztucznych pułapek28. Dorosłe chrząszcze polegają na lotnych związkach emitowanych przez liście jesionu, korę i drewno, aby zidentyfikować drzewa żywicielskie29,30,31 i napotkać potencjalnych partnerów. Kilka lotnych związków zostało ocenionych pod kątem stosowania w przynętach w celu zwabienia dorosłych EAB do sztucznych pułapek27,32. Obecnie pułapki używane operacyjnie do badań wykrywających EAB w USA są nęcone przynętami zawierającymi cis-3-heksenol, powszechny zielony lotny liść wytwarzany przez liście jesionu30,33. W poprzednich latach pułapki EAB używane do badań w USA były również nęcone olejem Manuka, który jest pozyskiwany z nowozelandzkiego drzewa herbacianego (Leptospermum scoparium Forst and Forst ) lub olejkiem Phoebe, ekstraktem z orzecha brazylijskiego (Phoebe porosa Mez.); Oba zawierają kilka seskwiterpenów, które są również obecne w Ash Bark29. Problemy z niespójnymi dostawami tych naturalnych olejków ograniczyły jednak ich stosowanie.
Oprócz substancji lotnych wytwarzanych przez gospodarza, dorosłe chrząszcze EAB reagują na bodźce wizualne, w tym kolor i światło20,32,34,35. Wczesne badania wykazały, że dorosłe osobniki EAB, które są stosunkowo zwinnymi lotnikami, rzadko były chwytane przez czarne pułapki lejkowe z przynętą z różnymi lotnymi substancjami popiołu (DGM i TMP, dane niepublikowane). Oceniano inne konstrukcje pułapek, takie jak pułapki krzyżowe, ale niechęć chrząszczy EAB do ciemnych przestrzeni i cieni ograniczała skuteczność tych pułapek.
Opracowanie trójstronnego pryzmatu, który może być pokryty przezroczystym klejem do łapania owadów35 do chwytania chrząszczy, było znaczącym ulepszeniem w projektowaniu pułapek. Atrakcyjność dorosłych EAB do koloru została również szeroko oceniona w próbach terenowych i badaniach laboratoryjnych z użyciem retinograph34. Wyniki pokazują, że chrząszcze EAB są konsekwentnie przyciągane do określonych odcieni zieleni i fioletu32,36. Pułapki pryzmatyczne wykonane z kolorowego tworzywa falistego są obecnie szeroko stosowane w badaniach EAB w Stanach Zjednoczonych i Kanadzie.
Ponieważ dorosłe osobniki EAB są silnie przyciągane do światła, chrząszcze są znacznie bardziej skłonne do kolonizacji drzew rosnących na otwartej przestrzeni niż drzew zacienionych20,21. Wytyczne dla badań detekcyjnych EAB w USA wymagały, aby indywidualne pułapki pryzmatyczne były zawieszone na gałęzi środkowego baldachimu w jesionie rosnącym wzdłuż drogi lub na skraju obszaru zalesionego37. Teoretycznie powinno to zapewnić, że co najmniej jeden panel pryzmatu jest wystawiony na działanie promieni słonecznych. Operacyjnie jednak pułapki pryzmatyczne mogą być częściowo zacienione przez gałęzie napowietrzne lub przez sąsiednie lub pobliskie drzewa. Lepkie powierzchnie paneli są często wdmuchiwane w liście, co powoduje, że liście przylegają i zasłaniają przynajmniej część jednego lub więcej paneli.
Pułapki piętrowe (DD) zostały opracowane w celu zintegrowania wielu wizualnych i węchowych wskazówek, aby zwiększyć atrakcyjność chrząszczy EAB. Każda pułapka DD składa się z jednego zielonego i jednego fioletowego pryzmatu z tektury falistej z tworzywa sztucznego przymocowanego do rury z polichlorku winylu (PVC) o wysokości 3 m (średnica 10 cm), która jest podtrzymywana przez nasunięcie rury PVC na słupek teowy. Używanie zarówno zielonych, jak i fioletowych pryzmatów ma na celu przyciągnięcie obu płci chrząszczy EAB32,36,38,39. Dodatkowo, zamiast być zawieszone na gałęzi w koronie jesionu, pułapki DD są umieszczane w pełnym słońcu, w odległości 5-10 m od jesionów wzdłuż krawędzi obszaru zalesionego lub wśród rozproszonych, rosnących na otwartej przestrzeni jesionów.

<table><tbody><tr><td>Jasnozielony panel z tektury falistej: 120 cm x 60 cm</td><td>Wielkie Jeziora IPM; www.greatlakesipm.com</td><td>IPM-EAB GR</td><td>Wszystkie trzy powierzchnie każdego pryzmatu należy pokryć przezroczystym klejem do łapania owadów, nawet jeśli panele są wstępnie sklejone. Wstępnie przyklejone panele często nie są wystarczająco lepkie, aby konsekwentnie wychwytywać lub zatrzymywać chrząszcze EAB.&nbsp; Dostępne są inne przezroczyste kleje do łapania owadów, ale są one znacznie trudniejsze do nałożenia. &nbsp; &nbsp;</td></tr><tr><td>Jasnofioletowy panel z tektury falistej: 120 cm x 60 cm</td><td>Wielkie Jeziora IPM; www.greatlakesipm.com</td><td>IPM-EAB&nbsp; </td><td></td>LP</tr><tr><td>Duża opaska kablowa (4): 60 cm o nośności 79 kg</td><td>Cabletiesandmore.com; http://www.cabletiesandmore.com/cableties.php</td><td>CT-24-NU-100PK</td><td></td></tr><tr><td>Średnia opaska kablowa (4): 20 cm o nośności 22,7 kg</td><td>Cabletiesandmore.com; http://www.cabletiesandmore.com/cableties.php</td><td>CT261</td><td></td></tr><tr><td>Mała opaska kablowa: 10 cm o nośności 8,2 kg</td><td>Cabletiesandmore.com; http://www.cabletiesandmore.com/cableties.php</td><td>CT204</td><td></td></tr><tr><td>woreczek cis-3-hexanol</td><td>Synergy Semiochemicals; http://www.semiochemical.com/html/buprestids.html)</td><td>3136</td><td>Przynęty używane do nęcenia pułapek DD składają się z woreczków zawierających cis-3-heksenol, nietoksyczny związek obecny w liściach jesionu. Jedna kieszeń jest przymocowana do dolnej krawędzi górnego pryzmatu za pomocą małej opaski kablowej.&nbsp; Każda saszetka cis-3-heksenolu uwalnia się około 50 mg/dobę. Należy pamiętać, że cis-3-heksenol jest czasami zapisywany jako Z-3-heksenol.&nbsp;</td></tr><tr><td>Aphinity Hexenol</td><td>Sylvar Technologies</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Lure GLV4 szmaragdowy popiół</td><td>Chemtica, Heredia, Kostaryka</td><td></td><td></td></tr><tr><td>woreczek cis-3-hexanol</td><td>WestGreen Global Technologies; http://www.westgreenglobaltechnologies.com/</td><td></td><td></td></tr> <tr><td>Przezroczysty klej do łapania owadów&nbsp;</td><td>Hummert International; http://www.hummert.com/product-details/8196/pestick</td><td>01-3522-1&nbsp; &nbsp;</td><td></td></tr><tr><td>Środek czyszczący histologiczny Histoclear II</td><td>National Diagnostics; www.nationaldiagnostics.com</td><td>HS-202</td><td>Histoclear II będzie potrzebny do usunięcia lepkiego kleju na owady z podejrzanych chrząszczy. Dostępne są inne histologiczne środki czyszczące, ale mogą nie usunąć kleju, a niektóre produkty rozpuszczają plastik, co jest ważne w przypadku używania plastikowych pojemników do namaczania chrząszczy.</td></tr><tr><td>Histoclear II Histological Clears II IPM</td><td>Wielkie Jeziora; www.greatlakesipm.com</td><td>10011</td><td>Histoclear II będzie potrzebny do usunięcia lepkiego kleju na owady z podejrzanych chrząszczy.&nbsp; Dostępne są inne histologiczne środki czyszczące, ale mogą nie usunąć kleju, a niektóre produkty rozpuszczają plastik, co jest ważne w przypadku używania plastikowych pojemników do namaczania chrząszczy.</td></tr><tr><td>słupek t: 1,5 m</td><td>wiele źródeł</td><td></td><td>Słupek t (5 stóp wysokości) (1,5 m) służy do podparcia rury PVC.&nbsp; &nbsp;</td></tr><tr><td>słupek</td><td>z wielu źródeł</td><td></td><td>Użyj słupka słupkowego, aby wbić słupki w ziemię. Nie jest wymagane żadne dodatkowe wsparcie.</td></tr><tr><td>Rura PVC HDPE (polietylen o wysokiej gęstości): średnica 3 m x 10 cm</td><td>wiele źródeł</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Kleszcze (sztywne)</td><td>wiele źródeł</td><td></td><td>Kleszcze (pęseta) będą potrzebne do usunięcia podejrzanych chrząszczy z pułapek. Kleszcze sztywne działają lepiej niż kleszcze elastyczne.&nbsp;</td></tr><tr><td>Rękawice lateksowe</td><td>z wielu źródeł</td><td></td><td>Rękawice lateksowe są potrzebne do nakładania kleju do łapania owadów na pryzmaty oraz do sprawdzania pułapek w celu zbierania chrząszczy EAB.&nbsp; &nbsp; &nbsp;</td></tr><tr><td>Oliwka dla niemowląt lub chusteczki dla niemowląt&nbsp;</td><td>Wiele źródeł</td><td></td><td>Oliwka dla niemowląt lub chusteczki dla niemowląt są pomocne w usuwaniu kleju pułapkowego z rąk i sprzętu.</td></tr><tr><td>Zamykane plastikowe torebki na próbki: 5 cm x 8 cm&nbsp;</td><td>Wiele źródeł</td><td></td><td>Małe zamykane plastikowe torby na próbki są przydatne do zbierania chrząszczy z pułapek.&nbsp; Każda torba powinna być opisana albo gotowymi, samoprzylepnymi etykietami, albo miękkimi flamastrami. &nbsp; &nbsp;</td></tr><tr><td>Przewodniki pomagające w odróżnieniu EAB od chrząszczy pochodzących z Ameryki Północnej są dostępne na krajowej stronie internetowej EAB pod adresem www.emeraldashborer.info.</td><td></td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

budowa dwupoziomowych pułapek do wczesnego wykrywania omacnicy szmaragdowej

Building Double-decker Traps for Early Detection of Emerald Ash Borer

Omacnica szmaragdowa (EAB) (Agrilus planipennis Fairmaire), najbardziej niszczycielski owad leśny, jaki zaatakował Amerykę Północną, zabił setki milionów drzew jesionu leśnego i krajobrazowego (Fraxinus spp.). Opracowano kilka sztucznych pułapek do przyciągania i chwytania chrząszczy EAB w celu wykrywania, wyznaczania i monitorowania inwazji. Syfony piętrowe (DD) składają się z dwóch pryzmatów z tektury falistej z tworzywa sztucznego, jednego zielonego i jednego fioletowego, przymocowanych do rury z polichlorku winylu (PVC) o wysokości 3 m, wspartej na słupku teowym. Zielony pryzmat w górnej części rury PVC jest zanęcony cis-3-heksenolem, związkiem wytwarzanym przez liście popiołu. Powierzchnie obu pryzmatów są pokryte lepkim klejem na owady w celu wychwycenia dorosłych chrząszczy EAB. Pułapki piętrowe należy umieszczać w pobliżu jesionów, ale na otwartych przestrzeniach, wystawionych na działanie promieni słonecznych. Przedstawiono tu budowę i rozmieszczenie pułapek piętrowych wraz z podsumowaniem doświadczeń terenowych wykazujących skuteczność pułapek DD w chwytaniu chrząszczy EAB. W niedawnym badaniu przeprowadzonym w miejscach o stosunkowo niskim zagęszczeniu EAB, pułapki piętrowe przechwyciły znacznie więcej EAB niż zielone lub fioletowe pułapki pryzmatyczne lub zielone pułapki lejkowe, z których wszystkie są zaprojektowane tak, aby można je było zawiesić na gałęzi w koronach jesionów. Większy odsetek pułapek piętrowych był pozytywny, tj. złapał co najmniej jeden EAB, niż pułapki pryzmatyczne lub pułapki lejkowe, które były zawieszone w koronach jesionów.

W badaniu na dużą skalę trzy rodzaje sztucznych pułapek oraz jesiony okrążone (z usuniętym pasem kory) zostały rozmieszczone systematycznie w odstępach 10-20 m na nowo zainfekowanym obszarze leśnym o powierzchni 16 ha z bardzo niską gęstością populacji EAB25. Testowane konstrukcje sztucznych pułapek obejmowały fioletowe pryzmaty z przynętą z olejku Manuka, zawieszone na wysokości &gt;3 m na gałęziach w koronach jesionów, 3-metrowe pułapki DD z dwoma zielonymi panel...

Skuteczne pułapki do przyciągania i chwytania omacnicy szmaragdowej (EAB) są kluczowym elementem wykrywania i zwalczania tego inwazyjnego szkodnika. Pułapki piętrowe, umieszczane w pełnym słońcu w pobliżu jesionów, zawierają wskazówki wizualne i węchowe i były bardziej skłonne do uchwycenia EAB niż inne projekty pułapek w próbach terenowych.

Budowa dwupoziomowych pułapek do wczesnego wykrywania omacnicy szmaragdowej

Emerald ash borer (EAB) (Agrilus planipennis Fairmaire), the most destructive forest insect to have invaded North America, has killed hundreds of millions ...

Naszym celem jest zademonstrowanie sposobu budowy, ustawiania i monitorowania pułapek dwupoziomowych do wykrywania lub monitorowania niskiej gęstości populacji opiętka jesionowego. Pułapki dwupoziomowe z przynętą, jeśli zostaną prawidłowo zmontowane i rozmieszczone, są konsekwentnie bardziej skuteczne niż jakiekolwiek pułapki sztuczne w odłowach dorosłych chrząszczy z gatunku opiętek jesionowy w populacjach o niskiej gęstości. W ciągu ostatnich 8 lat przeprowadziliśmy badania nad odłowem opiętka jesionowego w ponad 50 lokalizacjach.I ta konstrukcja pozostaje najskuteczniejszą sztuczną pułapką, jaką przetestowaliśmy. Procedurę zaprezentują dziś James Wieferich i Andrew Tluczek, którzy są technikami badawczymi w moim laboratorium. Aby zacząć, używając wiertła o średnicy 1/2 cala, należy wywiercić parę otworów w każdym naciętym plastikowym panelu, 4 cale od górnej krawędzi panelu i 4 cale od każdej strony lewego zgięcia.Następnie przygotuj rurę z PVC o długości trzech metrów i średnicy 10 centymetrów. Używając wiertła o średnicy pół cala, wywierć parę otworów w odległości czterech cali od góry rury PVC, zachowując między nimi odstęp 3,5 cala. Rozmieść otwory w linii poziomej.Następnie wywierć drugą parę otworów w odstępie 3,5 cala, 52 cale poniżej górnej krawędzi rury i w jednej linii z pierwszym zestawem otworów. Teraz zainstaluj słupek T w wybranym miejscu, używając wbijaka do słupków. Wbij słupek na taką głębokość, aby kołnierz znajdował się tuż poniżej powierzchni gleby; nie ma potrzeby wbijania go głębiej.Przewody prowadzące lub dodatkowe wsporniki nie są wymagane. Następnie złożyć plastikowe panele w trzy części. Po czym przełożyć dwa małe zakładki przez szczeliny.Następnie należy użyć dwóch 8-calowych opasek zaciskowych, aby spiąć krawędzie panelu, tworząc trójkątny pryzmat. Potem nasuń pryzmat na rurę PVC i przesuń go w dół do dolnego zestawu otworów. Następnie przeciągnij opaskę zaciskową o długości 2 stóp przez górny lewy otwór pryzmatu, przez otwory w rurze PVC i na zewnątrz przez otwór po prawej stronie pryzmatu.Następnie zaciśnij i dociągnij opaskę zaciskową, upewniając się, że nie jest ona skręcona. Przed kontynuacją upewnij się, że pryzmat ściśle przylega do rurki pomiędzy otworami. Teraz przeciągnij kolejną długą opaskę zaciskową przez dolny otwór pryzmatu, wokół rurki i przez odpowiadający mu otwór po sąsiedniej stronie pryzmatu.Zaciśnij tę opaskę tak samo jak poprzednią. Następnym krokiem jest przymocowanie zielonego pryzmatu do rury w górnym zestawie otworów, stosując tę samą technikę, która posłużyła do przymocowania fioletowego pryzmatu. Aby nałożyć klej do łapania owadów na pułapkę, ustaw podstawę rury PVC na ziemi i oprzyj wewnętrzną powierzchnię górnego pryzmatu o słupek T.Aby zwabić owady do pułapki, należy zlokalizować mały otwór w pobliżu dolnej krawędzi panelu na zielonym pryzmacie. Następnie, używając czterocalowej opaski zaciskowej, przymocować woreczek z SIS 3-Hexanol do dolnej krawędzi zielonego pryzmatu. Przynęta ta powinna pozostać aktywna przez 10 tygodni lub dłużej.Używając jednorazowych rękawiczek, nabierz dwie lub trzy garście kleju i rozprowadź go na powierzchni panelu. Dokładnie pokryj panel z trzech stron; nawet panele wstępnie zaklejone często wymagają dodatkowego kleju, aby skutecznie wychwytywać chrząszcze EAB. Jeśli to możliwe, sprawdzaj pułapki w odstępach od dwóch do czterech tygodni, aby uniknąć utraty schwytanych chrząszczy, które sporadycznie spadają z pułapek, zwłaszcza podczas intensywnych opadów deszczu.Obejrzyj wszystkie trzy strony dolnego pryzmatu w poszukiwaniu chrząszczy EAB. Następnie, używając jednorazowych rękawiczek lateksowych, podnieś rurkę PVC pionowo w górę, zdejmując ją z palika w kształcie litery T, i oprzyj wewnętrzną ściankę pryzmatu o palik, odsłaniając jeden panel obu pryzmatów. Następnie zdejmij pułapkę z palika w kształcie litery T, oprzyj ją o palik i sprawdź górny zielony pryzmat.Za pomocą pęsety usuń wszystkie podejrzane chrząszcze EAB z pryzmatów i umieść je w plastikowym woreczku na okazy z możliwością ponownego zamknięcia. W pułapkach nieuchronnie zostaną schwytane muchy, koniki zastryzysowe oraz różne inne owady. Wykrycie chrząszcza EAB wymaga uważnej obserwacji.Obróć rurę, aby zbadać pozostałe panele. Po pełnym sprawdzeniu pułapki nasuń rurę z powrotem na słupek T. Następnie namocz potencjalne chrząszcze EAB w nietoksycznym środku do przejaśniania histologicznego przez jeden lub dwa dni, aby usunąć klej do łapania owadów.Następnie potwierdź ich tożsamość pod mikroskopem stereoskopowym. Ogólnie rzecz biorąc, pułapki dwupoziomowe były najskuteczniejsze w chwytaniu chrząszczy EAB. W eksperymentach uzupełniających kombinacja zielony-fioletowy okazała się bardziej skuteczna niż kombinacja fioletowy-fioletowy.Po obejrzeniu tego filmu powinni Państwo dobrze rozumieć, jak ustawiać i sprawdzać pułapki dwupoziomowe w celu wykrywania i monitorowania populacji o niskiej gęstości agryli jesionowca. Pułapki te stanowią istotny element zwalczania agryli jesionowca. Wczesne wykrycie pozwala na opracowanie i wdrożenie skutecznych strategii kontroli i zarządzania tym inwazyjnym szkodnikiem.

building-double-decker-traps-for-early-detection-of-emerald-ash-borer

Research

JoVE Journal

Environment

Środowisko

Ilościowa reakcja PCR w czasie rzeczywistym (qRT-PCR) jest skutecznym narzędziem do diagnostyki poziomów mRNA w różnych tkankach i stadiach rozwojowych owadów. W niniejszym raporcie prezentujemy zastosowanie qRT-PCR do oznaczenia poziomów mRNA w różnych tkankach larwalnych oraz stadiach rozwojowych inwazyjnego gatunku owada – opiętka jesionowego.

Analiza ekspresji genów u opiętka jesionowego (Agrilus planipennis) z wykorzystaniem ilościowej reakcji PCR w czasie rzeczywistym

Choroba kory buka jest inicjowana przez działania żywieniowe owadów łuskowych, które tworzą punkty wejścia grzyba w korze. Drzewa, które są odporne na owada łuskowego, są również odporne na choroby. Tutaj prezentujemy opracowany przez nas protokół do badania poszczególnych drzew bukowych pod kątem odporności na łuski.

Technika przesiewania buka amerykańskiego pod kątem odporności na owada łuskowatego (Cryptococcus fagisuga Lind.)

Zapobieganie kolonizacji budek lęgowych ptaków przez inwazyjne afrykańskie pszczoły miodne jest ważne dla działań ochronnych ptaków o ograniczonych miejscach gniazdowania. Zapewniamy zintegrowane podejście do ochrony przed szkodnikami, aby "odepchnąć" pszczoły od budek lęgowych za pomocą odstraszającego środka owadobójczego, permetryny, i "zwabić" je w kierunku pułapek roju z przynętą feromonową.

Protokół push-pull w celu ograniczenia kolonizacji budek lęgowych ptaków przez pszczoły miodne

Kompleksowe monitorowanie dynamiki omacnicy kawowej i roślin żywicielskich jest niezbędne do agregowania danych na poziomie krajobrazu w celu poprawy zarządzania tym inwazyjnym szkodnikiem. W tym miejscu przedstawiamy protokół naukowego monitorowania przemieszczania się omacnicy kawowej, porażenia, śmiertelności, fenologii kawowca, pogody i zarządzania gospodarstwem za pomocą mobilnej aplikacji do elektronicznej rejestracji danych.

Protokół hawajski w sprawie naukowego monitorowania omacnicy kawowej: model dla agroekosystemów kawy na całym świecie

Tutaj prezentujemy protokół do badania preferencji przepoczwarzania dojrzałych larw Ectropis grisescens w odpowiedzi na czynniki glebowe (np. rodzaj podłoża i wilgotność) za pomocą wybranych testów biologicznych. Przedstawiamy również protokół testów biologicznych bez wyboru w celu określenia czynników wpływających na zachowania przepoczwarzające i przeżywalność E. grisescens.

Testy biologiczne typu "choice" i "no-choice" w celu zbadania preferencji przepoczwarzenia i powodzenia w pojawianiu się Ectropis grisescens

Pomiar wzorców pojawiania się owadów wymaga precyzji. Istniejące systemy są tylko częściowo zautomatyzowane, a wielkość próby jest ograniczona. Zajęliśmy się tymi problemami, projektując system wykorzystujący mikrokontrolery do precyzyjnego pomiaru czasu pojawienia się dużej liczby pojawiających się owadów.

Precyzyjny i autonomiczny system wykrywania wzorców pojawiania się owadów

Opisujemy, jak określić ilościowo stawonogi żyjące w liściach, zamykając liście i końce gałęzi w torbie, przycinając i zamrażając materiał w worku, a następnie płucząc wcześniej zamrożony materiał w wodzie, aby oddzielić stawonogi od podłoża w celu ilościowego określenia.

Metoda ilościowego oznaczania stawonogów żyjących w liściach

Opisujemy półilościowe podejście do pomiaru cech korowych (żyjących w korze) społeczności stawonogówów. Umieściliśmy komercyjnie produkowane lepowe pułapki na pniach drzew, aby oszacować liczebność, całkowitą długość (substytut biomasy), bogactwo i różnorodność Shannona w celu porównania między gatunkami drzew.

Kwantyfikacja stawonogów korowych za pomocą lepkich pułapek

Aby zbadać wpływ sztucznego światła w nocy (ALAN) na nocne owady latające, pobieranie próbek musi być ograniczone do nocy. Protokół opisuje tanią, zautomatyzowaną pułapkę przechwytującą lot, która umożliwia naukowcom pobieranie próbek w zdefiniowanych przez użytkownika okresach ze zwiększoną replikacją.

Tani zautomatyzowany pułap przechwytujący lot do czasowego pobierania próbek owadów latających zwabionych przez sztuczne światło w nocy

Metoda wykorzystująca zielone owoce kawy (GFs) została opracowana w celu zbadania toksyczności insektycydów przeciwko omacnicy kawowej (CBB). Insektycydy lub substancje toksyczne stosowano do zdezynfekowanych GF przed lub po inwazji CBB. Oceniano śmiertelność owadów, odstraszalność i zdolność reprodukcyjną, a także inne parametry.

Metodyka badania środków kontrolnych i insektycydów przeciwko omacnicy kawowej Hypothenemus hampei

Tutaj prezentujemy protokół pozyskiwania entomopatogenicznych grzybów z omacnicy leśnej oraz zastępczy sposób oceny ich entomopatogenicznej aktywności za pomocą modelowego owada Coleoptera. Ta metoda jest skuteczna i wygodna w badaniu entomopatogenicznych zasobów grzybów ze szkodników owadzich drążących drewno w lasach naturalnych.

Izolacja, identyfikacja behawioralna i ocena chorobotwórczości grzybów entomopatogenicznych z omacnicy leśnej

Poznaj budowę dwupoziomowych pułapek do wczesnego wykrywania omacnicy szmaragdowej. Ta metoda wykorzystuje wizualne i zapachowe sygnały, skuteczniej niż inne pułapki przyciągając chrząszcze w populacjach o niskiej gęstości.

Budowa dwupoziomowych pułapek do wczesnego wykrywania omacnicy szmaragdowej

Przeglądaj więcej filmów