Name: Hodowla Ixodes scapularis, kleszcza czarnonogiego: karmienie niedojrzałych stadiów na myszach (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2017-05-08T13:00:00.000+00:00
Duration: 6 min
Description: Poznaj protokół karmienia niedojrzałych stadiów kleszcza Ixodes scapularis na myszach, który zwiększa przeżywalność krwiopijnych osobników i redukuje stres gospodarza. Metoda umożliwia łatwe zbieranie kleszczy w jednym dniu.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Autorzy dziękują za pomoc ze strony personelu Laboratory Animal Medicine, University of Nevada, Reno. MM otrzymało dofinansowanie od Nevada INBRE.

Protokół (Numer-00682) opisany poniżej został zatwierdzony przez Instytucjonalny Komitet ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt (IACUC) na Uniwersytecie Nevada w Reno i jest zgodny z wytycznymi University of Nevada, komisji etyki badań na zwierzętach w Reno. Krótko mówiąc, myszy znieczulono izofluranem, a stożek nosowy był używany do utrzymywania ciągłego poziomu izofluranu przez 20 minut. Stosowano maść weterynaryjną, aby zapobiec wysuszeniu oczu pod narkozą. Szczypanie palca u nogi służyło do ustalenia poziomu znieczulenia, a częstość oddechów była mierzona przez cały zabieg. Myszy trzymano w indywidualnych klatkach i monitorowano do czasu odzyskania przytomności. Myszy zostały użyte tylko raz do karmienia kleszczy i zostały poddane eutanazji po wyzdrowieniu kleszczy. Eutanazji dokonał personel Laboratorium Medycyny Zwierzęcej. CO2 i zwichnięcie szyjki macicy były wykorzystywane do eutanazji zwierząt.
UWAGA: Praca na kleszczach wymaga użycia kompletnego sprzętu ochrony osobistej. Do liczenia niedojrzałych kleszczy należy nosić białe fartuchy laboratoryjne, długie rękawice nitrylowe, aby zakryć otwór rękawa fartucha laboratoryjnego przykryty gumowymi opaskami i buty z zakrytymi palcami. Do zarażania myszy kleszczami użyj siatki na włosy, jednorazowych kombinezonów, rękawiczek z długimi rękawami na rękawach i pokrowców na stopy. Użyj białego lub jasnego kombinezonu, aby wykryć krnąbrne kleszcze. Okresowo sprawdzaj rękawice i rękawy pod kątem kleszczy.
1. Przygotowanie pomieszczenia do pomieszczenia dla zwierząt
<ol>
	<li>Wyznacz osobne pomieszczenie do trzymania myszy zarażonych kleszczami. Umieść lepką matę lub dwustronną taśmę do dywanów na zewnątrz i wewnątrz drzwi, aby zapobiec przypadkowej ucieczce kleszczy.</li>
</ol>
2. Liczenie kleszczy na czas inwazji myszy
<ol>
	<li>Umieść dwustronną taśmę wokół górnych krawędzi plastikowego pojemnika o wymiarach 7" x 5" x 14" i napełnij wodą do około 2 cm.</li>
	<li>Umieść kolejne małe pudełko lub szalkę Petriego na środku pojemnika i napełnij wodą do 1 cm, tworząc "fosę" wokół tego pojemnika</li>
	<li>Przechowywać fiolkę zawierającą larwy lub nimfy wewnątrz szalki Petriego.</li>
	<li>Użyj cienkiego pędzla, aby usunąć larwy lub nimfy z fiolki i policz pod mikroskopem. Policz 50 larw lub 25 nimf do oddzielnych fiolek scyntylacyjnych. Fiolki należy natychmiast przykryć siatką nylonową lub siatką z organdy i zamknąć gumkami.</li>
</ol>
3. Atakowanie myszy niedojrzałymi kleszczami
<ol>
	<li>Użyj białego lub jasnego stołu roboczego i przyklej taśmę dwustronną na obwodzie obszaru roboczego.</li>
	<li>Znieczulij mysz izofluranem. Sprawdź poziom znieczulenia przez uszczypnięcie palca u nogi. Po znieczuleniu przenieś mysz na poduszkę grzewczą pokrytą ręcznikami papierowymi i przymocuj do stożka nosowego, aby zapewnić ciągłe dostarczanie izofluranu.</li>
	<li>Zastosuj maść do oczu na bazie wazeliny, aby uniknąć wysuszenia. Zwróć uwagę na wzorzec oddychania myszy, aby dostosować poziom izofluranu (80 - 230 oddechów na minutę jest normalne., Zmniejsz poziom izofluranu, jeśli częstość oddechów jest mniejsza niż 80 oddechów na minutę, aby uniknąć zabicia zwierzęcia).</li>
	<li>Weź jedną fiolkę z 50 larwami lub 25 nimfami i umieść kleszcze pod futrem na głowie między uszami za pomocą pędzla (ryc. 1). Trzymaj mysz pod narkozą przez 20 minut po umieszczeniu, aby dać wystarczająco dużo czasu na przyczepienie się kleszczy.</li>
	<li>Przenieś mysz do standardowej, plastikowej jednorazowej klatki na mysz typu pudełko po butach ze statycznymi pokrywkami i białą pościelą. Zapewnij zabawki, wodę i jedzenie ad libitum zgodnie z normalną pielęgnacją myszy.</li>
	<li>Przechowuj klatkę dla myszy w większej klatce dla szczurów lub myszoskoczków wyłożonej dwustronną taśmą klejącą wokół górnych krawędzi. Napełnij zewnętrzną klatkę 3 cm wody (Rysunek 2).</li>
</ol>
4. Zbieranie kleszczy od myszy
<ol>
	<li>Niedojrzałe kleszcze odrywają się między 3 a 6 dniem karmienia. Sprawdzaj klatki i fosę wodną pod kątem nabrzmiałych kleszczy codziennie po 3 dniu.</li>
	<li>Zbierz oderwane kleszcze z klatki między 4 a 6 dniem. Użyj pędzla lub miękkich kleszczy do zbierania nabrzmiałych kleszczy i przechowuj w czystych fiolkach scyntylacyjnych przykrytych nylonową siatką zabezpieczoną gumowymi opaskami.</li>
	<li>Znieczul i sprawdź mysz w dniu 7 pod kątem pozostałych przyczepionych kleszczy.</li>
	<li>Sprawdź ściółkę, koryto z jedzeniem i butelkę z wodą pod kątem nabrzmiałych kleszczy 7 dnia. Poddaj myszy eutanazji zgodnie z procedurą opisaną powyżej. Autoklaw jednorazowych klatek, ściółki, butelki z wodą i koryta z jedzeniem, aby uniknąć ucieczki niekarmionych kleszczy.</li>
</ol>
5. Przechowywanie kleszczy Fed
<ol>
	<li>Utrzymuj nabrzmiałe kleszcze w wilgotności 90%, 20 °C i cyklu 12:12 światło: ciemność w inkubatorze o kontrolowanej wilgotności i temperaturze, aż do wystąpienia linienia. Może to potrwać około 12 do 18 tygodni.</li>
	<li>Podczas gdy wysoka wilgotność sprzyja przetrwaniu kleszczy, sprawia również, że kleszcze są podatne na przerost grzybów. Przynajmniej raz w tygodniu sprawdzaj karmione kleszcze pod mikroskopem pod kątem pleśni. W przypadku wykrycia należy umyć ocalałych w 70% etanolu przez 5 minut, spłukać w wodzie, przenieść na bibułę filtracyjną do wyschnięcia i przenieść do nowych, czystych fiolek.</li>
</ol>

<ol><li>Gleim, E. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Factors+associated+with+tick+bites+and+pathogen+prevalence+in+ticks+parasitizing+humans+in+Georgia%2C+USA%5BTitle%5D)+AND+%22Parasites+%26amp%3B+Vectors%22%5BJournal%5D)">Factors associated with tick bites and pathogen prevalence in ticks parasitizing humans in Georgia, USA.</a> Parasites &amp; Vectors. 9 (125), Available from:
 <a target="_blank" href="http://doi.org/10.1186/s13071-016-1408-6">http://doi.org/10.1186/s13071-016-1408-6</a> 1-13 (2016).</li>
<li>Krober, T., Guerin, P. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+vitro+feeding+assays+for+hard+ticks%5BTitle%5D)+AND+%22Trends+Parasitol%22%5BJournal%5D)">In vitro feeding assays for hard ticks.</a> Trends Parasitol. 23 (9), 445-449 (2007).</li>
<li>Kuhnert, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Feeding+of+Hard+Ticks+In+Vitro%3A+New+Perspectives+for+Rearing+and+for+the+Identification+of+Systemic+Acaricides%5BTitle%5D)+AND+%22ALTEX%22%5BJournal%5D)">Feeding of Hard Ticks In Vitro: New Perspectives for Rearing and for the Identification of Systemic Acaricides.</a> ALTEX. 13 (2), 76-87 (1996).</li>
<li>Voigt, W. P., et al. <a target="_blank" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/8233589">In vitro feeding of instars of the ixodid tick Amblyomma variegaturn on skin membranes and its application to the transmission of Theileria mutans and Cowdria ruminantium.</a> Parasitol. 107, 257-263 (1993).</li>
<li>Gregson, J. D. Ticks. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aGregson%2C+JD+%22Insect+Colonization+and+Mass+Production%22">Insect Colonization and Mass Production</a>. Smith, C. N. , Academic Press. New York. 49-72 (1966).</li>
<li>Sonenshine, D. E. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aSonenshine%2C+DE+%22Biology+of+Ticks%22">Biology of Ticks</a>. 2, Oxford University Press. New York. (1993).</li>
<li>Bouchard, K. R., Wikel, S. K. Care, maintenance, and experimental infestation of ticks in the laboratory setting. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aBouchard%2C+KR+%22Biology+of+Disease+Vectors%22">Biology of Disease Vectors</a>. Marquaedt, W. C. , Elsevier. New York. 705-711 (2005).</li>
<li>Schumaker, T. S., Barros, D. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Life+cycle+of+Ornithodoros+%28Alectorobius%29+talaje.+%28Acari%3AArgasidae%29+in+laboratory%5BTitle%5D)+AND+%22J+Med+Entomol%22%5BJournal%5D)">Life cycle of Ornithodoros (Alectorobius) talaje. (Acari:Argasidae) in laboratory.</a> J Med Entomol. 32, 249-254 (1995).</li>
<li>Banks, C. W., Oliver, J. H., Hopla, C. E., Dotson, E. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Laboratory+life+cycle+of+Ixodes+woodi+%28Acari%3AIxodidae%29%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Med.+Entomol%22%5BJournal%5D)">Laboratory life cycle of Ixodes woodi (Acari:Ixodidae).</a> J. Med. Entomol. 35, 177-179 (1998).</li>
<li>James, A. M., Oliver, J. H. Jr Feeding and host preference of immature Ixodes dammini,I.scapularis,and I.pacificus.(Acari:Ixodidae). <a target="_blank" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/?term=Feeding+and+host+preference+of+immature+Ixodes+dammini%2CI.scapularis%2Cand+I.pacificus.(Acari%3AIxodidae)">J. Med. Entomol</a>. 27, 324-330 (1990).</li>
</ol>

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Kluczowe kroki w ramach protokołu
Ważne jest, aby podczas hodowli kleszczy zachować kilka poziomów środków bezpieczeństwa, aby uniknąć przypadkowej ucieczki. Użycie taśmy klejącej i fosy wodnej ma kluczowe znaczenie dla zapewnienia bezpieczeństwa. Ważne jest, aby trzymać znieczuloną mysz na poduszce grzewczej, aby utrzymać stałą temperaturę ciała. Odkryliśmy również, że golenie myszy nie zapewnia żadnych dodatkowych korzyści w przypadku przyczepiania kleszczy. Pojedyncza mysz może być trzymana w ...

Kleszcze są obowiązkowymi hematofagicznymi ektopasożytami kręgowców i są rozmieszczone na całym świecie. W Stanach Zjednoczonych co najmniej 11 gatunków kleszczy jest wektorami patogenów o znaczeniu dla zdrowia publicznego1. Ixodes scapularis jest odpowiedzialny za przenoszenie kilku patogenów, takich jak czynniki wywołujące boreliozę (Borrelia burgdorferi), nawracającą gorączkę (B. miyamotoi), ludzką anaplazmozę granulocytarną (Anaplasma phagocytophilum) i babeszjozę (Babesia spp.). Pomimo znaczenia I. scapularis jako wektora choroby, zbieranie tych pajęczaków w dużych ilościach ze środowiska naturalnego do badań w laboratorium nie zawsze jest wykonalne. Dlatego produkcja zdrowych kleszczy hodowanych w laboratorium jest niezbędna do badań nad biologią kleszczy i interakcjami kleszcz-patogen.
Cykl życiowy wszystkich kleszczy twardych (rodzina Ixodidae), w tym I. scapularis, składa się z jaja i trzech aktywnych etapów: larwy, nimfy i dorosłego osobnika. Każdy aktywny etap żywi się żywicielem kręgowców. Złożone interakcje, które zachodzą między kleszczami a ich żywicielami w ciągu kilku dni przyczepiania się i żerowania, są prawie niemożliwe do odtworzenia przy użyciu sztucznych karmników i jest mało prawdopodobne, aby zapewnić wystarczającą liczbę karmionych kleszczy do masowego chowu2,3,4. Dlatego żywe myszy i króliki są najczęściej wykorzystywane jako żywiciele do wychowu odpowiednio niedojrzałych (larwy i nimfy) i dojrzałych stadiów (dorosłych) kleszczy. Konieczność podawania krwi przez wielu gospodarzy na każdym etapie rozwoju komplikuje hodowlę kleszczy oraz jest czasochłonna i kosztowna5,6,7. Większość protokołów hodowli kleszczy wymaga trzymania myszy w klatce podłogowej z podwieszaną siatką drucianą7,8 lub w cylindrycznej klatce o takich wymiarach, że zwierzę nie może się swobodnie poruszać i czyścić samo6,9,10.
Te cylindryczne klatki są później przenoszone do klatki z pudełka po butach z siatką drucianą. Nabrzmiałe, oderwane kleszcze są następnie zbierane z wody pod spodem. Jednak ta metoda powoduje wystawienie karmionych kleszczy na działanie wody zanieczyszczonej moczem i kałem, która może zwiększyć wzrost grzybów i śmiertelność kleszczy9. Ponadto zwiększa możliwość ucieczki kleszczy z koryta z wodą, a także powoduje stres u myszy. Aby obejść te problemy, demonstrujemy tutaj larwy kleszczy żerujące na myszach w plastikowych jednorazowych klatkach typu pudełko po butach. Ta metoda pozwala na normalne zachowanie myszy, zwiększa regenerację nabrzmiałych kleszczy i zmniejsza śmiertelność kleszczy z powodu zanieczyszczenia.

<table><tbody><tr><td>Maść weterynaryjna Puralube</td><td>Amazon</td><td></td><td>Dostępne w każdym sklepie zoologicznym lub sklepie internetowym</td></tr><tr><td>Jednorazowa klatka na myszy</td><td>&nbsp; Innovive, San Diego, Kalifornia&nbsp;</td><td>MV 2</td><td>Zestaw dna i pokrywy</td></tr><tr><td>Biały Alpha dri pościel&nbsp;</td><td>Zaopatrzenie laboratorium, Fort Worth, Teksas</td><td>&nbsp; ALPHA-Dri&handel;</td><td></td></tr></tbody></table>

hodowla ixodes scapularis, kleszcza czarnonogiego: karmienie niedojrzałych stadiów na myszach

Rearing Ixodes scapularis, the Black-legged Tick: Feeding Immature Stages on Mice

Ixodes scapularis, wektor boreliozy, jest jednym z najważniejszych wektorów choroby we wschodnich i środkowo-zachodnich Stanach Zjednoczonych. Gatunek ten jest kleszczem z trzema żywicielami, który wymaga mączki z krwi od żywiciela kręgowców na każdym etapie rozwoju, a dorosłe samice wymagają mączki z krwi do rozmnażania. Larwy kleszczy przyczepiają się do żywiciela na 3-5 dni w celu żerowania i opuszczają żywiciela, gdy są w pełni nabrzmiałe. Ta zależność od kilku różnych żywicieli i długi czas przyczepiania się do obrzęku komplikuje hodowlę kleszczy w warunkach laboratoryjnych. Jednak, aby zrozumieć biologię kleszczy i interakcje kleszcz-patogen, niezbędna jest produkcja zdrowych, hodowanych w laboratorium kleszczy. Tutaj demonstrujemy prosty, opłacalny protokół żywienia się niedojrzałymi kleszczami na myszach. Zmodyfikowaliśmy istniejące protokoły w celu zmniejszenia stresu u myszy oraz zwiększenia sukcesu żerowania i przeżywalności kleszczy, używając jednorazowych klatek bez dna z siatki, aby uniknąć kontaktu kleszczy z wodą zanieczyszczoną moczem i kałem myszy.

Zmodyfikowaliśmy istniejące protokoły hodowli kleszczy6,10 w celu poprawy wydajności żerowania i zmniejszenia stresu u myszy będących żywicielami. Wyniki pokazują, że standardowe klatki dla myszy w formie pudełek są dobrze dostosowane do hodowli kleszczy. Biała ściółka zapewniła dobry kontrast, co ułatwiło zbieranie najadłych kleszczy. Większość kleszczy po żerowaniu wspięła się na ścianki pojemników, co ułatwiło ich odłów. Ponadt...

Produkcja zdrowych kleszczy hodowanych w laboratorium jest niezbędna do badań nad biologią kleszczy i interakcjami kleszcz-patogen. Tutaj pokazujemy prosty protokół karmienia niedojrzałych kleszczy, który jest opłacalny i mniej stresujący dla myszy.

Hodowla Ixodes scapularis, kleszcza czarnonogiego: karmienie niedojrzałych stadiów na myszach

Ixodes scapularis, the vector of Lyme disease, is one of the most important disease vectors in the eastern and Midwestern United States. This species is a ...

Ogólnym celem niniejszego protokołu karmienia kleszczy jest ulepszenie istniejących standardów poprzez zwiększenie przeżywalności kleszczy po karmieniu krwią, przy jednoczesnym zmniejszeniu stresu gospodarza gryzonia. Oprócz uproszczenia hodowli kolonii kleszczy, metoda ta umożliwia łatwiejsze zebranie odpowiedniej liczby kleszczy po karmieniu krwią w ciągu jednego dnia zbioru, co jest niezbędne do odpowiedzi na kluczowe pytania biologiczne w dziedzinach makrobiologii. Główną zaletą tej techniki jest to, że kleszcze nie mają kontaktu z wodą zawierającą odchody myszy, co zmniejsza śmiertelność kleszczy.Dodatkowo kleszcze można zbierać w ciągu jednego dnia, co zmniejsza stres u myszy. Aby przechowywać probówki z kleszczami w celu ich przeliczenia, należy przygotować pojemnik, który zminimalizuje ryzyko ucieczki owadów. Na wszystkich górnych krawędziach plastikowego pojemnika należy przykleić taśmę dwustronną.Następnie napełnić pojemnik wodą do wysokości około dwóch centymetrów. Potem umieścić centralnie w pojemniku kolejne małe pudełko lub szalkę i napełnić je wodą do poziomu około jednego centymetra, aby opadło i pozostało na miejscu. Wewnątrz tego pudełka lub szalki przechowywać fiolki z larwami lub nimfami kleszczy.Aby odliczyć kleszcze do infestacji, należy użyć mikroskopu i cienkiego pędzla, aby usunąć larwy lub nimfy z fiolki. Przenieś 50 larw lub 25 nimf do fiolki scyntylacyjnej. Gdy tylko fiolka zostanie całkowicie wypełniona, przykryj ją siatką nylonową lub tkaniną z organdyny i zabezpiecz pokrywkę ciasnymi gumkami recepturkami.Wyznacz osobne pomieszczenie do przetrzymywania myszy zainfekowanych kleszczami. Aby zapobiec przypadkowej ucieczce kleszczy, umieść lepką matę lub dwustronną taśmę dywanową przed wejściem do pomieszczenia oraz drugą matę wewnątrz, przy drzwiach. Najpierw przygotuj obszar do manipulacji kleszczami w pobliżu myszy.Użyj białego lub jasnego blatu roboczego. Wyznacz obramowanie z dwustronnej taśmy wokół obwodu obszaru roboczego na blacie. Następnie znieczul mysz izofluranem.Po przygotowaniu przenieś mysz na podkładkę grzewczą wyłożoną ręcznikami papierowymi i przymocuj stożek nosowy do ciągłego podawania izofluranu. Sprawdź głębokość znieczulenia, wykonując ucisk palca u nogi. Dostosuj dawkę środka znieczulającego na podstawie rytmu oddechowego.Norma wynosi od 80 do 230 oddechów na minutę. W przypadku spowolnienia oddechu należy zmniejszyć dawkę izofluranu. Ponadto należy nanieść na oczy maść oftalmiczną na bazie wazeliny.Następnie należy wziąć jedną fiolkę zawierającą 50 larw lub 25 nimf i za pomocą pędzla przenieść kleszcze na mysz. Kleszcze należy umieścić pod futrem na głowie, pomiędzy uszami. Po umieszczeniu ostatniego kleszcza mysz powinna pozostawać pod narkozą przez 20 minut, aby kleszcze mogły się przyczepić, zanim mysz spróbuje je usunąć.Po 20 minutach przenieś mysz do nowej klatki domowej z białym ściółką, aby poprawić widoczność kleszczy. Włóż kilka zabawek i zapewnij swobodny dostęp do wody i pokarmu. Użyj jednorazowych pojemników z dopasowanymi pokrywkami.Następnie umieść klatkę domową w większej klatce dla szczurów lub świstaków, w której na górnej wewnętrznej krawędzi ścian naklejono dwustronną taśmę klejącą. Następnie wypełnij przestrzeń między klatkami wodą do wysokości około trzech centymetrów. Niedojrzałe kleszcze odczepią się po trzech do sześciu dniach żerowania.Od trzeciego dnia i każdego kolejnego dnia codziennie sprawdzać klatki oraz otaczającą je wodę w poszukiwaniu przepełnionych kleszczy. Odseparowane kleszcze zbierać za pomocą pędzla lub miękkich pęset i przenosić do czystych fiolek scyntylacyjnych z zakrętkami z nylonowej siatki zabezpieczonych gumkami recepturkami. Siódmego dnia znieczulić mysz w ten sam sposób co wcześniej i sprawdzić, czy pozostały jakiekolwiek przyczepione kleszcze.Należy również dokładnie sprawdzić ściółkę, korytko z pokarmem oraz wodę. Następnie należy poddać mysz eutanazji, a jednorazowe klatki, ściółkę, butelkę z wodą i korytko z pokarmem poddać autoklawowaniu w celu wyeliminowania wszelkich pozostałych kleszczy. Nasycone kleszcze należy umieścić w kontrolowanym inkubatorze.W ciągu 12 do 18 tygodni kleszcze powinny przejść pierzcieńkę. Przynajmniej raz w tygodniu należy sprawdzać kleszcze pod mikroskopem pod kątem obecności pleśni. W przypadku wykrycia pleśni, przeżyjące kleszcze należy przemyć 70% etanolem przez pięć minut.Następnie opłucz ocalałe osobniki w wodzie i przenieś je na papier filtracyjny w celu osuszenia. Po oczyszczeniu i wysuszeniu przenieś kleszcze do nowych, czystych fiolek i kontynuuj ich cykl życiowy. Większość kleszczy po karmieniu wspięła się na ścianki pojemników, co ułatwiło ich zebranie.Kleszcze rzadko uciekały z klatek z myszami. Biała ściółka zapewniała dobry kontrast, umożliwiając wykrycie nasyconych kleszczy. Podczas zbiorów większość kleszczy odłączyła się do czwartego dnia.W kilku przypadkach odczekano do piątego dnia przed zwolnieniem, a do siódmego dnia żadna mysz nie nosiła kleszczy. Około 2/3 kleszczy zdołała się przymocować i żywić do momentu pełnego nasycenia. Wszystkie myszy pozostały zdrowe i nie wykazały żadnych oznak dyskomfortu.Po opanowaniu ta metoda pozwala na pozyskanie setek kleszczy po posiłku krwi w ciągu jednego dnia zbioru. Podczas wykonywania tej procedury ważne jest pamiętanie o stosowaniu pełnych środków ochrony osobistej (PPE), aby zapobiec przypadkowemu przyczepieniu się kleszczy.

rearing-ixodes-scapularis-black-legged-tick-feeding-immature-stages

Research

JoVE Journal

Immunology and Infection

Immunologia i infekcje

Pozyskiwanie hemolimfy, gruczołów ślinowych i śliny z zakażonych kleszczy jest istotne dla badania mechanizmów wywoływania chorób przez patogeny przenoszone przez kleszcze. W niniejszym protokole demonstrujemy sposób pobierania hemolimfy i gruczołów ślinowych z żerujących nimf Ixodes scapularis. Przedstawiamy również metodę pobierania śliny od dorosłych samic I. scapularis.

Pozyskiwanie śliny, wydzieliny gruczołów ślinowych oraz hemolimfy z kleszczy Ixodes scapularis

Borelioza jest najczęściej zgłaszaną chorobą przenoszoną przez wektory w Ameryce Północnej.  Czynnik sprawczy, Borrelia burgdorferi, jest bakterią krętkową przenoszoną przez kleszcze Ixodid.  Przenoszenie i wykrywanie infekcji w modelach zwierzęcych jest optymalizowane przez zastosowanie żywienia kleszczy, które opisujemy tutaj.

Karmienie kleszczy zwierząt w celu przeniesienia i ksenodiagnozy w badaniach nad boreliozą

W tym badaniu, system żywienia dla nimfalnych i larwalnych stadiów kleszcza twardego został opracowany za pomocą kapsułki dołączonej do myszy laboratoryjnej. Kapsuła do karmienia jest wykonana z elastycznych materiałów i pozostaje mocno przymocowana do myszy przez co najmniej tydzień i umożliwia wygodne monitorowanie żerowania kleszczy.

Oparty na kapsułkach model do infestacji niedojrzałych stadiów kleszczy twardych na myszach laboratoryjnych

Obecny protokół opisuje metodę wstrzykiwania zarodków kleszczy. Wstrzyknięcie zarodka jest preferowaną techniką manipulacji genetycznej w celu wytworzenia linii transgenicznych.

Technika iniekcji zarodka do edycji genów u kleszcza czarnonogiego, Ixodes scapularis

Przedstawiona tutaj jest metoda nawożenia kleszczy krwią in vitro za pomocą systemu sztucznej błony, aby umożliwić częściowe lub pełne zagęszczenie różnych etapów życia kleszcza.

Karmienie sztuczną membraną kleszcza dla Ixodes scapularis

Ten artykuł przedstawia metodologię wystawiania ludzi na działanie larw Ixodes scapularis do badań klinicznych. Technika jest stosunkowo prosta, tolerowana przez ochotników biorących udział w badaniu i może być modyfikowana w zależności od potrzeb eksperymentalnych. Takie badania z udziałem ludzi muszą być prowadzone zgodnie z protokołami badań klinicznych zatwierdzonymi przez właściwe organy regulacyjne.

Model eksperymentalnego narażenia ludzi na larwy kleszczy Ixodes scapularis

Metoda ta opisuje opracowanie systemu żywienia krwią kleszczy in vitro , wykorzystującego komorę drukowaną w 3D oraz laboratoryjnie wykonaną membranę silikonową. System umożliwia sztuczne karmienie kleszczy, umożliwiając łatwe pobieranie próbek na różnych etapach karmienia oraz wykorzystując niewielkie ilości krwi, stanowiąc nieocenione narzędzie do badania kleszczy ixoidied.

Krew kleszczy karmiąca przez sztuczną błonę w komorze wydrukowanej 3D w badaniach nad kleszczami Ixoidida

Badania nad boreliozą często wymagają uzyskania kleszczy zakażonych patogenem Borrelia burgdorferi, co jest procesem trwającym zazwyczaj kilka tygodni. W niniejszym materiale prezentujemy procedurę zakażania kleszczy metodą mikroiniekcji, którą można przeprowadzić w ciągu kilku godzin. Przedstawiamy również metodę immunofluorescencji do lokalizacji in situ B. burgdorferi wewnątrz kleszczy.

Metody szybkiego przenoszenia i lokalizacji patogenów choroby z Lyme w jelicie kleszcza

Opisana tutaj metoda wykorzystuje bezpośrednią iniekcję bakterii entomopatogennych do hemocelu larw owada Manduca sexta. M. sexta jest owadem dostępnym komercyjnie i dobrze przebadanym. W związku z tym metoda ta stanowi proste podejście do analizy interakcji gospodarz-bakteria z perspektywy jednego lub obu partnerów.

Hodowla i iniekcja larw Manduca sexta w celu oceny wirulencji bakterii

Reakcje alergiczne, charakteryzujące się aktywacją komórek tucznych i bazofilów, są napędzane przez sieciowanie IgE i uwalnianie mediatorów prozapalnych. Ilościową ocenę reakcji alergicznych można uzyskać, stosując barwnik Evans Blue do monitorowania zmian przepuszczalności naczyń krwionośnych po prowokacji alergenem.

Pomiar miejscowej anafilaksji u myszy

Poznaj protokół karmienia niedojrzałych stadiów kleszcza Ixodes scapularis na myszach, który zwiększa przeżywalność krwiopijnych osobników i redukuje stres gospodarza. Metoda umożliwia łatwe zbieranie kleszczy w jednym dniu.

Hodowla Ixodes scapularis, kleszcza czarnonogiego: karmienie niedojrzałych stadiów na myszach

Przeglądaj więcej filmów