Name: Narzędzie ultradźwiękowe do blokowania przewodnictwa nerwowego w modelach szczurów z cukrzycą (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2017-10-20T13:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 27 s
Description: Poznaj metodę blokowania przewodnictwa nerwowego za pomocą ultradźwięków wysokiej intensywności u szczurów z cukrzycą. Technika ta oferuje lokalizowane i powtarzalne podejście do leczenia neuropatii cukrzycowej.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Badanie było wspierane przez Ministerstwo Nauki i Technologii (Projekt MOST 105-2221-E-400 -001) oraz Narodowe Instytuty Badawcze Zdrowia (Projekt BN-105-PP-10), Tajwan.

Instytucjonalny Komitet ds. Opieki nad Zwierzętami i Użytkowania Narodowych Instytutów Badawczych Zdrowia na Tajwanie zatwierdził wszystkie protokoły dotyczące zwierząt.
1. Indukcja modelu cukrzycowego u dorosłych samców szczurów rasy Sprague - Dawley (SD)
<ol>
	<li>Usuń granulki karmy dla szczurów z klatki dla szybkich samców szczurów SD (300 - 350 g) na 6 godzin przed indukcją STZ.</li>
	<li>Przygotować bufor cytrynianu sodu (0,1 M, pH 4,5).
	<ol>
		<li>Rozpuścić 1,05 g jednowodnego kwasu cytrynowego (C, 6, H, 8O,7 · H2O; moł. 210,14) w 50 ml wody destylowanej, aby uzyskać 0,1 M roztwór kwasu cytrynowego.</li>
		<li>Rozpuścić 1,47 g dwuwodnego cytrynianu trisodowego (C, 8H, 5O,7Na3 · 2H2 O;mol. 294,12 masy; 294,12 masy) w 50 ml wody destylowanej, aby otrzymać 0,1 M roztwór cytrynianu sodu.</li>
		<li>Dodaj 25 ml roztworu kwasu cytrynowego do 25 ml roztworu cytrynianu sodu. Monitorować pH buforu cytrynianu sodu (pH 4,5) za pomocą pH-metru. 
		UWAGA: Bufor jest izotoniczny przez dodanie odpowiedniej objętości 0,1 M roztworu cytrynianu sodu.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Rozpuścić STZ w 0,1 M buforze cytrynianu sodu, aby otrzymać 50 mg/ml roztworu STZ. 
	UWAGA: Roztwór STZ jest wrażliwy na światło, dlatego przykryj roztwór STZ folią aluminiową i zużyj w ciągu 15 - 20 minut.</li>
	<li>Pobrać roztwór STZ o stężeniu 50 mg/kg mc. do strzykawki z insuliną lub tuberkuliną o pojemności 1 ml z igłą o rozmiarze od 26 do 28 rozmiarów. Oczyścić miejsce wstrzyknięcia wkładką etanolową i dootrzewnowo wstrzyknąć roztwór STZ do prawego dolnego kwadrantu jamy brzusznej, aby uniknąć uszkodzenia narządów jamy brzusznej. </li>
	<li>Podawaj szczurom 10% wodę z sacharozą jako jedyne źródło wody przez 48 godzin po wstrzyknięciu STZ, aby zapobiec hipoglikemii.</li>
</ol>
2. Potwierdzenie cukrzycy u szczurów z indukowaną chorobą STZ
<ol>
	<li>Monitorować stężenie glukozy w osoczu na czczo u wszystkich szczurów, którym wstrzyknięto STZ po 72 godzinach, za pomocą glukometru.
	<ol>
		<li>Pościć szczury z cukrzycą wywołaną STZ przez 15 godzin przed pomiarem poziomu glukozy we krwi na czczo.</li>
		<li>Trzymaj szczury w torbie krępującej i wystawiaj ogony do pobierania krwi podczas pomiarów stężenia glukozy we krwi.</li>
		<li>Użyj lancetu do krwi, aby nakłuć czubek ogona, aby uzyskać małą kroplę krwi. Umieść kroplę krwi na pasku testowym do pomiaru glukozy. Zapisz poziom glukozy w osoczu na czczo. 
		UWAGA: Glukometr wykrywa i wyświetla poziom glukozy we krwi w jednostkach mg/dl. Należy wykluczyć szczury z poziomem glukozy we krwi na czczo poniżej 150 mg / dl po 2 tygodniach indukcji STZ.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
3. Ocena obwodowej neuropatii cukrzycowej u szczurów z cukrzycą
<ol>
	<li>Oceń mechaniczną allodynię za pomocą elektronicznego von Freya.
	<ol>
		<li>Szczury z cukrzycą wywołaną STZ należy przyzwyczajić do klatki na podłodze z metalowej siatki o średnicy 1 cm na 30 minut przed oceną reakcji wycofania tylnej łapy.</li>
		<li>Użyj elektronicznej sondy von Freya ze sztywną końcówką (o średnicy 0,8 mm), aby ręcznie wywrzeć nacisk na podeszwową powierzchnię tylnej łapy szczurów i stopniowo zwiększaj nacisk, aż pojawi się reakcja wycofania łapy.</li>
		<li>Zapisz ciśnienie, które pokazuje się w systemie i powtórz pomiar 5 razy na szczura, z 30-sekundowym odstępem między każdym pomiarem.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Oceń hiperalgezję cieplną za pomocą gorącej płyty.
	<ol>
		<li>Przyzwyczaić szczury z cukrzycą wywołaną STZ na gorącej płycie (24 ± 0,5 °C) przez 10 minut przed oceną reakcji na ból.</li>
		<li>Po przyzwyczajeniu wyjąć szczury i umieścić je z powrotem w klatkach, podgrzać płytę grzejną i utrzymać temperaturę płyty grzejnej na poziomie 55 ± 0,5 °C.</li>
		<li>Umieść szczura na rozgrzanej płycie grzejnej, jednocześnie uruchamiając stoper.</li>
		<li>Kiedy szczur wykazuje wyraźne zachowania, takie jak lizanie tylnej łapy lub nienormalne machanie tylną łapą, zatrzymaj stoper i zapisz opóźnienie wycofania. 
		UWAGA: Jeśli szczur nie wyraża wyraźnych zachowań po 20 sekundach (czas odcięcia 20 s), zakończ test płyty grzejnej i usuń szczura z płyty grzejnej.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
4. Blokada przewodnictwa nerwowego in vivo za pomocą przetwornika HIFU
UWAGA: Eksperyment in vivo rozpoczyna się w 5 tygodniu po wstrzyknięciu 50 mg/kg STZ.
<ol>
	<li>Wykonaj procedury na zwierzętach przed zablokowaniem CMAP za pomocą sonikacji HIFU.
	<ol>
		<li>Przed zabiegiem wysterylizuj narzędzia chirurgiczne (skalpel, nożyczki, kleszcze i szklany haczyk) w autoklawie.</li>
		<li>Znieczulenie szczurów należy podać dootrzewnowo wstrzyknięciu mieszaniny tiletaminy/zolazepamu (40 mg/kg) i ksylazyny (10 mg/kg) lub poprzez wdychanie 1,75% izofluranu za pomocą parownika izofluranu. Umieść szczury na poduszce grzewczej, aby utrzymać temperaturę ciała.</li>
		<li>Ustaw szczury do operacji w pozycji brzusznej. Nałóż maść na oczy. Wyprostuj nogę szczura i uszczypnij podeszwową powierzchnię stopy paznokciami, aby ustalić głębokość znieczulenia. Jeśli szczury wykazują reakcje odstawienia, zastosuj dodatkowe znieczulenie.</li>
		<li>Usuń włosy z uda i dolnej części pleców szczurów za pomocą elektrycznej maszynki do strzyżenia. Nałóż płynny jod z czystą gazą na pole operacyjne i okrężnie przesuń gazę na zewnątrz pola operacyjnego. Użyj wacika nasączonego alkoholem, aby wytrzeć płynny jod tymi samymi okrężnymi ruchami. Eksperyment ten przeprowadza się na lewym i prawym polu operacyjnym. Powtórz zabieg w drugim miejscu operacyjnym podczas wykonywania kolejnego kroku zabiegu.</li>
		<li>Użyj sterylnych nożyczek chirurgicznych lub skalpela, aby wykonać nacięcie skóry na grzbiecie uda. Użyj nożyczek chirurgicznych, aby ostrożnie oddzielić tkankę pod skórą i zabezpieczyć skórę haczykami do skóry. Kość udową można zobaczyć w mięśniach.</li>
		<li>Użyj nożyczek, aby ostrożnie oddzielić mięśnie równoległe do kości udowej, aż widoczne będą włókna nerwowe kulszowe w połowie uda, które są osadzone w mięśniach. Ostrożnie użyj szklanego haczyka, aby oddzielić nerw kulszowy w połowie uda od otaczających tkanek łącznych i mięśni.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Umieść nerw kulszowy w strefie ogniskowej HIFU za pomocą specjalnie wykonanego stabilizatora nerwu (<silna klasa = "xfig" >Rysunek 1 i <silna klasa = "xfig" > Rysunek 3). 
	UWAGA: Wykonany na zamówienie stabilizator nerwu składa się z 3 elementów (<silna klasa="xfig">Rysunek 3). Wszystkie elementy wykonane są z przezroczystego polimetakrylanu metylu (PMMA). Gwint zewnętrzny górnej konstrukcji komponentu I ma wysokość 2.5 mm i M10XP0.7 (<silna klasa="xfig">Rysunek 4A). Studzienka centralna to otwór o średnicy 4,0 mm przechodzący przez komponent I. Dolny otwór studni jest uszczelniony arkuszem taśmy. Średnica szczeliny wynosi 1,2 mm, a odległość między płaszczyzną środkową szczeliny a górną powierzchnią elementu I wynosi 3,1 mm. Komponent II składa się z korpusu głównego, czterech nóg i dolnej struktury (<silna klasa="xfig">Rysunek 4B). Gwint wewnętrzny dolnej konstrukcji ma wysokość 2,5 mm i M10XP0,7 pasuje do gwintu zewnętrznego komponentu I. Średnica centralnego otworu jest taka sama jak centralna studzienka elementu I. Wymiary korpusu głównego to 32 mm średnicy i 5,4 mm grubości. Cztery nogi są symetrycznie rozstawione. Dwie identyczne krótkie nogi są przeznaczone do wyrównania, a dwie identyczne długie nogi służą do zaczepiania o element III. Średnica zewnętrzna i wysokość elementu III wynoszą 41 mm i 9,2 mm. Gwint wewnętrzny to M36XP1.0, a otwór przelotowy ma średnicę 27,5 mm (<klasa silna = "xfig" >Rysunek 4C). Stożek jest wydrążonym stożkiem z górnym otworem o średnicy 84 mm i dolnym otworem o średnicy 27,5 mm. Wysokość wynosi 57,5 mm (<silna klasa="xfig">Rysunek 5A).
	<ol>
		<li>Przed eksperymentem namocz wykonany na zamówienie akrylowy stabilizator nerwów w roztworze wybielacza na 30 - 60 minut, a następnie namocz go w sterylnej wodzie.</li>
		<li>Za pomocą szklanego haczyka ostrożnie podnieś nerw i umieść go w szczelinie elementu I.</li>
		<li>Przykręcić komponent II do składnika I. Napełnić centralną studzienkę składnika I roztworem Ringera do propagacji ultradźwiękowej i zachowania nerwów.</li>
		<li>Przykręcić element III do stożka obudowy HIFU. Dokować komponent III z komponentem II przez cztery nogi składnika II. 
		UWAGA: Geometryczny środek trzech elementów i przetwornika są wyrównane. Odległość między nerwem a przetwornikiem jest równa ogniskowej, co zapewnia, że nerw znajduje się w strefie ogniskowej HIFU.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Włóż jedną parę igieł do akupunktury w początek nerwu kulszowego, a drugą parę w mięsień brzuchaty łydki. Podłącz każdą parę igieł do systemu akwizycji elektrofizjologii za pomocą elektrycznego koncentrycznego (<silna klasa="xfig">Rysunek 1). 
	UWAGA: Na jednym końcu znajdują się dwa zaciski krokodylkowe do osobnego przypięcia dwóch igieł, a na drugim końcu znajduje się złącze BNC do połączenia systemu. Pary igieł do akupunktury działają jako elektrody stymulujące na nerwie kulszowym, a elektrody rejestrujące na mięśniu brzuchatym łydki.
	<ol>
		<li>Ustaw częstotliwość próbkowania i szerokość pasma systemu akwizycji elektrofizjologii odpowiednio na 50 kHz i 70 Hz-3 kHz. Zastosuj bodziec supramaksymalny o szerokości impulsu 0,1 ms do elektrod stymulujących u początku nerwu kulszowego.</li>
		<li>Rejestruj CMAP z elektrod rejestrujących i wzmacniaj CMAP za pomocą wbudowanego wzmacniacza w systemie akwizycji elektrofizjologii. 
		UWAGA: Użyj wbudowanego wzmacniacza w systemie akwizycji elektrofizjologii, aby wzmocnić sygnały nerwowe i zarejestrować CMAP z elektrod rejestrujących za pomocą systemu akwizycji elektrofizjologii.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Użyj komercyjnego przetwornika HIFU 2,68 MHz, aby stłumić CMAP u szczurów z cukrzycą w neuropatii. 
	UWAGA: Specyfikacja przetwornika jest opisana w następujący sposób: jednoelementowa kulista czasza o średnicy otworu 6 cm i ogniskowej 5 cm oraz elipsoidalna strefa ogniskowa o głębokości 4 mm i szerokości 0,8 mm w polu swobodnym.
	<ol>
		<li>Zanurz stożek sferyczny, przetwornik HIFU i pokrywę stożka w zbiorniku wypełnionym odgazowaną wodą. Umieść przetwornik HIFU w stożku sferycznym i przymocuj pokrywę stożka do górnego otworu stożka sferycznego za pomocą 6 z (<silna klasa = "xfig" >Rysunek 5B). Po naturalnym usunięciu pęcherzyków w stożku sferycznym ze względu na niską gęstość pęcherzyków w porównaniu z wodą, uszczelnij przedni otwór stożka przezroczystą taśmą o grubości 0,03 mm. Przykręć element III do kulistego stożka.</li>
		<li>Wyjmij przetwornik HIFU ze stożkiem sferycznym i elementem III ze zbiornika odgazowanej wody. 
		UWAGA: Woda z odwróconej osmozy użyta w badaniu to woda oczyszczona w procesie odwróconej osmozy. Woda z odwróconej osmozy jest gotowana w celu usunięcia gazu. Po schłodzeniu odgazowaną wodę uzyskuje się w indywidualnie szczelnym zbiorniku.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Ostrożnie umieść składnik I w przestrzeni między nerwem a mięśniem i umieść nerw w szczelinie składnika I. Wykonaj kroki 4.2.3 i 4.2.4, aby upewnić się, że nerw znajduje się w strefie ogniskowej HIFU (<silna klasa = "xfig">Rysunek 3A).</li>
	<li>Połącz generator funkcyjny i wzmacniacz mocy o częstotliwości radiowej. Podłącz wzmacniacz mocy do przetwornika HIFU w celu wygenerowania wiązki HIFU. Ręcznie ustawić napięcie wyjściowe generatora funkcyjnego do przetwornika HIFU za pośrednictwem wzmacniacza mocy. Ręcznie wyłącz generator funkcyjny po upływie czasu ekspozycji HIFU. Obserwuj czas za pomocą timera. 
	UWAGA: Natężenie i energia wiązki HIFU użyte w tym badaniu wynoszą odpowiednio 2,810 W/cm2 i 84 J/mm2.</li>
	<li>Jednocześnie dostarcz bodziec za pomocą systemu akwizycji elektrofizjologii (krok 4.3) i wiązki HIFU za pośrednictwem systemu HIFU (krok 4.6) do nerwu kulszowego, rejestrując CMAP. Stopniowo zwiększaj ekspozycję HIFU na nerw kulszowy od 3 s, 5 s do 8 s, aż do zaobserwowania zmniejszenia lub zahamowania amplitudy CMAP.
	<ol>
		<li>Rejestruj CMAP raz na sekundę podczas dostarczania wiązki HIFU. Po zaobserwowaniu zmiany amplitudy CMAP należy wyłączyć system HIFU i ręcznie kliknąć ikonę nagrywania w oprogramowaniu do akwizycji elektrofizjologicznej, aby rejestrować CMAP co 2 minuty we wczesnych 10 minutach, co 5 minut w kolejnych 30 minutach i co 10 minut w ostatniej fazie, aż czas nagrywania osiągnie 2 godziny.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Oddzielny element II i III stabilizatora nerwu (<klasa silna = "xfig" >Rysunek 3) w celu usunięcia przetwornika HIFU z miejsca nacięcia. Oddziel komponent II i I, aby uwolnić zabezpieczony nerw kulszowy. Zszyj miejsce operacyjne szczura z cukrzycą za pomocą 4-0 chromowych szwów katgutowych po zarejestrowaniu CMAP. Nałóż płynny jod na miejsce operacji, aby zapobiec infekcji.
	<ol>
		<li>Umieść klatki na poduszce grzewczej i pozwól szczurom zregenerować się w klatkach przed powrotem do obiektu dla zwierząt. Podawaj szczurom ibuprofen w wodzie do picia przez 3 dni lub dootrzewnowe wstrzyknięcie buprenorfiny (0,05 - 0,1 mg/kg).</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Wprowadzić elektrody stymulujące i rejestrujące w miejscu początkowym nerwu kulszowego i mięśni brzuchatych łydki znieczulonych szczurów z neuropatią cukrzycową, jak opisano w krokach 4.1.2 i 4.3 w dniach 7, 14 i 28 po początkowej sonikacji HIFU. Powtórz kroki od 4.3.1 do 4.3.2.
	<ol>
		<li>Umieść klatki na poduszce grzewczej i pozwól szczurom dojść do siebie w klatkach przed przeniesieniem klatek do obiektu dla zwierząt.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Poddaj szczury eutanazji po eksperymencie. Umieść szczura w komorze z dwutlenkiem węgla. Odczekaj około 5 minut, aż szczury przestaną oddychać. Upewnij się, że serce przestało bić.</li>
</ol>

<ol><li>Abuaisha, B. B., Costanzi, J. B., Boulton, A. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Acupuncture+for+the+treatment+of+chronic+painful+peripheral+diabetic+neuropathy%3A+A+long-term+study%5BTitle%5D)+AND+%22Diabetes+Res+Clin+Pract%22%5BJournal%5D)">Acupuncture for the treatment of chronic painful peripheral diabetic neuropathy: A long-term study.</a> Diabetes Res Clin Pract. 39 (2), 115-121 (1998).</li>
<li>Hamza, M. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Percutaneous+electrical+nerve+stimulation%3A+A+novel+analgesic+therapy+for+diabetic+neuropathic+pain%5BTitle%5D)+AND+%22Diabetes+Care%22%5BJournal%5D)">Percutaneous electrical nerve stimulation: A novel analgesic therapy for diabetic neuropathic pain.</a> Diabetes Care. 23 (3), 365-370 (2000).</li>
<li>Ballantine, H. T. Jr, Bell, E., Manlapaz, J. <a target="_blank" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/13686380">Progress and problems in the neurologic applications of focused ultrasound.</a> J Neurosurg. 17, 858-876 (1960).</li>
<li>Foley, J. L., Little, J. W., Vaezy, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Image-guided+high-intensity+focused+ultrasound+for+conduction+block+of+peripheral+nerves%5BTitle%5D)+AND+%22Ann+Biomed+Eng%22%5BJournal%5D)">Image-guided high-intensity focused ultrasound for conduction block of peripheral nerves.</a> Ann Biomed Eng. 35 (1), 109-119 (2007).</li>
<li>Lee, Y. F., Lin, C. C., Cheng, J. S., Chen, G. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((High-intensity+focused+ultrasound+attenuates+neural+responses+of+sciatic+nerves+isolated+from+normal+or+neuropathic+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Ultrasound+Med+Biol%22%5BJournal%5D)">High-intensity focused ultrasound attenuates neural responses of sciatic nerves isolated from normal or neuropathic rats.</a> Ultrasound Med Biol. 41 (1), 132-142 (2015).</li>
<li>Young, R. R., Henneman, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Reversible+block+of+nerve+conduction+by+ultrasound%5BTitle%5D)+AND+%22Arch+Neurol%22%5BJournal%5D)">Reversible block of nerve conduction by ultrasound.</a> Arch Neurol. 4, 83-89 (1961).</li>
<li>Lele, P. P. <a target="_blank" href="http://www.sciencedirect.com/science/article/pii/0014488663900086">Effects of focused ultrasonic radiation on peripheral nerve, with observations on local heating.</a> Exp Neurol. 8 (1), 47-83 (1963).</li>
<li>Hong, C. Z. <a target="_blank" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/1846738">Reversible nerve conduction block in patients with poly- neuropathy after ultrasound thermotherapy at therapeutic dosage.</a> Arch Phys Med Rehabil. 72 (2), 132-137 (1991).</li>
<li>Okada, A., Morita, Y., Fukunishi, H., Takeichi, K., Murakami, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Non-invasive+magnetic+resonance-guided+focused+ultrasound+treatment+of+uterine+fibroids+in+a+large+Japanese+population%3A+impact+of+the+learning+curve+on+patient+outcome%5BTitle%5D)+AND+%22Ultrasound+Obstet+Gynecol%22%5BJournal%5D)">Non-invasive magnetic resonance-guided focused ultrasound treatment of uterine fibroids in a large Japanese population: impact of the learning curve on patient outcome.</a> Ultrasound Obstet Gynecol. 34 (5), 579-583 (2009).</li>
<li>Huisman, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((International+consensus+on+use+of+focused+ultrasound+for+painful+bone+metastases%3A+current+status+and+future+directions%5BTitle%5D)+AND+%22Int+J+Hyperthermia%22%5BJournal%5D)">International consensus on use of focused ultrasound for painful bone metastases: current status and future directions.</a> Int J Hyperthermia. 31 (3), 251-259 (2015).</li>
<li>Dickinson, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Medium-term+Outcomes+after+Whole-gland+High-intensity+Focused+Ultrasound+for+the+Treatment+of+Nonmetastatic+Prostate+Cancer+from+a+Multicentre+Registry+Cohort%5BTitle%5D)+AND+%22Eur+Urol%22%5BJournal%5D)">Medium-term Outcomes after Whole-gland High-intensity Focused Ultrasound for the Treatment of Nonmetastatic Prostate Cancer from a Multicentre Registry Cohort.</a> Eur Urol. 70 (4), 668-674 (2016).</li>
<li>Foley, J. L., Little, J. W., Vaezy, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effects+of+high-intensity+focused+ultrasound+on+nerve+conduction%5BTitle%5D)+AND+%22Muscle+Nerve%22%5BJournal%5D)">Effects of high-intensity focused ultrasound on nerve conduction.</a> Muscle Nerve. 37 (2), 241-250 (2008).</li>
<li>Lee, Y. F., Lin, C. C., Cheng, J. S., Chen, G. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Nerve+conduction+block+in+diabetic+rats+using+high-intensity+focused+ultrasound+for+analgesic+applications%5BTitle%5D)+AND+%22Br+J+Anaesth%22%5BJournal%5D)">Nerve conduction block in diabetic rats using high-intensity focused ultrasound for analgesic applications.</a> Br J Anaesth. 114 (5), 840-846 (2015).</li>
<li>Donoff, R. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Nerve+regeneration%3A+basic+and+applied+aspects%5BTitle%5D)+AND+%22Crit+Rev+Oral+Biol+Med%22%5BJournal%5D)">Nerve regeneration: basic and applied aspects.</a> Crit Rev Oral Biol Med. 6 (1), 18-24 (1995).</li>
<li>Fawcett, J. W., Keynes, R. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Peripheral+nerve+regeneration%5BTitle%5D)+AND+%22Annu+Rev+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Peripheral nerve regeneration.</a> Annu Rev Neurosci. 13, 43-60 (1990).</li>
<li>Nightingale, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+neuropathic+pain+market%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Rev+Drug+Discov%22%5BJournal%5D)">The neuropathic pain market.</a> Nat Rev Drug Discov. 11 (2), 101-102 (2012).</li>
<li>Lipton, R. B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Single-pulse+transcranial+magnetic+stimulation+for+acute+treatment+of+migraine+with+aura%3A+a+randomised%2C+double-blind%2C+parallel-group%2C+sham-controlled+trial%5BTitle%5D)+AND+%22Lancet+Neurol%22%5BJournal%5D)">Single-pulse transcranial magnetic stimulation for acute treatment of migraine with aura: a randomised, double-blind, parallel-group, sham-controlled trial.</a> Lancet Neurol. 9 (4), 373-380 (2010).</li>
</ol>

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Zaobserwowano częściowe i czasowe zahamowanie potencjałów czynnościowych nerwów neuropatycznych u szczurów z cukrzycą in vivo oraz natychmiastowe wystąpienie efektu blokującego po leczeniu HIFU. 28-dniowe badanie kontrolne dotyczące CMAP wykazało, że bezpieczna blokada przewodnictwa nerwowego może być przeprowadzona przy odpowiedniej ekspozycji na HIFU. W rezultacie, powyższy protokół leczenia HIFU może stanowić alternatywne rozwiązanie dla odwracalnego bloku przewodzenia nerwów kulszowych u szczurów z cukrzycą....

Leki doustne, akupunktura1, oraz elektryczna stymulacja nerwów2 były stosowane w leczeniu bolesnej polineuropatii cukrzycowej. Jednak skutki uboczne leków doustnych, inwazyjne operacje akupunktury i elektryczna stymulacja nerwów utrudniają skuteczność terapeutyczną i przestrzeganie zaleceń lekarskich przez pacjenta. Blok ultrasonograficzny nerwów obwodowych w modelach zwierzęcych jest badany od dziesięcioleci3,4,5. Przewodzenie nerwów kulszowych in vitro dużej zielonej żaby zostało zahamowane odwracalnie po leczeniu 10 - 20 impulsami ekspozycji na ultradźwięki przez 0,4 - 1,0 s6. Jednym z czynników blokujących przewodnictwo nerwowe jest wzrost temperatury wywołany przez ultradźwięki7. U pacjentów z polineuropatią przeprowadzono supresję złożonych potencjałów czynnościowych mięśni (CMAP) w nerwie strzałkowym wystawionym na działanie ultradźwięków o niskiej intensywności przez 2 min8. Pełny czas rekonwalescencji wynosił 5 minut.
Niedawno, Amerykańska Agencja ds. Żywności i Leków zatwierdziła HIFU jako nieinwazyjną metodę leczenia mięśniaków macicy9, łagodzenie bólu w przerzutach do kości10, oraz rak prostaty11. Przetwornik HIFU emituje wiązki akustyczne na zewnątrz ciała, a wiązki te przenoszą się w różnych ośrodkach tkankowych i zbiegają się na docelowym guzie w ognisku. Strefa ogniskowa jest natychmiast tworzona w celu wytworzenia miejscowych efektów na docelowych guzach bez uszkadzania otaczających tkanek. HIFU został również zastosowany w celu zahamowania przewodnictwa nerwowego lub spowodowania odnerwienia nerwów w eksperymentach in vivo na normalnych szczurach Sprague-Dawley (SD)12. Ponadto zbadano krótko- i długoterminowy wpływ HIFU na nerwy neuropatyczne13. Wcześniejsze wyniki wykazały, że odwracalna lub trwała blokada przewodnictwa nerwów czuciowych może być osiągnięta za pomocą HIFU przy zachowaniu odpowiednich parametrów. Oprócz zastosowań przeciwbólowych, HIFU może być używany jako narzędzie do badania względnego udziału komponentów obwodowych i ośrodkowych w blokadzie przewodnictwa nerwowego w podstawowych badaniach neurologicznych i opracowywaniu leków przeciwbólowych. Dlatego potrzebna jest platforma technologii blokowania HIFU specyficzna dla nerwów obwodowych w modelach zwierzęcych. Celem artykułu jest przedstawienie procedur częściowego lub całkowitego blokowania potencjałów czynnościowych nerwów obwodowych u szczurów z cukrzycą neuropatyczną przez HIFU. Stworzono modele szczurów z cukrzycą i oceniono objawy neuropatii obwodowej. Przedstawiono platformę HIFU oraz procesy eksperymentalne specyficzne dla leczenia nerwów kulszowych szczurów.

<table><tbody><tr><td>streptozotocyna</td><td>Sigma</td><td>85882</td><td></td></tr><tr><td>kwas cytrynowy jednowodny&nbsp;</td><td>Sigma</td><td>C1909</td><td></td></tr><tr><td>dwuwodny cytrynian trisodowy</td><td>Sigma</td><td>W302600</td><td></td></tr><tr><td>glukometry</td><td>Roche Accu-Check Active</td><td>GC</td><td></td></tr><tr><td>elektroniczne urządzenie von Freya</td><td>IITC Life Science</td><td>2390</td><td></td></tr> płyta <tr><td>grzejna</td><td>IITC Nauki</td><td></td><td></td>przyrodnicze</tr><tr><td>System akwizycji Biopac MP36</td><td>Biopac Systems, Inc.</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Przetwornik HIFU</td><td>Sonic Concepts Generator</td> funkcyjny <td>H108</td><td></td></tr><tr><td></td><td>Wzmacniacz mocy Agilent</td><td>33250A</td><td></td></tr><tr><td></td><td>Elektronika i Innowacja</td><td>1040L</td><td></td></tr><tr><td>Szczury&nbsp;</td><td>Biolasco tajwan</td><td>Maść weterynaryjna Sprague-Dawley</td><td></td></tr><tr><td>Puralube</td> Waporyzator izofluranowy <td>Dechra</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Parkland</td><td>Scientific V3000PS</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Isoflurance</td><td>Attane</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Torba krępująca (Decapicones)</td><td>Braintree Scientific</td><td>DC 200</td><td></td></tr></tbody></table>

narzędzie ultradźwiękowe do blokowania przewodnictwa nerwowego w modelach szczurów z cukrzycą

An Ultrasonic Tool for Nerve Conduction Block in Diabetic Rat Models

Blok przewodnictwa nerwowego z przetwornikiem ultradźwiękowym o wysokiej intensywności (HIFU) został ostatnio wykonany na normalnych i cukrzycowych modelach zwierzęcych. HIFU może odwracalnie blokować przewodzenie nerwów obwodowych bez uszkadzania nerwów przy użyciu odpowiedniego parametru ultradźwiękowego. Tymczasowe i częściowe zablokowanie potencjałów czynnościowych nerwów pokazuje, że HIFU ma potencjał, aby stać się użytecznym klinicznym leczeniem w łagodzeniu bólu. W niniejszej pracy przedstawiono procedury tłumienia potencjałów czynnościowych nerwów neuropatycznych u szczurów z cukrzycą in vivo przy użyciu przetwornika HIFU. Pierwszym krokiem jest wyhodowanie dorosłych samców szczurów w neuropatii cukrzycowej poprzez wstrzyknięcie streptozotocyny (STZ). Drugim krokiem jest ocena obwodowej neuropatii cukrzycowej u szczurów z cukrzycą wywołaną przez STZ za pomocą elektronicznej sondy von Freya i płyty grzejnej. Ostatnim krokiem jest zarejestrowanie in vivo zewnątrzkomórkowych potencjałów czynnościowych nerwu poddanego działaniu sonikacji HIFU. Przedstawiona tutaj metoda może przynieść korzyści w badaniach nad zastosowaniem ultradźwięków przeciwbólowych.

Badanie in vivo wykazało, że przy dawce HIFU wynoszącej 3 s sonikacji o natężeniu 2,810 W/cm2, CMAPs zostały stłumione o 20% w stosunku do poziomu wyjściowego, jednak całkowicie powróciły po 30 min (Rycina 2A, romby) i pozostawały niemal stałe w okresie 28 dni (Rycina 2B, romby). W przypadku 5 s ekspozycji na HIFU przy tym samym natężeniu, CMAPs spadły do 65,4% (9,5%) poziomu wyjściowego w 4 min i powróciły do...

Ta praca przedstawia metodologię stosowania ultradźwięków o wysokiej intensywności do blokowania potencjałów czynnościowych cukrzycowych nerwów neuropatycznych.

Narzędzie ultradźwiękowe do blokowania przewodnictwa nerwowego w modelach szczurów z cukrzycą

Nerve conduction block with a high intensity-focused ultrasound (HIFU) transducer has been performed in normal and diabetic animal models recently. HIFU ...

Ogólnym celem tej techniki ultradźwiękowej jest przeprowadzenie tymczasowej blokady przewodnictwa nerwów obwodowych z wykorzystaniem termicznego efektu ultradźwięków. Metoda ta może pomóc w znalezieniu odpowiedzi na kluczowe pytania w dziedzinie leczenia bólu, takie jak analgezja w neuropatii cukrzycowej nerwów obwodowych. Główną zaletą tej techniki jest fakt, że ekspozycja na ultradźwięki w obrębie docelowego nerwu jest zlokalizowana i powtarzalna.Zastosowanie tej techniki zmierza ku leczeniu przeciwbólowemu neuropatycznego bólu u ludzi, ponieważ terapia ultradźwiękami jest procesem długotrwałym i bardzo bezpiecznym. Procedurę zademonstrują Cheng Jung-Sung i Tan Joo-Shin wraz z asystentami badawczymi z laboratorium. Po doprowadzeniu samców szczurów Sprague-Dawley (SD) do stanu głodówki i przygotowaniu roztworu STZ zgodnie z protokołem tekstowym, należy użyć igły o rozmiarze 26 lub 28 G, aby pobrać roztwór STZ w stężeniu 50 mg/kg do jednofamililitrowej strzykawki insulinowej lub tuberkulinowej.Użyj gazika nasączonego etanolem, aby oczyścić miejsce wstrzyknięcia u szczurów, a następnie wstrzyknij roztwór STZ do jamy brzusznej zwierzęcia. Po 72 godzinach od wstrzyknięcia zmierz stężenie glukozy w osoczu na czczo u wszystkich wstrzykniętych szczurów, używając lancetu do nakłucia końcówki ogona w celu pobrania małej kropli krwi. Umieść kroplę krwi na pasku testowym do pomiaru glukozy i włóż go do glukometru, a następnie zapisz poziomy glukozy w osoczu na czczo.Aby przyzwyczaić szczura z indukowaną przez STZ cukrzycą, należy przenieść go do klatki z metalową siatką o oczkach o średnicy jednego centymetra na 30 minut. Następnie, w celu oceny odruchu wycofania tylnej łapy, należy użyć elektronicznego probe'a Von Frey'a ze sztywną końcówką, aby ręcznie przyłożyć nacisk do powierzchni podeszwowej tylnej łapy szczura i stopniowo zwiększać nacisk, aż do wystąpienia odruchu wycofania łapy. Należy zapisać wartość nacisku i odczekać 30 sekund przed ponownym wykonaniem pomiaru.Pięć tygodni po iniekcji STZ, po znieczuleniu szczurów i wykonaniu testu uszczypnięcia spodu stopy zgodnie z protokołem tekstowym, należy użyć strzyżarki elektrycznej, aby usunąć sierść z uda i dolnej części grzbietu. Należy nanieść jod w płynie na skórę w miejscu operacyjnym, a następnie przetrzeć to miejsce gazikiem nasączonym alkoholem, aby usunąć jod.Za pomocą sterylnego skalpela należy wykonać nacięcie skóry na grzbiecie uda. Używając nożyczek chirurgicznych, należy rozsunąć tkankę pod skórą, a następnie za pomocą haczyków skórnych unieruchomić skórę. Nożyczkami należy ostrożnie rozdzielić mięśnie równolegle do kości udowej, aż do momentu, gdy widoczne staną się wtopione w mięśnie włókna nerwu kulszowego w połowie uda.Za pomocą szklanego haczyka ostrożnie oddziel nerw kulszowy w połowie uda od otaczającej go tkanki łącznej i mięśni. Następnie, aby umieścić nerw kulszowy w strefie ogniskowej wysokoenergetycznego ultradźwięku skupionego (HIFU), używając specjalnie wykonanego uchwytu do nerwów, za pomocą szklanego haczyka ostrożnie unieś nerw i umieść go w szczelinie pierwszego elementu urządzenia. Następnie przykręć drugi element do pierwszego elementu.Następnie należy użyć roztworu Ringera do wypełnienia centralnej studni komponentu pierwszego w celu zapewnienia propagacji ultradźwięków i zachowania nerwu. Przykręć komponent trzeci do stożka obudowy HIFU. Następnie, poprzez cztery ramiona komponentu drugiego, połącz komponent trzeci z komponentem drugim.Po wprowadzeniu jednej pary igieł akupunkturowych do miejsca początku nerwu kulszowego oraz drugiej pary do mięśnia brzuchatego łydki, należy połączyć każdą parę igieł z systemem akwizycji elektrofizjologicznej za pomocą współosiowego kabla elektrycznego. Częstotliwość próbkowania oraz pasmo przenoszenia systemu akwizycji elektrofizjologicznej należy ustawić odpowiednio na 50 kilohertz oraz od 70 hertz do trzech kilohertz. Następnie, w miejscu początku nerwu kulszowego, należy przyłożyć do elektrod stymulujących bodziec nadmaksymalny o szerokości impulsu 0,1 milliseconds.W systemie akwizycji elektrofizjologicznej należy zarejestrować złożone potencjały czynnościowe mięśni (CMAPs) z elektrod rejestrujących, a następnie wzmocnić sygnały CMAPs za pomocą wbudowanego wzmacniacza. Aby wykorzystać komercyjny przetwornik HIFU o częstotliwości 2,68 MHz do tłumienia CMAPs u szczurów z neuropatią cukrzycową, należy zanurzyć stożek sferyczny, przetwornik HIFU oraz pokrywę stożka w zbiorniku wypełnionym odgazowaną wodą. Przetwornik HIFU należy umieścić w stożku sferycznym, a następnie za pomocą sześciu śrub imbusowych przymocować pokrywę stożka do górnego otworu stożka sferycznego.Po naturalnym wydostaniu się pęcherzyków powietrza z stożka sferycznego, co wynika z ich niskiej gęstości w stosunku do wody, należy użyć przezroczystej taśmy o grubości 0,03 mm, aby uszczelnić otwór przedni stożka. Następnie należy przykręcić element trzy do stożka sferycznego i wyjąć przetwornik HIFU wraz ze stożkiem sferycznym i elementem trzy z kąpieli w odgazowanej wodzie. Należy ostrożnie wprowadzić element jeden w przestrzeń między nerwem a mięśniem i umieścić nerw w szczelinie elementu jeden.Aby upewnić się, że nerw znajduje się w ognisku HIFU, zgodnie z wcześniejszą demonstracją, przykręć element drugi do elementu pierwszego. Po przykręceniu elementu trzeciego do stożka obudowy HIFU, przez cztery nóżki elementu drugiego, połącz element trzeci z elementem drugim i użyj roztworu Ringera do wypełnienia centralnej studni elementu pierwszego w celu zapewnienia propagacji ultradźwięków i ochrony nerwu. Podłącz generator funkcji i wzmacniacz mocy radiowej.Podłącz wzmacniacz mocy do przetwornika HIFU w celu wygenerowania wiązki HIFU. Następnie ręcznie ustaw napięcie wyjściowe generatora funkcji dostarczane do przetwornika HIFU poprzez wzmacniacz mocy i ustaw minutnik w celu pomiaru czasu ekspozycji na HIFU. Po upływie czasu ekspozycji na HIFU ręcznie wyłącz generator funkcji.Jednocześnie podaj bodziec za pomocą systemu akwizycji elektrofizjologicznej oraz wiązkę HIFU za pomocą systemu HIFU na nerw kulszowy, rejestrując jednocześnie CMAP. Stopniowo zwiększaj czas ekspozycji na HIFU na nerwie kulszowym z trzech sekund, przez pięć sekund, aż do ośmiu sekund, dopóki nie zostanie zaobserwowany spadek lub zahamowanie amplitudy CMAP. Rejestruj CMAP raz na sekundę podczas podawania wiązki HIFU.Po zaobserwowaniu zmiany amplitudy CMAP-ów, wyłącz system HIFU i ręcznie kliknij ikonę Record w oprogramowaniu do akwizycji elektrofizjologicznej, aby rejestrować CMAP-y przez dwie godziny. Po usunięciu elementów stabilizatora nerwu, zaszyciu miejsca operacyjnego u szczura z cukrzycą i pozostawieniu zwierząt do regeneracji, w siódmym, 14. i 28. dniu po początkowej sonikacji HIFU, wprowadź elektrody stymulujące i rejestrujące u znieczulonych szczurów z neuropatią cukrzycową w taki sam sposób jak wcześniej i zarejestruj dodatkowe CMAP-y, zgodnie z wcześniejszą demonstracją w tym filmie. Badanie in vivo przedstawione w tym filmie wykazało, że przy dawce wysokofokusowanego ultradźwięku (HIFU) wynoszącej trzy sekundy sonikacji przy intensywności 2810 W/cm², CMAP-y zostały stłumione o 20% w stosunku do wartości bazowej, lecz całkowicie powróciły do normy po 30 minutach.W przypadku pięciosekundowej ekspozycji na HIFU przy tej samej intensywności, CMAP spadły do 65,4% wartości bazowej po czterech minutach i powróciły do 73,7% wartości bazowej po 120 minutach. CMAP nie powróciły do poziomów bazowych aż do 14. dnia. Gdy czas sonikacji HIFU zwiększono do 8 sekund przy tej samej intensywności, CMAP zostały zredukowane do 26% wartości bazowej po czterech minutach, wzrosły do 38% wartości bazowej po 120 minutach i stopniowo wzrastały do 74% wartości bazowej do 28. dnia.Po opanowaniu tej techniki, przy prawidłowym wykonaniu, procedura może zająć jedną godzinę. Podczas przeprowadzania tej czynności należy pamiętać o bardzo ostrożnym obchodzeniu się z nerwem. Po wykonaniu tej procedury można zastosować inne metody, takie jak detekcja brand easy, w celu udzielenia odpowiedzi na dodatkowe pytania, na przykład dotyczące interakcji czuciowych obwodowych.Po opracowaniu technika ta otworzyła przed badaczami w dziedzinie leczenia bólu drogę do zbadania nowej modalności energetycznej w łagodzeniu bólu w neuropatii obwodowej. Po obejrzeniu tego filmu powinni Państwo mieć dobrą wiedzę na temat tego, jak za pomocą ultradźwięków wykreślić przewodnictwo nerwów w neuropatii cukrzycowej w modelu szczura. Należy pamiętać, że praca z wzmacniaczem mocy może być niezwykle niebezpieczna i podczas wykonywania tej procedury należy zawsze przestrzegać środków ostrożności, takich jak noszenie izolujących rękawic ochronnych.

an-ultrasonic-tool-for-nerve-conduction-block-in-diabetic-rat-models

Research

JoVE Journal

Bioengineering

Bioinżynieria

W niniejszym opracowaniu opisujemy szybką, niezawodną i prostą procedurę określania najniższej temperatury, przy której szczury lub myszy wykazują zachowania nocyfencyjne, t. j. na próg termicznej nocycepcji (TNT). Metoda ta wykorzystuje powoli zwiększający się bodziec termiczny, co pozwala na precyzyjną i powtarzalną ocenę TNT przy minimalnym lub żadnym stresie dla zwierząt.

Szybkie oznaczanie progu termicznej nocycepcji u szczurów z cukrzycą

Źródło: Lee, Y. F., et al. Ultradźwiękowe narzędzie do blokowania przewodnictwa nerwowego w modelach szczurów z cukrzycą. J. Vis. Exp. (2017)Ten film demonstruje zastosowanie skoncentrowanych ultradźwięków o wysokiej intensywności (HIFU) do blokowania potencjałów czynnościowych od nerwu kulszowego do mięśnia brzuchatego łydki w modelu szczura z cukrzycą. Po dostarczeniu wiązki HIFU do nerwu, spadek sygnału mięśniowego potwierdza potencjał HIFU jako nieinwazyjnej terapii łagodzącej ból w...

Zogniskowane ultradźwięki o wysokiej intensywności do blokowania potencjałów czynnościowych nerwów w modelu szczura z cukrzycą 

Pomiary właściwości przewodnictwa nerwowego in vivo są przykładem potężnego narzędzia do charakteryzowania różnych zwierzęcych modeli chorób nerwowo-mięśniowych. Tutaj przedstawiamy łatwy i niezawodny protokół, za pomocą którego można przeprowadzić analizę elektrofizjologiczną nerwów kulszowych znieczulonych myszy.

In vivo (in vivo) Pomiary elektrofizjologiczne nerwów kulszowych myszy

Techniki pobudliwości aksonalnej dostarczają potężnego narzędzia do badania patofizjologii i zmian biofizycznych, które poprzedzają nieodwracalne zdarzenia zwyrodnieniowe. Manuskrypt ten demonstruje zastosowanie tych technik na nerwie łokciowym znieczulonych szczurów.

In vivo (in vivo)Pomiar elektrofizjologiczny nerwu łokciowego szczura z badaniem pobudliwości aksonalnej

To badanie ustanawia eksperymentalny model czystej neuropatii małych włókien z resiniferatoksyną (RTX). Unikalna dawka RTX (50 μg/kg) jest optymalna do opracowania modelu neuropatii małowłóknistych, który naśladuje charakterystykę pacjenta i może pomóc w zbadaniu nocyceptywnego znaczenia molekularnego leżącego u podstaw bólu neuropatycznego.

Ustalenie mysiego modelu czystej neuropatii drobnowłóknistej z ultrasilnym agonistą przejściowego potencjału receptora waniloidowego typu 1

Zapis jednowłóknisty to skuteczna technika elektrofizjologiczna, która ma zastosowanie do ośrodkowego i obwodowego układu nerwowego. Wraz z przygotowaniem nienaruszonego DRG z przyczepionym nerwem kulszowym badany jest mechanizm niewydolności przewodzenia. Oba protokoły poprawiają zrozumienie związku obwodowego układu nerwowego z bólem.

Zastosowanie zapisu pojedynczego włókna in vivo i nienaruszonego zwoju korzenia grzbietowego z przyczepionym nerwem kulszowym w celu zbadania mechanizmu uszkodzenia przewodzenia

Ten protokół opisuje przygotowanie całej tkanki nerwowej rwy kulszowej szczura do elektrofizjologicznej stymulacji ex vivo i zapis w regulowanej środowiskowo, dwukomorowej, perfundowanej kąpieli solankowej.

Przygotowanie nerwu kulszowego szczura do neurofizjologii ex vivo

Przedstawiamy protokół użycia podskórnego igłowania Fu w modelu przewlekłego uszkodzenia zwężonego w celu wywołania bólu nerwu kulszowego u szczurów.

Skuteczność podskórnego igłowania Fu w bólu nerwu kulszowego: zmiany behawioralne i elektrofizjologiczne w modelu szczura z przewlekłym zwężeniem

Przedstawiamy tutaj metodę oceny aktywacji i blokady aksonów czuciowych w nerwach obwodowych w ostrych, znieczulonych, in vivo eksperymentach na szczurach z użyciem dwóch typów elektrofizjologicznych pomiarów rdzenia, które pozwalają rozróżnić aktywność podtypów włókien nerwowych: lokalnych potencjałów pola oraz zapisów pojedynczego neuronu o szerokim zakresie dynamicznym.

Metody elektrofizjologiczne oceny blokady bólu obwodowego u znieczulonego szczura

Protokół ten przedstawia powtarzalny model szczura wykorzystujący nerwy czuciowe do naśladowania bólu neuromimy u człowieka oraz oceny zabiegów chirurgicznych, oferując cenne narzędzie do badań nad neuromią translacyjną.

Nowy chirurgiczny model gryzonia do badania opcji leczenia bólu nerwiaka z wykorzystaniem ukierunkowanej renerwacji mięśni przez nerw odpiszczelowy

Poznaj metodę blokowania przewodnictwa nerwowego za pomocą ultradźwięków wysokiej intensywności u szczurów z cukrzycą. Technika ta oferuje lokalizowane i powtarzalne podejście do leczenia neuropatii cukrzycowej.

Narzędzie ultradźwiękowe do blokowania przewodnictwa nerwowego w modelach szczurów z cukrzycą

Przeglądaj więcej filmów