Name: Wprowadzenie siatki przezpochwowej w modelu owczym (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2017-07-27T12:30:00.000+00:00
Duration: 10 min 32 s
Description: Poznaj technikę wprowadzania siatki przezpochwowej w modelu owczym z pojedynczym nacięciem pochwowym. Ta metoda umożliwia badanie chirurgicznych leczeń wypadania narządów miednicy.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Dziękujemy Ivanowi Laermansowi, Rosicie Kinart, Ann Lissens (Centrum Technologii Chirurgicznych, KU Leuven, Leuven, Belgia). Jo Verbinnen i Kristof Reyniers (Vesalius Institute of Anatomy, Faculty of Medicine, KU Leuven, Leuven, Belgia) zapewnili wsparcie techniczne podczas eksperymentu. Dziękujemy Leen Mortier za pomoc w zarządzaniu danymi i manuskryptami. Dziękujemy firmie FEG Textiltechniken za wyprodukowanie prototypowych siatek, ich sterylizację i bezwarunkowe przekazanie do badań.

Zgoda etyczna na przeprowadzenie tego eksperymentu została uzyskana z Komisji Etyki ds. Eksperymentów na Zwierzętach Uniwersytetu KU Leuven (P065/2013). Zwierzęta były traktowane zgodnie z aktualnymi krajowymi wytycznymi dotyczącymi dobrostanu zwierząt.
1. Materiały i zwierzę doświadczalne
<ol>
	<li>Przygotowanie do operacji
	<ol>
		<li>W sali operacyjnej przykryć stół sterylną obrusą i przygotować jeden sterylny trokar zakrzywiony (Rysunek 1, panel A), sterylne narzędzia chirurgiczne, nici chirurgiczne oraz sterylną gazę. Cały zabieg chirurgiczny należy przeprowadzić w warunkach sterylnych, jeśli eksperyment obejmuje obserwację pooperacyjną. Umieścić wszystkie narzędzia na stole, aby były gotowe do użycia podczas operacji.</li>
		<li>Wyjąć sterylny implant prostokątny i/lub implant z ramionami kotwiczącymi z opakowania sterylnego i położyć je na stole przykrytym sterylną obrusą (Rysunek 1B, C oraz D).</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
<img alt="Schemat urządzenia naczyniowego, drut prowadzący, ramiona, komponenty czaszkowe, ogonowe, skala 2 cm." src="/files/ftp_upload/55706/55706fig1.jpg" data-altupdatedat="1788250015000" data-alt="Rysunek 1"> 
Rysunek 1: Trokar i implanty. (A) Schemat trokara. (B) implant w kształcie litery H z polifluorku winylidenu (PVDF) wraz ze szczegółowym widokiem części centralnej (panel C). Jego kształt został zainspirowany czteroramiennymi siatkami stosowanymi obecnie w transvaginalnej korekcji wypadania narządów. Prostokątny korpus (30 x 40 mm2) jest bocznie przedłużone przez cztery wyciągnięte ramiona (150 x 10 mm2). Wymiary ramion zostały zaprojektowane tak, aby były wystarczająco długie do przebicia odpowiednich struktur zawiesin, na podstawie wcześniejszych badań anatomicznych17. (D) Prostokątny implant (30 x 40 mm2). Oba implanty zostały wykonane z polifluororku winylidenu; charakterystyka i właściwości tkaniny znajdują się w Tabela 1.
<ol start="2">
	<li>Zwierzę doświadczalne (owca, 45-60 kg)
	<ol>
		<li>Na 30 min przed zabiegiem chirurgicznym podać domięśniowo (i.m.) premedykację: 1 mL siarczanu atropiny w stężeniu 15 mg/mL oraz 1 mL/50 kg ksylazyny HCl.</li>
		<li>Po 30 min upewnić się, że premedykacja wywoła u owcy letarg i senność.</li>
		<li>Wprowadzić cewnik dożylny do żyły szyjnej i podać 0,075 mL/kg ketaminy 10 mg/mL HCl. Głębokość znieczulenia potwierdzić poprzez obserwację braku reakcji na bodźce bólowe.</li>
		<li>Przenieść zwierzę na stół operacyjny i zabezpieczyć drogi oddechowe poprzez intubację. Utrzymać znieczulenie przy użyciu 2,5% izofluranu w przepływie tlenu 5 L/min.</li>
		<li>Pozostawić cewnik dożylny w żyle szyjnej i podawać 50 mL roztworu soli fizjologicznej z prędkością 150 mL/h.</li>
		<li>Podać domięśniowo (i.m.) antybiotyki profilaktyczne (amoksycylina z kwasem klawulanowym, 7 mg/kg) oraz leki przeciwbólowe pooperacyjne (buprenorfina i chlorokrezol, 1 mL) lub ich odpowiedniki zgodnie z lokalnymi protokołami.</li>
		<li>Ułożyć zwierzę w pozycji litotomicznej na brzegu stołu operacyjnego i unieruchomić kończyny w maksymalnym zgięciu bioder za pomocą sznurów (Rysunek 2, panel A).</li>
		<li>Ręcznie opróżnić pęcherz i odbytnicę poprzez ucisk przezpochwowy.</li>
		<li>Ogolić krocze, wewnętrzną stronę uda oraz fałdy ogona, a następnie zdezynfekować povidonem jodowym 7,5% (Rysunek 2, panel B i C).</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
<img alt="Etapy procedury chirurgicznej na świni, ilustrujące techniki nacinania i szycia w warunkach weterynaryjnych." src="/files/ftp_upload/55706/55706fig2.jpg" data-altupdatedat="1788250015000" data-alt="Rysunek 2"> 
Rycina 2: Operacja zwierząt. (A) Owca ułożona w pozycji na plecach, z biodrami w maksymalnym zgięciu uzyskanym poprzez unieruchomienie kończyn dolnych. (BZewnętrzne punkty wejścia dla trokarów znajdują się po stronie brzusznej (pusta strzałka) oraz grzbietowo na bocznych fałdach ogona (pełna strzałka).C) Położenie brzusznych punktów wpięcia; przerywana linia w środku reprezentuje płaszczyznę pośrodkową zwierzęcia. (D) Preparowana przegroda prostniczo-pochwowa. (E) Wprowadzenie trokara brzusznego przez mięśnie po stronie przyśrodkowej uda, otwór zasadkowy oraz przestrzeń przypochwową. Trajektoria wprowadzenia trokara jest kontrolowana palcem. (F i GPo umieszczeniu trokara wprowadzana jest taśma druciana (otwarta strzałka), do której mocowane jest ramię siatki dopochwowej.H) Końcowa pozycja ramion brzusznych (pełne strzałki) i grzbietowych (pusta strzałka). (ICzęść środkowa jest umieszczana bez napięcia pomiędzy ścianą pochwy a powięzią odbytnicy.
<ol start="10" style="margin-left: 40px;">
	<li>Przygotuj personel do zabiegu w warunkach sterylnych. Załóż czepka chirurgicznego i maseczkę, wykonaj chirurgiczne mycie rąk, a następnie załóż fartuch chirurgiczny i sterylne rękawiczki.</li>
	<li>Przykryj zwierzę sterylnym obłożeniem i wykonaj otwór nad szczeliną genitalną.</li>
</ol>
2. Procedura chirurgiczna
<ol>
	<li>Przygotowanie przegrody prostokleszczowej
	<ol>
		<li>Chwyć tylną ścianę pochwy, 3 cm powyżej pierścienia błony dziewiczej, używając kleszczy Allisa.</li>
		<li>Należy przygotować strzykawkę wypełnioną 10 ml soli fizjologicznej i wyposażoną w igłę 2 G. Należy wprowadzić ją przez nabłonek pochwy (na głębokość około 3–4 mm) w linię środkową przegrody prostniczo-pochwowej, 1,5 cm kranialnie w stosunku do pierścienia błony dziewiczej.</li>
		<li>Wykonaj „akwadisekcję” poprzez wstrzyknięcie soli fizjologicznej w przegrodę odbytniczo-pochwową11.</li>
		<li>Wykonaj skalpelem cięcie pośrodkowe o długości 3 cm w nabłonku pochwy, zaczynając od miejsca położonego za kleszczykami Allisa (krok 2.1.1) i kończąc na obrączce błony dziewiczej. Przez to cięcie wejdź w przestrzeń odbywniczo-pochwą.</li>
		<li>Umieść retraktor samopodtrzymujący (patrz na the Tabela materiałów) nad kroczem, a następnie umieść cztery ostre haki retrakcyjne w nacięciu pochwy, aby utrzymać je w otwarciu.</li>
		<li>Palcem wykonaj tępe rozczepienie powięzi odbytniczo-pochwowej od ściany pochwy bocznie w kierunku bocznych ścian miednicy oraz kranialnie aż do części dealershipsowej sklepienia pochwy. Stwórz odpowiednią przestrzeń dla elementu o wymiarach 30 x 40 mm2 środkowa część siatki (Rysunek 2, panel D).</li>
		<li>W razie potrzeby należy przeprowadzić hemostazę za pomocą kleszczyków hemostatycznych lub krzyżowego podwiązania naczynia. 
		UWAGA: Małe krwawienia można opanować za pomocą kleszczyków hemostatycznych. Powoduje to zmiażdżenie naczynia i inicjuje naturalną kaskadę krzepnięcia. W przypadku silniejszego krwawienia należy chwycić krwawiące naczynie kleszczykami i założyć podwiązanie krzyżowe, zabezpieczając je węzłem kwadratowym. W tym momencie można wprowadzić implant prostokątny (krok 2.2) lub kontynuować preparację, aby wprowadzić implant z ramionami kotwiczącymi (krok 2.3).</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Wprowadzenie płaskiej siatki
	<ol>
		<li>Wprowadź rozieracz pochwowy do nacięcia pochwy, aby uzyskać lepszą widoczność kranialnej części obszaru preparacji.</li>
		<li>Przyszyj lewy i prawy górny róg implantu, stosując prosty szew przerywany 3/0 z polipropylenu, po lewej i prawej stronie najbardziej kranialnego odcinka wypreparowanej przestrzeni prostniczo-pochwowej. Odetnij pozostałości materiału szewnego. Prowadź szew z dala od światła pochwy (t. j. nie przebić ścian owny pochwy). 
		UWAGA: Implant jest zawsze przyszywany do tkanki łącznej tworzącej przegrodę prostniczo-pochwową. Ściana pochwy nie zostaje przebita, jeżeli materiał szewny nie jest widoczny w pochwie.</li>
		<li>Wykonaj dodatkowy pojedynczy szew przerywany w połowie długości bocznej krawędzi implantu od strony głowowej.</li>
		<li>Przyszyj boki implantu w połowie ich długości do otaczającej tkanki łącznej, stosując proste szwy przerywane z polipropylenu 3/0. Implant powinien pozostać jak najpłaską strukturą i być wolny od napięć.</li>
		<li>Zaszyj lewy i prawy kąt ogonowy prostymi szwami przerywanymi z polipropylenu 3/0 po lewej i prawej stronie najbardziej kudalnego odcinka przestrzeni rectum-pochwa.</li>
		<li>Wykonaj jeden dodatkowy prosty szew przerywany w połowie długości tylnej części implantu.</li>
		<li>Zamknij nacięcia pochwy, stosując szew ciągły z nici poliglaktynowej 3/0.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Wprowadzenie i zakotwiczenie implantu z ramionami (technika z prowadzeniem trokarowym).
	<ol>
		<li>Kontynuuj preparację przestrzeni prostniczo-pochwowej utworzonej w kroku 2.1 w kierunku kranio-brzusznym, aby dotrzeć do przyśrodkowej krawędzi otworu obturatora, który można łatwo wyczuć palpacyjnie.</li>
		<li>Wykonaj preparację przestrzeni w kierunku kaudalno-bocznym, aby dotrzeć do części kaudalnej więzadła krzyżowo-guzowego oraz położonego kaudalnie mięśnia koksygealnego.</li>
		<li>Za pomocą skalpela z ostrzem nr 24 wykonaj cztery nacięcia o szerokości 1 cm po stronie sromowej, przecinając skórę oraz powierzchowną powięź mięśniową (Rysunek 2, panel B i C).</li>
		<li>Wykonaj dwa nacięcia „brzuszne” na przyśrodkowej stronie uda, około 4 cm proksymalnie od krawędzi guzowej łuku kulszowego (t.j., dolna krawędź spojenia łonowego) oraz 3 cm bocznie od linii środkowej (Rycina 2, panel C).</li>
		<li>Wykonaj dwa nacięcia „grzbietowe” na poziomie przyczepu fałdów ogonowych, 2 cm przyśrodkowo od guzka kulszowego (tuber ischiadicum), który można łatwo wyczuć palpacyjnie (Rysunek 2, panel B).</li>
		<li>Wprowadź zakrzywiony trokar przez jedno z nacięć brzusznych (Rysunek 2, panel E).</li>
		<li>Przerowadzić trokar przez mięsień przywodziciel wielki, mięsień obturatora zewnętrznego oraz przyśrodkową część otworu obturacyjnego.</li>
		<li>Kontroluj posuwanie trokara za pomocą palca wprowadzonego przez nacięcie pochwy. Poprowadź jego końcówkę do łuku ścięgnistego mięśnia dźwigacza odbytnicy (Rycina 2, panel E).</li>
		<li>odsłoń drut prowadzący w nacięciu ściany pochwy i nawlecz go na odpowiadające mu ramie siatki po stronie kranialnej z tej samej strony (Rysunek 2, panel F).</li>
		<li>Przeciągnij trokar z załadowanym ramieniem z siatką przez powyższe struktury. Zachowaj ramię bez napięcia.</li>
		<li>Powtórz ten proces w odniesieniu do drugiego ramienia czaszkowego poprzez cięcie brzuszne po przeciwnej stronie zwierzęcia.</li>
		<li>Przez jedno z nacięć grzbietowych wprowadź trokar przez mięsień koksycealny (mięsień guzika ogonowego), tuż za więzadłem krzyżowo-guzowym (Rysunek 2, panel G).</li>
		<li>Wyprowadź drut prowadzący przez nacięcie pochwowe, uchwyć ramię grzbietowe siatki i wyciągnij je na zewnątrz. Zachowaj brak napięcia ramienia i powtórz procedurę po drugiej stronie.</li>
		<li>Skoryguj położenie siatki, rozprostowując ją i napinając ramiona, dbając jednocześnie o to, aby siatka pozostała rozluźniona (Rysunek 2, panel I; Rycina 3).</li>
		<li>Przymocuj korpus siatki za pomocą prostego szwu przerywanego z polipropylenu 3/0 w połowie jej brzegu szyjnego, mocując ją do otaczającej tkanki łącznej.</li>
		<li>Odciąć kończyny górne na poziomie skóry i zamknąć wszystkie nacięcia skóry prostymi szwami przerywanymi 3/0 z polyglecaprone (Rysunek 2, panel H).</li>
		<li>Zamknij nacięcie pochwy, stosując szew ciągły z nici polyglecaprone 3/0.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
<img alt="Schemat anatomii miednicy; przedstawia ramiona kranialne, otwór obturatora, kość udową, ramiona kaudalne." src="/files/ftp_upload/55706/55706fig3.jpg" data-altupdatedat="1788250015000" data-alt="Rysunek 3"> 
Rysunek 3: Schematyczny rysunek miednicy owczej, z ramionami kranialnymi przechodzącymi przez otwór obturatora i ramionami kaudalnymi przechodzącymi przez fałdy ogona. Szerokie więzadło krzyżowo-guzowe zaznaczono kolorem niebieskim. Mniejszy panel ilustruje ułożenie ramion u zwierzęcia w pozycji leżącej, bezpośrednio przed skróceniem nadmiaru materiału. Panel główny przedstawia tę samą sytuację, lecz po usunięciu skóry i mięśni.

<ol><li>Glazener, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Childbirth+and+prolapse%3A+Long-term+associations+with+the+symptoms+and+objective+measurement+of+pelvic+organ+prolapse%5BTitle%5D)+AND+%22BJOG+An+Int.+J.+Obstet.+Gynaecol%22%5BJournal%5D)">Childbirth and prolapse: Long-term associations with the symptoms and objective measurement of pelvic organ prolapse.</a> BJOG An Int. J. Obstet. Gynaecol. 120 (2), 161-168 (2013).</li>
<li>Jia, X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Efficacy+and+safety+of+using+mesh+or+grafts+in+surgery+for+anterior+and%2For+posterior+vaginal+wall+prolapse%3A+systematic+review+and+meta-analysis%5BTitle%5D)+AND+%22BJOG%22%5BJournal%5D)">Efficacy and safety of using mesh or grafts in surgery for anterior and/or posterior vaginal wall prolapse: systematic review and meta-analysis.</a> BJOG. 115 (11), 1350-1361 (2008).</li>
<li>Maher, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Transvaginal+mesh+or+grafts+compared+with+native+tissue+repair+for+vaginal+prolapse%5BTitle%5D)+AND+%22Review%22%5BJournal%5D)">Transvaginal mesh or grafts compared with native tissue repair for vaginal prolapse.</a> Review. 2 (2), 10-13 (2016).</li>
<li>Nieminen, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Outcomes+after+anterior+vaginal+wall+repair+with+mesh%3A+a+randomized%2C+controlled+trial+with+a+3+year+follow-up%5BTitle%5D)+AND+%22Am.+J.+Obstet.+Gynecol%22%5BJournal%5D)">Outcomes after anterior vaginal wall repair with mesh: a randomized, controlled trial with a 3 year follow-up.</a> Am. J. Obstet. Gynecol. 203 (3), e1-e8 (2010).</li>
<li>Abramowitch, S. D., Feola, A., Jallah, Z., Moalli, P. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Tissue+mechanics%2C+animal+models%2C+and+pelvic+organ+prolapse%3A+a+review%5BTitle%5D)+AND+%22Eur.+J.+Obstet.+Gynecol.+Reprod.+Biol%22%5BJournal%5D)">Tissue mechanics, animal models, and pelvic organ prolapse: a review.</a> Eur. J. Obstet. Gynecol. Reprod. Biol. 144, S146-S158 (2009).</li>
<li>Couri, B., Lenis, A., Borazjani, A., Paraiso, M. F. R., Damaser, M. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Animal+models+of+female+pelvic+organ+prolapse%3A+lessons+learned%5BTitle%5D)+AND+%22Expert+Rev.+Obs.+Gynecol%22%5BJournal%5D)">Animal models of female pelvic organ prolapse: lessons learned.</a> Expert Rev. Obs. Gynecol. 7 (3), 249-260 (2012).</li>
<li>Deprest, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+biology+behind+fascial+defects+and+the+use+of+implants+in+pelvic+organ+prolapse+repair%5BTitle%5D)+AND+%22Int.+Urogynecol.+J.+Pelvic+Floor+Dysfunct%22%5BJournal%5D)">The biology behind fascial defects and the use of implants in pelvic organ prolapse repair.</a> Int. Urogynecol. J. Pelvic Floor Dysfunct. 17, S16-S25 (2006).</li>
<li>Ozog, Y., Mazza, E., De Ridder, D., Deprest, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Biomechanical+effects+of+polyglecaprone+fibers+in+a+polypropylene+mesh+after+abdominal+and+rectovaginal+implantation+in+a+rabbit%5BTitle%5D)+AND+%22Int.+Urogynecol.+J%22%5BJournal%5D)">Biomechanical effects of polyglecaprone fibers in a polypropylene mesh after abdominal and rectovaginal implantation in a rabbit.</a> Int. Urogynecol. J. 23 (10), 1397-1402 (2012).</li>
<li>Manodoro, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Graft-related+complications+and+biaxial+tensiometry+following+experimental+vaginal+implantation+of+flat+mesh+of+variable+dimensions%5BTitle%5D)+AND+%22BJOG%22%5BJournal%5D)">Graft-related complications and biaxial tensiometry following experimental vaginal implantation of flat mesh of variable dimensions.</a> BJOG. 120 (2), 244-250 (2013).</li>
<li>Endo, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cross-linked+xenogenic+collagen+implantation+in+the+sheep+model+for+vaginal+surgery%5BTitle%5D)+AND+%22Gynecol.+Surg%22%5BJournal%5D)">Cross-linked xenogenic collagen implantation in the sheep model for vaginal surgery.</a> Gynecol. Surg. , 113-122 (2015).</li>
<li>Feola, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Host+reaction+to+vaginally+inserted+collagen+containing+polypropylene+implants+in+sheep%5BTitle%5D)+AND+%22Am.+J.+Obstet.+Gynecol%22%5BJournal%5D)">Host reaction to vaginally inserted collagen containing polypropylene implants in sheep.</a> Am. J. Obstet. Gynecol. 212 (4), e1-e474 (2015).</li>
<li>Barnhart, K. T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Baseline+dimensions+of+the+human+vagina%5BTitle%5D)+AND+%22Hum.+Reprod%22%5BJournal%5D)">Baseline dimensions of the human vagina.</a> Hum. Reprod. 21 (6), 1618-1622 (2006).</li>
<li>Tayrac, R., Alves, A., Thérin, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Collagen-coated+vs+noncoated+low-weight+polypropylene+meshes+in+a+sheep+model+for+vaginal+surgery.+A+pilot+study%5BTitle%5D)+AND+%22Int.+Urogynecol.+J.+Pelvic+Floor+Dysfunct%22%5BJournal%5D)">Collagen-coated vs noncoated low-weight polypropylene meshes in a sheep model for vaginal surgery. A pilot study.</a> Int. Urogynecol. J. Pelvic Floor Dysfunct. 18 (5), 513-520 (2007).</li>
<li>Sobiraj, A., Busse, G., I, H. B. O. S. E. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ivastigation+into+the+blood+plasma+profiles+progesterone+in+sheep+sufferingform+vaignal+inversion+and+prolapse%5BTitle%5D)+AND+%22Br.+Vet.+J%22%5BJournal%5D)">Ivastigation into the blood plasma profiles progesterone in sheep sufferingform vaignal inversion and prolapse.</a> Br. Vet. J. 142 (142), 218-223 (1986).</li>
<li>Reisenauer, C., Kirschniak, A., Drews, U., Wallwiener, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Anatomical+conditions+for+pelvic+floor+reconstruction+with+polypropylene+implant+and+its+application+for+the+treatment+of+vaginal+prolapse%5BTitle%5D)+AND+%22Eur.+J.+Obstet.+Gynecol.+Reprod.+Biol%22%5BJournal%5D)">Anatomical conditions for pelvic floor reconstruction with polypropylene implant and its application for the treatment of vaginal prolapse.</a> Eur. J. Obstet. Gynecol. Reprod. Biol. 131, 214-225 (2007).</li>
<li>Carey, M., Slack, M., Higgs, P., Wynn-Williams, M., Cornish, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Vaginal+surgery+for+pelvic+organ+prolapse+using+mesh+and+a+vaginal+support+device%5BTitle%5D)+AND+%22BJOG+An+Int.+J.+Obstet.+Gynaecol%22%5BJournal%5D)">Vaginal surgery for pelvic organ prolapse using mesh and a vaginal support device.</a> BJOG An Int. J. Obstet. Gynaecol. 115 (3), 391-397 (2008).</li>
<li>Urbankova, I., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparative+anatomy+of+the+ovine+and+female+pelvis%5BTitle%5D)+AND+%22Gynecol.+Obstet.+Invest%22%5BJournal%5D)">Comparative anatomy of the ovine and female pelvis.</a> Gynecol. Obstet. Invest. , in press (2016).</li>
<li>Maurer, M. M., Röhrnbauer, B., Feola, a, Deprest, J., Mazza, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mechanical+biocompatibility+of+prosthetic+meshes%3A+A+comprehensive+protocol+for+mechanical+characterization%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Mech.+Behav.+Biomed.+Mater%22%5BJournal%5D)">Mechanical biocompatibility of prosthetic meshes: A comprehensive protocol for mechanical characterization.</a> J. Mech. Behav. Biomed. Mater. 40, 42-58 (2014).</li>
<li>Leval, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Novel+Surgical+Technique+for+the+Treatment+of+Female+Stress+Urinary+Incontinence%5BTitle%5D)+AND+%22Transobturator+Vaginal+Tape+Inside-Out.+Eur.+Urol%22%5BJournal%5D)">Novel Surgical Technique for the Treatment of Female Stress Urinary Incontinence.</a> Transobturator Vaginal Tape Inside-Out. Eur. Urol. 44 (6), 724-730 (2003).</li>
<li>Reisenauer, C., Kirschniak, A., Drews, U., Wallwiener, D. Transobturator vaginal tape inside-out. Eur. J. Obstet. Gynecol. Reprod. Biol. 127 (1), 123-129 (2006).</li>
<li>Bafghi, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Bowel+perforation+as+late+complication+of+tension-free+vaginal+tape%5BTitle%5D)+AND+%22J+Gynecol+Obs.+Biol+Reprod%22%5BJournal%5D)">Bowel perforation as late complication of tension-free vaginal tape.</a> J Gynecol Obs. Biol Reprod. 34 (6), 606-607 (2005).</li>
<li>Hinoul, P., Vanormelingen, L., Roovers, J. P., de Jonge, E., Smajda, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Anatomical+variability+in+the+trajectory+of+the+inside-out+transobturator+vaginal+tape+technique+%28TVT-O%29%5BTitle%5D)+AND+%22Int.+Urogynecol.+J.+Pelvic+Floor+Dysfunct%22%5BJournal%5D)">Anatomical variability in the trajectory of the inside-out transobturator vaginal tape technique (TVT-O).</a> Int. Urogynecol. J. Pelvic Floor Dysfunct. 18 (10), 1201-1206 (2007).</li>
<li>Schaller, O., et al. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aSchaller%2C+O+%22Illustrated+Veterinary+Anatomical+Nomenclature%22">Illustrated Veterinary Anatomical Nomenclature</a>. , Verlag Enke. Stuttgart, Germany. (2007).</li>
<li><a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Serious+Complications+Associated+with+Transvaginal+Placement+of+Surgical+Mesh+for+Pelvic+Organ+Prolapse%5BTitle%5D)+AND+%22FDA+Safety+Communication%22%5BJournal%5D)">Serious Complications Associated with Transvaginal Placement of Surgical Mesh for Pelvic Organ Prolapse.</a> FDA Safety Communication. , Available from: 
 <a target="_blank" href="http://www.fda.gov/MedicalDevices/Safety/AlertsandNotices/PublicHealthNotifications/ucm061976.htm">http://www.fda.gov/MedicalDevices/Safety/AlertsandNotices/PublicHealthNotifications/ucm061976.htm</a> (2016).</li>
<li>Reinier, M., Groep, G. Final Opinion on the use of meshes in urogynecological surgery. SCENIHR- European Commission. , (2016).</li>
</ol>

Ten program badawczy dotyczący modelu owczego był wspierany przez bezwarunkowy grant od Medri i Blasingame, Burch, Garrard i Ashley (Atlanta GA, USA). Realizacja umów odbywa się za pośrednictwem biura transferowego Leuven Research and Development. Sponsorzy nie ingerowali w planowanie, realizację ani raportowanie tego eksperymentu, ani nie są właścicielami wyników. NS i LH są beneficjentami grantu Komisji Europejskiej w ramach 7PR (projekt Bip-Upy; NMP3-LA-2012-310389). AF otrzymało wsparcie z grantu Komisji Europejskiej w ramach programu partnerstwa przemysłowo-akademickiego (251356).

W tym miejscu opisujemy eksperymentalną procedurę u owiec, mającą na celu naśladowanie rozwarstwienia pochwy i przezpochwowego wprowadzenia siatki implantu z ramionami kotwiącymi lub bez. Kolejne kroki i instrumenty zostały zainspirowane zabiegami chirurgicznymi wykonanymi w przypadku POP i wysiłkowego nietrzymania moczu 15,16,19,20. Po wstępnych sekcjach anatomicznych nadal występowały pewne p...

Wypadanie narządów miednicy jest klinicznie diagnozowane u połowy kobiet, które miały co najmniej jeden poród drogą pochwową, ale subiektywnie przeszkadza to połowie kobiet ogółem1. Podstawą terapii jest rekonstrukcja chirurgiczna przy użyciu natywnych tkanek lub materiałów implantologicznych, ale każda z tych metod ma swoje ograniczenia, w tym nawrót lub miejscowe powikłania2,3,4. Idealny implant nie został jeszcze zidentyfikowany; W związku z tym istnieje ciągłe zapotrzebowanie na innowacje produktowe i opracowanie odpowiedniej linii badań przedklinicznych przed wprowadzeniem nowych produktów i technik na rynek. Jednym z kroków w tej ścieżce jest ocena eksperymentalna na odpowiednich modelach zwierzęcych5,6. Idealnie byłoby, gdyby naśladowały środowisko anatomiczne, biomechaniczne i biologiczne. Jeśli chodzi o eksperymentalną ocenę nowych implantów, są one zazwyczaj najpierw testowane na mniejszych modelach, albo pod kątem biokompatybilności, albo pod kątem rekonstrukcji wad powłoki brzusznej. Tego typu eksperymenty zostały skrytykowane, ponieważ implanty nie są wprowadzane w obszar zainteresowania (tj. pochwę)7. Modele chirurgii pochwy są rzadsze, zwłaszcza gdy celem eksperymentu jest udokumentowanie biomechanicznych cech eksplantatów. Z tego powodu nastąpiło przejście od królików do owiec8. Dorosłe owce to duże modele zwierząt z rozsądną i dostępną pochwą. Mogą być one wykorzystywane do średnioterminowej oceny nowych implantów i możliwe jest odtworzenie ekspozycji pochwy za pomocą niektórych materiałów9,10,11,12,13. Nie tylko wymiary i anatomia pochwy i dna miednicy owiec są porównywalne z ludzkimi, ale także spontaniczne występowanie wypadania, które występuje u 15% owiec. Czynniki ryzyka wypadania nakładają się na siebie (tj. wielorodność, wcześniejsza historia TZP, zwiększone ciśnienie w jamie brzusznej wywołane wyższą masą ciała lub podczas wypasu na wzgórzach oraz porównywalne skutki (fito)estrogenów)6,14. W Europie owce są jedyną rozsądną alternatywą, ponieważ badania na naczelnych zostały prawie całkowicie zakazane. W tym przypadku model poszedł o krok dalej, naśladując przezpochwowe wprowadzanie implantów za pomocą trokarów i prowadnic do beznaprężeniowego umieszczania siatek w przegrodzie odbytniczo-pochwowej. Następnie zamocowano implant za pomocą zakotwiczenia ramion przez więzadła mięśni, co można uznać za równoważne praktyce klinicznej15,16. Do tej pory technika ta nie była badana, chociaż wielu uważa, że mogą wystąpić określone komplikacje z powodu stosowania tych dłuższych pasków i/lub przekłuwania struktur anatomicznych.
We wcześniejszym szczegółowym badaniu anatomicznym, dno miednicy owiec zostało porównane z miednicą samicy17. Jeśli chodzi o zakotwiczenie implantu, owce nie mają więzadła krzyżowo-kolcowego, ale mają bardzo dobrze rozwinięte i szerokie więzadło krzyżowo-guziczne. Nerw sromowy przebiega nad nim brzusznie, co sprawia, że używanie tego punktu orientacyjnego jako punktu zawieszenia jest niebezpieczne. I odwrotnie, mięsień ogonowy i jego powięź, a także błona zasłonowa, są dostępne przez przestrzeń odbytniczo-pochwową. W tym miejscu zaproponowano dostęp i położenie struktur anatomicznych do mocowania ramion kotwiących. Omówiono instrumenty, które można wykorzystać do pozycjonowania siatki. Na koniec opisano również stosunek ramion lub trokarów do sąsiednich struktur anatomicznych, takich jak naczynia i nerwy, a także potencjalne powikłania śródoperacyjne.

<table><tbody><tr><td>Zwierzęta:&nbsp;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>samice owiec (45 - 65 kg)</td><td>Zo&ouml; Instytut Techniczny KU Leuven</td><td>NA</td><td>experimetnal animal</td></tr><tr><td>Odzież sterylna:&nbsp;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>serweta sterylna 45 x 75 cm</td><td>Lohmann & Rauscher, Regensdorf, Niemcy</td><td>33002</td><td>inny materiał</td></tr><tr><td>sterylny serweta OR 150 x 180 cm</td><td>Lohmann & Rauscher, Regensdorf, Niemcy</td><td>33009</td><td>inny materiał</td></tr><tr><td>sterylne świeci 2x</td><td>Lohmann & Rauscher, Regensdorf, Niemcy</td><td>16652</td><td>inny materiał</td></tr><tr><td>sterylny fartuch chirurgiczny 2x</td><td>Lohmann & Rauscher, Regensdorf, Niemcy</td><td>19342</td><td>inny materiał</td></tr><tr><td>nasadka chirurgiczna na głowę 2x</td><td>Lohmann & Rauscher, Regensdorf, Niemcy</td><td>17427</td><td>inny materiał</td></tr><tr><td>maska chirurgiczna na twarz 2x</td><td>Lohmann & Rauscher, Regensdorf, Niemcy</td><td>11983</td><td>inny materiał</td></tr><tr><td>Inny materiał</td><td></td><td></td><td></td>chirurgiczny</tr><tr><td></td><td>implant FEG Textiltechnik GmbH, Akwizgran, Niemcy</td><td>NA</td><td>specjalnie zaprojektowany implant</td></tr><tr><td>3/0 szew polipropylenowy</td><td>Prolene, Ethicon, Diegem, Belgia</td><td>8762H</td><td>materiał do zszywania</td></tr><tr><td>3/0 szew poligekapranowy</td><td>Vicryl, szew Ethicon</td><td>J311H</td><td> </td></tr><tr><td>materiał gaziki waciki 10 x 10 cm 10x, 12-warstwowe</td><td>Lohmann & Rauscher, Regensdorf, Niemcy</td><td>11574</td><td></td></tr><tr><td>strzykawka z innego materiału 10 ml</td><td>Becton Dickinsosn S.A., Madryt, Hiszpania</td><td>300613</td> igła <td>do aqua-dyspreparacji</td></tr><tr><td>16 mm</td><td>Terumo, Leuven, Belgia</td><td>NN-2238R</td><td>aqua-dyssekcja</td></tr><tr><td>Sprzęt chirurgiczny:</td><td></td><td></td><td></td></tr> <tr><td>ostrze nr 22</td><td>Nauki piękne, Heidelberg, Niemcy</td><td>10022-00</td><td>chirurgiczny instrumenty</td></tr><tr><td>Kleszcze do tkanek Allis 1x</td> Narzędzia chirurgiczne <td>Heidelberg, Niemcy</td><td>11091-15</td> narzędzia <td>chirurgiczne</td></tr><tr><td>Kleszcze standardowe 1 x 2 teeth 1x</td> Narzędzia chirurgiczne <td>Heidelberg, Niemcy</td><td>11023-14</td><td>narzędzia chirurgiczne</td></tr><tr><td>Kleszcze standardowe proste ząbkowane 1x</td> Narzędzia chirurgiczne Fine <td>Science, Heidelberg, Niemcy</td><td>11000-14</td><td>narzędzia chirurgiczne</td></tr><tr><td>Rękojeść skalpela 1x</td><td>Fine science intruments, Heidelberg, Niemcy</td><td>10004-13</td><td>instrumenty chirurgiczne</td></tr><tr><td>Kleszcze Halsteada-Mosquito 2x</td> Narzędzia chirurgiczne Fine <td>science, Heidelberg, Niemcy</td><td>13008-12</td><td>narzędzia chirurgiczne</td></tr><tr><td>Nożyczki do standardowych wzorów 1x</td> Instrumenty chirurgiczne <td>Heidelberg, Niemcy</td><td>14001-14</td><td>instrumenty chirurgiczne</td></tr><tr><td>Nożyczki Metzenbaum 1x</td><td>Intrumenty naukowe, Heidelberg, Niemcy</td><td>14016-18</td><td>Instrumenty chirurgiczne</td></tr><tr><td>Crile Drewniany uchwyt na igły 1x</td><td>Akcesoria do nauk ścisłych, Heidelberg, Niemcy</td><td>12003-15</td><td>narzędzia chirurgiczne</td></tr><tr><td>Kleszcze Kell 1x</td><td>Akcesoria do nauk ścisłych, Heidelberg, Niemcy</td><td>13018-14</td><td>Instrumenty chirurgiczne</td></tr><tr><td>Długi samozatrzymujący się retraktor Starr z ośmioma ostrymi haczykami 5 mm</td><td>Cooper Surgical, Tumbull, USA</td><td>3704</td><td>instrumenty chirurgiczne</td></tr><tr><td>Heaney Simon Retraktor dopochwowy</td><td>Materiały i sprzęt medyczny co., Katy, Teksas, USA</td><td>403-129Instrumenty</td><td>chirurgiczne</td>FSI</tr><tr><td>Trocar (Insnare)</td><td>Bard, West Sussex, Wielka Brytania</td><td>NA</td><td>dowolny trokar na rynku do implantacji siatki przezpochwowej</td></tr><tr><td>Leki:</td><td></td><td></td><td></td></tr> <tr><td>klawulanian amoksycyliny 1000 mg / 300 ml (ampicylina)</td><td>GSK, Wavre, Belgia</td><td>NA</td><td>antybiotyki</td></tr><tr><td>buprenorfina 0,3 mg/ml + chlorokrezol 1,35 mg/ml (Vetregesic)</td><td>Ecuphar, Oostkamp, Belgia</td><td>NA</td><td>znieczulenie</td></tr><tr><td>ketamin HCL 100 mg/ml (Ketamina 1000)</td><td>Ceva Sante Animale, Bruksela, Belgia</td><td>NA</td><td>znieczulenie</td></tr><tr><td>izofluran (IsoFlo)</td><td>Abbott Laboratories Ltd, Maidenhead, Berkshire, Wielka Brytania</td><td></td><td>Znieczulenie NA</td></tr><tr><td>poliwidon jodowy 7,5% (Braunol)</td><td>B. Braun Medical, Machelen, Belgia</td><td>NA</td><td>miejscowa dezynfekcja</td></tr><tr><td>roztwór soli 500 ml</td><td>B. Braun Medical, Machelen, Belgia</td><td>NA</td><td>aqua-dissection</td></tr><tr><td>XXYLAZINE HCl , 1 mL/50 kg&nbsp;</td><td>Vexylan, Ceva Sante Animale, Belgia</td><td>NA</td><td>premedykacja</td></tr><tr><td>siarczan atropiny 15 mg / ml (),</td><td>Viatris, Belgia</td><td>NA</td><td>premedykacja</td></tr></tbody></table>

wprowadzenie siatki przezpochwowej w modelu owczym

Transvaginal Mesh Insertion in the Ovine Model

Ten protokół opisuje wprowadzanie siatki do przegrody odbytniczo-pochwowej u owiec przy użyciu techniki pojedynczego nacięcia pochwy, z i bez wprowadzania ramion kotwiczących pod kierunkiem trokara. Owce parzyste poddano rozwarstwieniu przegrody odbytniczo-pochwowej, a następnie wszczepiono implant z czterema ramionami kotwiczącymi lub bez nich, oba zaprojektowane tak, aby pasowały do anatomii owcy. Ramiona kotwiące zostały zamocowane za pomocą trokaru i techniki "na zewnątrz do wewnątrz". Ramiona czaszki przechodziły przez mięśnie zasłonowe, gracilis i przywodziciela wielkiego. Ramiona ogonowe były umocowane w pobliżu więzadła krzyżowo-guzowego, poprzez mięśnie kości ogonowej. Technika ta pozwala na naśladowanie zabiegów chirurgicznych wykonywanych u kobiet cierpiących na wypadanie narządów miednicy. Przestrzenie i elementy anatomiczne są łatwe do zidentyfikowania. Najważniejszą częścią zabiegu jest wprowadzenie trokaru czaszkowego, który może łatwo przeniknąć do jamy otrzewnej lub otaczających ją narządów miednicy. Można tego uniknąć poprzez bardziej rozległe rozwarstwienie zaotrzewnowe i prowadzenie trokara bardziej na boki. Podejście to jest przeznaczone wyłącznie do eksperymentalnego testowania nowych implantów na dużych modelach zwierzęcych, ponieważ wprowadzanie pod kontrolą trokaru nie jest obecnie stosowane klinicznie.

Zarządzanie w konfiguracji do dłuższych obserwacji
Po zabiegu chirurgicznym, w celu zabezpieczenia pozycji implantu, można wprowadzić tampon w pochwie (pakiet gazy nasączonej roztworem soli fizjologicznej, wprowadzony do pochwy bezpośrednio po operacji) na 24 h. Owcę należy umieścić w klatce rekonwalescencyjnej i monitorować funkcje oddechowe do momentu pełnego wybudzenia. Następnie można przenieść owcę do stajn...

Ten protokół opisuje implantację siatki w przegrodzie odbytniczo-pochwowej owiec za pomocą techniki pojedynczego nacięcia pochwy, z i bez wprowadzania ramion kotwiczących pod kierunkiem trokaru.

Wprowadzenie siatki przezpochwowej w modelu owczym

This protocol describes mesh insertion into the rectovaginal septum in sheep using a single vaginal incision technique, with and without the trocar-guided ...

Ogólnym celem tej eksperymentalnej procedury chirurgicznej jest wykorzystanie pojedynczego nacięcia pochwy do implantacji siatki w przegrodzie odbytniczo-pochwowej, z zastosowaniem lub bez zastosowania trokarów do wprowadzenia ramion kotwiczących. Owca stanowi użyteczny model, ponieważ dno miednicy owiec ulega zmianom podobnym do tych, które występują podczas ludzkiego porodu, a wymiary owcy pozwalają na przeprowadzenie porównywalnych interwencji chirurgicznych. Główną zaletą tej techniki jest wykorzystanie powszechnie dostępnego modelu dużego zwierzęcia nieprymaczego, co umożliwia zastosowanie klinicznie wdrożonego podejścia chirurgicznego do implantacji przezpochwowej.Choć metoda ta może dostarczyć wiedzy na temat chirurgicznego leczenia obniżenia narządów miednicy z użyciem implantów, można ją zastosować również do innych technik chirurgicznych, takich jak plastyka z użyciem tkanek własnych. Wizualna demonstracja tej metody jest kluczowa, ponieważ techniki chirurgiczne te są trudne do nauki bez możliwości ich obserwacji. Po potwierdzeniu, że owca jest senna i letargiczna, umieść zwierzę w pozycji litotomijnej na brzegu stołu operacyjnego i użyj sznurów do zabezpieczenia kończyn z biodrami w maksymalnym zgięciu.Następnie należy ucisnąć pęcherz drogą transvaginalną w celu jego opróżnienia oraz ręcznie opróżnić odbyt, a następnie ogolić krocze, przyśrodkową część uda oraz fałdy ogona. Zdezynfekować odsłoniętą skórę 7,5% roztworem powidonu jodu i po założeniu odpowiedniego sprzętu ochrony osobistej przykryć zwierzę jałową draperią z otworem nad szczeliną genitalną. Użyć kleszczy Allisa, aby chwycić grzbietową ścianę pochwy 3 cm kranialnie od pierścienia błony dziewiczej.Następnie, używając strzykawki 10 ml z igłą 22 G, wstrzyknij sól fizjologiczną na głębokość od trzech do czterech milimetrów pod nabłonkiem pochwy, wzdłuż linii środkowej przegrody odbytniczo-pochwowej, 1,5 cm w kierunku głowowym od pierścienia błony dziewiczej. Wykonaj akwadysekcję tkanki pochwy, wstrzykując sól fizjologiczną do przegrody odbytniczo-pochwowej. Następnie za pomocą skalpela wykonaj nacięcie w linii środkowej nabłonka pochwy o długości trzech centymetrów, zaczynając od miejsca położonego w kierunku ogonowym względem kleszczy Allisa, a kończąc na pierścieniu błony dziewiczej.Utrzymaj nacięcie otwarte za pomocą rozwieracza samoistnego nad kroczem oraz czterech ostrych haków przytrzymujących. Następnie palcem wskazującym wykonaj tępe rozdzielenie powięzi odbytniczo-pochwowej od ściany pochwy bocznie w stronę bocznych ścian miednicy i w kierunku kranialnym aż do kudalnego aspektu sklepienia pochwy. W tym momencie można wprowadzić implant prostokątny lub kontynuować preparowanie, aby wprowadzić implant z ramionami kotwiczącymi.Po utworzeniu odpowiedniej przestrzeni na płaską wkładkę siatkową o wymiarach 30 na 40 mm, wprowadź retraktor pochwowy do nacięcia i użyj prostego szwu przerywanego z polipropylenu 3-0 po lewej i prawej stronie najbardziej kranialnego odcinka wypreparowanej przestrzeni rektowaginalnej, aby przyszyć lewy i prawy kranialny róg implantu. Odetnij nadmiar nici i załóż jeden dodatkowy prosty szew przerywany w połowie kranialnego odcinka implantu. Boczne krawędzie implantu przyszyj w połowie ich długości do otaczającej tkanki łącznej, stosując prosty szew przerywany z polipropylenu 3-0.Przeszyj lewy i prawy kąt guziczny prostymi szwami przerywanymi z polipropylenu 3-0 po lewej i prawej stronie najbardziej guzicznej części przestrzeni rektowaginalnej. Następnie załóż jeden dodatkowy prosty szew przerywany w połowie guzicznej krawędzi implantu i zamknij nacięcia pochwy szwem ciągłym z poliglaktyny 3-0, co zostanie pokazane na końcu filmu. Jest to osobna operacja.Alternatywnie można kontynuować preparację przestrzeni odbytniczo-pochwowej w kierunku brzuszno-czaszkowym, aby dotrzeć do przyśrodkowej części otworu zasadczego, a także preparować przestrzeń w kierunku grzbietowo-bocznym, aby dotrzeć do położonego bardziej grzbietowo mięśnia kośćca. Za pomocą ostrza nr 24 należy wykonać cztery nacięcia o szerokości 1 cm po stronie sromowej, przecinając skórę i powięź mięśniową powierzchowną. Następnie należy wykonać dwa nacięcia brzuszne po przyśrodkowej stronie uda, około 4 cm w kierunku czaszkowym od krawędzi grzbietowej łuku kulszowego i 3 cm bocznie od linii środkowej.Wykonaj dwa nacięcia grzbietowe w miejscu przyczepu fałdów ogonowych, dwa centymetry przyśrodkowo od guzka kulszowego (tuber ischiadicum). Następnie wprowadź zakrzywiony trokar przez jedno z nacięć brzusznych. Kontrolując postęp trokara palcem wprowadzonym przez nacięcie pochwy, przeprowadź trokar przez mięsień odwodziciel wielki (abductor magnus), mięsień obturator zewnętrzny oraz przyśrodkową krawędź otworu kulszowego (obturator foramen).Należy zachować szczególną ostrożność podczas wprowadzania trokara, ponieważ pchnięcie go w niewłaściwym kierunku może spowodować poważne uszkodzenie naczynia lub nerwu, z których oba znajdują się w części czaszkowej otworu zamkniętego. Naprowadź końcówkę trokara na łuk ścięgnisty mięśnia dźwigacza odbytu i odsłoń drut prowadzący w nacięciu ściany pochwy. Nawlecz drut na odpowiadające mu, jednostronne ramie kraniale siatki i przeciągnij załadowany trokar przez tkanki, dbając o to, aby ramię siatki nie było napięte.Następnie wprowadź drut prowadzący z drugim ramieniem czaszkowym przez nacięcie brzuszne po przeciwnej stronie zwierzęcia i przeciągnij trokar przez tkanki, zgodnie z wcześniejszą demonstracją. Teraz przeprowadź trokar przez mięsień kokcygeus poprzez jedno z nacięć grzbietowych, tuż dystalnie względem więzadła krzyżowo-guzowego, i wyprowadź drut prowadzący przez nacięcie pochwy. Chwyć ramię grzbietowe siatki i wyciągnij siatkę, dbając o to, aby ramię nie było napięte.Przenieś drugie ramię siatki na drugą stronę zwierzęcia, tak jak właśnie zaprezentowano, a następnie skoryguj położenie siatki, spłaszczając ją i napinając oba ramiona, dbając jednocześnie o to, aby sama siatka nie była napięta. Przy użyciu prostych szwów przerywanych z polipropylenu 3-0 w środkowej części krawędzi ogonowych, przymocuj siatkę do otaczającej tkanki łącznej. Następnie odetnij ramiona na poziomie skóry i użyj prostych szwów przerywanych z poliglekapronu 3-0 do zamknięcia wszystkich nacięć skóry, a następnie wykonaj szew ciągły z poliglekapronu 3-0 w celu zamknięcia nacięcia pochwy.W tym zwierzęciu doświadczalnym ramiona kranialne przeprowadzono przez stronę kaudalną otworu zamkniętego. Punkt wprowadzenia trokara znajdował się na łuku ścięgnistym mięśnia dźwigacza odbytu, dwa do 2,5 centymetra kaudalnie od kanału zamkniętego oraz naczyń i nerwu zamkniętego. Mięsień smukły przesunięto przyśrodkowo, aby odsłonić przebieg ramienia kranialnego przez mięsień półścięgnisty i mięsień odwodziciel wielki.Ramiona końcowe przeprowadzono jeden centymetr w kierunku ogonowym od tylnego brzegu szerokiego więzadła krzyżowo-guzowego, bezpośrednio przez mięsień kokcygeus. Środkową część siatki ułożono płasko, tak aby jej odcinek przedni rozciągał się zaotrzewnowo pod końcowym odcinkiem sklepienia pochwy, a odcinek tylny wzdłuż przegrody odbytniczo-pochwowej. Po opanowaniu techniki tego typu operację można przeprowadzić w 40 minut.Przed przystąpieniem do tej procedury ważne jest zapoznanie się z anatomią miednicy owcy oraz nabycie umiejętności chirurgicznych, takich jak rozdzielanie tkanek metodą tępą i ostrą oraz techniki hemostazy. Po wykonaniu tej procedury można zastosować inne metody, takie jak naprawa z wykorzystaniem tkanek natywnych. Po opracowaniu ta technika utorowała drogę badaczom z dziedziny uroginekologii do badania naprawy obniżenia narządów miednicy z zastosowaniem implantów w owczym modelu chirurgii pochwy.Po obejrzeniu tego filmu powinni Państwo posiadać gruntowną wiedzę na temat tego, jak przeprowadzić sekcję przegrody prostniczo-pochwowej owcy w celu wprowadzenia płaskiego prostokątnego implantu oraz jak wykorzystać trokary do naprowadzenia implantu z kotwicą ramienną. Należy pamiętać, że praca z ostrymi przedmiotami, takimi jak skalpele lub igły, może spowodować przypadkowy uraz lub zakażenie, dlatego podczas wykonywania tej procedury należy zawsze przestrzegać środków ostrożności, takich jak pełna koncentracja w trakcie operacji.

transvaginal-mesh-insertion-in-the-ovine-model

Research

JoVE Journal

Medicine

Medycyna

W niniejszym filmie zaprezentowano technikę przedniej dyscektomii i stabilizacji kręgoszywa szyjnego w modelu owczym.

Przednia dysektomia i fuzja kręgów szyjnych w modelu owczym

Ten film demonstruje generowanie modelu królika raka endometrium poprzez wstrzyknięcie wysoce przerzutowej zawiesiny komórek VX2 do zszytych rogów macicy królika. Prowadzi to do powstania pierwotnego raka endometrium z przerzutami do węzłów chłonnych zaotrzewnowych.

Modelowanie przerzutowego modelu raka endometrium: technika generowania raka endometrium z przerzutami do węzłów chłonnych w modelach królików

Zwyrodnienie krążka międzykręgowego jest znaczącym czynnikiem przyczyniającym się do bólu pleców i główną przyczyną niepełnosprawności na całym świecie. Istnieje wiele zwierzęcych modeli zwyrodnienia krążka międzykręgowego. Demonstrujemy owczy model zwyrodnienia krążka międzykręgowego, wykorzystując wiertło, które osiąga stały uraz dysku i powtarzalny poziom zwyrodnienia dysku.

Model zwyrodnienia krążka międzykręgowego odcinka lędźwiowego owiec z wykorzystaniem bocznego urazu wiertła zaotrzewnowego

Ten protokół przedstawia ustandaryzowaną metodę hodowli komórek VX2 w hodowli i stworzenia ortotopowego modelu VX2 raka endometrium z przerzutami do węzłów chłonnych zaotrzewnowych u królików. Ortotopowe modele raka endometrium są ważne dla badań przedklinicznych nad nowymi metodami obrazowania w diagnostyce przerzutów do węzłów chłonnych.

Ortotopowy model raka endometrium z limfadenopatią zaotrzewnową wykonany z rozmnożonych i hodowanych in vivo komórek VX2

Wykonano iniekcje doszklistkowe w oku owcy w celu dostarczenia wirusowej terapii genowej do siatkówki.

Iniekcje doszklistkowe do oka owcy

Wypadanie narządów miednicy dotyka miliony kobiet na całym świecie, a mimo to niektóre powszechne interwencje chirurgiczne mają wskaźnik niepowodzeń sięgający nawet 40%. Brak standardowych modeli zwierzęcych do badania tego schorzenia hamuje postęp. Proponujemy następujący protokół jako model do zawieszenia więzadła maciczno-krzyżowego i prób rozciągania in vivo.

Opracowanie szczurzego modelu zawieszenia więzadła maciczno-krzyżowego

Obecny protokół opisuje metodę dostarczania leków i środków modyfikujących ekspresję genów okołonaczyniowo u rozwijającego się in utero płodu. Co ważne, wpływ leków/środków na przepływ krwi można mierzyć wraz z postępem ciąży.

In vivo (in vivo) Badanie w czasie rzeczywistym wpływu leku na przepływ krwi w tętnicy szyjnej u płodu owiec

Ustanowienie ciąży to dynamiczny proces obejmujący skomplikowane przenikanie się zarodków i macicy. Dokładny wkład środowiska macicy matki w te procesy pozostaje aktywnym obszarem badań. W tym miejscu przedstawiono szczegółowe protokoły, które mają pomóc w projektowaniu modeli zwierzęcych in vivo, aby odpowiedzieć na te pytania badawcze.

Metody badania wkładu macicy w powstanie ciąży w mysim modelu owariektomii

Ten protokół opisuje zastosowanie techniki chirurgicznej używanej do transferu sklonowanych zarodków świń poprzez laparotomię u loszek.

Operacja transferu zarodków przez laparotomię u loszek

Ten artykuł wyjaśnia nowy model zwierzęcy przeznaczony do testowania materiałów do przeszczepów podcewkowych. W tym modelu taśma siatkowa jest wszczepiana przez nacięcie pochwy u owiec, a zwierzęta są obserwowane przez okres trzech miesięcy. Model ten jest niezbędny, ponieważ stanowi podstawę do eksperymentalnych badań nad przeszczepami.

Nowatorska technika chirurgiczna w modelu owcy do implantacji przeszczepu cewki moczowej

Niniejsze badanie przedstawia nowatorską technikę chirurgiczną implantacji biomimetycznej sztucznej dysku międzykręgowej (BioAID). Metoda zapewnia precyzyjne umieszczenie i stabilność, dążąc do przywrócenia funkcji kręgosłupa szyjnego za pomocą modelu kozy. Technika ta wykazuje obiecujące zastosowanie kliniczne zarówno u pacjentów, jak i u psów cierpiących na mielopatię kręgosłupa szyjnego.

Technika chirurgiczna wszczepienia biomimetycznej sztucznej tarczy międzykręgowej w model zwierzęcy kozy

Poznaj technikę wprowadzania siatki przezpochwowej w modelu owczym z pojedynczym nacięciem pochwowym. Ta metoda umożliwia badanie chirurgicznych leczeń wypadania narządów miednicy.

Wprowadzenie siatki przezpochwowej w modelu owczym

Przeglądaj więcej filmów