Name: Izolacja fragmentów mikronaczyniowych pochodzących z mysiej tkanki tłuszczowej jako jednostek unaczynienia dla inżynierii tkankowej (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2017-04-30T13:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 9 s
Description: Poznaj izolację fragmentów mikronaczyniowych z tkanki tłuszczowej myszy jako jednostek unaczynienia dla inżynierii tkankowej. Ta metoda umożliwia szybkie uzyskanie funkcjonalnych segmentów naczyniowych bez złożonego przetwarzania in vitro.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Jesteśmy wdzięczni za doskonałą pomoc techniczną Janine Becker, Caroline Bickelmann i Ruth Nickels. Badanie zostało sfinansowane z grantu Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG - Niemiecka Fundacja Badawcza) - LA 2682/7-1.

Wszystkie procedury zostały przeprowadzone zgodnie z wytycznymi Narodowego Instytutu Zdrowia dotyczącymi wykorzystania zwierząt doświadczalnych i były zgodne z wytycznymi instytucjonalnymi (Landesamt für Soziales, Gesundheit und Verbraucherschutz, Abt. Lebensmittel- und Veterinärwesen, Zentralstelle, Saarbrücken, Niemcy).
1. Przygotowanie narzędzi chirurgicznych
<ol>
	<li>Przygotuj nożyczki do preparacji, kleszcze chirurgiczne, małe nożyczki przygotowawcze, cienkie kleszcze i sterylną szalkę Petriego z 15 ml zmodyfikowanego podłoża Eagle firmy Dulbecco (DMEM; 10% płodowa surowica cielęca (FCS), 100 U/ml penicyliny, 0,1 mg/ml streptomycyny) do zbierania poduszeczek tłuszczowych najądrza.</li>
	<li>Wystawić narzędzia chirurgiczne na działanie roztworu dezynfekującego przez 5 minut. Alternatywnie wysterylizować je (sterylizacja parowa; 121 °C, 20 min).</li>
</ol>
2. Zwierzęta i anestezjologia
<ol>
	<li>Należy starannie wybrać szczep myszy, zgodnie ze wskazaniami dla badania i badanego obiektu. 
	UWAGA: W tym badaniu wykorzystaliśmy samce myszy C57BL / 6 typu dzikiego jako dawców do zbierania tłuszczu najądrza. Co ciekawe, ad-MVF może być również izolowany od zwierząt dawców z dodatnim wynikiem transgenicznego białka zielonej fluorescencji (GFP) (C57BL/6-Tg(CAG-EGFP)1Osb/J)22. Ma to tę główną zaletę, że fragmenty są łatwo wykrywalne przez barwienie immunohistochemiczne GFP po implantacji myszom typu dzikiego GFP-ujemnym14.</li>
	<li>Znieczulić zwierzęta za pomocą dootrzewnowego wstrzyknięcia ksylazyny (15 mg/kg) i ketaminy (75 mg/kg). Upewnij się, że zwierzęta są głęboko znieczulone, wykonując szczypanie palca u nogi bez reakcji. Płyn do płukania oczu nie jest wskazany, ponieważ zwierzęta dawcy są uśmiercane po zbiorze tłuszczu. 
	UWAGA: Upewnij się, że analgezja i sterylność chirurgiczna są zgodne z odpowiednimi wytycznymi kraju i instytucji, w której planowane są eksperymenty.</li>
</ol>
3. Pobieranie poduszek tłuszczowych najądrza
<ol>
	<li>Przenieś zwierzę na stół operacyjny. Umieść zwierzę w pozycji leżącej pod chirurgicznym mikroskopem stereoskopowym i potwierdź głębokie znieczulenie za pomocą uszczypnięcia palca u nogi.</li>
	<li>Unieruchomij łapy, przyklejając je taśmą do serwety chirurgicznej i zdezynfekuj brzuch roztworem dezynfekującym.</li>
	<li>Oddziel skórę brzucha od leżącej pod spodem warstwy mięśniowej za pomocą nożyczek preparacyjnych.</li>
	<li>Wykonaj laparotomię w linii środkowej za pomocą nożyczek preparacyjnych i rozłóż bocznie płaty ściany brzucha.</li>
	<li>Obustronnie zidentyfikuj jądro, najądrze i poduszeczkę tłuszczową najądrza za pomocą cienkich kleszczyków (ryc. 1). Nie uszkadzaj struktur jelitowych, aby zapobiec zanieczyszczeniu poduszek tłuszczowych kałem.</li>
	<li>Zbierz poduszeczki tłuszczowe najądrza małymi nożyczkami do przygotowania i cienkimi kleszkami pod mikroskopem stereoskopowym. Zachowaj kilkumilimetrowy margines bezpieczeństwa między najądrzem a tłuszczem, aby zmniejszyć ryzyko przypadkowego pobrania najądrza. 
	UWAGA: Tę procedurę można również wykonać bez mikroskopu stereoskopowego. Może to jednak dodatkowo zwiększyć ryzyko przypadkowego uszkodzenia najądrza i powrózka nasiennego.</li>
	<li>Przenieść poduszeczki tłuszczowe najądrza na szalkę Petriego zawierającą 15 ml DMEM wstępnie podgrzanego w temperaturze 37 °C w celu transportu do laboratorium komórkowego.</li>
	<li>Zwierzę należy złożyć w ofierze przez nacięcie aorty brzusznej lub zwichnięcie szyjki macicy.</li>
</ol>
4. Izolacja ad-MVF
<ol>
	<li>Przygotować trzy sterylne szalki Petriego z 15 ml soli fizjologicznej buforowanej fosforanami (PBS), sterylnymi probówkami z polipropylenu (PP) o pojemności 14 ml, sterylną kolbą Erlenmeyera o pojemności 50 ml, sterylnymi stożkowymi probówkami do mikrowirówek o pojemności 1,5 ml i wysterylizowanymi drobnymi nożyczkami.</li>
	<li>Umyj poduszeczki tłuszczowe trzykrotnie na szalkach Petriego z 15 ml PBS pod okapem z przepływem laminarnym.</li>
	<li>Przenieś tłuszcz do probówki PP o pojemności 14 ml. Oznaczyć objętość pobranej tkanki tłuszczowej (w ml) za pomocą skali probówkowej. Tkankę tłuszczową zmielić mechanicznie cienkimi nożyczkami, aż do uzyskania jednorodnej zawiesiny tkankowej.</li>
	<li>Przenieść zmieloną tkankę z dwiema objętościami kolagenazy NB4G (0,5 U/ml PBS) do 50-mililitrowej kolby Erlenmeyera za pomocą 10-mililitrowej pipety miarowej. Całkowita objętość staje się trzykrotnie większa od objętości tkanki tłuszczowej zmierzonej w kroku 4.3. Przeprowadzać trawienie tkanek w inkubatorze przez 10 minut przy energicznym mieszaniu za pomocą automatycznego mieszadła (wielkość mieszadła magnetycznego: 25 mm) w temperaturze 37 °C i w wilgotnych warunkach atmosferycznych z 5% CO2 .</li>
	<li>Obserwuj niewielką frakcję (10 μl) strawionej tkanki pod mikroskopem, aby ocenić, czy trawienie można zatrzymać. Upewnij się, że poferment zawiera głównie "wolny" ad-MVF obok pojedynczych komórek, wskazując odpowiedni punkt do zatrzymania procesu trawienia enzymatycznego (ryc. 2). 
	UWAGA: Ten krok wymaga doświadczenia w procedurze i ma kluczowe znaczenie dla jakości izolowanych reklam MVF. Przedłużone trawienie tłuszczu powoduje powstanie zawiesiny jednokomórkowej bez ad-MVF.</li>
	<li>Zneutralizować enzym za pomocą dwóch objętości PBS/20% FCS. Całkowita objętość staje się trzykrotnie większa od objętości zawiesiny naczynia komórkowego w kroku 4.4. Przenieś zawiesinę naczynia komórkowego z powrotem do nowych probówek PP.</li>
	<li>Inkubować zawiesinę przez 5 minut w temperaturze 37 °C w celu grawitacyjnego oddzielenia ad-MVF od pozostałego tłuszczu. Następnie ostrożnie usuń główny supernatant tłuszczu za pomocą pipety precyzyjnej o pojemności 1 ml. Powtórz ten cykl kilka razy za pomocą pipety precyzyjnej o pojemności 100 μl, aż zawiesina będzie wydawać się beztłuszczowa.</li>
	<li>Umieść filtr 500 μm na stożkowej probówce wirówkowej o pojemności 50 ml. Przenieść zawiesinę naczynia komórkowego za pomocą pipety miarowej o pojemności 10 ml z probówek PP o pojemności 14 ml na membranę filtracyjną w celu usunięcia pozostałych skrzepów tłuszczu. Przefiltrowaną zawiesinę przenieść do nowych probówek PP o pojemności 14 ml zgodnie z liczbą indywidualnych izolatów ad-MVF dla planowanych eksperymentów. 
	UWAGA: W przypadku testów in vitro koncentrujących się na tworzeniu sieci mikronaczyniowej korzystne może być dalsze oczyszczanie zawiesiny naczynia komórkowego w celu poprawy jakości obrazowania podczas analiz mikroskopowych. W tym celu zawiesinę można dodatkowo jednorazowo przefiltrować filtrem 20 μm w celu usunięcia pojedynczych komórek z ad-MVF zebranych na filtrze.</li>
	<li>Odwirować zawiesinę naczynia komórkowego (600 x g, 5 min, temperatura pokojowa) w celu uzyskania osadu zawierającego ad-MVF.</li>
	<li>Po odwirowaniu usunąć supernatant do momentu, aż pozostanie 1 ml. Ponownie zawiesić osad z ad-MVF w tym 1 ml i przenieść zawiesinę do stożkowej probówki mikrowirówkowej o pojemności 1,5 ml.</li>
	<li>Odwirować zawiesinę ad-MVF w probówce do mikrowirówki (600 x g, 5 min) w celu uzyskania osadu.</li>
	<li>Usunąć supernatant w celu ponownego zawieszenia osadu w wymaganej końcowej objętości PBS / 20% FCS. 
	UWAGA: Liczbę ad-MVF na izolat można ocenić za pomocą zliczania mikroskopowego. W tym celu 1/10 końcowej zawiesiny naczynia komórkowego rozcieńcza się w stosunku 1:10 w PBS, a 100 μl tego rozcieńczenia przenosi się do studzienki z 96-dołkową płytką. Cała liczba ad-MVF wykazujących morfologię podobną do naczynia jest następnie liczona i ekstrapolowana na cały izolat. Wymagane stężenie i oczyszczanie ad-MVF można indywidualnie dostosować do danego zastosowania ad MVF in vitro lub in vivo. Może to obejmować osadzanie ad-MVF w żelach kolagenowych w celu analizy in vitro tworzenia sieci mikronaczyniowych lub umieszczanie ad-MVF na rusztowaniach w celu implantacji in vivo do ubytków tkankowych.</li>
</ol>

<ol><li>Langer, R., Vacanti, J. P. <a target="_blank" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((%22Science%22%5BJournal%5D)%20AND%205110%5BIssue%5D)%20AND%20Langer%5BAuthor%5D">Tissue engineering.</a> Science. 260 (5110), 920-926 (1993).</li>
<li>Khademhosseini, A., Langer, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+decade+of+progress+in+tissue+engineering%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Protoc%22%5BJournal%5D)">A decade of progress in tissue engineering.</a> Nat Protoc. 11 (10), 1775-1781 (2016).</li>
<li>Novosel, E. C., Kleinhans, C., Kluger, P. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Vascularization+is+the+key+challenge+in+tissue+engineering%5BTitle%5D)+AND+%22Adv+Drug+Deliv+Rev%22%5BJournal%5D)">Vascularization is the key challenge in tissue engineering.</a> Adv Drug Deliv Rev. 63 (4-5), 300-311 (2011).</li>
<li>Rouwkema, J., Khademhosseini, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Vascularization+and+Angiogenesis+in+Tissue+Engineering%3A+Beyond+Creating+Static+Networks%5BTitle%5D)+AND+%22Trends+Biotechnol%22%5BJournal%5D)">Vascularization and Angiogenesis in Tissue Engineering: Beyond Creating Static Networks.</a> Trends Biotechnol. 34 (9), 733-745 (2016).</li>
<li>Laschke, M. W., Menger, M. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Vascularization+in+tissue+engineering%3A+angiogenesis+versus+inosculation%5BTitle%5D)+AND+%22Eur+Surg+Res%22%5BJournal%5D)">Vascularization in tissue engineering: angiogenesis versus inosculation.</a> Eur Surg Res. 48 (2), 85-92 (2012).</li>
<li>Sarker, M., Chen, X. B., Schreyer, D. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Experimental+approaches+to+vascularisation+within+tissue+engineering+constructs%5BTitle%5D)+AND+%22J+Biomater+Sci+Polym+Ed%22%5BJournal%5D)">Experimental approaches to vascularisation within tissue engineering constructs.</a> J Biomater Sci Polym Ed. 26 (12), 683-734 (2015).</li>
<li>Frueh, F. S., Menger, M. D., Lindenblatt, N., Giovanoli, P., Laschke, M. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Current+and+emerging+vascularization+strategies+in+skin+tissue+engineering%5BTitle%5D)+AND+%22Crit+Rev+Biotechnol%22%5BJournal%5D)">Current and emerging vascularization strategies in skin tissue engineering.</a> Crit Rev Biotechnol. 20, 1-13 (2016).</li>
<li>Utzinger, U., Baggett, B., Weiss, J. A., Hoying, J. B., Edgar, L. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Large-scale+time+series+microscopy+of+neovessel+growth+during+angiogenesis%5BTitle%5D)+AND+%22Angiogenesis%22%5BJournal%5D)">Large-scale time series microscopy of neovessel growth during angiogenesis.</a> Angiogenesis. 18 (3), 219-232 (2015).</li>
<li>Laschke, M. W., Menger, M. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Prevascularization+in+tissue+engineering%3A+Current+concepts+and+future+directions%5BTitle%5D)+AND+%22Biotechnol+Adv%22%5BJournal%5D)">Prevascularization in tissue engineering: Current concepts and future directions.</a> Biotechnol Adv. 34 (2), 112-121 (2016).</li>
<li>Baiguera, S., Ribatti, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Endothelialization+approaches+for+viable+engineered+tissues%5BTitle%5D)+AND+%22Angiogenesis%22%5BJournal%5D)">Endothelialization approaches for viable engineered tissues.</a> Angiogenesis. 16 (1), 1-14 (2013).</li>
<li>Wagner, R. C., Kreiner, P., Barrnett, R. J., Bitensky, M. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Biochemical+characterization+and+cytochemical+localization+of+a+catecholamine-sensitive+adenylate+cyclase+in+isolated+capillary+endothelium%5BTitle%5D)+AND+%22Proc+Natl+Acad+Sci+U+S+A%22%5BJournal%5D)">Biochemical characterization and cytochemical localization of a catecholamine-sensitive adenylate cyclase in isolated capillary endothelium.</a> Proc Natl Acad Sci U S A. 69 (11), 3175-3179 (1972).</li>
<li>Wagner, R. C., Matthews, M. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+isolation+and+culture+of+capillary+endothelium+from+epididymal+fat%5BTitle%5D)+AND+%22Microvasc+Res%22%5BJournal%5D)">The isolation and culture of capillary endothelium from epididymal fat.</a> Microvasc Res. 10 (3), 286-297 (1975).</li>
<li>Laschke, M. W., Menger, M. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Adipose+tissue-derived+microvascular+fragments%3A+natural+vascularization+units+for+regenerative+medicine%5BTitle%5D)+AND+%22Trends+Biotechnol%22%5BJournal%5D)">Adipose tissue-derived microvascular fragments: natural vascularization units for regenerative medicine.</a> Trends Biotechnol. 33 (8), 442-448 (2015).</li>
<li>Laschke, M. W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Vascularisation+of+porous+scaffolds+is+improved+by+incorporation+of+adipose+tissue-derived+microvascular+fragments%5BTitle%5D)+AND+%22Eur+Cell+Mater%22%5BJournal%5D)">Vascularisation of porous scaffolds is improved by incorporation of adipose tissue-derived microvascular fragments.</a> Eur Cell Mater. 24, 266-277 (2012).</li>
<li>Frueh, F. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Adipose+tissue-derived+microvascular+fragments+improve+vascularization%2C+lymphangiogenesis+and+integration+of+dermal+skin+substitutes%5BTitle%5D)+AND+%22J+Invest+Dermatol%22%5BJournal%5D)">Adipose tissue-derived microvascular fragments improve vascularization, lymphangiogenesis and integration of dermal skin substitutes.</a> J Invest Dermatol. 137 (1), 217-227 (2017).</li>
<li>McDaniel, J. S., Pilia, M., Ward, C. L., Pollot, B. E., Rathbone, C. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Characterization+and+multilineage+potential+of+cells+derived+from+isolated+microvascular+fragments%5BTitle%5D)+AND+%22J+Surg+Res%22%5BJournal%5D)">Characterization and multilineage potential of cells derived from isolated microvascular fragments.</a> J Surg Res. 192 (1), 214-222 (2014).</li>
<li>Nakano, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effect+of+autotransplantation+of+microvessel+fragments+on+experimental+random-pattern+flaps+in+the+rat%5BTitle%5D)+AND+%22Eur+Surg+Res%22%5BJournal%5D)">Effect of autotransplantation of microvessel fragments on experimental random-pattern flaps in the rat.</a> Eur Surg Res. 30 (3), 149-160 (1998).</li>
<li>Nakano, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Successful+autotransplantation+of+microvessel+fragments+into+the+rat+heart%5BTitle%5D)+AND+%22Eur+Surg+Res%22%5BJournal%5D)">Successful autotransplantation of microvessel fragments into the rat heart.</a> Eur Surg Res. 31 (3), 240-248 (1999).</li>
<li>Shepherd, B. R., Hoying, J. B., Williams, S. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microvascular+transplantation+after+acute+myocardial+infarction%5BTitle%5D)+AND+%22Tissue+Eng%22%5BJournal%5D)">Microvascular transplantation after acute myocardial infarction.</a> Tissue Eng. 13 (12), 2871-2879 (2007).</li>
<li>Pilia, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Transplantation+and+perfusion+of+microvascular+fragments+in+a+rodent+model+of+volumetric+muscle+loss+injury%5BTitle%5D)+AND+%22Eur+Cell+Mater%22%5BJournal%5D)">Transplantation and perfusion of microvascular fragments in a rodent model of volumetric muscle loss injury.</a> Eur Cell Mater. 28, 11-23 (2014).</li>
<li>Laschke, M. W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Adipose+tissue-derived+microvascular+fragments+from+aged+donors+exhibit+an+impaired+vascularisation+capacity%5BTitle%5D)+AND+%22Eur+Cell+Mater%22%5BJournal%5D)">Adipose tissue-derived microvascular fragments from aged donors exhibit an impaired vascularisation capacity.</a> Eur Cell Mater. 28, 287-298 (2015).</li>
<li>Okabe, M., Ikawa, M., Kominami, K., Nakanishi, T., Nishimune, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((%27Green+mice%27+as+a+source+of+ubiquitous+green+cells%5BTitle%5D)+AND+%22FEBS+Lett%22%5BJournal%5D)">'Green mice' as a source of ubiquitous green cells.</a> FEBS Lett. 407 (3), 313-319 (1997).</li>
<li>Honek, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Modulation+of+age-related+insulin+sensitivity+by+VEGF-dependent+vascular+plasticity+in+adipose+tissues%5BTitle%5D)+AND+%22Proc+Natl+Acad+Sci+U+S+A%22%5BJournal%5D)">Modulation of age-related insulin sensitivity by VEGF-dependent vascular plasticity in adipose tissues.</a> Proc Natl Acad Sci U S A. 111 (41), 14906-14911 (2014).</li>
<li>Cho, C. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Angiogenic+role+of+LYVE-1-positive+macrophages+in+adipose+tissue%5BTitle%5D)+AND+%22Circ+Res%22%5BJournal%5D)">Angiogenic role of LYVE-1-positive macrophages in adipose tissue.</a> Circ Res. 100 (4), e47-e57 (2007).</li>
<li>Han, S., Sun, H. M., Hwang, K. C., Kim, S. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Adipose-Derived+Stromal+Vascular+Fraction+Cells%3A+Update+on+Clinical+Utility+and+Efficacy%5BTitle%5D)+AND+%22Crit+Rev+Eukaryot+Gene+Expr%22%5BJournal%5D)">Adipose-Derived Stromal Vascular Fraction Cells: Update on Clinical Utility and Efficacy.</a> Crit Rev Eukaryot Gene Expr. 25 (2), 145-152 (2015).</li>
<li>Chen, Y. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Isolation+and+Differentiation+of+Adipose-Derived+Stem+Cells+from+Porcine+Subcutaneous+Adipose+Tissues%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Isolation and Differentiation of Adipose-Derived Stem Cells from Porcine Subcutaneous Adipose Tissues.</a> J Vis Exp. (109), e53886(2016).</li>
<li>Guillaume-Jugnot, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Autologous+adipose-derived+stromal+vascular+fraction+in+patients+with+systemic+sclerosis%3A+12-month+follow-up%5BTitle%5D)+AND+%22Rheumatology+%28Oxford%29%22%5BJournal%5D)">Autologous adipose-derived stromal vascular fraction in patients with systemic sclerosis: 12-month follow-up.</a> Rheumatology (Oxford). 55 (2), 301-306 (2016).</li>
<li>Tissiani, L. A., Alonso, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+Prospective+and+Controlled+Clinical+Trial+on+Stromal+Vascular+Fraction+Enriched+Fat+Grafts+in+Secondary+Breast+Reconstruction%5BTitle%5D)+AND+%22Stem+Cells+Int%22%5BJournal%5D)">A Prospective and Controlled Clinical Trial on Stromal Vascular Fraction Enriched Fat Grafts in Secondary Breast Reconstruction.</a> Stem Cells Int. , 2636454(2016).</li>
<li>Calcagni, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+novel+treatment+of+SVF-enriched+fat+grafting+for+painful+end-neuromas+of+superficial+radial+nerve%5BTitle%5D)+AND+%22Microsurgery%22%5BJournal%5D)">The novel treatment of SVF-enriched fat grafting for painful end-neuromas of superficial radial nerve.</a> Microsurgery. , (2016).</li>
<li>Hoying, J. B., Boswell, C. A., Williams, S. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Angiogenic+potential+of+microvessel+fragments+established+in+three-dimensional+collagen+gels%5BTitle%5D)+AND+%22In+Vitro+Cell+Dev+Biol+Anim%22%5BJournal%5D)">Angiogenic potential of microvessel fragments established in three-dimensional collagen gels.</a> In Vitro Cell Dev Biol Anim. 32 (7), 409-419 (1996).</li>
<li>Kirkpatrick, N. D., Andreou, S., Hoying, J. B., Utzinger, U. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Live+imaging+of+collagen+remodeling+during+angiogenesis%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Physiol+Heart+Circ+Physiol%22%5BJournal%5D)">Live imaging of collagen remodeling during angiogenesis.</a> Am J Physiol Heart Circ Physiol. 292 (6), H3198-H3206 (2007).</li>
</ol>

Autorzy oświadczają, że nie mają konkurencyjnych interesów finansowych.

W niniejszym badaniu przedstawiono sprawdzony protokół izolacji ad-MVF. Uzyskanie ad-MVF z mysiej tkanki tłuszczowej jest prostą procedurą składającą się z kilku krytycznych kroków. Myszy wykazują różne podskórne i śródbrzuszne złogi tłuszczu. Jak opisano wcześniej w przypadku szczurów, najbardziej odpowiednim źródłem tłuszczu do izolacji ad-MVF są poduszeczki tłuszczowe najądrzy ze względu na ich wielkość, jednorodną strukturę i minimalne zanieczyszczenie większymi naczyniami krwionośnymi11,12<su...

Inżynieria tkankowa skupia się na wytwarzaniu substytutów tkanek i narządów, które utrzymują, przywracają lub rozszerzają funkcję niedziałających odpowiedników in vivo1,2. Los inżynieryjnych konstruktów tkankowych zależy w dużej mierze od odpowiedniego unaczynienia3. Sieci mikronaczyniowe w tych konstrukcjach powinny być hierarchicznie zorganizowane z tętniczkami, naczyniami włosowatymi i żyłkami, aby umożliwić efektywną perfuzję krwi po inokulacji do układu naczyniowego biorcy4. Tworzenie takich sieci jest jednym z kluczowych wyzwań w inżynierii tkankowej. W tym celu w ciągu ostatnich dwóch dekad wprowadzono szerokie spektrum eksperymentalnych strategii unaczynienia5,6.
Podejścia angiogenne stymulują wrastanie mikronaczyń biorczych w zmodyfikowane tkanki za pomocą strukturalnych lub fizykochemicznych modyfikacji rusztowań, takich jak włączenie czynników wzrostu7. Jednak w przypadku unaczynienia dużych trójwymiarowych konstruktów, strategie zależne od angiogenezy są znacznie ograniczone przez powolne tempo wzrostu rozwijających się mikronaczyń8.
Natomiast koncepcja prewaskularyzacji ma na celu wygenerowanie funkcjonalnych sieci mikronaczyniowych w obrębie struktur tkankowych przed ich implantacją9. Konwencjonalna prewaskularyzacja polega na kokulturze komórek tworzących naczynia, takich jak komórki śródbłonka, komórki ścienne lub komórki macierzyste10, w rusztowaniach. Po utworzeniu sieci mikronaczyniowej, prewaskularyzowane konstrukty mogą być następnie wszczepiane do ubytków tkankowych. Warto zauważyć, że to podejście prewaskularyzacyjne jest trudne do zastosowania w warunkach klinicznych, ponieważ opiera się na skomplikowanych i czasochłonnych procedurach in vitro, które są ograniczone przez główne przeszkody regulacyjne9. W związku z tym nadal istnieje potrzeba opracowania nowych strategii prewaskularyzacji, które są bardziej odpowiednie do szerokiego zastosowania klinicznego.
Taką strategią prewaskularyzacji może być zastosowanie fragmentów mikronaczyniowych pochodzących z tkanki tłuszczowej (ad-MVF). ad-MVF reprezentują silne jednostki unaczynienia, które mogą być zbierane w dużych ilościach z tkanki tłuszczowej szczurów11,12 i myszy13. Składają się z segmentów naczyń tętniczych, naczyń włosowatych i komorowych, które wykazują fizjologiczną morfologię mikronaczyń ze światłem i stabilizującymi komórkami okołonaczyniowymi14,15. Ta unikalna cecha pozwala na natychmiastowe wszczepienie rusztowań wysiewanych ad MVF w ubytki tkanek bez wstępnej uprawy. Tam ad-MVF szybko łączą się w funkcjonalne sieci mikronaczyniowe. Ponadto ad-MVF stanowią bogate źródło mezenchymalnych komórek macierzystych16, co może dodatkowo przyczyniać się do ich uderzającej zdolności regeneracyjnej. W związku z tym ad-MVF są coraz częściej stosowane w różnych dziedzinach inżynierii tkankowej14,15,17,18,19,20,21.
Izolacja ad-MVF została pierwotnie ustanowiona w rats11,12. W niniejszym artykule opisujemy protokół, który pozwala na standaryzowaną izolację mysiego ad-MVF z poduszeczek tłuszczowych najądrza. Może to dostarczyć dalszych informacji na temat mechanizmów molekularnych leżących u podstaw funkcji ad-MVF przy użyciu transgenicznych modeli myszy.

<table><tbody><tr><td>Stożkowa probówka do mikrowirówek 1,5 ml</td><td>VWR, Kelsterbach, Niemcy</td><td>700-5239</td><td></td></tr><tr><td>100-&micro; Pipeta precyzyjna L</td><td>Eppendorf, Hamburg, Niemcy</td><td>4920000059</td><td></td></tr><tr><td>Pipeta pomiarowa 10 ml</td><td>Costar, Corning Inc., Nowy Jork, USA</td><td>4488</td><td></td></tr><tr><td>Probówki PP 14 ml</td><td>Greiner bio-one, Frickenhausen, Niemcy</td><td>187261</td><td></td></tr><tr><td>Pipeta precyzyjna 1 ml</td><td>Eppendorf, Hamburg, Niemcy</td><td>4920000083</td><td></td></tr><tr><td>500-&mikro; m filtr (pluriStrainer 500 &micro; m)</td><td>HISS Diagnostics, Fryburg, Niemcy</td><td>43-50500-03</td><td></td></tr><tr><td>50-mL stożkowa probówka wirówkowa</td><td>Greiner bio-one, Frickenhausen, Niemcy</td><td>227261</td><td></td></tr><tr><td>50-mL kolba Erlenmeyera</td><td>VWR, Kelsterbach, Niemcy</td><td>214-0211</td><td></td></tr><tr><td>96-dołkowa płytka</td><td>Greiner bio-one, Frickenhausen, Niemcy</td><td>65518</td><td></td></tr><tr><td>roztwór do odrywania komórek (Accutase)</td><td>eBioscience, San Diego, CA USA</td><td>00-4555-56</td><td></td></tr><tr><td>C57BL/6 myszy</td><td>Charles River, Kolonia, Niemcy</td><td>027</td><td></td></tr><tr><td>C57BL/6-Tg(CAG-EGFP)1Osb/J</td><td>myszy The Jackson Laboratory, Bar Harbor, USA</td><td>003291</td><td></td></tr><tr><td>CD117-FITC</td><td>BD Biosciences, Heidelberg, Niemcy</td><td>553373</td><td></td></tr><tr><td>CD31-PE</td><td>BD Biosciences, Heidelberg, Niemcy</td><td>553354</td><td></td></tr><tr><td>Kolagenaza NB4G&nbsp;</td><td>Serva Electrophoresis GmbH, Heidelberg, Niemcy</td><td>17465.02</td><td>Partia przetestowana przez producenta pod kątem aktywności enzymatycznej</td></tr><tr><td>Nożyczki preparacyjne</td><td>Braun Aesculap AG & CoKG, Melsungen, Niemcy</td><td>BC 601</td><td></td></tr><tr><td>Barwnik wiążący DNA (Bisbenzimide H33342)</td><td>Sigma-Aldrich, Taufkirchen, Niemcy</td><td>B2261</td><td></td></tr><tr><td>Zmodyfikowane podłoże Eagle firmy Dulbecco (DMEM)&nbsp;</td><td>PAN Biotech, Rickenbach, Niemcy</td><td>P04-03600</td><td></td></tr><tr><td>Surowica cielęca płodu (FCS)</td><td>Biochrom GmbH, Berlin, Niemcy</td><td>S0615</td><td></td></tr><tr><td>Kleszcze drobnoziarniste</td><td>S& T AG, Neuhausen, Szwajcaria</td><td>FRS-15 RM-8</td><td></td></tr><tr><td>Drobne nożyczki</td><td>World Precision Instrumets, Sarasota, FL, USA</td><td>503261</td><td></td></tr><tr><td>Substytut skóry (Integra)</td><td>Integra Life Sciences, Sain Priest, Francja</td><td>62021</td><td></td></tr><tr><td>Ketamina&nbsp;</td><td>Serumwerk Bernburg AG, Bernburg, Niemcy</td><td>7005294</td><td></td></tr><tr><td>M-IgG2akAL488&nbsp; &nbsp;</td><td>eBioscience, San Diego, CA USA</td><td>53-4724-80</td><td></td></tr><tr><td>Octeniderm (roztwór dezynfekujący)</td><td>Sch&uuml; lke & Mayer, Norderstedt, Niemcy</td><td>118211</td><td></td></tr><tr><td>Penicylina/Streptomycyna</td><td>Biochrom, Berlin, Niemcy</td><td>A2213</td><td></td></tr><tr><td>szalka Petriego</td><td>Greiner bio-one, Frickenhausen, Niemcy</td><td>664160</td><td></td></tr><tr><td>Sól fizjologiczna buforowana fosforanami (PBS)</td><td>Lonza Group, Bazylea, Szwajcaria</td><td>17-516F</td><td></td></tr><tr><td>pluriSitko 20-&mikro; m (20 &mikro; m filter)</td><td>HISS Diagnostics, Fryburg, Niemcy</td><td>43-50020-03</td><td></td></tr><tr><td>Rat-IgG2akFITC</td><td>BD Biosciences, Heidelberg, Niemcy</td><td>553988</td><td></td></tr><tr><td>Rat-IgG2akPE</td><td>BD Biosciences, Heidelberg, Niemcy</td><td>553930</td><td></td></tr><tr><td>Małe nożyczki preparacyjne</td><td>S& T AG, Neuhausen, Szwajcaria</td><td>SDC-15 R-8S</td><td></td></tr><tr><td>Kleszcze chirurgiczne</td><td>Braun Aesculap AG & CoKG, Melsungen, Niemcy</td><td>Taśma BD510R</td><td></td></tr><tr><td>(Heftpflaster Seide) 1,25 cm</td><td>Fink & Walter GmbH, Mechweiler, Niemcy</td><td>1671801</td><td></td></tr><tr><td>Xylazine&nbsp;</td><td>Bayer Vital GmbH, Leverkusen, Niemcy</td><td>1320422</td><td></td></tr><tr><td>&alpha;-SMA-AL488</td><td>eBioscience, San Diego, CA USA</td><td>53-9760-82</td><td>Znakowanie wewnątrzkomórkowe dodatkowo wymaga Cytofix/Cytoperm (BD Biosciences, Heidelberg, Niemcy; #554722)</td></tr></tbody></table>

izolacja fragmentów mikronaczyniowych pochodzących z mysiej tkanki tłuszczowej jako jednostek unaczynienia dla inżynierii tkankowej

Isolation of Murine Adipose Tissue-derived Microvascular Fragments as Vascularization Units for Tissue Engineering

Funkcjonalna sieć mikronaczyniowa ma kluczowe znaczenie dla przetrwania i integracji inżynieryjnych konstruktów tkankowych. W tym celu ustalono kilka strategii angiogennych i prewaskularyzacyjnych. Jednak większość podejść opartych na komórkach obejmuje czasochłonne etapy in vitro w celu utworzenia sieci mikronaczyniowej. W związku z tym nie nadają się do śródoperacyjnych zabiegów jednoetapowych. Fragmenty mikrokrążenia pochodzące z tkanki tłuszczowej (ad-MVF) stanowią obiecujące jednostki unaczynienia. Można je łatwo wyizolować z tkanki tłuszczowej i wykazują funkcjonalną morfologię mikronaczyń. Co więcej, po implantacji in vivo szybko łączą się w nowe sieci mikronaczyniowe. Ponadto wykazano, że ad-MVF indukuje limfangiogenezę. Wreszcie, są bogatym źródłem mezenchymalnych komórek macierzystych, co może dodatkowo przyczyniać się do ich wysokiego potencjału unaczynienia. W poprzednich badaniach wykazaliśmy niezwykłą zdolność unaczynienia ad-MVF w zmodyfikowanych substytutach kości i skóry. W niniejszym badaniu przedstawiono znormalizowany protokół enzymatycznej izolacji ad-MVF z mysiej tkanki tłuszczowej.

W niniejszym badaniu przeprowadzono sześć procedur izolacji ad-MVF z tkanki tłuszczowej samców myszy szczepu C57BL/6 typu dzikiego w wieku od 7 do 12 miesięcy (średnia masa ciała: 35 ± 1 g). Rysunek 1 przedstawia pobieranie tłuszczowych poduszek nadjajdzielnych myszy z późniejszą mechaniczną i enzymatyczną izolacją ad-MVF. Czas wymagany do pobrania tłuszczu wyniósł 30 min, a izolacja ad-MVF trwała 120 min. Łącznie procedura zajęła 150 min.
<p class="jove_content" fo:k...

Przedstawiamy protokół izolowania fragmentów mikronaczyniowych pochodzących z tkanki tłuszczowej, które reprezentują obiecujące jednostki unaczynienia. Można je szybko wyizolować, nie wymagają przetwarzania in vitro, a tym samym mogą być stosowane do jednoetapowej prewaskularyzacji w różnych dziedzinach inżynierii tkankowej.

Izolacja fragmentów mikronaczyniowych pochodzących z mysiej tkanki tłuszczowej jako jednostek unaczynienia dla inżynierii tkankowej

A functional microvascular network is of pivotal importance for the survival and integration of engineered tissue constructs. For this purpose, several ...

Ogólnym celem niniejszej procedury jest wyizolowanie fragmentów mikro naczyniowych z tkanki tłuszczowej myszy w celu wytworzenia jednostek unaczynienia do inżynierii tkankowej. Metoda ta może pomóc w odpowiedzi na kluczowe pytania w dziedzinie inżynierii tkankowej dotyczące unaczynienia in vivo substytutów tkankowych. Zaletą tej techniki jest to, że pozwala ona uzyskać w pełni funkcjonalne segmenty mikro naczyniowe bez konieczności złożonej obróbki in vitro, które mogą zostać zasiane na rusztowaniach i wszczepione w defekty tkankowe.Tę metodę można zastosować również w innych układach, takich jak testy angiogenezy in vitro, aby odkryć mechanizmy molekularne leżące u podstaw tworzenia i przebudowy sieci mikro naczyniowej. Rozpocznij od umieszczenia znieczulonego samca myszy typu dzikiego C57 black six w pozycji na plecach pod chirurgicznym stereomikroskopem i potwierdź brak reakcji na uciśnięcie palca u stopy. Unieruchom łapy za pomocą taśmy i zdezynfekuj brzuch.Następnie, używając nożyczek sekcyjnych, oddziel warstwę brzuszną od leżącej pod nią tkanki mięśniowej i wykonaj laparotomię w linii środkowej. Rozchyl bocznie płaty ściany brzusznej i zidentyfikuj obustronnie jądra, najądrza oraz poduszki tłuszczowe najądrzy. Następnie, używając małych nożyczek preparacyjnych i cienkich pincet, pobierz poduszki tłuszczowe, dbając o to, aby nie zebrać żadnej tkanki najądrza, i umieść poduszki tłuszczowe w szalce Petriego zawierającej 15 ml DMEM w temperaturze 37 degrees celsius.W komorze z laminarnym przepływem powietrza przemyj poduszeczki tłuszczowe w trzech osobnych szalkach Petriego zawierających 15 ml PBS, a następnie umieść przemyty tłuszcz w pustej probówce polipropylenowej o pojemności 14 ml. Użyj podziałki probówki, aby określić objętość pobranego tłuszczu. Następnie za pomocą precyzyjnych nożyczek mechanicznie rozdrobnij tkankę tłuszczową.Po uzyskaniu homogenicznej zawiesiny tkankowej, za pomocą pipety pomiarowej o pojemności 10 mL przenieś rozdrobnioną tkankę wraz z dwiema objętościami kolagenazy NB 4G do kolby Erlenmeyera o pojemności 50 mL zawierającej pręt magnetyczny o długości 25 milimetrów. Umieść kolbę w inkubatorze do hodowli komórkowych na 10 minut przy intensywnym mieszaniu. Następnie obejrzyj 10 mcL strawionej tkanki pod mikroskopem.Najtrudniejszym etapem w tej procedurze izolacji jest określenie odpowiedniego czasu zakończenia trawienia. Zbyt długie trawienie kłaczek tłuszczowych doprowadzi do uzyskania zawiesiny pojedynczych komórek bez żadnych fragmentów mikro naczyniowych. Jeśli materiał po trawieniu zawiera wolne fragmenty mikro naczyniowe pochodzące z tkanki tłuszczowej obok pojedynczych komórek, należy zneutralizować enzym dwiema objętościami PBS uzupełnionego o 20% FCS i przenieść zawiesinę komórkową do nowych probówek polipropylenowych.Inkubuj roztwór przez pięć minut w temperaturze 37 °C, aby oddzielić fragmenty naczyniowe od pozostałego tłuszczu drogą grawitacyjną. Następnie, używając precyzyjnej pipety o pojemności 1 mL, ostrożnie usuń 1 mL głównego nadnadkładu tłuszczowego, a następnie użyj precyzyjnej pipety 100 µL, aby usunąć resztę nadnadkładu, aż zawiesina będzie pozbawiona tłuszczu. Po usunięciu całego tłuszczu, za pomocą pipety pomiarowej 10 mL przefiltruj zawiesinę z naczynia z komórkami przez sitko o oczkach 50 µm do probówki stożkowej o pojemności 50 mL, a przefiltrowaną zawiesinę przenieś do nowej probówki polipropylenowej 14 mL dla każdego oddzielnego izolatu fragmentu naczyniowego.Zcollected pellety fragmentów mikro naczyniowych za pomocą wirowania i usuń cały supernatant z każdej probówki, pozostawiając jedynie ostatni 1 mL. Resuspenduj pellety w pozostałych supernatantach. Następnie przenieś każdą zawiesinę do oddzielnych stożkowatych probówek do mikrocentryfugi o pojemności 1,5 mL i ponownie zwirowaj fragmenty mikro naczyniowe w celu resuspensji w odpowiedniej końcowej objętości PBS i 20% FCS do planowanych dalszych analiz.Tutaj przedstawiono rozkład długości świeżo wyizolowanych fragmentów mikrokrążenia od sześciu myszy szczepu C57 black six typu dzikiego w wieku od siedmiu do dwunastu miesięcy, przy której zaobserwowano średnią długość wynoszącą około 42 µm. Jak pokazuje ten reprezentatywny preparat rozmazu zawiesiny naczyń komórkowych, po odpowiednim strawieniu tkanki tłuszczowej widoczne są duże, średnie i małe fragmenty mikrokrążenia, a także pojedyncze komórki. Większe powiększenie ujawnia, że fragmenty mikrokrążenia wykazują dojrzałą morfologię mikronaczyń z hierarchicznymi segmentami mikronaczyń.Charakterystyka fragmentów mikro naczyniowych za pomocą cytometrii przepływowej wskazuje, że zawierają one komórki śródbłonka wykazujące ekspresję CD31, komórki naczyniowe wykazujące ekspresję alfa-aktyny mięśni gładkich oraz mezenchymalne komórki macierzyste wykazujące ekspresję markera CD117. Po wysianiu na substytut skóry skórnej większe fragmenty mikro naczyniowe lokalizują się głównie na powierzchni implantu, przy czym niektóre segmenty naczyń kapilarnych wykryto w obrębie rdzenia implantu. Barwienie immunohistochemiczne wysianych fragmentów mikro naczyniowych dodatkowo ujawnia fizjologiczne konfiguracje mikronaczyniowe z fragmentami o charakterze arteriolarnego, wenularnego i kapilarnego.Po opanowaniu techniki, przy prawidłowym wykonaniu, procedura ta może zająć dwie godziny. Po obejrzeniu tego filmu powinieneś dobrze rozumieć, jak izolować fragmenty mikronaczyniowe z tkanki tłuszczowej myszy jako jednostki unaczynienia do inżynierii tkankowej.

isolation-murine-adipose-tissue-derived-microvascular-fragments-as

Research

JoVE Journal

Bioengineering

Bioinżynieria

Ten film demonstruje technikę izolowania i hodowli fluorescencyjnie znakowanych komórek macierzystych pochodzących z grzebienia nerwowego (ADSC) z mysiej tkanki tłuszczowej łuku okołoaortalnego. Po wyizolowaniu NCADSC są wykrywane, sortowane za pomocą sortowania komórek aktywowanego fluorescencją, a następnie hodowane na płytce, co sprzyja proliferacji komórek.

Izolowanie komórek macierzystych pochodzących z tkanki tłuszczowej myszy okołoortowej

Tutaj prezentujemy mikrofragmentację ludzkiej tkanki tłuszczowej bez enzymów przy użyciu urządzenia systemu zamkniętego. Ta nowa metoda pozwala na uzyskanie submilimetrowych skupisk tkanki tłuszczowej nadających się do przeszczepu in vivo, hodowli in vitro oraz dalszej izolacji i charakterystyki komórek.

Mikrofragmentacja ludzkiej tkanki tłuszczowej do fenotypowania komórek i charakterystyki sekretomu

Ten protokół szczegółowo opisuje metodę preparacji mysich magazynów tłuszczu oraz izolacji i trawienia odpowiednich tętnic w celu uwolnienia, a następnie zidentyfikowania populacji komórek śródbłonka. Świeżo wyizolowane komórki wykorzystywane w dalszych zastosowaniach przyczynią się do lepszego zrozumienia biologii komórek naczyniowych i mechanizmów dysfunkcji naczyń krwionośnych.

Izolacja i identyfikacja komórek śródbłonka naczyń krwionośnych z różnych magazynów tłuszczu do dalszych zastosowań

Tutaj prezentujemy szczegółowy protokół opisujący wykorzystanie fragmentów mikronaczyniowych wyizolowanych z gryzoni lub ludzkiej tkanki tłuszczowej jako prostego podejścia do inżynierii funkcjonalnej, unaczynionej beżowej tkanki tłuszczowej.

Trójwymiarowa hodowla unaczynionej termogenicznej tkanki tłuszczowej z fragmentów mikronaczyniowych

Ten protokół opisuje półautomatyczną izolację frakcji zrębu naczyniowego (SVF) z mysiej tkanki tłuszczowej w celu uzyskania preadipocytów i osiągnięcia różnicowania adipocytów in vitro. Użycie dysocjatora tkankowego do trawienia kolagenazy zmniejsza zmienność eksperymentalną i zwiększa odtwarzalność.

Półautomatyczna izolacja zrębu frakcji naczyniowej z mysiej białej tkanki tłuszczowej za pomocą dysocjatora tkankowego

Tutaj opisujemy izolację, hodowlę i indukcję adipogenną preadipocytów pochodzących z frakcji naczyniowej zrębu z mysiej tkanki tłuszczowej okołoaortalnej, co pozwala na badanie funkcji okołonaczyniowej tkanki tłuszczowej i jej związku z komórkami naczyniowymi.

Izolacja, hodowla i indukcja adipogenna preadipocytów pochodzących z frakcji zrębu naczyniowego z mysiej tkanki tłuszczowej okołooortalnej

To badanie ustaliło stabilną i efektywną metodę izolacji, hodowli i funkcjonalnego określania komórek macierzystych CD34+ rezydujących w ścianie naczyń krwionośnych (CD34+ VW-SCs). Ta łatwa do naśladowania i efektywna czasowo metoda izolacji może być wykorzystana przez innych badaczy do badania potencjalnych mechanizmów związanych z chorobami sercowo-naczyniowymi.

Izolacja immunomagnetyczna komórek macierzystych CD34 + rezydujących w ścianie naczyń krwionośnych od myszy

Elastomeryczne rusztowania PGS z hodowanymi komórkami mięśni gładkich naczyń w bioreaktorze z przepływem pulsacyjnym mogą prowadzić do uzyskania obiecujących konstruktów tętniczych o małej średnicy z produkcją natywnej ECM w stosunkowo krótkim okresie hodowli.

Elastomeryczne rusztowania PGS w inżynierii tkanki tętniczej

Rusztowania otrzymane metodą elektroprzędzenia mogą być poddawane obróbce po produkcji w celu zastosowania ich w inżynierii tkankowej. W niniejszym opracowaniu opisujemy metody przędzenia złożonych rusztowań (poprzez przędzenie sekwencyjne), tworzenia rusztowań o większej grubości (poprzez nakładanie wielu warstw z wykorzystaniem wyżarzania termicznego lub parowego), zapewniania sterylności (produkcja aseptyczna lub sterylizacja po produkcji) oraz uzyskiwania odpowiednich właściwości...

Obróbka potransprodukcyjna włókien otrzymywanych metodą elektroprzędzenia do inżynierii tkankowej

Sztucznie wytworzona tkanka mięśniowa ma ogromny potencjał w medycynie regeneracyjnej, jako model chorób, a także jako alternatywne źródło mięsa. W niniejszej pracy opisujemy proces tworzenia konstruktu mięśniowego, w tym przypadku z progenitorowych mioblastów mysich, oraz jego stymulację impulsami elektrycznymi.

Inżynieria tkanek mięśni szkieletowych z murynych komórek progenitorowych mioblastów i zastosowanie stymulacji elektrycznej

Poznaj izolację fragmentów mikronaczyniowych z tkanki tłuszczowej myszy jako jednostek unaczynienia dla inżynierii tkankowej. Ta metoda umożliwia szybkie uzyskanie funkcjonalnych segmentów naczyniowych bez złożonego przetwarzania in vitro.

Izolacja fragmentów mikronaczyniowych pochodzących z mysiej tkanki tłuszczowej jako jednostek unaczynienia dla inżynierii tkankowej (Wideo) | JoVE Journal

Izolacja fragmentów mikronaczyniowych pochodzących z mysiej tkanki tłuszczowej jako jednostek unaczynienia dla inżynierii tkankowej

Przeglądaj więcej filmów