Name: Wielokrotne pobieranie krwi z żyły ogonowej szczurów nieznieczulonych za pomocą próżniowego systemu pobierania krwi (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2017-12-10T13:00:00.000+00:00
Duration: 5 min 12 s
Description: Naucz się pobierania krwi z żyły ogonowej szczurów nieznieczulonych za pomocą próżniowego systemu. Ta metoda zapewnia 95% skuteczność, minimalizuje stres zwierząt i pozwala na wielokrotne pobieranie próbek bez ryzyka zakażenia.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

playerTrialDesktop

Autorzy nie mają żadnych podziękowań.

Wszystkie procedury zostały zatwierdzone przez Radę Tongji Medical College przy Komitecie Opieki nad Zwierzętami Uniwersytetu Nauki i Technologii Huazhong (Wuhan, Chiny). Manuskrypt został przygotowany zgodnie z wytycznymi ARRIVE (Animal Research: Reporting of In Vivo Experiments)6.
1. Hodowla
<ol>
	<li>Używać szczurów Sprague-Dawley (SD) (n = 20, 10 samców, 8 tygodniowych, o wadze od 261 do 291 g, średnia = 272,85 ±9,07 g) z Centrum Zwierząt Doświadczalnych Uniwersytetu Nauki i Technologii Huazhong i utrzymywać szczury zgodnie z Przewodnikiem opieki i wykorzystywania zwierząt laboratoryjnych opublikowanym przez Narodowy Instytut Zdrowia USA (publikacja NIH nr 85-23, Poprawiona w 1996 r.)</li>
	<li>Dom w standardowych warunkach ze swobodnym dostępem do wyżywienia i wody pitnej. Trzymaj szczury w2 klatkach o długości 530 cm z ściółką do golenia drewna. Trzymaj dwa szczury w każdej klatce. Utrzymuj wszystkie klatki otwarte na środowisko pomieszczenia (bez mikroizolacji lub wentylowanych klatek)</li>
	<li>Upewnij się, że personel zaangażowany w protokół eksperymentalny regularnie zajmuje się szczurami.</li>
	<li>Utrzymuj temperaturę pokojową między 21 °C a 23 °C. Podawaj dawki normalnej diety solnej (0,3% NaCl) przez cały czas trwania badania.</li>
</ol>
2. Procedura pobierania krwi
UWAGA: System próżniowego pobierania krwi składa się z dwupunktowej igły [22 G (0,7 mm x 25 mm)], plastikowego uchwytu i szeregu rurek próżniowych (2 ml) z gumowymi korkami (Rysunek 1).
<ol>
	<li>Umieść szczura w plastikowym uchwycie przytrzymującym i umyj ogon ciepłą (20-30 °C) wodą, aby usunąć wszelkie widoczne zabrudzenia lub kał. Podczas gdy asystent trzyma ogon w wyprostowanej pozycji, przetrzyj ogon 70% etanolem i wyczyść gazą, aby żyła była czysta.</li>
	<li>Włóż końcówkę igły motylkowej 22 G do jednej z bocznych żył ogonowych (około 5 mm) w odległości około 2-3 cm od końcówki ogona pod kątem około 20° (<silna klasa="xfig">Rysunek 2). Zbierz krew do probówki próżniowej, wkładając gumową końcówkę igły motylkowej do probówki do pobierania krwi próżniowej (<silna klasa = "xfig">Rysunek 3). 
	UWAGA: Maksymalna objętość krwi do pobrania wynosi 1,2 ml7.</li>
	<li>Po pobraniu krwi wyjmij igłę i delikatnie uciskaj miejsce nakłucia gazą przez 15-30 s, aby zatrzymać przepływ krwi. Następnie uwolnij szczura z plastikowego uchwytu przytrzymującego i włóż go z powrotem do klatki.</li>
	<li>Użyj probówek zawierających EDTA jako antykoagulantu do zbierania osocza krwi. Delikatnie odwróć probówkę kilka razy, aby wymieszać antykoagulant z krwią i umieścić próbki pionowo na lodzie.</li>
	<li>Odwirować probówki do pobierania próbek krwi w wirówce z chłodzeniem o stężeniu 2 000 x g przez 10 minut w celu oddzielenia osocza lub surowicy.</li>
	<li>Ekstrahować osocze/surowicę, uważając, aby nie naruszyć warstw czerwonych i białych krwinek. Aby pobrać surowicę krwi, użyj probówek bez antykoagulantu. Oba rodzaje próbek mogą być używane natychmiast lub przechowywane w temperaturze -80 °C przez okres do jednego roku. 
	UWAGA: Pomyślne pobranie krwi zdefiniowano jako uzyskanie 1,2 ml krwi za każdym razem. Maksymalny czas nakłucia ustalono na trzy próby, jeśli całkowita objętość krwi była mniejsza niż 1,2 ml po trzecim nakłuciu, zdefiniowano to jako nieudane pobranie krwi. Czas pobierania próbek rozpoczyna się od nakłucia żyły ogonowej do usunięcia igły motylkowej po pobraniu krwi.</li>
	<li>Zbierz krew dwa razy w ciągu dwóch tygodni7.
	<ol>
		<li>Aby przetestować i zweryfikować wykonalność tej metody, przeszkol dwóch studentów medycyny (początkujących) przez 2 godziny przed wykonaniem tego protokołu pobierania krwi. Użyj dwudziestu szczurów i pobierz krew od 10 szczurów przez 2 doświadczonych kolegów (grupa eksperymentalna) i od 10 szczurów przez 2 studentów medycyny (grupa początkująca).</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
3. Analiza statystyczna
<ol>
	<li>Wyraź dane jako wartość średnią ± odchylenie standardowe i przeanalizuj je za pomocą SPSS Statistics 17. Wybrano wartość α równą 0,05, dlatego p <0,05 uznano za statystycznie istotne.</li>
</ol>

<ol><li>Brown, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Blood+collection+from+the+tail+of+a+rat%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+Anim+%28NY%29%22%5BJournal%5D)">Blood collection from the tail of a rat.</a> Lab Anim (NY). 35 (8), 24-25 (2006).</li>
<li>Parasuraman, S., Raveendran, R., Kesavan, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Blood+sample+collection+in+small+laboratory+animals%5BTitle%5D)+AND+%22J+Pharmacol+Pharmacother%22%5BJournal%5D)">Blood sample collection in small laboratory animals.</a> J Pharmacol Pharmacother. 1 (2), 87-93 (2010).</li>
<li>Staszyk, C., Bohnet, W., Gasse, H., Hackbarth, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Blood+vessels+of+the+rat+tail%3A+a+histological+re-examination+with+respect+to+blood+vessel+puncture+methods%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+Anim%22%5BJournal%5D)">Blood vessels of the rat tail: a histological re-examination with respect to blood vessel puncture methods.</a> Lab Anim. 37 (2), 121-125 (2003).</li>
<li>Lee, G., Goosens, K. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Sampling+blood+from+the+lateral+tail+vein+of+the+rat%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Vis.+Exp%22%5BJournal%5D)">Sampling blood from the lateral tail vein of the rat.</a> J. Vis. Exp. (99), (2015).</li>
<li><a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=%22WHO+Guidelines+on+Drawing+Blood%3A+Best+Practices+in+Phlebotomy+WHO+Guidelines+Approved+by+the+Guidelines+Review+Committee%22">WHO Guidelines on Drawing Blood: Best Practices in Phlebotomy WHO Guidelines Approved by the Guidelines Review Committee</a>. , (2010).</li>
<li>Kilkenny, C., Altman, D. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Improving+bioscience+research+reporting%3A+ARRIVE-ing+at+a+solution%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+Anim%22%5BJournal%5D)">Improving bioscience research reporting: ARRIVE-ing at a solution.</a> Lab Anim. 44 (4), 377-378 (2010).</li>
<li>Diehl, K. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+good+practice+guide+to+the+administration+of+substances+and+removal+of+blood%2C+including+routes+and+volumes%5BTitle%5D)+AND+%22J+Appl+Toxicol%22%5BJournal%5D)">A good practice guide to the administration of substances and removal of blood, including routes and volumes.</a> J Appl Toxicol. 21 (1), 15-23 (2001).</li>
<li>Eder, J. M., Cutter, G. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+new+device+for+collecting+cord+blood%5BTitle%5D)+AND+%22Obstet+Gynecol%22%5BJournal%5D)">A new device for collecting cord blood.</a> Obstet Gynecol. 86 (5), 850-852 (1995).</li>
<li>Reynolds, B. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparison+of+a+new+device+for+blood+sampling+in+cats+with+a+vacuum+tube+collection+system+-+plasma+biochemistry%2C+haematology+and+practical+usage+assessment%5BTitle%5D)+AND+%22J+Feline+Med+Surg%22%5BJournal%5D)">Comparison of a new device for blood sampling in cats with a vacuum tube collection system - plasma biochemistry, haematology and practical usage assessment.</a> J Feline Med Surg. 9 (5), 382-386 (2007).</li>
<li>Wiwanitkit, V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparison+of+blood+specimens+from+plain+and+gel+vacuum+blood+collection+tubes%5BTitle%5D)+AND+%22J+Med+Assoc+Thai%22%5BJournal%5D)">Comparison of blood specimens from plain and gel vacuum blood collection tubes.</a> J Med Assoc Thai. 84 (5), 723-726 (2001).</li>
<li>Wollowitz, A., Bijur, P. E., Esses, D., John Gallagher, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Use+of+butterfly+needles+to+draw+blood+is+independently+associated+with+marked+reduction+in+hemolysis+compared+to+intravenous+catheter%5BTitle%5D)+AND+%22Acad+Emerg+Med%22%5BJournal%5D)">Use of butterfly needles to draw blood is independently associated with marked reduction in hemolysis compared to intravenous catheter.</a> Acad Emerg Med. 20 (11), 1151-1155 (2013).</li>
</ol>

Autorzy nie mają nic do ujawnienia

W niniejszym raporcie opisano łatwą do nauczenia się metodę pobierania krwi u szczurów. Nasze wyniki wykazały, że ta metoda jest wykonalna w przypadku wielokrotnego pobierania dużej objętości krwi od szczurów. Co więcej, metodę tę można łatwo opanować dzięki krótkoterminowej krzywej uczenia się. Procedura ta może być wykonywana u szczurów nieznieczulonych i powoduje tylko minimalny stres u zwierząt.
Krew można pobierać od szczurów w różnych miejscach. Żyła ogonowa jest lepszym miejscem do pobierania próbek krwi4. Jednak nie zawsze łatwo jest uzyskać wystarczającą objętość krwi z cienkiej i nisko przepływowej żyły ogonowej szczurów. Próżniowy system pobierania krwi jest zwykle używany do pobierania próbek krwi od pacjentów w codziennej praktyce klinicznej. Ten próżniowy system pobierania krwi jest stosowany u pacjentów i zwierząt badawczych od dłuższego czasu 8,9,10. System ten składa się z próżniowej probówki do pobierania krwi z wewnętrzną ścianką rurki pokrytej silikonem i igły motylkowej. Został on oparty na zasadzie podciśnienia próżniowego i umożliwia ciągłe pobieranie krwi bez ryzyka jej gromadzenia, co również zmniejsza ryzyko zanieczyszczenia i hemolizy11. Objętość próbki krwi w cewniku wynosi około 0,3 ml. Po wyjęciu igły z żyły ogonowej krew zablokowana w cewniku spłynie do zbiorczej rurki próżniowej z powodu podciśnienia. Metoda ta ma również zastosowanie do pobierania krwi od szczurów o masie ciała poniżej 100 g przy użyciu mniejszej igły do nakłuwania.
Ta metoda pobierania krwi ma kilka zalet. Procedura ta powoduje tylko minimalne obrażenia u szczurów, a pobieranie krwi można przeprowadzić bez użycia środków znieczulających, dzięki czemu można uniknąć wpływu reakcji na stres i środków znieczulających na próbkę krwi. Nasze obserwacje wykazały, że szczury zachowywały się cicho w plastikowym uchwycie przytrzymującym podczas zabiegu i nie było żadnych zgonów podczas tych eksperymentów. Po drugie, możliwe jest wielokrotne pobieranie krwi co jeden lub dwa dni, co umożliwia częste pobieranie próbek krwi o odpowiedniej objętości do różnych celów badawczych. Wreszcie, metoda ta jest łatwa do nauczenia i została łatwo opanowana przez początkujących po krótkim (2 godzin) okresie nauki, na co wskazują podobne wskaźniki sukcesu i czasy nakłucia między grupą eksperymentalną i początkującą w tym raporcie. W poprzednim raporcie Lee i wsp. zademonstrowali podobną metodę pobierania próbek krwi z bocznej żyły ogonowej szczura4. Nasza metoda jest prostsza niż ta opisana przez Lee i wsp.4 W tym sensie, że bezpośrednio wprowadzamy igłę do nakłucia do żyły ogonowej, a drugi koniec rurki jest bezpośrednio podłączony do rurki próżniowej w celu pobrania krwi, bez użycia dodatkowej strzykawki i ręcznego zasysania krwi oraz bez konieczności "dojenia" żyły w celu ułatwienia przepływu krwi. Pobieranie krwi za pomocą tego zamkniętego systemu zmniejsza ryzyko zanieczyszczenia krwi. Użycie plastikowego uchwytu krępującego zmniejsza również stres szczura i ułatwia mocowanie ogona.
Następujące dwa kroki mają kluczowe znaczenie dla pomyślnego zastosowania tej metody. 1) Wysuń ogon i unikaj ruchu ogona; 2) Delikatnie nakłuj żyłę pod kątem 20°, aby uniknąć przebicia przez żyłę i trzymaj igłę do nakłucia w żyle.
Podsumowując, przyjęta metoda próżniowego pobierania krwi u szczurów jest bezpieczna, wykonalna i łatwa do praktykowania. Metoda ta umożliwia częste pobieranie próbek krwi o odpowiedniej objętości krwi uzyskanej od szczurów nieznieczulonych.

Pobieranie próbek krwi od szczurów jest wymagane do szerokiej gamy badań eksperymentalnych. Techniki pobierania krwi od szczura obejmują nakłucie serca, splotu zaoczodołowego, żyły szyjnej, żyły odpiszczelowej, naczyń krwionośnych ogona, tętnicy szyjnej, aorty brzusznej i żyły głównej. Większość technik (z wyjątkiem nakłucia żyły odpiszczelowej i naczyń krwionośnych ogona) wymaga znieczulenia1,2. Żyły ogona szczura są rutynowo nakłuwane w celu pobrania próbki krwi i wstrzyknięcia naczyniowego. Po potraktowaniu ogona ciepłą wodą, naczynia krwionośne są dobrze rozszerzone i nadają się do manipulacji, nawet gdy szczury są znieczulone3. 
Pomimo rozwoju nowych i ulepszonych technik pobierania próbek krwi u małych zwierząt laboratoryjnych2, nie zawsze łatwo jest uzyskać wystarczającą ilość krwi podczas pobierania próbek od małych zwierząt. Żyła ogonowa szczurów jest lepszym miejscem do pobierania próbek krwi4. Jednak żyła ogonowa jest cienka, dlatego czasami trudno jest ją przebić i uzyskanie wystarczającej ilości krwi zajęłoby dużo czasu ze względu na niski przepływ krwi. Pobieranie krwi za pomocą systemu probówek do ekstrakcji próżniowej jest typową metodą w codziennej praktyce klinicznej. Ten zamknięty system pobierania krwi zmniejsza ryzyko bezpośredniego kontaktu z krwią i ułatwił pobieranie wielu próbek z jednego nakłucia żyły5. Niniejszy raport opisuje prostą metodę pobierania próbek krwi z żyły ogonowej u szczurów nieznieczulonych przy użyciu systemu rurek do ekstrakcji próżniowej. Ta metoda jest łatwa do opanowania i może być stosowana do wielokrotnego uzyskiwania dużej objętości krwi u szczurów.

<table><tbody><tr><td>igła dwustronna Shanghai</td><td>Kang Nong instrument medyczny co., LTD, Chiny</td><td>22G&nbsp;</td><td>(0,7 razy; 25mm)</td></tr> <tr><td>rury próżniowe</td><td>Wuhan Zhi Yuan, medical science and technology co., LTD, Chiny</td><td>2 ml</td><td></td></tr><tr><td>uchwyt do krępowania szczurów&nbsp;</td><td>Shanghai Kang Nong medical instrument co., LTD, Chiny</td><td>250g szczur</td><td></td>model hodera</tr><tr><td>normalna dieta solna dla szczurów</td><td></td><td></td><td>Szczury otrzymywały normalną dietę solną (0,3% NaCl) przez cały czas trwania badania</td></tr><tr><td>Oprogramowanie SPSS do analizy statystycznej</td><td>SPSS Inc,&nbsp; Chicago; Stany Zjednoczone&nbsp;</td><td>Wersja 17.0.&nbsp;</td><td></td></tr></tbody></table>

wielokrotne pobieranie krwi z żyły ogonowej szczurów nieznieczulonych za pomocą próżniowego systemu pobierania krwi

Repeated Blood Collection from Tail Vein of Non-Anesthetized Rats with a Vacuum Blood Collection System

Krew może być pobierana od szczurów w wielu miejscach pobierania próbek. Na przykład żyła ogonowa jest lepszym miejscem do pobierania próbek krwi. Jednak żyła ogonowa jest cienka, więc czasami trudno ją przebić. Ponadto żyła ogonowa ma niski przepływ krwi i wymaga długiego czasu pobierania próbek, aby uzyskać wystarczającą ilość krwi. Niniejszy raport opisuje prostą metodę pobierania krwi, metodę próżniowego pobierania krwi, która jest zwykle stosowana do pobierania próbek krwi od pacjentów, w tym przypadku stosowana u szczurów nieznieczulonych. Końcówkę igły motylkowej o gramaturze 22 G wprowadzono do jednej z bocznych żył ogonowych w odległości około 2-3 cm od końcówki ogona pod kątem około 20°, a krew zebrano w probówce próżniowej poprzez włożenie gumowego końca igły motylkowej do probówki do pobierania krwi próżniowej. Obecne wyniki eksperymentu pokazują, że wskaźnik sukcesu wynosił 95% w grupie eksperymentalnej i 90% w grupie początkującej. Wskaźnik powodzenia i czas nakłucia były podobne w obu grupach. Czas trwania pobierania próbek był istotnie krótszy w grupie eksperymentalnej w porównaniu z grupą początkującą. Podsumowując, ta próżniowa metoda pobierania krwi do sekwencyjnego pobierania krwi z żyły ogonowej szczurów nieznieczulonych jest wykonalna i łatwa do nauczenia, co może służyć jako niezawodna alternatywa dla innych konwencjonalnie stosowanych technik pobierania krwi u szczurów.

Czas trwania pobierania próbek, masa ciała i objętość pobranej krwi w dwóch grupach 
Krew pobierano od 10 szczurów (w tym 5 samców) dwukrotnie w ciągu dwóch tygodni w każdej grupie. Średnia masa ciała w obu grupach była zbliżona (272,0 ±9,6 g i 273,70 ±8,87 g). Czas trwania pobierania próbek był istotnie krótszy w grupie eksperymentalnej w porównaniu z grupą początkową (2,77 ±0,53 min vs. 3,28 ±0,83 min, p &lt;0,05) (Tabela 1).
Wskaźnik sukcesu i czasy nakłucia w dwóch grupach 
Wskaźnik sukcesu wyniósł 95% (19/20) w grupie doświadczalnej oraz 90% (18/20) w grupie początkującej (p &gt;0.05). Czasy nakłucia nie różniły się znacząco między dwiema grupami (1.50 ±0.61 min vs. 1.85 ±0.75 min, p &gt;0.05) (Tabela 2). Wyniki te wskazują, że metoda ta jest łatwa do opanowania, a technikę można w pełni opanować po 2 h szkolenia.
<img alt="Zestaw do unieruchamiania gryzoni do pobierania krwi; obejmuje probówkę, strzykawkę i zestaw do pobierania krwi." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/55852/55852fig1.jpg" data-altupdatedat="1788250015000" data-alt="Rysunek 1"> 
Rysunek 1: probówka do próżniowego pobierania krwi o pojemności 2 ml (po lewej); igła motylkowa 2 G (na środku); plastikowy uchwyt stabilizujący (po prawej). <a href="https://cloudflare.jove.com/files/ftp_upload/55852/55852fig1large.jpg" target="_blank">Proszę kliknąć tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej figury.</a>
<img alt="Procedura wprowadzania cewnika, konfiguracja medyczna, dłonie w sterylnych rękawiczkach pozycjonujące cewnik." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/55852/55852fig2.jpg" data-altupdatedat="1788250015000" data-alt="Rysunek 2"> 
Rysunek 2: Koniec igły wprowadzono do bocznej żyły ogonowej (na głębokość około 5 mm) w miejscu oddalonym o około 2–3 cm od końcówki ogona, pod kątem około 20°. <a href="https://cloudflare.jove.com/files/ftp_upload/55852/55852fig2large.jpg" target="_blank">Proszę kliknąć tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.</a>
<img alt="Technika flebotomii, pobieranie krwi, metoda nakłucia żyły, demonstracja procedury laboratoryjnej." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/55852/55852fig3.jpg" data-altupdatedat="1788250015000" data-alt="Rysunek 3"> 
Rycina 3: Pomyślne nakłucie żyły. <a href="https://cloudflare.jove.com/files/ftp_upload/55852/55852fig3large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić większą wersję tej figury.</a>
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td colspan="5">                        Grupa eksperymentalna</td>
			<td></td>
			<td colspan="5">                                  Grupa początkująca</td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td>Płeć</td>
			<td>Masa ciała (g)</td>
			<td>Objętość pobranej krwi (ml)</td>
			<td>czas próbkowania (min)</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Płeć</td>
			<td>Masa ciała (g)</td>
			<td>Objętość pobranej krwi (ml)</td>
			<td>czas próbkowania (min)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>E1-1</td>
			<td>męski</td>
			<td>291</td>
			<td>1.2</td>
			<td>3.12</td>
			<td></td>
			<td>B1-1</td>
			<td>samiec</td>
			<td>282</td>
			<td>1.2</td>
			<td>3.18</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>E1-2</td>
			<td>samiec</td>
			<td>291</td>
			<td>1.2</td>
			<td>2.73</td>
			<td></td>
			<td>B1-2</td>
			<td>samiec</td>
			<td>282</td>
			<td>1.2</td>
			<td>2.18</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>E2-1</td>
			<td>samiec</td>
			<td>276</td>
			<td>1.2</td>
			<td>2.3</td>
			<td></td>
			<td>B2-1</td>
			<td>mężczyzna</td>
			<td>264</td>
			<td>1.2</td>
			<td>3.73</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>E2-2</td>
			<td>samiec</td>
			<td>276</td>
			<td>1.2</td>
			<td>2.37</td>
			<td></td>
			<td>B2-2</td>
			<td>męski</td>
			<td>264</td>
			<td>1.2</td>
			<td>2.47</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>E3-1</td>
			<td>samiec</td>
			<td>267</td>
			<td>1.2</td>
			<td>2.73</td>
			<td></td>
			<td>B3-1</td>
			<td>męski</td>
			<td>265</td>
			<td>1.2</td>
			<td>3.52</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>E3-2</td>
			<td>samiec</td>
			<td>267</td>
			<td>1.0</td>
			<td>3.88</td>
			<td></td>
			<td>B3-2</td>
			<td>męski</td>
			<td>265</td>
			<td>1.2</td>
			<td>2.53</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>E4-1</td>
			<td>samiec</td>
			<td>263</td>
			<td>1.2</td>
			<td>2.41</td>
			<td></td>
			<td>B4-1</td>
			<td>samiec</td>
			<td>289</td>
			<td>1.2</td>
			<td>2.32</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>E4-2</td>
			<td>mężczyzna</td>
			<td>263</td>
			<td>1.2</td>
			<td>2.52</td>
			<td></td>
			<td>B4-2</td>
			<td>samiec</td>
			<td>289</td>
			<td>1.2</td>
			<td>3.62</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>E5-1</td>
			<td>męski</td>
			<td>265</td>
			<td>1.2</td>
			<td>3.61</td>
			<td></td>
			<td>B5-1</td>
			<td>samiec</td>
			<td>277</td>
			<td>1.2</td>
			<td>3.48</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>E5-2</td>
			<td>męski</td>
			<td>265</td>
			<td>1.2</td>
			<td>2.42</td>
			<td></td>
			<td>B5-2</td>
			<td>mężczyzna</td>
			<td>277</td>
			<td>1.2</td>
			<td>3.12</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>E6-1</td>
			<td>żeńska</td>
			<td>285</td>
			<td>1.2</td>
			<td>3.33</td>
			<td></td>
			<td>B6-1</td>
			<td>żeńska</td>
			<td>274</td>
			<td>0.9</td>
			<td>4.87</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>E6-2</td>
			<td>żeńska</td>
			<td>285</td>
			<td>1.2</td>
			<td>3.03</td>
			<td></td>
			<td>B6-2</td>
			<td>żeńska</td>
			<td>274</td>
			<td>1.2</td>
			<td>3.37</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>E7-1</td>
			<td>żeńska</td>
			<td>271</td>
			<td>1.2</td>
			<td>2.82</td>
			<td></td>
			<td>B7-1</td>
			<td>żeńska</td>
			<td>268</td>
			<td>1.0</td>
			<td>3.93</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>E7-2</td>
			<td>żeńska</td>
			<td>271</td>
			<td>1.2</td>
			<td>2.42</td>
			<td></td>
			<td>B7-2</td>
			<td>żeńska</td>
			<td>268</td>
			<td>1.2</td>
			<td>3.82</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>E8-1</td>
			<td>żeńska</td>
			<td>268</td>
			<td>1.2</td>
			<td>1.93</td>
			<td></td>
			<td>B8-1</td>
			<td>żeńska</td>
			<td>262</td>
			<td>1.2</td>
			<td>2.07</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>E8-2</td>
			<td>żeńska</td>
			<td>268</td>
			<td>1.2</td>
			<td>3.05</td>
			<td></td>
			<td>B8-2</td>
			<td>żeńska</td>
			<td>262</td>
			<td>1.2</td>
			<td>3.67</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>E9-1</td>
			<td>żeńska</td>
			<td>273</td>
			<td>1.2</td>
			<td>2.52</td>
			<td></td>
			<td>B9-1</td>
			<td>żeńska</td>
			<td>281</td>
			<td>1.2</td>
			<td>4.38</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>E9-2</td>
			<td>żeńska</td>
			<td>273</td>
			<td>1.2</td>
			<td>3.17</td>
			<td></td>
			<td>B9-2</td>
			<td>żeńska</td>
			<td>281</td>
			<td>1.2</td>
			<td>4.57</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>E10-1</td>
			<td>żeńska</td>
			<td>261</td>
			<td>1.2</td>
			<td>1.82</td>
			<td></td>
			<td>B10-1</td>
			<td>żeńska</td>
			<td>275</td>
			<td>1.2</td>
			<td>2.53</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>E10-2</td>
			<td>żeńska</td>
			<td>261</td>
			<td>1.2</td>
			<td>3.25</td>
			<td></td>
			<td>B10-2</td>
			<td>żeńska</td>
			<td>275</td>
			<td>1.2</td>
			<td>2.28</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Średnia</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>2.77</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>3.28</td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td colspan="11">En-1: numer seryjny szczurów w grupie eksperymentalnej podczas pierwszego pobrania krwi.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td colspan="11">En-2: numer seryjny szczurów w grupie eksperymentalnej podczas drugiego pobrania krwi.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td colspan="11">Bn-1: numer seryjny szczurów w grupie początkowej podczas pierwszego pobrania krwi.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td colspan="11">Bn-2: numer seryjny szczurów w grupie początkowej podczas drugiego pobrania krwi.</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>
Tabela 1: Wyniki analizy krwi pobranej w grupie eksperymentalnej i grupie początkującej.
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td></td>
			<td>Terminy pobierania krwi</td>
			<td>Średnie czasy nakłucia</td>
			<td>Jednorazowe nakłucie</td>
			<td>Dwukrotne nakłucie </td>
			<td>Trzykrotne nakłucie </td>
			<td>Niepowodzenie</td>
			<td>Wskaźnik sukcesu</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Grupa eksperymentalna</td>
			<td>20</td>
			<td>1.50 ±0.61</td>
			<td>11</td>
			<td>8</td>
			<td>0</td>
			<td>1</td>
			<td>95%</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Grupa początkująca</td>
			<td>20</td>
			<td>1.85 ±0.75</td>
			<td>7</td>
			<td>9</td>
			<td>2</td>
			<td>2</td>
			<td>90%</td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td colspan="6">Jednorazowe nakłucie: liczba szczurów, u których pomyślnie pobrano krew po pierwszym nakłuciu</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td colspan="6">Podwójna punkcja: Liczba szczurów z pomyślnym pobraniem krwi po drugiej punkcji </td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td colspan="6">Trzykrotne nakłucie: Liczba szczurów z udanym pobraniem krwi po trzecim nakłuciu </td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td colspan="5">Niepowodzenia: liczba szczurów, u których nie udało się pobrać krwi po trzecim nakłuciu</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>
Tabela 2: Porównanie czasu nakłucia i odsetka sukcesów w grupie eksperymentalnej i grupie początkujących.

Tutaj opisujemy prostą metodę pobierania próbek krwi z żyły ogonowej u szczurów nieznieczulonych za pomocą systemu probówek do ekstrakcji próżniowej. Metoda ta zmniejsza ryzyko bezpośredniego kontaktu z krwią i upraszcza pobieranie wielu próbek z jednego nakłucia żyły.

Wielokrotne pobieranie krwi z żyły ogonowej szczurów nieznieczulonych za pomocą próżniowego systemu pobierania krwi

Blood can be collected from rats in a number of sampling locations. For instance, the tail vein is a superior location for blood sampling. However, the ...

Niniejszy raport opisuje metodę jednorazowego pobierania krwi z żyły ogonowej u szczurów nieznieczulonych z wykorzystaniem systemu probówek próżniowych. Procedura ta polega na uprzednim unieruchomieniu szczura, oczyszczeniu ogona i przetarciu go 70% etanolem. Następnie końcówkę igły motylkowej wprowadza się do jednej z rozszerzonych bocznych żył ogonowych, a krew jest zbierana do probówki próżniowej w gumowej końcówce igły motylkowej.Na koniec igłę zostaje usunięta, a miejsce nakłucia krwi zostaje zatamowane. Kluczowym elementem tej techniki pobierania próbek jest zastosowanie systemu probówek próżniowych. Pozwala on zmniejszyć ryzyko bezpośredniego kontaktu z krwią i ułatwia pobranie wielu próbek podczas jednego nakłucia żyły.Procedura zostanie zaprezentowana przez dwoje członków naszego laboratorium, Yanyang Cheng i Zhong Peng. Na początek należy przygotować plastikowy uchwyt, probówki próżniowe z gumowym korkiem oraz igłę dwustronną. Materiały te należy umieścić na sterylnej powierzchni.Następnie umieść szczura w plastikowym uchwycie ograniczającym ruchy, dbając o to, aby przednie i tylne łapy znajdowały się w wygodnej pozycji, a oddychanie nie było utrudnione. Następnie ustaw uchwyt na stabilnej powierzchni roboczej. Pozostaw ogon swobodnie zwisający poza krawędzią blatu.Aby pobrać próbkę krwi, należy umyć ogon ciepłą wodą o temperaturze od 20 do 30 °C, aby usunąć widoczne zabrudzenia. Następnie należy przetrzeć go 70% etanolem w celu rozszerzenia naczyń krwionośnych ogona. Po tym czasie należy zlokalizować prawą lub lewą żyłę ogonową, położoną bocznie względem tętnicy, w celu pobrania krwi.Pobieranie fragmentu żyły z dolnej części ogona. Delikatnie i pewnie chwyć ogon w pobliżu jego końcówki, aby utrzymać go prosto podczas pobierania próbki. Następnie wprowadź końcówkę igły motylkowej 22g do jednej z bocznych żył ogonowych na głębokość około pięciu milimetrów, w miejscu oddalonym o około dwa do trzech centymetrów od końcówki ogona, pod kątem około 20 stopni.Po nakłuciu żyły krew wpłynie do igły. Następnie należy szybko wprowadzić gumową końcówkę igły motylkowej do próżniowej probówki do pobierania krwi. Krew będzie powoli wpływać do próżniowej probówki.Planowana objętość krwi wynosi 1,2 ml przy każdym pobraniu. Po zebraniu odpowiedniej objętości próbki należy wycofać igłę z żyły i przez chwilę uciskać miejsce wkłucia, aby zatamować krwawienie. W celu pobrania osocza krwi należy użyć probówek zawierających EDTA jako antykoagulant.Delikatnie odwróć probówkę kilka razy, aby wymieszać i odkrzesnąć krew. Następnie umieść próbki pionowo na lodzie. Wirować probówki z pobraną pełną krwią w wirówce chłodzącej przez dziesięć minut w celu oddzielenia osocza i surowicy.Wypłucz plazmę, uważając, aby nie naruszyć warstw erytrocytów i leukocytów. W celu pobrania surowicy krwi należy użyć probówek bez przeciwkrzepliwego środka. Oba rodzaje próbek można wykorzystać niezwłocznie lub przechowywać w temperaturze poniżej 80 °C przez maksymalnie jeden rok.W celu przetestowania i zweryfikowania wykonalności tej metody, dwoje studentów medycyny przeszło dwugodzinne szkolenie przed wykonaniem protokołu pobierania krwi w ramach grupy początkującej. Jako grupę eksperymentalną wyznaczono dwóch doświadczonych lekarzy rezydentów. Wyniki wykazały, że wskaźnik sukcesu wyniósł 95% w grupie eksperymentalnej i 90% w grupie początkującej.Wskaźnik sukcesu oraz czas nakłucia były podobne w obu grupach. Czas trwania pobierania próbek był istotnie krótszy w grupie eksperymentalnej w porównaniu z grupą początkującą. Ta technika pobierania próbek jest prosta i wydajna w przypadku wielokrotnego pobierania krwi u szczurów i pozwala na uzyskanie wystarczającej objętości krwi przy każdym podejściu.Ponadto metoda ta jest łatwa do opanowania, może być wykonywana u szczurów nieznieczulonych i powoduje minimalny stres u zwierząt. Zastosowanie metody pobierania krwi próżniowo pozwala na ciągły pobór krwi dzięki wykorzystaniu podciśnienia i ciśnienia, bez ryzyka kontaktu z krwią, co dodatkowo zmniejsza prawdopodobieństwo kontaminacji i hemolizy.

repeated-blood-collection-from-tail-vein-non-anesthetized-rats-with

Research

JoVE Journal

Medicine

Medycyna

Próbki krwi są przydatne do oceny biomarkerów stanów fizjologicznych lub chorób in vivo. Tutaj opisujemy metodologię pobierania krwi z bocznej żyły ogonowej u szczura. Ta metoda zapewnia szybkie pobieranie próbek przy minimalnym bólu i inwazyjności.

Pobieranie próbek krwi z bocznej żyły ogonowej szczura

Tutaj prezentujemy protokół pobierania próbek krwi z żyły podobojczykowej szczura.

Nakłucie żyły podobojczykowej jako alternatywna metoda pobierania próbki krwi u szczurów

To badanie informuje o próbkach krwi z żyły ogonowej u myszy przy użyciu systemu probówek do ekstrakcji próżniowej z lupą okularową. Nasza metoda jest łatwa do przećwiczenia i może być stosowana do powtórnego pobierania próbek krwi u myszy.

Zmodyfikowane pobieranie krwi z żył ogonowych myszy nieznieczulonych za pomocą próżniowego systemu pobierania krwi i lupy okularowej

Obecny protokół opisuje prostą i efektywną metodę pobierania krwi z żyły podobojczykowej u szczurów. Umożliwia szybkie, terminowe i łatwe do zidentyfikowania pobieranie próbek bez znieczulenia oraz pozwala uzyskać wysokiej jakości krew dzięki powtarzalnemu pobieraniu próbek.

Powtarzające się pobieranie próbek krwi z żyły podobojczykowej przytomnego szczura

Tutaj prezentujemy protokół oferujący szybkie, łatwe i niezawodne alternatywy pobierania krwi dla modelu szczurzego. Opisujemy trzy różne metody pobierania krwi w zależności od kontekstu: nakłucie żyły ogonowej w znieczuleniu lub na przytomnym zwierzęciu oraz nakłucie żyły grzbietowej prącia w znieczuleniu.

Zmodyfikowane nakłucie żyły ogonowej i żyły prącia do pobierania krwi w modelu szczurzym

Protokół pokazuje powtarzające się pobieranie płynu mózgowo-rdzeniowego i krwi od szczurów z padaczką, wykonywane równolegle z ciągłym monitorowaniem wideo-elektroencefalogramu (EEG). Są one niezbędne do zbadania możliwych powiązań między zmianami w różnych cząsteczkach płynów ustrojowych a aktywnością napadową.

Pobieranie próbek płynu mózgowo-rdzeniowego i krwi z żyły ogonowej bocznej u szczurów podczas zapisów EEG

Tutaj prezentujemy kombinację skutecznych metod ograniczania szczurów i nakłuwania żył podobojczykowych, które umożliwiają szybkie, bezpieczne i wielokrotne pobieranie krwi u szczurów bez znieczulenia.

Pobieranie próbek krwi z żyły podobojczykowej u przytomnych szczurów

W niniejszym filmie przedstawiono procedurę sekcji służącą do przetwarzania ludzkiej trzustki w celu uzyskania wielu formatów przechowywania. Orientacja anatomiczna jest zachowana we wszystkich obszarach trzustki, aby umożliwić określenie regionalnego składu i gęstości wysepek.

Protokół pobierania trzustki ludzkiej

Biomarkery są bezpośrednio mierzonymi biologicznymi wskaźnikami choroby lub zdrowia. W naukach populacyjnych i społecznych biomarkery muszą być łatwe do uzyskania, transportu i analizy. Pobieranie suszonych plam krwi (DBS) spełnia tę potrzebę, może być zbierane w terenie z wysokimi wskaźnikami odpowiedzi i analizowane pod kątem różnych biomarkerów.

Pobieranie biomarkerów zdrowotnych z wysuszonej kropli krwi w celu maksymalizacji udziału w badaniach populacyjnych

Użycie pobierania próbek cytoszczotek do pobierania limfocytów i monocytów z szyjki macicy jest minimalnie inwazyjną techniką, która dostarcza próbek do analizy odporności żeńskich dróg rodnych. W tym protokole opisujemy pobieranie próbek cytoszczotek i izolację komórek odpornościowych do testów cytometrii przepływowej.

Pobieranie, izolacja i analiza cytometryczna przepływowa próbek z ludzkiej szyjki macicy

Naucz się pobierania krwi z żyły ogonowej szczurów nieznieczulonych za pomocą próżniowego systemu. Ta metoda zapewnia 95% skuteczność, minimalizuje stres zwierząt i pozwala na wielokrotne pobieranie próbek bez ryzyka zakażenia.

Wielokrotne pobieranie krwi z żyły ogonowej szczurów nieznieczulonych za pomocą próżniowego systemu pobierania krwi

Przeglądaj więcej filmów