1 października 2017
Ten protokół demonstruje prosty, solidny i wysokoprzepustowy test rozciągania przepływu pojedynczej cząsteczki do badania jednowymiarowej (1D) dyfuzji cząsteczek wzdłuż DNA.
Ogólnym celem tej procedury jest zbudowanie prostego, solidnego i wysokowydajnego testu rozciągania przepływu pojedynczej cząsteczki do badania transportu cząsteczek wzdłuż DNA. Osiąga się to poprzez przygotowanie znakowanego biotyną lambda-DNA poprzez ligowanie znakowanego biotyną oligonugo do lambda-DNA. Drugim krokiem jest przygotowanie szkiełek nakrywkowych funkcjonalizowanych glikolem polietylenowym lub PEG zgodnie z jednoetapowym protokołem reakcji.
Następnie buduje się wysokoprzepustową komorę przepływową poprzez umieszczenie dwustronnej taśmy z wstępnie wyciętymi kanałami między szkiełkiem nakrywkowym funkcjonalizowanym PEG a płytą z polidimetylosiloksanu lub PDMS zawierającą otwory wlotowe i wylotowe. Ostatnim krokiem jest śledzenie trajektorii pojedynczych cząsteczek fluorescencyjnych w kanale przepływu za pomocą obrazowania poklatkowego z całkowitym wewnętrznym odbiciem lub obrazowaniem TIRF. Aby zidentyfikować trajektorie pojedynczych cząsteczek dyfundujących wzdłuż rozciągniętego przepływowo lambda-DNA, stosuje się niezawodne i wydajne niestandardowe oprogramowanie do śledzenia pojedynczych cząstek do analizy surowych obrazów fluorescencyjnych.
Główne zalety tej konfiguracji testu w porównaniu z alternatywami to niezawodność przygotowania szkiełek nakrywkowych, wyższa przepustowość, skrócony czas przygotowania próbki oraz bardziej usprawniona analiza danych bez nadzoru. Procedurę zademonstruje doktor habilitowany w moim laboratorium, dr Kan Xiong. Przed rozpoczęciem tego testu należy przygotować wszystkie niezbędne odczynniki zgodnie z opisem w tekście protokołu.
Podgrzej 0,5 miligrama na mililitr bulionu lambda-DNA do 65 stopni Celsjusza przez 60 sekund i od razu zanurz się w mokrym lodzie. Wymieszaj 100 mikrolitrów roztworu lambda-DNA z dwoma mikrolitrami 10 mikromolowych oligoli znakowanych biotyną w probówce do mikrowirówki. Podgrzej mieszaninę w temperaturze 65 stopni Celsjusza przez 60 sekund, a następnie powoli schładzaj do temperatury pokojowej.
Umieść mieszaninę na lodzie. Dodaj 11 mikrolitrów buforu reakcyjnego ligazy DNA T4 i delikatnie wymieszaj. Następnie dwa mikrolitry odpowiadające 800 jednostkom ligazy DNA T4 i delikatnie wymieszaj.
Inkubować mieszaninę przez dwie godziny w temperaturze 16 stopni Celsjusza lub przez noc w temperaturze czterech stopni Celsjusza. Oczyść produkt za pomocą odśrodkowych probówek filtracyjnych o nominalnej masie cząsteczkowej 100 kilodaltonów. Sonicate szkiełka nakrywkowe numer jeden w 95% etanolu w słoiku do barwienia przez 10 minut, a następnie trzykrotnie spłucz ultraczystą wodą.
Napełnij słoik do barwienia jednym molowym wodorotlenkiem potasu, ponownie sonikuj przez 10 minut, a następnie trzykrotnie spłucz ultraczystą wodą. Powtórz ten cykl dwukrotnie. Wysuszyć szkiełka nakrywkowe pod czystym, suchym strumieniem azotu.
Następnie oczyścić i wysuszyć szkiełka nakrywkowe, przeprowadzając obróbkę plazmą powietrzną pod ciśnieniem 900 militorów przez pięć minut. Inkubować szkiełka nakrywkowe z 50 mikrolitrami po 25 miligramów na mililitr glikolu silanowego-polietylenowego-biotyny rozpuszczonej w 95% etanolu w temperaturze pokojowej przez dwie godziny. Zmyj nadmiar glikolu polietylenowego ultraczystą wodą i wysusz szkiełka nakrywkowe pokryte glikolem polietylenowym pod czystym, suchym strumieniem azotu.
Zaprojektuj kanały przepływu za pomocą oprogramowania CAD i wytnij kanały na taśmie dwustronnej za pomocą obcinacza taśmy. Usuń resztki taśmy wewnątrz kanałów. Aby zrobić płyty PDMS, dokładnie wymieszaj 45 gramów PDMS z pięcioma gramami odczynnika sieciującego za pomocą miksera.
Wlej mieszaninę do dwóch 100-milimetrowych szalek Petriego i pozostaw naczynia w komorze próżniowej na około 30 minut, aż wszystkie pęcherzyki powietrza znikną. Pozostaw naczynia w piekarniku o temperaturze 80 stopni Celsjusza na około dwie godziny, aż PDMS stężeje. Wytnij płytę PDMS, która pasuje do rozmiaru taśmy dwustronnej z wstępnie wyciętymi kanałami.
Zdejmij jedną folię ochronną z taśmy dwustronnej i przyklej do płaskiej strony płyty PDMS. Przebić otwory wylotowe i wlotowe w płycie PDMS za pomocą dziurkacza do biopsji z igłą o rozmiarze 23. Odklej drugą folię ochronną z taśmy dwustronnej i przyklej do funkcjonalizowanej powierzchni szkiełka nakrywkowego.
Zamocuj zmontowaną komórkę przepływową na wkładzie stolika mikroskopu. Załaduj wszystkie wstępnie odgazowane odczynniki do zbiorników, w których rurka Tygon jest podłączona do zaworu elektromagnetycznego, a druga rurka jest podłączona do rurki PEEK, która zapobiegnie cofaniu się odczynników. Przepływ odczynników jest kontrolowany przez zawory elektromagnetyczne, które są sterowane przez aplikację do programowania skryptów.
Zalej jeden kanał przepływowy, przepływając w pustym buforze. Włóż trzy inne rurki PEEK do otworów wlotowych. Uważaj, aby nie wywołać tworzenia się pęcherzyków powietrza wewnątrz kanału.
Podłącz rurkę Tygon z krótką rurką PEEK od otworu wylotowego do pojemnika na odpady z próbką. Przepłynąć w 0,2 miligrama na mililitr roztworu streptawidyny i inkubować przez pięć minut. Następnie przepłynąć do ślepej próby w celu wypłukania niezwiązanej Streptawidyny.
Przepłynąć jeden miligram na mililitr roztworu albuminy surowicy bydlęcej i inkubować przez jedną minutę. Następnie przepłynąć do ślepej próby w celu wypłukania niezwiązanej albuminy surowicy bydlęcej. Przelej w 100 pikomolarnym roztworze biotyny-lambda-DNA i inkubuj przez 10 minut.
Następnie przelej do pustego buforu, aby wypłukać niezwiązane lambda-DNA. Aby sprawdzić jakość szkiełka nakrywkowego funkcjonalizowanego PEG, wlej barwnik barwiący DNA, taki jak barwnik SYTOX Orange i rozpocznij obrazowanie fluorescencyjne. Jeśli jakość szkiełka nakrywkowego jest dobra, gęstość rozciągniętych przepływowo lambda-DNA będzie wysoka.
Dostosuj również kąt TIRF, aby osiągnąć najwyższy stosunek sygnału do szumu obrazów prawie w pełni rozciągniętych lambda-DNA. Aby śledzić trajektorie pojedynczych cząsteczek, rozpocznij inkubację w nowym kanale, a następnie połącz subnanomolowe cząsteczki znakowane fluoroforem z wystarczająco dużą szybkością przepływu za pomocą pompy strzykawkowej i zbieraj poklatkowe obrazy fluorescencyjne z częstotliwością odświeżania 100 Hz. Zazwyczaj w jednym polu widzenia zbieranych jest 10 000 klatek, a filmy z wielu pól widzenia.
Na koniec ponownie wlej barwnik barwiący DNA, aby potwierdzić, że DNA może być nadal rozciągane przepływowo. Niestandardowe oprogramowanie do śledzenia pojedynczych cząstek zostanie wykorzystane do identyfikacji trajektorii pojedynczych cząsteczek dyfundujących wzdłuż DNA. Oprogramowanie najpierw określi pozycje środka ciężkości pojedynczych cząstek z dużą dokładnością.
Usuń cząstki, które utknęły na powierzchni szkiełka nakrywkowego, a następnie połącz cząstki w różnych klatkach, aby utworzyć trajektorie poklatkowe. Na podstawie tych trajektorii zostaną oszacowane stałe dyfuzji 1D. Aby rozpocząć analizę danych, otwórz aplikację do programowania skryptów i przejdź do katalogu oprogramowania do śledzenia pojedynczych cząstek.
Otwórz skrypt o nazwie largedataprocess3.m. Jednym z ważnych parametrów, które należy zdefiniować, jest wartość progowa dla wykrywania pojedynczych cząstek. Aby określić optymalną wartość progową, uruchom determine_threshold_value.
m skrypt. Ten skrypt zwizualizuje, w jaki sposób wartość progowa wpływa na wykrywanie pojedynczych cząstek. Po określeniu optymalnej wartości progowej uruchom largedataprocess3.
m skrypt. Po zakończeniu analizy śledzenia pojedynczych cząstek, surowe trajektorie zostaną przefiltrowane przez uruchomienie trajectory_filtering. m skrypt.
Graficzny interfejs użytkownika lub graficzny interfejs użytkownika jest zbudowany w celu wizualizacji kroku filtrowania. Na panelu GUI ustaw minimalne przemieszczenie wzdłuż DNA, MinXDisp, na dwa piksele. Ustaw maksymalne przemieszczenie poprzeczne do DNA, MaxYDisp, na dwa piksele.
Ustaw minimalną liczbę ramek, minFrames, na 10. Ustawia minimalną liczbę stanów trypletu, minTriplets, na 10. Ustaw minimalną stałą dyfuzji wzdłuż DNA, D_par na zero.
Ustaw maksymalną szacowaną stałą dyfuzji poprzeczną do DNA, D_trans, na 10 mega par zasad do kwadratu na sekundę. Ustaw minimalny parametr statystyczny, Chi2 Stat, na minus pięć. Ustaw minimalny stosunek przemieszczenia wzdłuż DNA do poprzecznego do DNA, MinX/Y, na dwa.
Wszystkie nieprzetworzone trajektorie, które spełniają te parametry filtrowania, zostaną wymienione w tabeli pierwszej, a te, które tego nie zrobią, zostaną wymienione w tabeli trzeciej. Kliknij numer trajektorii w tabeli pierwszej. Trajektoria zostanie wyświetlona na grafice pierwszej i drugiej.
Kliknij przycisk odtwarzania, aby odtworzyć surowe obrazy fluorescencyjne. Kliknij dodaj do tabeli2, jeśli ta trajektoria jest trajektorią ślizgania się pojedynczej cząsteczki. Ostatecznie wszystkie trajektorie dodane do tabeli 2 zostaną zapisane po zamknięciu GUI.
Trajektorie, które przeszły wszystkie etapy filtrowania, są łączone ze sobą, na podstawie których zostanie oszacowana średnia stała dyfuzji. Aby obliczyć średnie stałe dyfuzji, po prostu uruchom skrypt calculate_mean_diffusion_constant.m. Z zabiegu skorzysta wiele osób studiujących biofizykę pojedynczych cząsteczek in vitro.
Ten protokół demonstruje prosty, niezawodny i wysokowydajny test jednocząsteczkowy rozciągania przepływowego dla badań jednowymiarowej (1D) dyfuzji cząsteczek wzdłuż DNA. Metoda ta umożliwia śledzenie pojedynczych fluorescencyjnych cząsteczek w kontrolowanym środowisku przepływowym, poprawiając zrozumienie mechanizmów transportu molekularnego.
This high throughput single molecule flow-stretching assay enables quantitative analysis of 1D molecular transport along DNA, supporting target validation and mechanistic de-risking in early discovery. By providing reproducible, automated data on molecular binding and diffusion kinetics, it improves predictive confidence in lead identification and reduces biological uncertainty in preclinical decision-making. The scalable, streamlined workflow enhances enterprise reuse across multiple transport studies.
The assay fits within the discovery continuum from target validation through lead identification, delivering quantitative transport data that informs hit-to-lead progression.