Name: Półautomatyczna ilościowa analiza strukturalna oparta na mikrotomografii komputerowej nagiego szczura Model złamania kręgów związanego z osteoporozą (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2017-09-28T13:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 12 s
Description: Poznaj półautomatyczną analizę strukturalną opartą na mikrotomografii komputerowej w modelu złamania kręgów u szczura nudego. Ta metoda umożliwia dokładną ocenę regeneracji kości w osteoporozie.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Badania były wspierane przez grant z Kalifornijskiego Instytutu Medycyny Regeneracyjnej (CIRM) (TR2-01780).

Wszystkie eksperymenty na zwierzętach zostały przeprowadzone zgodnie z protokołem zatwierdzonym przez Instytucjonalny Komitet ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt (IACUC) Centrum Medycznego Cedars-Sinai (Protokół # 3609). Znieczulenie podawano do wszystkich zabiegów obrazowych i chirurgicznych. Wszystkie zwierzęta były trzymane zgodnie z zatwierdzonymi protokołami IACUC.
UWAGA: Eksperymentalny projekt tego protokołu jest pokazany w Rysunek 1. Kup sześciotygodniowe szczury z chirurgicznie usuniętymi jajnikami i nakarm je produktem LCD składającym się z 0,01% wapnia i 0,77% fosforanu. Po okresie 4 miesięcy od wykonania LCD należy wywiercić ubytek kręgowy o krytycznej wielkości w czwartym i piątym trzonie kręgu lędźwiowego (L4-L5). Po operacji zobrazuj szczury w dniu 1 i tygodniach 2, 4, 8 i 12 po ustaleniu wady. Zlokalizuj marginesy defektów w skanowaniu w dniu 1, zmień orientację do standardowej pozycji i zdefiniuj cylindryczną objętość zainteresowania (VOI). Automatycznie rejestruj kolejne skany μCT (tj. dla tygodni 2, 4, 8 i 12) każdego szczura w standardowej pozycji zdefiniowanej dla odpowiedniego skanu w dniu 1. Zastosuj wstępnie zdefiniowany VOI dnia 1 do zarejestrowanych skanów. Oceń gęstość objętości kości i gęstość pozorną VOI.
1. Indukcja osteoporozy
<ol>
	<li>Umieść sześciotygodniowe szczury po atakimicznej owariektomii na 4-miesięcznym LCD składającym się z 0,01% wapnia i 0,77% fosforanu.</li>
	<li>Wróć do normalnej diety. 
	UWAGA: Szczury te będą dalej określane jako "szczury osteoporotyczne".</li>
</ol>
2. Model wady kręgu
UWAGA: Czas to 40 - 50 minut na zwierzę.
<ol>
	<li>Autoklaw wszystkie narzędzia chirurgiczne przed zabiegiem.</li>
	<li>W przypadku wielu operacji należy wysterylizować wszystkie narzędzia chirurgiczne.
	<ol>
		<li>Umyj narzędzia i umieść je w kąpieli sonikatora na 5 minut. Umieść je w gorącym sterylizatorze perełkowym ustawionym na 250 °C na 20 s. Pozwól narzędziom ostygnąć przez 5 minut.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Wywołaj znieczulenie.
	<ol>
		<li>Umieść szczura z osteoporozą w komorze indukcyjnej podłączonej do urządzenia do znieczulenia z centralnym systemem oczyszczania. Wywołać znieczulenie za pomocą 5% izofluranu w 100% tlenu i utrzymać przez stożek nosowy na poziomie 2 - 3% izofluranu. Używaj maści weterynaryjnej na oczy, aby zapobiec wysuszeniu podczas znieczulenia.</li>
		<li>Zastosuj bodziec szczypania palców u stóp, aby zapewnić odpowiednią płaszczyznę znieczulenia. Jeśli nie zostanie odnotowana żadna odpowiedź, wszcząć procedurę.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Umieść znieczulonego szczura w pozycji leżącej grzbietowej na poduszce grzewczej (37 °C) i rozciągnij kończyny za pomocą magnetycznego systemu retrakcji stabilizatora (<silna klasa = "xfig" >Rysunek 2A). 
	UWAGA: Temperatura poduszki grzewczej jest ważna dla zapobiegania hipotermii, ponieważ znieczulony szczur nie jest w stanie regulować temperatury ciała.</li>
	<li>Ogol okolice brzucha za pomocą golarki elektrycznej. Przetrzyj go środkiem antyseptycznym na bazie jodu i glukonianem chlorheksydyny 0,5%, a następnie 70% etanolem.</li>
	<li>Wstrzyknąć szczurowi karprofen (5 mg/kg masy ciała (BW), podskórnie (SQ)) przed rozpoczęciem zabiegu chirurgicznego.</li>
	<li>Użyj sterylnego skalpela, aby przeciąć skórę. Rozpocznij nacięcie 1 cm poniżej wyrostka mieczykowatego i przetnij linię środkową (~5 - 8 cm) (<silna klasa = "xfig">Ryc. 2B).</li>
	<li>Użyj nożyczek chirurgicznych, aby wykonać nacięcie rozcięgna przez linię białką, aby uzyskać dostęp do jamy brzusznej (<silna klasa = "xfig" >Ryc. 2C).</li>
	<li>Odsłoń jamę brzuszną za pomocą retraktorów (<silna klasa="xfig">Rysunek 2D).</li>
	<li>Odchyl jelita na prawo od szczura, aby odsłonić aortę brzuszną i lewą nerkę (<silna klasa = "xfig" >Rysunek 2E). Zbadaj palpacyjnie odcinek lędźwiowy kręgosłupa przed przystąpieniem do jego odsłaniania. Aby uniknąć odwodnienia, użyj sterylnych nasączonych gaz ze sterylnym roztworem soli fizjologicznej do owinięcia narządów wewnętrznych.</li>
	<li>Użyj termokoagulacji, aby odsłonić warstwami przednią część lędźwiowych trzonów kręgów L4-5 i wyizolować je od otaczającej tkanki łącznej i mięśni (<silna klasa = "xfig" >Rysunek 2F-G). 
	UWAGA: Termokoagulacja powinna być stosowana w celu zatamowania krwawienia podczas sekcji.</li>
	<li>Użyj sterylnego bawełnianego wacika nasączonego sterylnym roztworem soli fizjologicznej, aby usunąć krew i resztki tkanki z kręgów L4. Użyj sterylnego wiertła Trephine (o średnicy ~2 mm), aby wywiercić ubytek kostny o głębokości 5 mm w środku odsłoniętej przedniej części trzonu kręgu (ryc. 2H-I). 
	UWAGA: Zastosuj minimalny nacisk, aby przewiercić się tylko przez korę brzuszną i leżącą pod nią kość beleczkową; Unikaj wiercenia w korze grzbietowej. Należy pamiętać, że kręgi szczurów z osteoporozą są bardzo delikatne. Użyj bawełnianego wacika, aby oczyścić wadę i uciskać, aby zatrzymać krwawienie, jeśli występuje.</li>
	<li>Powtórz krok 2.11 na kręgu L5, aby utworzyć w sumie 2 wady na szczura (<silna klasa = "xfig" > Rysunek 2J).</li>
	<li>Wróć jelita do jamy brzusznej.</li>
	<li>Użyj syntetycznego wchłanialnego szwu chirurgicznego vicryl (3-0 vicryl niebarwiony stożek 27" SH) w ciągłym wzorze, aby zszyć rozcięgno (<klasa silna = "xfig">Rysunek 2K).</li>
	<li>Zamknij skórę za pomocą niewchłanialnego szwu z monofilamentu nylonowego 4-0 w prostym, przerywanym wzorze (<silna klasa = "xfig">Rysunek 2L).</li>
	<li>Nałóż 100 μl miejscowego kleju do skóry na szwy skórne i między nimi, aby zapewnić całkowite zamknięcie skóry.</li>
	<li>Wstrzyknąć szczurowi ciepły (37 °C) roztwór Ringera z mleczanami (1CC/100 g m.c.), aby zapobiec hipotermii i odwodnieniu.</li>
	<li>Wstrzyknąć szczurowi buprenorfinę (0,5 mg/kg m.c.) przed zabiegiem i co 8 - 12 godzin w celu złagodzenia bólu pooperacyjnego, jeśli to konieczne.</li>
	<li>Nie pozostawiaj zwierzęcia bez opieki, dopóki nie odzyska wystarczającej przytomności, aby utrzymać pozycję leżącą w mostku. Nie należy również zwracać zwierzęcia, które przeszło operację, do towarzystwa innych zwierząt, dopóki w pełni nie wyzdrowieje.</li>
	<li>Po tym, jak zwierzę dojdzie do siebie na poduszce grzewczej, włóż je z powrotem do klatki. 
	UWAGA: Szczury należy trzymać pojedynczo (tj. w oddzielnych klatkach), aby zapobiec okaleczaniu szwów i ran przez szczury.</li>
	<li>Umieść karmę namoczoną w wodzie na szalce Petriego na podłodze klatki na kilka dni po operacji, aby pomóc szczurom dotrzeć do jedzenia.</li>
	<li>Karprofen (5 mg/kg m.c., SQ) należy podawać 24 godziny po zabiegu w celu złagodzenia bólu co 24 godziny w razie potrzeby.</li>
	<li>Usuń szwy skórne, gdy zwierzę jest pod 2% znieczuleniem izofluranem 10 - 14 dni po operacji.</li>
</ol>
3. Skanowanie mikrotomografią komputerową
UWAGA: Czas to 30 - 40 minut na zwierzę.
<ol>
	<li>Następnego dnia po zabiegu chirurgicznym należy umieścić szczura z osteoporozą w komorze indukcyjnej podłączonej do urządzenia do znieczulenia z centralnym systemem oczyszczania. Wywołać znieczulenie za pomocą 5% izofluranu w 100% tlenu i utrzymać przez stożek nosowy na poziomie 2 - 3% izofluranu.</li>
	<li>Zeskanuj szczura za pomocą skanera μCT in vivo. Powtórz skanowanie w celu analizy podłużnej regeneracji kości. 
	UWAGA: Upewnij się, że wszystkie zwierzęta są skanowane przy użyciu tych samych ustawień (tj. energii promieniowania rentgenowskiego, medium skanowania, intensywności, rozmiaru woksela i rozdzielczości obrazu) i w podobnej orientacji. Na przykład: energia promieniowania rentgenowskiego, 55 kVP; prąd, 145 μA; wielkość woksela, 35 μm; przyrosty, 115 μm; i czas integracji, 200 ms; z próbkami w PBS. Patrz Bouxtein i wsp.34 w celu uzyskania dalszych wyjaśnień i rozważań związanych ze skanowaniem μCT gryzoni w celu oceny mikrostruktury kości. Idealnie byłoby, gdyby dla wszystkich skanów była używana najwyższa dostępna rozdzielczość skanowania; Jednak skany o wyższej rozdzielczości wymagają dłuższego czasu akwizycji, generują duże zestawy danych i narażają zwierzęta na większe promieniowanie jonizujące. Te ostatnie mogą powodować działania niepożądane, w tym spowolnione gojenie się złamań. Dlatego należy dokładnie rozważyć kompromis między dodatkowymi danymi a czasem skanowania.</li>
</ol>
4. Separacja kręgów
UWAGA: Czas wynosi 20 - 30 minut na próbkę.
<ol>
	<li>Konturuj interesujący nas kręg, jak pokazano na rysunku Rysunek 3A-I. Upewnij się, że uwzględniłeś wszystkie części kręgu, wykluczając części należące do sąsiednich kręgów.
	<ol>
		<li>Kliknij "program do oceny μCT" i wybierz próbkę z menu.</li>
		<li>Konturuj każdy plasterek za pomocą myszy.</li>
		<li>Użyj paska "Z", aby przejść do następnego plasterka.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Zapisz wyprofilowany kręg jako osobny plik (Rysunek 3J-K), klikając na "Plik" → "Zapisz GOBJ" co kilka plasterków.</li>
</ol>
5. Definicja VOI dla długoterminowej oceny ilościowej
UWAGA: Następujące kroki zależą od tego, czy skan jest od 1 dnia po operacji (kręg referencyjny), czy od kolejnych punktów czasowych (kręgi docelowe).
<ol>
	<li>Kręg odniesienia. 
	UWAGA: Czas wynosi 20 - 30 minut na próbkę.
	<ol>
		<li>W przypadku obrotu Z zmierz kąt marginesów za pomocą wycinka XY od środka wady (<silna klasa = "xfig" >Rysunek 4A-B).
		<ol>
			<li>Na płaszczyźnie Z przejdź do obszaru kręgu, w którym wada jest najbardziej wyraźna i uchwyć kręg na ekranie.</li>
			<li>W oprogramowaniu do prezentacji przygotuj obiekt w kształcie prostokąta, który będzie pasował do wady.</li>
			<li>Obróć obraz kręgu tak, aby wada była skierowana do góry, a brzegi wady były równoległe do boków prostokąta.</li>
			<li>Zmierz kąt obrotu (kliknij obraz prawym przyciskiem myszy → "Formatuj obraz" → "Rozmiar").</li>
			<li>Użyj zmierzonego kąta, aby obrócić kręg (<silna klasa="xfig">Rysunek 4C).
			<ol>
				<li>Otwórz nowe okno DECterm ("Menedżer sesji" → "Aplikacje" → "DECterm").</li>
				<li>Uruchom "ipl":</li>
				<li>Ipl> turn3d</li>
				<li>-input [w]></li>
				<li>-wyjście [wyjście]></li>
				<li>-turnaxis_angles [0.000 90.000 90.000]> 90 90 0</li>
				<li>-kąt obrotu [0,000]> kąt pomiarowy</li>
				<li>-img_interpol_option [1]></li>
			</ol>
			</li>
		</ol>
		</li>
		<li>W przypadku obrotu X zmierz kąt marginesów za pomocą wycinka YZ od środka wady (<silna klasa = "xfig" >Rysunek 4D-E). Użyj zmierzonego kąta, aby obrócić kręg (<silna klasa="xfig">Rysunek 4F).
		<ol>
			<li>Kliknij "YZ" w "programie ewaluacyjnym uCT" i powtórz kroki 5.1.1.1-5.1.1.5.2.</li>
			<li>Ipl> isq</li>
			<li>-aim_name [w]></li>
			<li>-isq_filename [default_file_name]> Wstaw katalog plików ISQ (np. "DK0:[MICROCT. DANE. GAZIT. MAKSYMA.80.DZIEŃ1]Z2102970. ISQ")</li>
			<li>-pos [0 0 0]></li>
			<li>-dim [-1 -1 -1]></li>
		</ol>
		</li>
		<li>Odwróć obrócony kręg, zmieniając płaszczyznę XY na płaszczyznę ZX.
		<ol>
			<li>Otwórz nowe okno DECterm ("Menedżer sesji" → "Aplikacje" → "DECterm").</li>
			<li>Uruchom "ipl":</li>
			<li>Klapka Ipl></li>
			<li>-wejście [wejście] > wyjście</li>
			<li>-input [out] > out2</li>
			<li>-new_xydir [yz] > zx</li>
		</ol>
		</li>
		<li>Zdefiniuj VOI.
		<ol>
			<li>Narysuj okrągły kontur wady za pomocą przekroju od środka wady, wybierając ikonę okrągłego konturu w "programie oceny uCT" (<silna klasa = "xfig">Rysunek 6A). Skopiuj ten kontur i wklej go na wszystkich wycinkach w defektu (<silna klasa="xfig">Rysunek 6B). 
			UWAGA: Ponieważ wszystkie wady zostały utworzone przy użyciu tej samej procedury, należy przeanalizować tę samą liczbę plastrów, a następnie całkowitą objętość (TV) dla wszystkich próbek.</li>
		</ol>
		</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Kręg docelowy. 
	UWAGA: Czas wynosi 10 - 20 minut na próbkę.
	<ol>
		<li>Załaduj pliki DICOM zarówno kręgu docelowego, jak i referencyjnego do głównego okna oprogramowania do analizy obrazu. 
		UWAGA: Aby uniknąć zmian wartości w skali szarości, w menu ładowania zdefiniuj ten sam typ danych wyjściowych, co oryginalne pliki DICOM.</li>
		<li>Zarejestruj się do kręgu referencyjnego.
		<ol>
			<li>Uruchom moduł "3-D Voxel Registration" i wprowadź kręg referencyjny jako "Objętość podstawową", a kręg docelowy jako "Objętość dopasowania". Kliknij "Zarejestruj", aby zarejestrować kręgi (<silna klasa = "xfig" >Rysunek 5).</li>
		</ol>
		</li>
		<li>Zapisz zarejestrowany plik przy użyciu tego samego typu danych i zaimportuj go do środowiska μCT.</li>
		<li>Zastosuj VOI.
		<ol>
			<li>Zastosuj VOI zdefiniowany dla kręgu referencyjnego do zarejestrowanego kręgu docelowego, klikając "program oceny uCT" → "Plik" → "Załaduj GOBJ" i wybierając wcześniej utworzony GOBJ. Sprawdź, czy VOI i wada są koncentryczne.</li>
		</ol>
		</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
6. Analiza mikrotomografii komputerowej
UWAGA: Czas to 10 - 20 minut na próbkę.
<ol>
	<li>Wyślij VOI do oceny za pomocą programu ewaluacyjnego μCT (<silna klasa="xfig">Rysunek 6). 
	UWAGA: Upewnij się, że używasz tych samych parametrów podczas analizowania wszystkich VOI. Upewnij się, że próg jest ustawiony wystarczająco wysoko, aby pominąć szumy tła przy minimalnej utracie kości. Jeśli zostanie wykorzystany biomateriał nieprzepuszczający promieni rentgenowskich, można zastosować szereg strategii do analizy tworzenia się kości. Jeśli istnieje różnica w gęstości między biomateriałem a tkanką kostną, biomateriał można podzielić na segmenty35,36. W przeciwnym razie badacze mogliby jakościowo ocenić różnice w tworzeniu kości między grupami eksperymentalnymi.</li>
</ol>
7. Eutanazja
<ol>
	<li>Umieść szczura z osteoporozą w komorze indukcyjnej podłączonej do aparatu do znieczulenia. Wywołaj znieczulenie za pomocą 5% izofluranu w 100% tlenie.</li>
	<li>Utrzymuj znieczulenie przez stożek nosowy i przeprowadź eutanazję, nacinając jamę klatki piersiowej w celu wytworzenia obustronnej odmy opłucnowej37.</li>
</ol>

<ol><li>Wang, M. L., Massie, J., Perry, A., Garfin, S. R., Kim, C. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+rat+osteoporotic+spine+model+for+the+evaluation+of+bioresorbable+bone+cements%5BTitle%5D)+AND+%22Spine+J%22%5BJournal%5D)">A rat osteoporotic spine model for the evaluation of bioresorbable bone cements.</a> Spine J. 7 (4), 466-474 (2007).</li>
<li><a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Consensus+development+conference%3A+prophylaxis+and+treatment+of+osteoporosis%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Med%22%5BJournal%5D)">Consensus development conference: prophylaxis and treatment of osteoporosis.</a> Am J Med. 90 (1), 107-110 (1991).</li>
<li>Center, J. R., Nguyen, T. V., Schneider, D., Sambrook, P. N., Eisman, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mortality+after+all+major+types+of+osteoporotic+fracture+in+men+and+women%3A+an+observational+study%5BTitle%5D)+AND+%22Lancet%22%5BJournal%5D)">Mortality after all major types of osteoporotic fracture in men and women: an observational study.</a> Lancet. 353 (9156), 878-882 (1999).</li>
<li>Buchbinder, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+randomized+trial+of+vertebroplasty+for+painful+osteoporotic+vertebral+fractures%5BTitle%5D)+AND+%22N+Engl+J+Med%22%5BJournal%5D)">A randomized trial of vertebroplasty for painful osteoporotic vertebral fractures.</a> N Engl J Med. 361 (6), 557-568 (2009).</li>
<li>Kallmes, D. F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+randomized+trial+of+vertebroplasty+for+osteoporotic+spinal+fractures%5BTitle%5D)+AND+%22N+Engl+J+Med%22%5BJournal%5D)">A randomized trial of vertebroplasty for osteoporotic spinal fractures.</a> N Engl J Med. 361 (6), 569-579 (2009).</li>
<li>Kado, D. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Vertebral+fractures+and+mortality+in+older+women%3A+a+prospective+study.+Study+of+Osteoporotic+Fractures+Research+Group%5BTitle%5D)+AND+%22Arch+Intern+Med%22%5BJournal%5D)">Vertebral fractures and mortality in older women: a prospective study. Study of Osteoporotic Fractures Research Group.</a> Arch Intern Med. 159 (11), 1215-1220 (1999).</li>
<li>Silverman, S. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+clinical+consequences+of+vertebral+compression+fracture%5BTitle%5D)+AND+%22Bone%22%5BJournal%5D)">The clinical consequences of vertebral compression fracture.</a> Bone. 13, Suppl 2. S27-S31 (1992).</li>
<li>Ross, P. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Clinical+consequences+of+vertebral+fractures%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Med%22%5BJournal%5D)">Clinical consequences of vertebral fractures.</a> Am J Med. 103 (2A), 30S-43S (1997).</li>
<li>Saito, T., Kin, Y., Koshino, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Osteogenic+response+of+hydroxyapatite+cement+implanted+into+the+femur+of+rats+with+experimentally+induced+osteoporosis%5BTitle%5D)+AND+%22Biomaterials%22%5BJournal%5D)">Osteogenic response of hydroxyapatite cement implanted into the femur of rats with experimentally induced osteoporosis.</a> Biomaterials. 23 (13), 2711-2716 (2002).</li>
<li>Koshihara, M., Masuyama, R., Uehara, M., Suzuki, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effect+of+dietary+calcium%3A+Phosphorus+ratio+on+bone+mineralization+and+intestinal+calcium+absorption+in+ovariectomized+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Biofactors%22%5BJournal%5D)">Effect of dietary calcium: Phosphorus ratio on bone mineralization and intestinal calcium absorption in ovariectomized rats.</a> Biofactors. 22 (1-4), 39-42 (2004).</li>
<li>Martin-Monge, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Validation+of+an+osteoporotic+animal+model+for+dental+implant+analyses%3A+an+in+vivo+densitometric+study+in+rabbits%5BTitle%5D)+AND+%22Int+J+Oral+Maxillofac+Implants%22%5BJournal%5D)">Validation of an osteoporotic animal model for dental implant analyses: an in vivo densitometric study in rabbits.</a> Int J Oral Maxillofac Implants. 26 (4), 725-730 (2011).</li>
<li>Agata, U., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+effect+of+different+amounts+of+calcium+intake+on+bone+metabolism+and+arterial+calcification+in+ovariectomized+rats%5BTitle%5D)+AND+%22J+Nutr+Sci+Vitaminol+%28Tokyo%29%22%5BJournal%5D)">The effect of different amounts of calcium intake on bone metabolism and arterial calcification in ovariectomized rats.</a> J Nutr Sci Vitaminol (Tokyo). 59 (1), 29-36 (2013).</li>
<li>Govindarajan, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Bone+matrix%2C+cellularity%2C+and+structural+changes+in+a+rat+model+with+high-turnover+osteoporosis+induced+by+combined+ovariectomy+and+a+multiple-deficient+diet%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Pathol%22%5BJournal%5D)">Bone matrix, cellularity, and structural changes in a rat model with high-turnover osteoporosis induced by combined ovariectomy and a multiple-deficient diet.</a> Am J Pathol. 184 (3), 765-777 (2014).</li>
<li>Govindarajan, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Implications+of+combined+ovariectomy%2Fmulti-deficiency+diet+on+rat+bone+with+age-related+variation+in+bone+parameters+and+bone+loss+at+multiple+skeletal+sites+by+DEXA%5BTitle%5D)+AND+%22Med+Sci+Monit+Basic+Res%22%5BJournal%5D)">Implications of combined ovariectomy/multi-deficiency diet on rat bone with age-related variation in bone parameters and bone loss at multiple skeletal sites by DEXA.</a> Med Sci Monit Basic Res. 19, 76-86 (2013).</li>
<li>Alt, V., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+new+metaphyseal+bone+defect+model+in+osteoporotic+rats+to+study+biomaterials+for+the+enhancement+of+bone+healing+in+osteoporotic+fractures%5BTitle%5D)+AND+%22Acta+Biomater%22%5BJournal%5D)">A new metaphyseal bone defect model in osteoporotic rats to study biomaterials for the enhancement of bone healing in osteoporotic fractures.</a> Acta Biomater. 9 (6), 7035-7042 (2013).</li>
<li>Liang, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Use+of+a+bioactive+scaffold+for+the+repair+of+bone+defects+in+a+novel+reproducible+vertebral+body+defect%5BTitle%5D)+AND+%22Bone%22%5BJournal%5D)">Use of a bioactive scaffold for the repair of bone defects in a novel reproducible vertebral body defect.</a> Bone. 47 (2), 197-204 (2010).</li>
<li>Liang, H., Li, X., Shimer, A. L., Balian, G., Shen, F. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+novel+strategy+of+spine+defect+repair+with+a+degradable+bioactive+scaffold+preloaded+with+adipose-derived+stromal+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Spine+J%22%5BJournal%5D)">A novel strategy of spine defect repair with a degradable bioactive scaffold preloaded with adipose-derived stromal cells.</a> Spine J. 14 (3), 445-454 (2014).</li>
<li>Fujishiro, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Histological+evaluation+of+an+impacted+bone+graft+substitute+composed+of+a+combination+of+mineralized+and+demineralized+allograft+in+a+sheep+vertebral+bone+defect%5BTitle%5D)+AND+%22J+Biomed+Mater+Res+A%22%5BJournal%5D)">Histological evaluation of an impacted bone graft substitute composed of a combination of mineralized and demineralized allograft in a sheep vertebral bone defect.</a> J Biomed Mater Res A. 82 (3), 538-544 (2007).</li>
<li>Sheyn, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Gene-modified+adult+stem+cells+regenerate+vertebral+bone+defect+in+a+rat+model%5BTitle%5D)+AND+%22Mol+Pharm%22%5BJournal%5D)">Gene-modified adult stem cells regenerate vertebral bone defect in a rat model.</a> Mol Pharm. 8 (5), 1592-1601 (2011).</li>
<li>Phillips, F. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+vivo+BMP-7+%28OP-1%29+enhancement+of+osteoporotic+vertebral+bodies+in+an+ovine+model%5BTitle%5D)+AND+%22Spine+J%22%5BJournal%5D)">In vivo BMP-7 (OP-1) enhancement of osteoporotic vertebral bodies in an ovine model.</a> Spine J. 6 (5), 500-506 (2006).</li>
<li>Kobayashi, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Long-term+evaluation+of+a+calcium+phosphate+bone+cement+with+carboxymethyl+cellulose+in+a+vertebral+defect+model%5BTitle%5D)+AND+%22J+Biomed+Mater+Res+A%22%5BJournal%5D)">Long-term evaluation of a calcium phosphate bone cement with carboxymethyl cellulose in a vertebral defect model.</a> J Biomed Mater Res A. 88 (4), 880-888 (2009).</li>
<li>Turner, T. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Vertebroplasty+comparing+injectable+calcium+phosphate+cement+compared+with+polymethylmethacrylate+in+a+unique+canine+vertebral+body+large+defect+model%5BTitle%5D)+AND+%22Spine+J%22%5BJournal%5D)">Vertebroplasty comparing injectable calcium phosphate cement compared with polymethylmethacrylate in a unique canine vertebral body large defect model.</a> Spine J. 8 (3), 482-487 (2008).</li>
<li>Zhu, X. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+novel+sheep+vertebral+bone+defect+model+for+injectable+bioactive+vertebral+augmentation+materials%5BTitle%5D)+AND+%22J+Mater+Sci+Mater+Med%22%5BJournal%5D)">A novel sheep vertebral bone defect model for injectable bioactive vertebral augmentation materials.</a> J Mater Sci Mater Med. 22 (1), 159-164 (2011).</li>
<li>Vanecek, V., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+combination+of+mesenchymal+stem+cells+and+a+bone+scaffold+in+the+treatment+of+vertebral+body+defects%5BTitle%5D)+AND+%22Eur+Spine+J%22%5BJournal%5D)">The combination of mesenchymal stem cells and a bone scaffold in the treatment of vertebral body defects.</a> Eur Spine J. 22 (12), 2777-2786 (2013).</li>
<li>Geusens, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((High-resolution+in+vivo+imaging+of+bone+and+joints%3A+a+window+to+microarchitecture%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Rev+Rheumatol%22%5BJournal%5D)">High-resolution in vivo imaging of bone and joints: a window to microarchitecture.</a> Nat Rev Rheumatol. 10 (5), 304-313 (2014).</li>
<li>Genant, H. K., Engelke, K., Prevrhal, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Advanced+CT+bone+imaging+in+osteoporosis%5BTitle%5D)+AND+%22Rheumatology+%28Oxford%29%22%5BJournal%5D)">Advanced CT bone imaging in osteoporosis.</a> Rheumatology (Oxford). 47, Suppl 4. 9-16 (2008).</li>
<li>Kallai, I., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microcomputed+tomography-based+structural+analysis+of+various+bone+tissue+regeneration+models%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Protocols%22%5BJournal%5D)">Microcomputed tomography-based structural analysis of various bone tissue regeneration models.</a> Nature Protocols. 6 (1), 105-110 (2011).</li>
<li>Lambers, F. M., Kuhn, G., Schulte, F. A., Koch, K., Muller, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Longitudinal+assessment+of+in+vivo+bone+dynamics+in+a+mouse+tail+model+of+postmenopausal+osteoporosis%5BTitle%5D)+AND+%22Calcif+Tissue+Int%22%5BJournal%5D)">Longitudinal assessment of in vivo bone dynamics in a mouse tail model of postmenopausal osteoporosis.</a> Calcif Tissue Int. 90 (2), 108-119 (2012).</li>
<li>de Bakker, C. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((muCT-based%2C+in+vivo+dynamic+bone+histomorphometry+allows+3D+evaluation+of+the+early+responses+of+bone+resorption+and+formation+to+PTH+and+alendronate+combination+therapy%5BTitle%5D)+AND+%22Bone%22%5BJournal%5D)">muCT-based, in vivo dynamic bone histomorphometry allows 3D evaluation of the early responses of bone resorption and formation to PTH and alendronate combination therapy.</a> Bone. 73, 198-207 (2015).</li>
<li>Lan, S. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((3D+image+registration+is+critical+to+ensure+accurate+detection+of+longitudinal+changes+in+trabecular+bone+density%2C+microstructure%2C+and+stiffness+measurements+in+rat+tibiae+by+in+vivo+microcomputed+tomography+%28%CE%BCCT%29%5BTitle%5D)+AND+%22Bone%22%5BJournal%5D)">3D image registration is critical to ensure accurate detection of longitudinal changes in trabecular bone density, microstructure, and stiffness measurements in rat tibiae by in vivo microcomputed tomography (μCT).</a> Bone. 56 (1), 83-90 (2013).</li>
<li>Nishiyama, K. K., Campbell, G. M., Klinck, R. J., Boyd, S. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Reproducibility+of+bone+micro-architecture+measurements+in+rodents+by+in+vivo+micro-computed+tomography+is+maximized+with+three-dimensional+image+registration%5BTitle%5D)+AND+%22Bone%22%5BJournal%5D)">Reproducibility of bone micro-architecture measurements in rodents by in vivo micro-computed tomography is maximized with three-dimensional image registration.</a> Bone. 46 (1), 155-161 (2010).</li>
<li>Sheyn, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((PTH+Induces+Systemically+Administered+Mesenchymal+Stem+Cells+to+Migrate+to+and+Regenerate+Spine+Injuries%5BTitle%5D)+AND+%22Mol+Ther%22%5BJournal%5D)">PTH Induces Systemically Administered Mesenchymal Stem Cells to Migrate to and Regenerate Spine Injuries.</a> Mol Ther. 24 (2), 318-330 (2016).</li>
<li>Lelovas, P. P., Xanthos, T. T., Thoma, S. E., Lyritis, G. P., Dontas, I. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+laboratory+rat+as+an+animal+model+for+osteoporosis+research%5BTitle%5D)+AND+%22Comp+Med%22%5BJournal%5D)">The laboratory rat as an animal model for osteoporosis research.</a> Comp Med. 58 (5), 424-430 (2008).</li>
<li>Bouxsein, M. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Guidelines+for+assessment+of+bone+microstructure+in+rodents+using+micro-computed+tomography%5BTitle%5D)+AND+%22J+Bone+Miner+Res%22%5BJournal%5D)">Guidelines for assessment of bone microstructure in rodents using micro-computed tomography.</a> J Bone Miner Res. 25 (7), 1468-1486 (2010).</li>
<li>de Lange, G. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+histomorphometric+and+micro-computed+tomography+study+of+bone+regeneration+in+the+maxillary+sinus+comparing+biphasic+calcium+phosphate+and+deproteinized+cancellous+bovine+bone+in+a+human+split-mouth+model%5BTitle%5D)+AND+%22Oral+Surg+Oral+Med+Oral+Pathol+Oral+Radiol%22%5BJournal%5D)">A histomorphometric and micro-computed tomography study of bone regeneration in the maxillary sinus comparing biphasic calcium phosphate and deproteinized cancellous bovine bone in a human split-mouth model.</a> Oral Surg Oral Med Oral Pathol Oral Radiol. 117 (1), 8-22 (2014).</li>
<li>Ramalingam, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Guided+bone+regeneration+in+standardized+calvarial+defects+using+beta-tricalcium+phosphate+and+collagen+membrane%3A+a+real-time+in+vivo+micro-computed+tomographic+experiment+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Odontology%22%5BJournal%5D)">Guided bone regeneration in standardized calvarial defects using beta-tricalcium phosphate and collagen membrane: a real-time in vivo micro-computed tomographic experiment in rats.</a> Odontology. 104 (2), 199-210 (2016).</li>
<li>Leary, S., et al. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aLeary%2C+S+%22AVMA+guidelines+for+the+euthanasia+of+animals%3A+2013+edition%22">AVMA guidelines for the euthanasia of animals: 2013 edition</a>. , (2013).</li>
<li>Wang, M. L., Massie, J., Allen, R. T., Lee, Y. P., Kim, C. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Altered+bioreactivity+and+limited+osteoconductivity+of+calcium+sulfate-based+bone+cements+in+the+osteoporotic+rat+spine%5BTitle%5D)+AND+%22Spine+J%22%5BJournal%5D)">Altered bioreactivity and limited osteoconductivity of calcium sulfate-based bone cements in the osteoporotic rat spine.</a> Spine J. 8 (2), 340-350 (2008).</li>
<li>Liang, H., Li, X., Shimer, A. L., Balian, G., Shen, F. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+novel+strategy+of+spine+defect+repair+with+a+degradable+bioactive+scaffold+preloaded+with+adipose-derived+stromal+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Spine+J%22%5BJournal%5D)">A novel strategy of spine defect repair with a degradable bioactive scaffold preloaded with adipose-derived stromal cells.</a> Spine J. 14 (3), 445-454 (2013).</li>
<li>Sheyn, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((PTH+induces+systemically+administered+mesenchymal+stem+cells+to+migrate+to+and+regenerate+spine+injuries%5BTitle%5D)+AND+%22Mol+Ther%22%5BJournal%5D)">PTH induces systemically administered mesenchymal stem cells to migrate to and regenerate spine injuries.</a> Mol Ther. 24 (2), 318-330 (2015).</li>
<li>Matthieu, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+new+rat+model+for+translational+research+in+bone+regeneration%5BTitle%5D)+AND+%22Tissue+Eng+Part+C+Methods%22%5BJournal%5D)">A new rat model for translational research in bone regeneration.</a> Tissue Eng Part C Methods. , (2015).</li>
<li>Turner, A. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Animal+models+of+osteoporosis--necessity+and+limitations%5BTitle%5D)+AND+%22Eur+Cell+Mater%22%5BJournal%5D)">Animal models of osteoporosis--necessity and limitations.</a> Eur Cell Mater. 1, 66-81 (2001).</li>
</ol>

Badania te zostały wsparte grantem z Kalifornijskiego Instytutu Medycyny Regeneracyjnej (CIRM) (TR2-01780).

Osteoporoza jest najczęstszą przyczyną złamań kompresyjnych kręgów spowodowanych zwiększonym obciążeniem kręgosłupa, które skutkują zapadnięciem się trzonu kręgu. Jednak praktycznie niemożliwe jest wygenerowanie urazu u gryzonia, który autentycznie odtwarza podobny zapad kręgowy. Zamiast tego naukowcy tworzą cylindryczną pustkę w środku trzonu kręgu, aby naśladować OVCF 16,17,18,19,20,21,24,38,39.</s...

Ponad 200 milionów ludzi na całym świecie cierpi na osteoporozę1. Leżące u podstaw patologiczne zmniejszenie gęstości mineralnej kości (BMD) i zmieniona mikroarchitektura kości zwiększają kruchość kości, a w konsekwencji względne ryzyko złamań2. Osteoporoza jest tak powszechna i szkodliwa dla zdrowia, że WHO określiła ją jako poważny problem zdrowia publicznego. Co więcej, wraz ze starzeniem się światowej populacji, osteoporoza stanie się jeszcze bardziej powszechna.
Osteoporotyczne złamania kompresyjne kręgów są najczęstszymi złamaniami łamliwości, szacowanymi na ponad 750 000 rocznie w USA. Wiążą się one ze znaczną zachorowalnością i aż dziewięciokrotnie wyższą śmiertelnością3. W badaniach klinicznych stwierdzono, że obecnie dostępne interwencje chirurgiczne, takie jak wertebroplastyka i kyfoplastyka, nie są bardziej skuteczne niż leczenie pozorowane4,5, pozostawiając tym pacjentom dostępne tylko leczenie bólu. Ponieważ obecne metody leczenia OVCF są ograniczone, konieczne jest opracowanie modelu zwierzęcego, który może odtworzyć zaburzenie6,7,8. Takie modele zwierzęce mogłyby ułatwić zarówno badanie obecnych metod leczenia, jak i opracowywanie nowych terapii, które przełożą się na praktykę kliniczną. Osteoporoza została wywołana i utrzymana u zwierząt modelowych poprzez podawanie diety niskowapniowej (LCD) w połączeniu z wycięciem jajników1,9,10,11,12,13,14,15. Aby dokładniej modelować ubytek masy kostnej związany z OVCFs, stwierdzono ubytki kości kręgów u osteoporotycznych szczurów immunokompetentnych 16,17,18,19,20,21,22,23,24. W pracy przedstawiono model ubytku kręgów u szczurów z obniżoną odpornością i modelowaną osteoporozą. Ten nowatorski model może być wykorzystany do oceny terapii komórkowych z wykorzystaniem komórek macierzystych pochodzących z różnych źródeł i gatunków w celu naprawy trudnych złamań, takich jak OVCF.
Obrazowanie kości jest kluczowym elementem oceny złamań i chorób kości. Opracowano zaawansowane metody obrazowania w celu dokładnej oceny strukturalnych zmian kostnych i strategii regeneracji25. Wśród nich obrazowanie μCT stało się nieinwazyjną, łatwą w użyciu i niedrogą metodą, która zapewnia obrazy 3D o wysokiej rozdzielczości. Obrazowanie μCT ma kilka zalet w porównaniu z innymi metodami oceny pacjentów z osteoporozą, ponieważ oferuje mikroarchitekturę kości 3D o wysokiej rozdzielczości26, które można następnie analizować ilościowo. Te ostatnie można następnie wykorzystać do porównania efektów terapeutycznych proponowanych metod leczenia. Rzeczywiście, obrazowanie μCT in vivo jest złotym standardem w monitorowaniu regeneracji wad kręgów1,16,27. Jednak kilka publikacji28,29,30,31 wykorzystuje zautomatyzowane narzędzia rejestracji, aby zminimalizować zależność od użytkownika, błąd interpolacji i błąd precyzji analizy opartej na obrazowaniu μCT. Niedawno jako pierwsi zastosowaliśmy procedurę rejestracji w celu usprawnienia analizy regeneracji kości w standaryzowanym pustym plomby kostnej, jak wyjaśniono w tym protokole32 .
Opisana tutaj metoda może być wykorzystana do badania efektu nowych terapii komórkowych dla OVCFs, nieskrępowanego przez odpowiedzi komórek T gospodarza, które mogą odrzucać komórki ksenogeniczne lub allogeniczne. Osteoporoza jest wywoływana u młodych szczurów poprzez jajnikomię (OVX) i 4-miesięczną LCD. Młody wiek szczurów OVX, w połączeniu z wyświetlaczem LCD, pozwolił nam osiągnąć niską szczytową masę kostną, naśladując osteoporozę pomenopauzalną, prowadząc do nieodwracalnej utraty masy kostnej. Można to częściowo wytłumaczyć faktem, że podczas LCD i w wieku około 3 miesięcy szczury przechodzą z fazy modelowania kości do fazy przebudowy kręgów lędźwiowych33, zwiększając w ten sposób prawdopodobieństwo utrzymania się osteoporozy w czasie. Wykorzystanie młodych zwierząt sprawia, że model ten jest bardziej opłacalny, ponieważ kosztują mniej. Niemniej jednak jest to ograniczone przez to, że z natury nie uwzględnia zmian biologicznych w starzejącym się zwierzęciu.

<table><tbody><tr><td>Isoflurane</td><td>MWI Animal Health, Pasadena, CA</td><td>501017</td><td></td></tr><tr><td>BetadineSolution</td><td>MWI Animal Health, Pasadena, CA</td><td>4677</td><td></td></tr><tr><td>Glukonian chlorheksydyny 2% peeling</td><td>MWI Animal Health, Pasadena, CA</td><td>510083</td><td></td></tr><tr><td>Alkohol izopropylowy 70%-kwarta</td><td>MWI Animal Health, Pasadena, CA</td><td>501044</td><td></td></tr><tr><td>Carprofen</td><td>MWI Animal Health, Pasadena, CA</td><td>26357</td><td></td></tr><tr><td>Buprenorfina 0,3 mg/ml</td><td>MWI Animal Health, Pasadena, CA</td><td>56163</td><td></td></tr><tr><td>Owariektomizowane nagie szczury atymiczne</td><td>Harlan Laboratories, Indianapolis, IN</td><td>Hsd:RH-Foxn1 rnu</td><td></td></tr><tr><td>Żywność o niskiej zawartości wapnia</td><td>Newco Distributors, Inc., CA</td><td>1814948 (5AV8 AIN-93M z niską wartością wapnia)</td><td></td></tr> <tr><td>Sól fizjologiczna buforowana fosforanami</td><td>Life Technologies Corporation</td><td></td><td></td>14190250</tr><tr><td>Dermabond</td><td>J AND J ETHICON</td><td>DHVM12</td><td></td></tr><tr><td>Aparat anestezjologiczny</td><td>Patterson Scientific</td><td>TEC 3EX</td><td></td></tr><tr><td>Komory indukcyjne z przesuwnym topem</td><td>Patterson Scientific</td><td>78917833</td><td></td></tr><tr><td>ProStation Podgrzewana stacja robocza</td><td>Patterson Scientific</td><td>78914731</td><td></td></tr><tr><td>Serweta chirurgiczna</td><td>HALYARD HEALTH INC</td><td>89101</td><td></td></tr><tr><td>Magnetyczny system chowania stabilizatora</td><td>Fine Science Tools, Inc., CA</td><td>18200-50</td><td></td></tr><tr><td>Nożyczki preparacyjne, 10 cm, zakrzywione, SS</td><td>World Precision Instruments, FL</td><td>14394</td><td></td></tr><tr><td>Nożyczki do irysów, 11,5 cm, 45 &deg; Kąt, ząbkowany, ostry/ostry</td><td>World Precision Instruments, kleszcze 503225</td><td></td><td></td>FL</tr>, <tr><td>nr 5</td><td>World Precision Instruments, FL</td><td>555048FT</td><td></td></tr><tr><td>Kleszcze hemostatyczne Micro Mosquito</td><td>World Precision Instruments, FL</td><td>503360</td><td></td></tr><tr><td>Sterylna gaza bawełniana</td><td>Medtronic, MINNEAPOLIS, MN</td><td>9024</td><td></td></tr><tr><td>Włócznie absorpcyjne - zamontowane/sterylne</td><td>Fine Science Narzędzia, CA</td><td>18105-01</td><td></td></tr><tr><td>Strzykawka, 1 mL</td><td>TERUMO TERUMO MED</td><td>SS-01T</td><td></td></tr><tr><td>Igła, 25 gauge</td><td>BD MED SYS INJECTION SYS</td><td></td><td></td></tr> 305127 <tr><td>Okap z przepływem laminarnym</td><td>Baker</td><td>SterilGARD e3-Class II Type A2 Jednostka</td><td></td></tr><tr><td>kauteryzacji termicznej</td> World <td>Precision Instruments, FL</td><td>501292</td><td></td></tr><tr><td>Micro-Drill OmniDrill115/230V</td><td>World Precision Instruments, FL</td><td>503598</td><td></td></tr><tr><td>Trephines do Micro Drill, średnica 2 mm</td><td>Fine Science Tools, CA</td><td>18004-20</td><td></td></tr><tr><td>3-0 Vicryl niebarwiony 27" Stożek</td><td>SH J I J ETHICON</td><td>1663G</td><td></td></tr><tr><td>4-0 Ethilon 18" PC3 Cięcie konwencjonalne</td><td>J I J ETHICON</td><td>1954G</td><td></td></tr><tr><td>Stożek in vivo microCT (vivaCT 40)</td><td>Scanco Medical</td><td>vivaCT 40</td><td></td></tr><tr><td>Pakiet oprogramowania SCANCO Medical microCT</td><td></td> Scanco Medical Oprogramowanie do analizy <td>vivaCT 40</td><td></td></tr><tr><td>Obrazowanie</td><td>biomedyczne, Mayo Clinic, Rochester, MN</td><td>Analyze 12</td><td>Oprogramowanie do analizy obrazu</td></tr><tr><td>Weteryneryjska</td> <td>maść do oczu</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

półautomatyczna ilościowa analiza strukturalna oparta na mikrotomografii komputerowej nagiego szczura model złamania kręgów związanego z osteoporozą

Semiautomated Longitudinal Microcomputed Tomography-based Quantitative Structural Analysis of a Nude Rat Osteoporosis-related Vertebral Fracture Model

Kompresyjne złamania kręgów związane z osteoporozą (OVCFs) są powszechną i klinicznie niezaspokojoną potrzebą, której częstość występowania wzrasta wraz ze starzeniem się światowej populacji. Zwierzęce modele OVCF mają zasadnicze znaczenie dla przedklinicznego rozwoju translacyjnych strategii inżynierii tkankowej. Chociaż obecnie istnieje wiele modeli, protokół ten opisuje zoptymalizowaną metodę wywoływania wielu wysoce powtarzalnych wad kręgów u jednego nagiego szczura. Szczegółowo opisano również nowatorską, półautomatyczną analizę ilościową wad kręgów opartą na podłużnej półautomatycznej tomografii komputerowej (μCT). Krótko mówiąc, szczury zostały sfotografowane w wielu punktach czasowych po operacji. Skan dnia 1 został przeorientowany na standardową pozycję i zdefiniowano standardowy wolumen zainteresowania. Kolejne skany μCT każdego szczura były automatycznie rejestrowane w badaniu klinicznym pierwszego dnia, więc ta sama objętość zainteresowania była następnie analizowana w celu oceny tworzenia się nowej kości. To wszechstronne podejście można zaadaptować do wielu innych modeli, w których analiza oparta na obrazowaniu podłużnym może skorzystać z precyzyjnego półautomatycznego wyrównania 3D. Podsumowując, protokół ten opisuje łatwo mierzalny i łatwy do odtworzenia system do badań nad osteoporozą i kośćmi. Sugerowany protokół zajmuje 4 miesiące na wywołanie osteoporozy u nagich szczurów po owariektomii i od 2,7 do 4 godzin na wygenerowanie, zobrazowanie i analizę dwóch wad kręgów, w zależności od wielkości tkanki i sprzętu.

Stosując ten protokół, można obrazować i kwantyfikować regenerację n = 8 modelowanych osteoporotycznych ubytków kręgów w różnych punktach czasowych. Dopasowanie anatomiczne uzyskane dzięki procedurze rejestracji umożliwia analizę tego samego VOI we wszystkich punktach czasowych. Przekłada się to na bardzo dokładną podłużną analizę histomorfometryczną 3D, nawet w sytuacjach, gdy brzegi pierwotnego ubytku nie są już rozpoznawalne. Jako przykład podłużnej oceny regeneracji kości zastosowaliś...

Celem tego protokołu jest wygenerowanie modelu złamania kompresyjnego kręgów związanego z osteoporozą u nagich szczurów, który może być oceniany in vivo za pomocą półautomatycznej ilościowej analizy strukturalnej opartej na mikrotomografii komputerowej.

Półautomatyczna ilościowa analiza strukturalna oparta na mikrotomografii komputerowej nagiego szczura Model złamania kręgów związanego z osteoporozą

Osteoporosis-related vertebral compression fractures (OVCFs) are a common and clinically unmet need with increasing prevalence as the world population ...

Ogólnym celem tego modelu chirurgicznego oraz metody analizy obrazów jest obserwacja wpływu zastosowanego leczenia na przedkliniczny model złamania kompresyjnego kręgów związanego z osteoporozą. Metoda ta może pomóc w odpowiedzi na kluczowe pytania w dziedzinie medycyny regeneracyjnej gleju, takie jak: jakie leczenie mogłoby być skuteczne w przypadku złamań kompresyjnych kręgów związanych z osteoporozą oraz w jaki sposób takie leczenie wspomogłoby regenerację kości? Główną zaletą tej techniki jest wykorzystanie szczurów nago, co pozwala na testowanie nowych metod leczenia in vivo bez obaw o odrzucenie immunologiczne.Ponadto regeneracja kości, która stanowi podstawę zaprezentowanej tutaj metody, jest w pełni zautomatyzowana, dzięki czemu jest ona dokładniejsza i mniej zależna od operatora niż metody opisane w poprzednich publikacjach. Procedurę zaprezentuje doktor Wafa Tawackoli, naukowiec z naszego laboratorium. Najpierw należy wprowadzić szczura z osteoporozą w stan znieczulenia, stosując 5% isoflurane w 100% oxygen, a następnie przenieść go do maski nosowej, utrzymując stężenie od 2 do 3% isoflurane.Ogolić obszar brzucha za pomocą golarki elektrycznej. Przetrzeć miejsce zabiegu antyseptykiem na bazie jodu w 0,5% glukonianie chlorheksydyny, a następnie 70% ethanolem. Nałożyć maść weterynaryjną do oczu, aby zapobiec ich wysychaniu podczas znieczulenia.Zastosuj bodziec w postaci uciśnięcia palca stopy, aby upewnić się, że osiągnięto odpowiedni poziom znieczulenia. Jeśli nie stwierdzono reakcji, rozpocznij procedurę. Umieść znieczulonego szczura w pozycji grzbietnej na podgrzewaczu ustawionym na 37 °C i rozciągnij kończyny, korzystając z systemu retrakcji z magnetycznym mocowaniem.Przed rozpoczęciem procedury chirurgicznej podaj szczurowi karprofen podskórnie. Po wykonaniu nacięcia skóry o długości od pięciu do ośmiu centymetrów, rozpoczynając jeden centymetr poniżej wyrostka mieczykowatego wzdłuż linii pośrodkowej, użyj nożyczek chirurgicznych, aby naciąć aponeurozę przez linea alba w celu uzyskania dostępu do jamy brzusznej. Odsłoń jamę brzuszną za pomocą rozieraczy.Odsuń jelita szczura w prawą stronę, aby odsłonić aortę brzuszną i lewą nerkę. Aby uniknąć odwodnienia, owiń organy wewnętrzne sterylnymi gazikami nasączonymi roztworem. W razie potrzeby użyj dodatkowych haków odsuwających, aby w pełni odsłonić aortę.Wykonaj palpację kręgosłupa lędźwiowego, a następnie przystąp do jego odsłonięcia. Za pomocą termokauteryzacji odsłoń przednią powierzchnię trzonów kręgów lędźwiowych L4 i L5 i wyizoluj je z otaczającej tkanki łącznej oraz mięśni. Użyj patyczka higienicznego, aby usunąć krew i pozostałości tkanki z kręgu L4.Następnie, używając sterylnego wiertła o średnicy 2 cm, wykonaj ubytek kostny o głębokości 5 mm w centrum odsłoniętej przedniej powierzchni trzonu kręgu. Wywierć otwór, stosując minimalny nacisk, tak aby przebić jedynie korę brzuszną i znajdującą się pod nią kość beleczkową. Unikaj przewiercenia kory grzbietowej.Następnie w ten sam sposób wywierć otwory w pięciu kręgach L, tworząc dwa ubytki u każdego szczura. Po zakończeniu wiercenia wprowadź jelita z powrotem do jamy brzusznej i usuń retraktory. Następnie użyj syntetycznej wchłanialnej nici chirurgicznej Vicryl, aby zaszyć rozcięgno szwem ciągłym.Zamknij skórę, używając niewchłanialnej nici nylonowej monofilamentowej 4-0, stosując szwy pojedyncze przerywane. Następnie nanieś 100 µL miejscowego kleju skórnego na szwy oraz pomiędzy nie, aby zapewnić całkowite zamknięcie rany. Po wstrzyknięciu szczurowi roztworu Ringera z mleczanami o temperaturze 37 °C w celu zapobiegania hipotermii i odwodnieniu oraz buprenorfiny w celu uśmierzenia bólu pooperacyjnego, pozostaw zwierzę na podgrzewaczce do wybudzenia z narkozy.Dzień po zabiegu chirurgicznym wprowadź znieczulenie izofluranem w taki sam sposób jak poprzednio. Wykonaj skanowanie szczura za pomocą mikrotomografu komputerowego in vivo. Po zakończeniu skanowania i wybudzeniu ze znieczulenia, przenieś szczura z powrotem do klatki domowej.Aby oddzielić dane dotyczące kręgów do analizy, kliknij program do oceny micro-CT i wybierz próbkę z menu. Następnie za pomocą myszy obrysuj poszczególne kręgi na przekroju. Użyj paska Z, aby przejść do następnego przekroju i w ten sam sposób obrysuj poszczególne kręgi.Zapisz obrysowany kręg jako osobny plik, klikając plik, zapisz GOBJ co kilka przekrojów. Następnie, po ustawieniu kręgu referencyjnego, zaimportuj go do środowiska mikro-CT. Zastosuj VOI zdefiniowany dla kręgu referencyjnego do zarejestrowanego kręgu docelowego, klikając program ewaluacji mikro-CT, plik, załaduj GOBJ i wybierając wcześniej utworzony plik GOBJ.Na koniec prześlij VOI do oceny za pomocą programu do analizy mikro-CT. Ten frontalny obraz 3D przedstawia reprezentatywny obraz defektu kręgu jeden dzień po jego powstaniu. Tworzenie się kości w pustce zaznaczono kolorem czerwonym.Jest to obraz 2D w płaszczyźnie strzałkowej tego samego obszaru, a na koniec obraz 2D w płaszczyźnie osiowej. Jak widać, tworzenie kości następuje w czasie i jest wykrywane za pomocą obrazowania podłużnego. Gęstość objętościową kości oraz gęstość pozorną obliczono i porównano, stosując dwuczynnikową analizę wariancji (ANOVA) z powtarzanymi pomiarami i korektą Bonferroniego dla porównań wielokrotnych.Jak widać tutaj, gęstość objętościowa kości oraz gęstość pozorna istotnie zwiększają się od dwóch tygodni po utworzeniu defektu kręgowego. Po przeprowadzeniu tej procedury można zastosować inne metody, takie jak histologia i immunohistochemia, aby odpowiedzieć na dodatkowe pytania, na przykład dotyczące tego, jakie komórki są obecne i jakie białka są ekspresjonowane w miejscu defektu. Po obejrzeniu tego filmu powinni Państwo posiadać gruntowną wiedzę na temat tego, jak tworzyć wielokrotne defekty kręgowe u szczurów nago i analizować regenerację kości w tych defektach w czasie.

semiautomated-longitudinal-microcomputed-tomography-based

Research

JoVE Journal

Bioengineering

Bioinżynieria

Przeprowadzono podłużną analizę ubytku kostnego w kościach udowych i piszczelowych u dorosłych myszy po urazie rdzenia kręgowego, wykorzystując sekwencyjne skanowanie rentgenowskie w niskiej dawce. Ubytek kostny w obrębie kości piszczelowych stwierdzono przez cały okres trwania badania, natomiast ubytek w kości udowej wykryto dopiero 40 dni po urazie.

Podłużna ocena utraty masy kostnej kończyn tylnych myszy po urazie rdzenia kręgowego z wykorzystaniem nowej metodologii in vivo

Ten artykuł instruuje użytkowników skanerów do mikrotomografii komputerowej in vivo (μCT), jak znieczulać, prawidłowo ustawiać i krępować tylną kończynę szczura w celu zminimalizowania ruchu podczas obrazowania kości piszczelowej w wysokiej rozdzielczości. Rezultatem są wysokiej jakości obrazy, które można przetworzyć w celu dokładnego określenia ilościowego mikroarchitektury kości.

Prawidłowe ułożenie i unieruchomienie tylnej kończyny szczura w celu zogniskowanego obrazowania mikroarchitektury kości w wysokiej rozdzielczości za pomocą mikrotomografii komputerowej in vivo

Prezentujemy proces tworzenia segmentacji i kwantyfikacji kości beleczkowych dla obrazów 2D i 3D na podstawie zewnętrznej granicy kości za pomocą wtyczki ImageJ. Podejście to jest bardziej wydajne i dokładne niż obecne podejście do ręcznego ręcznego konturowania i zapewnia kwantyfikację warstwa po warstwie, która nie jest dostępna w obecnym oprogramowaniu komercyjnym.

Segmentacja i kwantyfikacja kości beleczkowych wspomagana granicami zewnętrznymi za pomocą wtyczki Imagej

Mikrotomografia komputerowa (μCT) jest nieniszczącym narzędziem do obrazowania, które jest instrumentalne w ocenie struktury kości w badaniach przedklinicznych, jednak nie ma zgody co do procedur μCT do analizy modzeli gojącej się kości. Badanie to zapewnia krok po kroku protokół μCT, który umożliwia monitorowanie gojenia się złamań.

Ocena gojenia złamań kości za pomocą mikrotomografii komputerowej

Ten protokół przedstawia ekonomiczną i efektywną metodę ilościowej oceny mikroarchitektury kości w mysim modelu osteoporozy poprzez połączenie barwienia Hematoxylin-Eosin (HE) i technik mikrotomografii komputerowej (Micro-CT).

Ocena mikroarchitektury kości beleczkowej w mysim modelu osteoporozy

Protokół pokazuje budowanie prostego i opłacalnego modelu treningu szczurów z obciążeniem dla indukowanej steroidami martwicy kości głowy kości udowej za pomocą elastycznej taśmy terapeutycznej.

Beznapięciowy model nośny martwicy kości głowy kości udowej wywołanej steroidami u szczurów

Ten protokół wykorzystuje mikrotomografię komputerową, aby umożliwić ekonomiczną kwantyfikację beztłuszczowej masy, w tym mięśni szkieletowych i tkanki trzewnej, tkanki tłuszczowej i tkanki szkieletowej u małych zwierząt. Rozróżnia tkankę beztłuszczową i tłuszczową, co daje znaczące korzyści w badaniach biomedycznych, szczególnie w badaniach translacyjnych na małych zwierzętach.

Nieinwazyjna kwantyfikacja mięśni szkieletowych u małych zwierząt za pomocą mikrotomografii komputerowej

Przedstawiamy metodę analizy zdefiniowanego przez użytkownika obszaru zainteresowania (ROI) w podłużnym modelu defektu promieniowego szczura in vivo . Metoda ta umożliwia analizę porównawczą różnych rusztowań, które wcześniej były ograniczone przez różnice w polu widzenia skanowania metodą tomografii komputerowej (μCT), orientacji próbki i wyjściowej obecności rusztowania.

Podłużna analiza obrazu mikrotomografii komputerowej dla zdefiniowanego przez użytkownika obszaru zainteresowania w ubytkach kostnych o krytycznej wielkości

Proponujemy protokół oceny regeneracji kości na różnych poziomach hierarchicznych. To podejście multimodalne umożliwia analizę strukturalną na różnych skalach długości, skutecznie rozwiązując wyzwania związane z przygotowaniem próbek. Zapewnia również wiarygodny sposób oceny skuteczności biomateriałów w wspieraniu regeneracji kości.

Podejście multimodalne do oceny regeneracji kości i wydajności rusztowania

Adhezyjne mikrowzory normalizujące architekturę komórkową mogą być wykorzystane do zwiększenia czułości w wykrywaniu efektów działania leków, poprawy powtarzalności oraz uproszczenia zautomatyzowanego pozyskiwania i analizy obrazów. Taka technologia przyniesie korzyści w testach przesiewowych leków/siRNA, które są przeprowadzane na konwencjonalnych podłożach do hodowli komórkowej i w konsekwencji obarczone są nadmierną zmiennością międzykomórkową.

Udoskonalona wizualizacja i analiza ilościowa efektów działania leków z wykorzystaniem komórek rozmieszczonych w mikrowzorach

Poznaj półautomatyczną analizę strukturalną opartą na mikrotomografii komputerowej w modelu złamania kręgów u szczura nudego. Ta metoda umożliwia dokładną ocenę regeneracji kości w osteoporozie.

Półautomatyczna ilościowa analiza strukturalna oparta na mikrotomografii komputerowej nagiego szczura Model złamania kręgów związanego z osteoporozą (Wideo) | JoVE Journal

Półautomatyczna ilościowa analiza strukturalna oparta na mikrotomografii komputerowej nagiego szczura Model złamania kręgów związanego z osteoporozą

Przeglądaj więcej filmów