Name: Ostre zapisy elektrofizjologiczne in vivo lokalnych potencjałów pola i aktywności wielocząsteczkowej ze szlaku hiperbezpośredniego u znieczulonych szczurów (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2017-06-22T15:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 46 s
Description: Poznaj metodę ostrych zapisów elektrofizjologicznych in vivo lokalnych potencjałów pola i aktywności wielocząsteczkowej ze szlaku hiperbezpośredniego u znieczulonych szczurów. Technika umożliwia jednoczesne rejestrowanie sygnałów z wielu obszarów mózgu.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Dziękujemy Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG), KFO 247, za sfinansowanie naszego badania.

Procedury eksperymentalne zostały przeprowadzone zgodnie z niemiecką ustawą o dobrostanie zwierząt (ostatnio znowelizowaną w 2014 roku) i europejskimi przepisami (2010/63/UE). Eksperymenty zostały zatwierdzone przez lokalny urząd ds. dobrostanu zwierząt (LaGeSo, Berlin) i były zgodne z lokalnymi i międzynarodowymi wytycznymi.
UWAGA: W prezentowanej metodzie dwa modele elektrod są używane do rejestracji z hiperbezpośredniego szlaku korowo-podstawnego, który łączy pierwotną korę ruchową (M1) z jądrem podwzgórzowym (STN) i istotą czarną pars retikulate (SNr). Do zapisów elektrokortykogramu zewnątrzoponowego (ECoG) z M1 stosuje się wykonane na zamówienie elektrody Ag/AgCl o niskiej impedancji. Nagrania z STN i SNr wykonywane są za pomocą dostępnych na rynku elektrod wolframowych o wysokiej impedancji.
1. Budowa zewnątrzoponowych elektrod zewnątrzoponowych Ag/AgCl
<ol>
	<li>Weź pasek o długości ok. 5 cm z drutu srebrnego o czystości 99,99% i średnicy 200 μm i w razie potrzeby usuń wszelką powłokę.</li>
	<li>Przytrzymaj końcówkę drutu końcówką skierowaną w dół w płomień zapalniczki lub świecy, aż końcówka zacznie się topić. Poczekaj, aż końcówka będzie miała kształt kuli i średnicę około 1 mm. Odetnij wstępnie uformowaną elektrodę na łączną długość 15 mm od początku końcówki w kształcie kuli do końca drutu.</li>
	<li>precyzyjne złącze do końcówki przewodu, które pasuje do używanego systemu zapisu elektrofizjologicznego. Przykryj punkt lutowniczy od końca przewodu do złącza przewodzącym srebrnym lakierem. Poprawia to przewodność i skutkuje lepszą jakością sygnału.</li>
	<li>Po wyschnięciu lakieru przewodzącego przykryj punkt lutowniczy rurką termokurczliwą o średnicy od 3 mm do 1 mm. Ostrożnie użyj młotka zegarmistrza, aby spłaszczyć końcówkę w kształcie kuli do połowy grubości.</li>
	<li>Załóż rękawiczki do badań i weź niestrzępiącą się ściereczkę do czyszczenia ze 100% etanolem, aby usunąć wszelkie zabrudzenia i tłuszcz.</li>
	<li>Umieść elektrody w probówce wirówkowej o pojemności 15 ml lub probówce do hodowli komórkowych i napełnij ją domowym wybielaczem chlorowym (UWAGA; zawiera 2,8 g podchlorynu sodu na 100 g rozpuszczalnika), aż końcówka w kształcie kuli zostanie całkowicie zakryta. 
	UWAGA: Wybielacz chlorowy jest; Zawsze postępuj zgodnie z instrukcjami bezpieczeństwa producenta.</li>
	<li>Po 23 minutach wyjmij elektrody i obficie przepłucz je wodą destylowaną. Pomyślne nałożenie warstwy chlorku srebra objawia się jednorodną fioletową zmianą koloru.</li>
	<li>Suszyć na powietrzu. Po całkowitym wyschnięciu weź elektrody drobną pęsetą. Drobnym pędzlem nałóż płynną izolację elektryczną. Zacznij od drutu bezpośrednio za końcówką elektrody i przykryj wszystko aż do rurki termokurczliwej. Pozostaw izolację do wyschnięcia na co najmniej 2 godziny.</li>
	<li>W celu kontroli jakości wykonaj kontrolę przewodności elektrycznej za pomocą multimetru. Jeśli to możliwe, przeprowadzić badanie impedancji przy 1 kHz za pomocą odpowiedniego miernika impedancji, podczas gdy elektroda i sonda testowa są umieszczane razem w 0,9% roztworze NaCl zawierającymH2O, nie stykając się ze sobą. Wartości impedancji przy 1 kHz powinny wynosić około 8 kΩ.</li>
</ol>
2. Mocowanie elektrod do uchwytu stereotaktycznego
UWAGA: Aby rejestrować jednocześnie MUA i LFP, użyj wolframowych elektrod mikrodrutowych o impedancji 1,5 MΩ. Jeśli nacisk kładziony jest na wysokiej jakości nagrania pojedynczych jednostek, należy wybrać elektrody mikrodrutowe o wyższej impedancji (>5 MΩ). Jeśli cel badania jest ukierunkowany wyłącznie na LFP, dopuszczalne mogą być elektrody o niższych impedancjach. W przypadku małych struktur, dla których często konieczne są korekty stereotaktyczne grzbietowo-brzuszne, należy stosować pary elektrod z odpowiednią separacją końcówki grzbietowo-brzusznej (w tym przypadku 250 μm). Co więcej, zapewnia to przewagę w postaci bardziej lokalnej elektrody referencyjnej, jeśli zajdzie taka potrzeba. Współrzędne stereotaktyczne są zawsze mierzone od najniższej elektrody i są obliczane w odniesieniu do bregmy.
<ol>
	<li>Weź standardowy uchwyt elektrody stereotaktycznej z akrylowym blokiem i zaciskiem i połóż go bezpiecznie na płaskiej powierzchni w polu widzenia mikroskopu operacyjnego.</li>
	<li>Luźno przymocuj pierwszą parę elektrod do akrylowego bloku uchwytu za pomocą kawałków taśmy klejącej (3 mm x 8 mm) za pomocą cienkiej pęsety. Elektrody powinny wystawać z bloku akrylowego na ok. 12 mm.</li>
	<li>Ostrożnie zamocuj drugą elektrodę bipolarną obok pierwszej elektrody. W przypadku celowania w struktury szlaku hiperbezpośredniego odległość powinna wynosić 2 mm (<silna klasa="xfig">Rysunek 1). W przypadku większości standardowych uchwytów elektrod stereotaktycznych jest to sąsiednie wgłębienie. Użyj suwmiarki, aby to zweryfikować. W ten sam sposób można podejść do różnych sieci. W tym celu blok akrylowy można obrócić do pewnego stopnia.</li>
	<li>Wyreguluj drugą parę elektrod, przesuwając ją ostrożnie do pozycji, w której najbardziej brzuszna końcówka jest wgłębiona w około 200 μm w porównaniu z pierwszą elektrodą (<silna klasa="xfig">Rysunek 1). Zrób to pod mikroskopowym wzrokiem. W tym celu należy użyć kaniuli 30 G (średnica zewnętrzna 300 μm), aby lepiej oszacować odległość.</li>
	<li>Naciśnij taśmę klejącą, a następnie zabezpiecz metalowym zaciskiem uchwytu.</li>
</ol>
3. Chirurgia
<ol>
	<li>Do zapisów elektrofizjologicznych użyj uretanu (UWAGA) do znieczulenia. 
	Uwaga: Uretan jest toksyczny i rakotwórczy, dlatego zawsze należy przestrzegać przepisów bezpieczeństwa i karty charakterystyki podanej przez producenta substancji.</li>
	<li>Przygotować roztwór 200 mg/ml uretanu w 0,9% roztworze soli fizjologicznej NaCl.</li>
	<li>Podawać dootrzewnowo (IP) łącznie 1,3 g/kg masy ciała uretanu. W zależności od szczepu szczura rozsądne może być podzielenie dawki na dwie dawki w 15-minutowym odstępie między wstrzyknięciami w celu zwiększenia bezpieczeństwa znieczulenia.</li>
	<li>Sprawdź głębokość znieczulenia, używając odruchu wycofania pedału i innych odpowiednich odruchów. Jeśli znieczulenie nie jest wystarczająco głębokie, aby wykonać operację, wstrzyknij 0,15 g/kg masy ciała uretanu IP i odczekaj kolejne 15 minut.</li>
	<li>Nałóż maść do oczu, aby zapobiec odwodnieniu rogówki.</li>
	<li>Stale monitoruj częstość oddechów i odruch wycofania pedału podczas znieczulenia. Użyj poduszki grzewczej dla małych zwierząt z kontrolą temperatury, aby zapewnić utrzymanie fizjologicznej temperatury ciała przez cały czas trwania operacji. Przed rozpoczęciem zapisów elektrofizjologicznych należy zmienić na alternatywę nieelektryczną (np. podkładkę pod głowę z octanu sodu).</li>
	<li>Ogol futro wzdłuż grzbietowej strony głowy, aby uzyskać czyste pole operacyjne. Zdezynfekować okolice miejsca nacięcia odpowiednim chirurgicznym środkiem dezynfekującym. Zamocuj zwierzę w ramie stereotaktycznej.</li>
	<li>Wykonaj skalpelem nacięcie skóry głowy o długości 2 cm w kierunku strzałkowym. Za pomocą skalpela delikatnie zeskrob rozcięgno czaszki i zdezynfekuj czaszkę. Użyj patyczków kosmetycznych nasączonych 3% H2O2 , aby usunąć pozostałą tkankę.</li>
	<li>W razie potrzeby użyj elektrokautera lub termokautera, aby zatamować krwawienie. Należy zatamować krwawienia z kości czaszki i tkanki podskórnej, jeśli krwawienie nie ustanie samoistnie po 1-2 minutach i utrudnia widzenie w kierunku czaszki.</li>
	<li>Wyreguluj siekacz, aż głowa znajdzie się w płaskiej pozycji czaszki, co oznacza, że bregma i lambda jako stereotaktyczne punkty odniesienia znajdują się w tej samej płaszczyźnie. Jest to najważniejsze dla osiągnięcia wysokiej precyzji chirurgicznej. Użyj standardowego stereotaktycznego narzędzia do wyrównywania szczurów, skalibruj wyznaczoną końcówkę do bregmy pod mikroskopem i wyreguluj siekacz, aż wyznaczone punkty dla bregmy i lambdy na narzędziu dotkną czaszki w tym samym czasie. 
	UWAGA: Widok z jednej strony ze skupionym światłem z drugiej może pomóc w określeniu tego warunku. Alternatywnie, weź uchwyt stereotaktyczny z cienką kaniulą i zmierz grzbietowo-brzuszne współrzędne Bregmy i lambdy pod mikroskopem. Wyreguluj siekacz, aż współrzędne grzbietowo-brzuszne Bregmy i lambdy będą takie same.</li>
	<li>Użyj uchwytu stereotaktycznego z kaniulą, skalibruj do bregmy, a następnie oblicz położenie wszystkich wywierconych otworów w czaszce. Za pomocą uchwytu stereotaktycznego zaznacz pozycje otworów, które mają zostać wywiercone, ostrożnie drapiąc czaszkę lub używając kolorowego markera chirurgicznego. Współrzędne tego zależą od celów, współrzędne w odniesieniu do bregmy są podane dla szlaku hiperbezpośredniego w tabeli 1, w tym sugerowane współrzędne dla elektrod referencyjnych móżdżku.</li>
	<li>Za pomocą mikrowiertła ostrożnie wywierć wszystkie otwory. W przypadku STN i SNr wywierć wspólny otwór (o wymiarach około 2 mm x 3 mm). Wszystkie inne otwory powinny mieć średnicę około 1 mm.</li>
	<li>Weź dwie cienkie kaniule (co najmniej 27 G) i zegnij ich końcówki, aby uformować haczykowaty kształt, używając twardej powierzchni lub pęsety. Użyj ich, aby usunąć wszelkie zanieczyszczenia z wywierconych otworów, a następnie ostrożnie wytnij i usuń oponę twardą we wspólnym otworze STN/SNr.</li>
	<li>Przepłucz wywiercone otwory solą fizjologiczną. Nakładaj kroplę soli fizjologicznej co 15 minut na wywiercone otwory, aby zapobiec wysuszeniu mózgu i opony twardej.</li>
	<li>Weź mikrowiertło i pasującą mikrośrubę ze stali nierdzewnej (np. M 1,2 mm x 2 mm), wywierć otwór i wkręć mikrośrubę między wywiercone otwory referencyjnych elektrod zewnątrzoponowych nad móżdżkiem, zrób to samo dla elektrod zewnątrzoponowych M1.</li>
	<li>Wsuń samodzielnie zbudowane elektrody zewnątrzoponowe Ag/AgCl w wywiercone otwory na elektrody referencyjne i elektrody M1. Poprowadź końcówkę elektrody za pomocą cienkiej pęsety i wsuń ją bezpośrednio pod kość czaszki do wywierconego otworu.</li>
	<li>Zamocuj wszystkie elektrody zewnątrzoponowe za pomocą dwuskładnikowego akrylu dentystycznego. Upewnij się, że nie zakrywasz punktu bregma ani nie wpływasz na wspólny otwór STN/SNr.</li>
	<li>Włóż przygotowany uchwyt z wolframowymi elektrodami mikrodrutowymi do ramki stereotaktycznej.</li>
	<li>Skalibruj najbardziej brzuszną elektrodę, która jest przeznaczona do kierowania STN, do bregmy. Dostosuj do obliczonej pozycji nad wspólnym otworem STN/SNr i opuść elektrody w dół do mózgu pod mikroskopowym widzeniem. Upewnij się, że elektrody wolframowe gładko wchodzą do mózgu.</li>
</ol>
4. Mapowanie elektrofizjologiczne i zapisy
UWAGA: Do tego kroku niezbędna jest klatka Faradaya i wielokanałowy system zapisu elektrofizjologicznego z oprogramowaniem do nagrywania zdolnego do filtrowania online i sortowania impulsów online. Najlepiej używać systemu, który współpracuje z przedwzmacniaczem umieszczonym w pobliżu głowy zwierząt, aby ograniczyć szumy elektryczne i artefakty do absolutnego minimum. Oprócz wolframowych elektrod mikrodrutowych, do wykonywania zapisów szlaku hiperbezpośredniego niezbędna jest co najmniej jedna elektroda zewnątrzoponowa i jedna elektroda odniesienia. Zaleca się umieszczanie elektrod zewnątrzoponowych i referencyjnych parami, tak aby się nie stykały, co pomaga w przypadku nieprawidłowego działania i pozwala na różne rodzaje odniesień w analizie danych.
<ol>
	<li>Umieść mobilną klatkę Faradaya nad ramą stereotaktyczną. Jeśli dostępna jest tylko nieruchoma klatka Faradaya, ostrożnie przenieś ramkę stereotaktyczną do klatki Faradaya, upewniając się, że głębokie elektrody mózgowe nie są opuszczane do mózgu, dopóki ramka stereotaktyczna nie znajdzie się w swojej ostatecznej pozycji.</li>
	<li>Podłącz elektrody do stopnia głównego zestawu elektrofizjologicznego. Upewnij się, że elektrody referencyjne są podłączone do odpowiednich kanałów referencyjnych.</li>
	<li>Skonfiguruj oprogramowanie do nagrywania: Filtr pasmowo-przepustowy (0,05-8,000 Hz) i wzmocnij (wzmocnij 1,500-2,000x) surowy sygnał danych. Użyj internetowego filtra LFP i spajków z odpowiednimi ustawieniami (filtr pasmowoprzepustowy 0,05-250 Hz dla LFP, filtr pasmowoprzepustowy 300-8,000 Hz dla MUA). W przypadku wszystkich filtrów należy użyć filtra typu Butterworth.</li>
	<li>Skonfiguruj próg wartości szczytowej, jeśli ma to zastosowanie, dla sortowania wartości szczytowych online. Większość programów do nagrywania pozwala na ustawienie progu skoku, który jest wartością amplitudy, powyżej której sygnał jest oznaczany przez oprogramowanie jako skok. Próg ten można wyznaczyć matematycznie jako współczynnik lub odchylenie standardowe średniej amplitudy przefiltrowanego sygnału szczytowego lub preferować można go określić poprzez oględziny segmentów danych <500 ms i ustawić jako linię powyżej szumu sygnału w graficznym interfejsie użytkownika. 
	UWAGA: Intencją ustawienia progu spajków jest zliczenie skoków i sortowanie jednostek w celu dostarczenia informacji o tym, ile neuronów jest obecnie rejestrowanych i jak kształtują się ich kolce.</li>
	<li>Powoli opuść elektrody wolframowe na 1 mm grzbietu celu, który jest STN dla szlaku hiperbezpośredniego. W razie potrzeby poczekaj, aż sygnał się ustabilizuje.</li>
	<li>W celu mapowania elektrofizjologicznego należy przesunąć elektrody brzusznie w krokach co 100 μm. Na każdym kroku oceń wzór wypalania, szybkość wystrzeliwania i kształt kolców. Porównaj je z typowymi przykładami podanymi w Rysunek 2. Zwykle gęste jądra wykazują szybkie i ciągłe wystrzeliwanie przez kilka stopni grzbietowo-brzusznych, podczas gdy struktury bogate w błonnik wykazują niskie tempo wypalania i mniej jednorodną aktywność kolców w kolejnych krokach brzusznych.</li>
	<li>W przypadku szlaku hiperbezpośredniego upewnij się, że najbardziej brzuszna elektroda znajduje się wewnątrz STN. 
	UWAGA: STN osiąga się, gdy wykryty zostanie znaczny wzrost MUA w brzusznej części Zona incerta. Brzusznie do STN, skoki zatrzymują się prawie całkowicie, ponieważ elektroda dotarła do wewnętrznej kapsułki. Gdy najbardziej brzuszna elektroda znajduje się w STN, konfiguracja mikroelektrod wolframowych zapewnia, że tylna, druga elektroda jest w SNr. Maksymalne dostrojenie brzuszne w małych przyrostach może być konieczne, aby zarejestrować typowe MUA w STN i SNr w tym samym czasie. Należy zauważyć, że częstotliwość MUA zależy od liczby faktycznie zarejestrowanych neuronów i od poziomu aktywacji mózgu.</li>
	<li>Gdy elektrody znajdą się w żądanych strukturach, skonfiguruj filtrowanie online i sortowanie impulsów (patrz <silna klasa="xfig">Rysunek 4), a następnie rozpocznij rejestrację danych. Typowe przykłady różnych stanów synchronizacji kory mózgowej, które można zidentyfikować w nagraniach LFP, są pokazane w Rysunek 3.</li>
</ol>
5. Koniec eksperymentu
<ol>
	<li>Po zakończeniu nagrań powoli wyjmij elektrody z mózgu i natychmiast przepłucz je solą fizjologiczną. Elektrody mogą być ponownie użyte po dokładnym przepłukaniu i oględzinach. Elektrody wyładowcze.</li>
	<li>Poddać zwierzęta eutanazji poprzez wstrzyknięcie IP, w którym nadmierna dawka uretanu (2,5 g/kg masy ciała). 
	UWAGA: Uretan powinien być używany tylko do zabiegów końcowych.</li>
	<li>Jeśli wymagana jest histologiczna weryfikacja położenia elektrody lub inne procedury barwienia histologicznego, należy usunąć mózg z czaszki i odpowiednio przetworzyć tkankę. 
	UWAGA: W zależności od zamierzonych metod barwienia może być konieczna perfuzja przezsercowa. Do pośmiertnej weryfikacji położenia elektrody w większości przypadków wystarczające jest standardowe barwienie Nissl, aby uwidocznić trajektorię elektrody np. w koronalnych odcinkach mózgu. Dalsze podejścia ułatwiające weryfikację celu histologicznego obejmują wykorzystanie indukowanych elektrycznie zmian w tkance mózgowej poprzez przyłożenie prądu elektrycznego przez elektrody rejestrujące lub zastosowanie biokompatybilnego barwnika przed wprowadzeniem elektrody16,17.</li>
</ol>

<ol><li>Lozano, A. M., Lipsman, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Probing+and+regulating+dysfunctional+circuits+using+deep+brain+stimulation%5BTitle%5D)+AND+%22Neuron%22%5BJournal%5D)">Probing and regulating dysfunctional circuits using deep brain stimulation.</a> Neuron. 77 (3), 406-424 (2013).</li>
<li>Mathalon, D. H., Sohal, V. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neural+Oscillations+and+Synchrony+in+Brain+Dysfunction+and+Neuropsychiatric+Disorders%3A+It%27s+About+Time%5BTitle%5D)+AND+%22JAMA+Psychiatry%22%5BJournal%5D)">Neural Oscillations and Synchrony in Brain Dysfunction and Neuropsychiatric Disorders: It's About Time.</a> JAMA Psychiatry. 72 (8), 840-844 (2015).</li>
<li>Uhlhaas, P. J., Singer, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neuronal+dynamics+and+neuropsychiatric+disorders%3A+toward+a+translational+paradigm+for+dysfunctional+large-scale+networks%5BTitle%5D)+AND+%22Neuron%22%5BJournal%5D)">Neuronal dynamics and neuropsychiatric disorders: toward a translational paradigm for dysfunctional large-scale networks.</a> Neuron. 75 (6), 963-980 (2012).</li>
<li>Buzsaki, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Large-scale+recording+of+neuronal+ensembles%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Large-scale recording of neuronal ensembles.</a> Nat Neurosci. 7 (5), 446-451 (2004).</li>
<li>Buzsaki, G., Anastassiou, C. A., Koch, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+origin+of+extracellular+fields+and+currents--EEG%2C+ECoG%2C+LFP+and+spikes%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Rev+Neurosci%22%5BJournal%5D)">The origin of extracellular fields and currents--EEG, ECoG, LFP and spikes.</a> Nat Rev Neurosci. 13 (6), 407-420 (2012).</li>
<li>Brazhnik, E., Novikov, N., McCoy, A. J., Cruz, A. V., Walters, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Functional+correlates+of+exaggerated+oscillatory+activity+in+basal+ganglia+output+in+hemiparkinsonian+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Exp+Neurol%22%5BJournal%5D)">Functional correlates of exaggerated oscillatory activity in basal ganglia output in hemiparkinsonian rats.</a> Exp Neurol. 261, 563-577 (2014).</li>
<li>Avila, I., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Beta+frequency+synchronization+in+basal+ganglia+output+during+rest+and+walk+in+a+hemiparkinsonian+rat%5BTitle%5D)+AND+%22Exp+Neurol%22%5BJournal%5D)">Beta frequency synchronization in basal ganglia output during rest and walk in a hemiparkinsonian rat.</a> Exp Neurol. 221 (2), 307-319 (2010).</li>
<li>Javor-Duray, B. N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Early-onset+cortico-cortical+synchronization+in+the+hemiparkinsonian+rat+model%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurophysiol%22%5BJournal%5D)">Early-onset cortico-cortical synchronization in the hemiparkinsonian rat model.</a> J Neurophysiol. 113 (3), 925-936 (2015).</li>
<li>Beck, M. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Short-+and+long-term+dopamine+depletion+causes+enhanced+beta+oscillations+in+the+cortico-basal+ganglia+loop+of+parkinsonian+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Exp+Neurol%22%5BJournal%5D)">Short- and long-term dopamine depletion causes enhanced beta oscillations in the cortico-basal ganglia loop of parkinsonian rats.</a> Exp Neurol. 286, 124-136 (2016).</li>
<li>Magill, P. J., Bolam, J. P., Bevan, M. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Relationship+of+activity+in+the+subthalamic+nucleus-globus+pallidus+network+to+cortical+electroencephalogram%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Relationship of activity in the subthalamic nucleus-globus pallidus network to cortical electroencephalogram.</a> J Neurosci. 20 (2), 820-833 (2000).</li>
<li>Magill, P. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Changes+in+functional+connectivity+within+the+rat+striatopallidal+axis+during+global+brain+activation+in+vivo%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Changes in functional connectivity within the rat striatopallidal axis during global brain activation in vivo.</a> J Neurosci. 26 (23), 6318-6329 (2006).</li>
<li>Brown, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Abnormal+oscillatory+synchronisation+in+the+motor+system+leads+to+impaired+movement%5BTitle%5D)+AND+%22Curr+Opin+Neurobiol%22%5BJournal%5D)">Abnormal oscillatory synchronisation in the motor system leads to impaired movement.</a> Curr Opin Neurobiol. 17 (6), 656-664 (2007).</li>
<li>Stein, E., Bar-Gad, I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((beta+oscillations+in+the+cortico-basal+ganglia+loop+during+parkinsonism%5BTitle%5D)+AND+%22Exp+Neurol%22%5BJournal%5D)">beta oscillations in the cortico-basal ganglia loop during parkinsonism.</a> Exp Neurol. 245, 52-59 (2013).</li>
<li>Little, S., Brown, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((What+brain+signals+are+suitable+for+feedback+control+of+deep+brain+stimulation+in+Parkinson%27s+disease%3F%5BTitle%5D)+AND+%22Ann+N+Y+Acad+Sci%22%5BJournal%5D)">What brain signals are suitable for feedback control of deep brain stimulation in Parkinson's disease?</a> Ann N Y Acad Sci. 1265, 9-24 (2012).</li>
<li>Priori, A., Foffani, G., Rossi, L., Marceglia, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Adaptive+deep+brain+stimulation+%28aDBS%29+controlled+by+local+field+potential+oscillations%5BTitle%5D)+AND+%22Exp+Neurol%22%5BJournal%5D)">Adaptive deep brain stimulation (aDBS) controlled by local field potential oscillations.</a> Exp Neurol. , 77-86 (2013).</li>
<li>Brozoski, T. J., Caspary, D. M., Bauer, C. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Marking+multi-channel+silicon-substrate+electrode+recording+sites+using+radiofrequency+lesions%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosci+Methods%22%5BJournal%5D)">Marking multi-channel silicon-substrate electrode recording sites using radiofrequency lesions.</a> J Neurosci Methods. 150 (2), 185-191 (2006).</li>
<li>Schjetnan, A. G., Luczak, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Recording+large-scale+neuronal+ensembles+with+silicon+probes+in+the+anesthetized+rat%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Recording large-scale neuronal ensembles with silicon probes in the anesthetized rat.</a> J Vis Exp. (56), (2011).</li>
<li>Mallet, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Disrupted+dopamine+transmission+and+the+emergence+of+exaggerated+beta+oscillations+in+subthalamic+nucleus+and+cerebral+cortex%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Disrupted dopamine transmission and the emergence of exaggerated beta oscillations in subthalamic nucleus and cerebral cortex.</a> J Neurosci. 28 (18), 4795-4806 (2008).</li>
<li>Steriade, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Corticothalamic+resonance%2C+states+of+vigilance+and+mentation%5BTitle%5D)+AND+%22Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Corticothalamic resonance, states of vigilance and mentation.</a> Neuroscience. 101 (2), 243-276 (2000).</li>
<li>Maesawa, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Long-term+stimulation+of+the+subthalamic+nucleus+in+hemiparkinsonian+rats%3A+neuroprotection+of+dopaminergic+neurons%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosurg%22%5BJournal%5D)">Long-term stimulation of the subthalamic nucleus in hemiparkinsonian rats: neuroprotection of dopaminergic neurons.</a> J Neurosurg. 100 (4), 679-687 (2004).</li>
<li>Paxinos, G., Watson, C. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aPaxinos%2C+G+%22The+Rat+Brain+in+Stereotaxic+Coordinates%22">The Rat Brain in Stereotaxic Coordinates</a>. , Academic Press. (1998).</li>
<li>Oliveira, L. M. O., Dimitrov, D. <a target="_blank" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/books/NBK1985/">Methods for Neural Ensemble Recordings Frontiers in Neuroscience</a>. Nicolelis, M. A. L. , (2008).</li>
<li>Torres, E. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Increased+efficacy+of+the+6-hydroxydopamine+lesion+of+the+median+forebrain+bundle+in+small+rats%2C+by+modification+of+the+stereotaxic+coordinates%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosci+Methods%22%5BJournal%5D)">Increased efficacy of the 6-hydroxydopamine lesion of the median forebrain bundle in small rats, by modification of the stereotaxic coordinates.</a> J Neurosci Methods. 200 (1), 29-35 (2011).</li>
<li>Hadar, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rats+overexpressing+the+dopamine+transporter+display+behavioral+and+neurobiological+abnormalities+with+relevance+to+repetitive+disorders%5BTitle%5D)+AND+%22Sci+Rep%22%5BJournal%5D)">Rats overexpressing the dopamine transporter display behavioral and neurobiological abnormalities with relevance to repetitive disorders.</a> Sci Rep. 6, 39145(2016).</li>
<li>Parr-Brownlie, L. C., Poloskey, S. L., Bergstrom, D. A., Walters, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Parafascicular+thalamic+nucleus+activity+in+a+rat+model+of+Parkinson%27s+disease%5BTitle%5D)+AND+%22Exp+Neurol%22%5BJournal%5D)">Parafascicular thalamic nucleus activity in a rat model of Parkinson's disease.</a> Exp Neurol. 217 (2), 269-281 (2009).</li>
<li>Steriade, M., Nunez, A., Amzica, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+novel+slow+%28%3C+1+Hz%29+oscillation+of+neocortical+neurons+in+vivo%3A+depolarizing+and+hyperpolarizing+components%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosci%22%5BJournal%5D)">A novel slow (< 1 Hz) oscillation of neocortical neurons in vivo: depolarizing and hyperpolarizing components.</a> J Neurosci. 13 (8), 3252-3265 (1993).</li>
<li>Maggi, C. A., Meli, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Suitability+of+urethane+anesthesia+for+physiopharmacological+investigations+in+various+systems.+Part+1%3A+General+considerations%5BTitle%5D)+AND+%22Experientia%22%5BJournal%5D)">Suitability of urethane anesthesia for physiopharmacological investigations in various systems. Part 1: General considerations.</a> Experientia. 42 (2), 109-114 (1986).</li>
<li>Goldberg, J. A., Kats, S. S., Jaeger, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Globus+pallidus+discharge+is+coincident+with+striatal+activity+during+global+slow+wave+activity+in+the+rat%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Globus pallidus discharge is coincident with striatal activity during global slow wave activity in the rat.</a> J Neurosci. 23 (31), 10058-10063 (2003).</li>
<li>Karain, B., Xu, D., Bellone, J. A., Hartman, R. E., Shi, W. X. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rat+globus+pallidus+neurons%3A+functional+classification+and+effects+of+dopamine+depletion%5BTitle%5D)+AND+%22Synapse%22%5BJournal%5D)">Rat globus pallidus neurons: functional classification and effects of dopamine depletion.</a> Synapse. 69 (1), 41-51 (2015).</li>
<li>Paasonen, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparison+of+seven+different+anesthesia+protocols+for+nicotine+pharmacologic+magnetic+resonance+imaging+in+rat%5BTitle%5D)+AND+%22Eur+Neuropsychopharmacol%22%5BJournal%5D)">Comparison of seven different anesthesia protocols for nicotine pharmacologic magnetic resonance imaging in rat.</a> Eur Neuropsychopharmacol. 26 (3), 518-531 (2016).</li>
<li>Mahmud, M., Vassanelli, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Processing+and+Analysis+of+Multichannel+Extracellular+Neuronal+Signals%3A+State-of-the-Art+and+Challenges%5BTitle%5D)+AND+%22Front+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Processing and Analysis of Multichannel Extracellular Neuronal Signals: State-of-the-Art and Challenges.</a> Front Neurosci. 10, 248(2016).</li>
<li>Hadar, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Altered+neural+oscillations+and+elevated+dopamine+levels+in+the+reward+pathway+during+alcohol+relapse%5BTitle%5D)+AND+%22Behav+Brain+Res%22%5BJournal%5D)">Altered neural oscillations and elevated dopamine levels in the reward pathway during alcohol relapse.</a> Behav Brain Res. 316, 131-135 (2017).</li>
<li>Voget, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Altered+local+field+potential+activity+and+serotonergic+neurotransmission+are+further+characteristics+of+the+Flinders+sensitive+line+rat+model+of+depression%5BTitle%5D)+AND+%22Behav+Brain+Res%22%5BJournal%5D)">Altered local field potential activity and serotonergic neurotransmission are further characteristics of the Flinders sensitive line rat model of depression.</a> Behav Brain Res. 291, 299-305 (2015).</li>
</ol>

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

W niniejszej pracy zademonstrowano metodę jednoczesnego rejestrowania zewnątrzkomórkowych sygnałów elektrofizjologicznych z wielu miejsc danej sieci na przykładzie szlaku hiperbezpośredniego zwojów korowo-podstawnych, który łączy M1 z STN i SNr u gryzoni.
Krytycznym krokiem w rejestrowaniu małych struktur podkorowych, takich jak STN, jest precyzyjne wprowadzenie elektrod rejestrujących do celu. W prezentowanej metodzie zadbanie o dwa kluczowe kroki zapewnia wysoką dokładność celowania. Podczas...

Ostatnie skumulowane dowody dotyczące różnych zaburzeń neuropsychiatrycznych, takich jak choroba Parkinsona (PD) i schizofrenia, zdecydowanie sugerują, że ich patofizjologia opiera się na krytycznej dysfunkcji rozszerzonych obwodów neuronalnych, które często obejmują struktury korowe i podkorowe1,2,3. Zgodnie z tą teorią, objawy kliniczne chorób powstają w wyniku upośledzonej zdolności przetwarzania informacji przez sieć komórek, a nie przez pojedyncze komórki lub określone elementy neuronalne1,2,3. Aby lepiej zrozumieć tę złożoną grupę chorób neuropsychiatrycznych i znaleźć nowe opcje leczenia, konieczne jest bardzo szczegółowe scharakteryzowanie dynamiki neuronalnej tych zaburzonych sieci u pacjentów u ludzi i w modelach zwierzęcych. Doskonałą metodą badania wielkoskalowych sieci u żywych podmiotów są wielomiejscowe zapisy elektrofizjologiczne potencjałów zewnątrzkomórkowych4. Za pomocą tej metody możliwa jest jednoczesna ocena lokalnych potencjałów pola (LFP), które przede wszystkim reprezentują czasową sumę pobudzających i hamujących prądów postsynaptycznych oraz aktywności wielojednostkowej (MUA), która jest generowana przez potencjały presynaptyczne5. Rejestracja potencjałów zewnątrzkomórkowych ma kilka zalet w porównaniu z alternatywnymi metodami badania sieci, np. funkcjonalnym rezonansem magnetycznym i obrazowaniem wapniowym, ponieważ zapewnia wyższą rozdzielczość czasową i przestrzenną oraz ponieważ nie jest zależna od organizmów modyfikowanych genetycznie5. Jednak zastosowanie zewnątrzkomórkowych nagrań in vivo jest ograniczone, ponieważ jest to technika inwazyjna, która nie może być powszechnie stosowana.
Zapisy elektrofizjologiczne in vivo mogą być wykonywane zarówno na jawie, jak i na znieczulonych zwierzętach6. Obu metodom towarzyszą konkretne plusy i minusy. Badania na obudzonych zwierzętach pozwalają na rejestrowanie sygnałów mózgowych podczas wykonywania określonych zadań behawioralnych, ale są podatne na artefakty związane z ruchem i inne7,8. Z drugiej strony, nagrania u znieczulonych zwierząt dają możliwość oceny LFP i MUA przy minimalnej ilości artefaktów w wysoce zdefiniowanych stanach synchronizacji kory mózgowej, ale wyniki różnią się również w pewnym stopniu od tego, co można znaleźć u osób obudzonych9,10,11.
W ostatnich latach wykazano, że próbkowanie LFP jest szczególnie przydatne do nakreślenia patologicznych zmian aktywności sieci. Wybitnym tego przykładem są badania nad patofizjologią choroby Parkinsona u pacjentów u ludzi i zwierzęcych modeli choroby, w których można wykazać, że zwiększone oscylacje beta w pętli korowo-podstawnej są związane z objawami motorycznymi parkinsona12,13. W związku z tym kierunkiem badań, obecnie bada się, czy oscylacje beta mogą być wykorzystane jako biomarker sprzężenia zwrotnego online do głębokiej stymulacji mózgu w pętli zamkniętej14,15.
W niniejszym badaniu podano szczegółowy opis ostrych, wielomiejscowych zapisów elektrofizjologicznych in vivo LFP i MUA u szczurów znieczulonych uretanem. Pokazano, w jaki sposób można scharakteryzować elektrofizjologicznie całą sieć, taką jak szlak hiperbezpośrednich zwojów korowo-podstawnych, przy użyciu standardowych i dostosowanych elektrod oraz jak można zbudować te elektrody. Szczególnie podkreśla się, w jaki sposób można osiągnąć precyzyjne celowanie w jądra zwojów podstawy, łącząc chirurgię stereotaktyczną z rejestracją online MUA.

<table><tbody><tr><td>Niestandardowe elektrody zewnątrzoponowe Ag/AgCl</td><td>Goodfellow GmbH D-61213 Bad Nauheim, Niemcy info@goodfellow.com</td><td>AG005127 identyfikatora produktu dla drutu 99,99% srebrnego</td><td>Elektrody Ag/AgCl pozwolą na lepszą jakość sygnału, ale mogą być używane tylko w ostrych eksperymentach. Możliwa wymiana: Elektrody ze stali nierdzewnej</td></tr><tr><td>Uchwyt stereotaktyczny z blokiem akrylowym</td><td>David Kopf Instruments, 7324 Elmo Street, Tujunga, CA 91042, USA</td><td>ID produktu Model 1770 Standardowy uchwyt elektrody</td><td>Upewnij się, że blok akrylowy ma wgłębienia, które pasują do konfiguracji elektrody dla pożądanego celu. Bloki akrylowe można łatwo modyfikować za pomocą pilnika, aby uzyskać pożądaną konfigurację. Możliwa wymiana: Własnoręcznie skonstruowane uchwyty elektrod</td></tr><tr><td>Elektrody mikrodrutowe wolframowe 1,5 M&Omega; impedancja</td><td>Microprobes.com 18247-D Flower Hill Way&nbsp; Gaithersburg, Maryland, 20879 USA</td><td>ID produktu WE3ST31.5A5-250um</td><td>1.5 M&Omega; jest niezbędne do jednoczesnego nagrywania MUA i LFP. Możliwa wymiana: Można zastosować mikroelektrody z różnych materiałów. Elektrody muszą być proste, wytrzymałe i jak najcieńsze.</td></tr><tr><td>Narzędzie do wyrównywania szczurów</td><td>David Kopf Instruments, 7324 Elmo Street, Tujunga, CA 91042, USA</td><td>ID produktu Model 944 Narzędzie do wyrównywania szczurów</td><td>Umożliwia dokładną orientację mózgu w celu dopasowania do atlasów stereotaktycznych. Możliwa zamiana: Uchwyt stereotaktyczny z kaniulą</td></tr><tr><td>Dwuskładnikowy akrylowy dentystyczny</td><td>Associated Dental Products Ltd. Kemdent Works, Purton, Swindon Wiltshire, SN5 4HT, Wielka Brytania</td><td>Simplex Rapid Powder Clear 225g, Kod produktu: ACR803; Simplex Rapid Liquid 150ml, Kod produktu: ACR920</td><td>W zależności od zastosowanych elektrod, superglue może być łatwą alternatywą, jeśli elektrody są małe i lekkie. Możliwa zamiana: Superglue (na bazie cyjanoaklanu)</td></tr><tr><td>Klatka Faradaya</td><td>Samodzielna budowa</td><td></td><td>Właściwa klatka Faradaya będzie najlepszą ochroną przed artefaktami elektromagnetycznymi, ale wszystko, co można uformować w kształt pudełka lub nałożyć na ramę i jest wykonane z materiału przewodzącego, może pomóc. Możliwa zamiana: Folia aluminiowa lub siatka miedziana</td></tr><tr><td>Konfiguracja elektrofizjologiczna z oprogramowaniem do nagrywania i możliwością sortowania skoków online</td><td>OmniPlex&reg; Neural Data Acquisition System Plexon Inc 6500 Greenville Avenue, Suite 700 Dallas, Teksas 75206 USA</td><td></td><td>Oprogramowanie do sortowania offline to potencjalna alternatywa, wiele skryptów i programów można znaleźć za darmo w społeczności open source.</td></tr></tbody></table>

ostre zapisy elektrofizjologiczne in vivo lokalnych potencjałów pola i aktywności wielocząsteczkowej ze szlaku hiperbezpośredniego u znieczulonych szczurów

Acute In Vivo Electrophysiological Recordings of Local Field Potentials and Multi-unit Activity from the Hyperdirect Pathway in Anesthetized Rats

Zbieżne dowody pokazują, że wiele chorób neuropsychiatrycznych powinno być rozumianych jako zaburzenia sieci neuronalnych na dużą skalę. Aby lepiej zrozumieć patofizjologiczne podłoże tych chorób, konieczne jest precyzyjne scharakteryzowanie, w jaki sposób przetwarzanie informacji jest zaburzone między różnymi neuronalnymi częściami obwodu. Korzystając z zewnątrzkomórkowych zapisów elektrofizjologicznych in vivo, możliwe jest dokładne określenie aktywności neuronalnej w sieci neuronalnej. Zastosowanie tej metody ma kilka zalet w porównaniu z technikami alternatywnymi, np. funkcjonalnym rezonansem magnetycznym i obrazowaniem wapniowym, ponieważ pozwala na unikalną rozdzielczość czasową i przestrzenną oraz nie opiera się na organizmach modyfikowanych genetycznie. Jednak zastosowanie zewnątrzkomórkowych nagrań in vivo jest ograniczone, ponieważ jest to technika inwazyjna, która nie może być powszechnie stosowana. W artykule przedstawiono prostą i łatwą w użyciu metodę, za pomocą której możliwe jest jednoczesne rejestrowanie potencjałów zewnątrzkomórkowych, takich jak lokalne potencjały pola i aktywność wielojednostkowa w wielu miejscach sieci. Szczegółowo opisano, w jaki sposób można osiągnąć precyzyjne celowanie w jądra podkorowe przy użyciu kombinacji chirurgii stereotaktycznej i analizy online nagrań wielojednostkowych. W ten sposób wykazano, w jaki sposób cała sieć, taka jak hiperbezpośrednia pętla korowo-podstawna, może być badana u znieczulonych zwierząt in vivo.

Przy użyciu zastosowanych tutaj elektrod rejestrujących możliwe jest próbkowanie LFP z pierwotnej kory ruchowej, jądra podwzgórzowego oraz części siateczkowatej istoty czarnej, a także MUA z STN i SNr. Początkowo LFP i aktywność wielojednostkowa są rejestrowane wspólnie w sygnale szerokopasmowym. Następnie LFP i MUA są rozdzielane za pomocą filtrów pasmowo-przepustowych (0.05-250 Hz dla LFP i 300-4,000 Hz dla MUA).
W celu popraw...

W tym badaniu przedstawiono metodologię wykonywania wielomiejscowych zapisów elektrofizjologicznych in vivo ze szlaku hiperbezpośredniego w znieczuleniu uretanowym.

Ostre zapisy elektrofizjologiczne in vivo lokalnych potencjałów pola i aktywności wielocząsteczkowej ze szlaku hiperbezpośredniego u znieczulonych szczurów

Converging evidence shows that many neuropsychiatric diseases should be understood as disorders of large-scale neuronal networks. To better understand the ...

Ogólnym celem tego eksperymentu jest zademonstrowanie sposobu przeprowadzania ostrych rejestracji elektrofizjologicznych in vivo potencjałów polowych oraz aktywności wielojednostkowej z pętli kora-jądra podstawne u znieczulonych szczurów. Metoda ta może pomóc w odpowiedzi na kluczowe pytania z dziedziny neuronauki, takie jak wpływ oscylacji patologicznych na złożoną patofizjologię w chorobach neuropsychiatrycznych. Główną zaletą tej techniki jest możliwość jednoczesnej rejestracji potencjałów zewnątrzkomórkowych z różnych obszarów korowych i podkorowych mózgu.Implikacje tej techniki rozciągają się na terapię różnych chorób neuropsychiatrycznych, ponieważ potencjały pola lokalnego mogą potencjalnie służyć jako biomarker dla takich metod leczenia, jak stymulacja w pętli zamkniętej. Choć metoda ta pozwala na wgląd w patofizjologię jąder podstawy, można ją zastosować również do innych obszarów mózgu. Aby rozpocząć tę procedurę, należy przygotować odcinek drutu srebrnego o długości 5 cm i średnicy 200 µm, usuwając w razie potrzeby wszelkie powłoki.Następnie należy trzymać końcówkę drutu skierowaną w dół w płomieniu, aż zacznie ona topić się i utworzy kuleczkę o średnicy 1 mm. Następnie należy odciąć elektrodę tak, aby jej całkowita długość wynosiła 15 mm, licząc od początku kulistej końcówki do końca drutu. Do końca drutu należy przylutować precyzyjny konektor dopasowany do systemu rejestracji elektrofizjologicznej.Następnie należy pokryć punkt lutowniczy od końcówki przewodu do złącza przewodzącym lakierem srebrowym w celu poprawy przewodności. Po wyschnięciu lakieru przewodzącego punkt lutowniczy należy zabezpieczyć rurką termokurczliwą o szerokości od jednego do trzech milimetrów. Za pomocą młotka zegarmistrzowskiego należy ostrożnie spłaszczyć kulistą końcówkę do połowy jej grubości.Następnie założyć rękawiczki egzaminacyjne i za pomocą szmatki bezpyłowej nasączonej 100% ethanol usuń wszelkie zabrudzenia i tłuszcz. Potem umieścić elektrody w 15 mililitrowej probówce wirówkowej lub probówce do hodowli komórkowych i wypełnić ją domowym wybielaczem z chlorem, aż końcówka w kształcie kulki zostanie całkowicie zakryta. Po 23 minutach wyjąć elektrody i obficie opłukać je wodą destylowaną.W przypadku prawidłowego naniesienia chlorku srebra powierzchnia elektrody powinna mieć jednolity ciemnofioletowy kolor. Następnie należy pozostawić elektrody do wyschnięcia na powietrzu. Po całkowitym wyschnięciu elektrody należy wyjąć za pomocą precyzyjnej pęsety.Następnie za pomocą cienkiego pędzla nanieś płynną izolację elektryczną na elektrody. Zacznij od przewodu bezpośrednio za końcówką elektrody i pokryj całość aż do rurki termokurczliwej. Po zakończeniu pozostaw izolację do wyschnięcia na co najmniej dwie godziny.Na tym etapie należy luźno przymocować pierwszą parę elektrod do akrylowego bloku uchwytu za pomocą kawałków taśmy klejącej. Elektrody powinny wystawać z bloku akrylowego o około 12 mm. Następnie należy ostrożnie zamocować drugą elektrodę bipolarą obok pierwszej elektrody.W celu celowania w struktury nadprzyspieszonej drogi bezpośredniej, odległość między parami elektrod powinna wynosić 2 mm. Pod mikroskopem należy wyregulować drugą elektrodę bipolarną, ostrożnie przesuwając ją do pozycji, w której najbardziej brzuszny koniec jest cofnięty o około 200 µm w stosunku do pierwszej elektrody. Docisnąć taśmę klejącą, a następnie zabezpieczyć elektrody metalowym zaciskiem uchwytu.Po znieczuleniu zwierzęcia należy ogolić jego głowę, aby uzyskać czyste pole operacyjne. Następnie unieruchomić zwierzę w aparacie stereotaksycznym, a następnie zdezynfekować miejsce ncięcia i obszar wokół niego odpowiednim środkiem do dezynfekcji chirurgicznej. W dalszej kolejności, za pomocą skalpela, wykonać cięcie skóry głowy o długości dwóch centymetrów w kierunku strzałkowym.Za pomocą skalpela należy delikatnie zeskrobać rozcięgno czaszkowe, a następnie zdezynfekować czaszkę 3% nadtlenkiem wodoru. Następnie należy użyć patyczków higienicznych nasączonych 3% nadtlenkiem wodoru, aby usunąć wszelkie pozostałości tkanki. W kolejnym kroku należy wyregulować uchwyt siekaczy tak, aby wyrównać górną część czaszki, co oznacza, że bregma i lambda, jako punkty odniesienia stereotaktycznego, znajdują się w tej samej płaszczyźnie.Pod mikroskopem, używając standardowego narzędzia do wyrównywania szczura w stereotaksji, skalibruj wyznaczony grot względem bregmy i dostosuj poprzeczkę do siekaczy, aż wyznaczone punkty bregmy i lambdy na narzędziu jednocześnie dotkną czaszki. Korzystając z uchwytu stereotaksycznego z kaniulą, skalibruj go względem bregmy, a następnie oblicz pozycje wszystkich otworów wiertniczych na czaszce. Następnie zaznacz miejsca do wywiercenia otworów, delikatnie wydrapując czaszkę lub używając chirurgicznego markera kolorowego.Następnie, używając mikrowiertła, ostrożnie wywierć wszystkie otwory o średnicy około 1 mm. Dla STN i SNr wywierć wspólny otwór o wymiarach około 2 mm na 3 mm. Weź jedną cienką kaniulę i zgnij jej końcówkę, tworząc dwa haczyki.Następnie za pomocą haczyków usuń wszelkie zanieczyszczenia z otworów wiertniczych, a następnie ostrożnie przetnij i usuń oponę twardą w wspólnym otworze STN/SNr. Po tym zabiegu przepłucz otwory wiertnicze solą fizjologiczną. Co 15 minut aplikuj kroplę soli fizjologicznej do otworów wiertniczych, aby zapobiec wysychaniu mózgu i opony twardej.Następnie, używając mikro-wiertła i dopasowanej mikro-śruby ze stali nierdzewnej, należy wywiercić otwór i wkręcić mikro-śrubę pomiędzy otwory wiertnicze referencyjnych elektrod nadtwardówkowych nad móżdżkiem. Następnie, końcówki elektrod należy poprowadzić za pomocą precyzyjnej pęsety i wsunąć je bezpośrednio pod kość czaszki do otworów wiertniczych. Wszystkie elektrody nadtwardówkowe należy przymocować dwuskładnikowym akrylem szablonowym.Należy upewnić się, że punkt bregma nie jest zasłonięty i że otwór dla STN/SNr nie został naruszony. Następnie należy włożyć przygotowany uchwyt z mikroelektrodami z drutu wolframowego do ramki stereotaktycznej. Skalibrować najbardziej brzuszną elektrodę względem punktu bregma, tak aby była ona skierowana na STN.Skoryguj pozycję nad obliczonym punktem otworu wspólnego dla STN/SNr i opuść elektrody do mózgu. Upewnij się, że wolframowe mikroelektrody drutowe wchodzą do mózgu płynnie. W tej procedurze skonfiguruj oprogramowanie do rejestracji, ustawiając m.in. filtr pasmowoprzepustowy oraz wzmacniacz sygnału surowych danych.Następnie zastosuj online'owy filtr LFP i filtr kolców z odpowiednimi ustawieniami. W przypadku wszystkich filtrów użyj filtra typu Butterwortha. Ustaw próg detekcji kolców dla online'owego sortowania kolców.Większość oprogramowania do rejestracji umożliwia ustawienie progu detekcji impulsów (spike threshold), który jest wartością amplitudy, powyżej której sygnał jest klasyfikowany przez program jako impuls. Następnie powoli opuść wolframowe mikroelektrody druciane na wysokość jednego milimetra nad STN i w razie potrzeby poczekaj na stabilizację sygnału. Podczas mapowania elektrofizjologicznego przesuwaj elektrody brzusznie w krokach co 100 micrometers.Na każdym etapie należy ocenić wzorzec wyładowań, częstotliwość wyładowań oraz kształt impulsów, porównując je z typowymi przykładami przedstawionymi na rysunku 2 w towarzyszącym manuskrypcie. Po umieszczeniu elektrod w pożądanych strukturach należy skonfigurować filtrowanie online oraz sortowanie impulsów, a następnie rozpocząć rejestrację danych. Poniżej znajduje się reprezentatywny 600-sekundowy zapis LFP z pierwotnej kory ruchowej.Można odróżnić okresy czasu z wysoką częstotliwością i niską amplitudą aktywności, odpowiadające stanowi pobudzenia, od okresów z wolniejszym rytmem i wyższą amplitudą, odpowiadających stanowi aktywności fal wolnych. Poniżej przedstawiono odpowiedni wykres czasowo-częstotliwościowy w przedziale 600 sekund, ilustrujący względną moc LFP w zakresie od 0 do 20 Hz. Po opanowaniu ta technika może zostać wykonana w ciągu dwóch godzin, jeśli jest przeprowadzona prawidłowo.Po obejrzeniu tego filmu powinni Państwo posiadać wiedzę na temat przeprowadzania pozakomórkowych rejestracji elektrofizjologicznych in vivo z pętli kora-jądra podstawy u znieczulonych szczurów.

acute-vivo-electrophysiological-recordings-local-field-potentials

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Neuronauka

Ten film demonstruje szczegółową procedurę przygotowania znieczulonego szczura do elektrofizjologicznych zapisów aktywności mózgu z wielu miejsc. Skóra głowy jest preparowana w celu uzyskania dostępu do czaszki, a otwory są wiercone w precyzyjnych miejscach, aby zainstalować i zabezpieczyć elektrody. Elektrody wolframowe są następnie umieszczane w docelowym miejscu w celu zarejestrowania danych.

Elektrofizjologiczne zapisy in vivo aktywności mózgu z wielu miejsc u szczurów

Ten film demonstruje procedurę jednoczesnego rejestrowania kolokalizowanej elektroencefalografii (EEG) i lokalnych potencjałów pola (LFP) u znieczulonego szczura. Proces polega na przygotowaniu szczura i przymocowaniu elektrod stymulujących do jego opuszków wąsów. Elektroda pająka EEG jest umieszczana na czaszce szczura w celu powierzchniowych pomiarów EEG. W tym samym czasie wielokanałowa mikroelektroda jest wprowadzana do określonego obszaru mózgu przez otwór w czaszce, aby rejestrować...

Równoczesne zapisy potencjału elektroencefalograficznego i lokalnego potencjału pola u znieczulonego szczura

Ta procedura wykonuje długotrwałe wewnątrzkomórkowe zapisy in vivo z pojedynczych neuronów podczas fizjologicznie istotnych stanów mózgowych i po całkowitym zniesieniu trwających czynności elektrycznych, co skutkuje izoelektrycznym stanem mózgu. Stałe fizjologiczne zwierzęcia są dokładnie monitorowane podczas przejścia w stan sztucznej śpiączki.

Indukcja izoelektrycznego stanu mózgu w celu zbadania wpływu endogennej aktywności synaptycznej na pobudliwość neuronów in vivo

Ten protokół opisuje jednoczesny pomiar elektroretinogramu i wzrokowych potencjałów wywołanych u znieczulonych szczurów.

Jednoczesna rejestracja elektroretinografii i wzrokowych potencjałów wywołanych u znieczulonych szczurów

Pokazujemy chirurgiczne implanty i procedury rejestrujące do pomiaru wizualnych sygnałów elektrofizjologicznych z oka (elektroretinogram) i mózgu (wizualny potencjał wywołany) u przytomnych szczurów, co jest bardziej analogiczne do stanu ludzkiego, gdzie nagrania są prowadzone bez zakłóceń znieczulenia.

Implantacja i rejestracja bezprzewodowego elektroretinogramu i wizualnego potencjału wywołanego u świadomych szczurów

Ten protokół opisuje prostą metodę jednoczesnego rejestrowania kolokalizowanej elektroencefalografii (EEG) i wielolaminarnego potencjału pola lokalnego u znieczulonego szczura. Wykazano, że otwór w czaszce wywiercony w czaszce w celu wprowadzenia mikroelektrody powoduje znikome zniekształcenia sygnału EEG.

Jednoczesna rejestracja kolokalizowanej elektroencefalografii i lokalnego potencjału pola u gryzoni

To badanie wprowadza metodę jednoczesnego rejestrowania lokalnych potencjałów pola w mózgu, elektrokardiogramów, elektromiogramów i sygnałów oddechowych swobodnie poruszającego się szczura. Technika ta, która obniża koszty eksperymentów i upraszcza analizę danych, przyczyni się do zrozumienia interakcji między mózgiem a narządami obwodowymi.

Jednoczesne zapisy lokalnych potencjałów pola korowego, elektrokardiogram, elektromiogram i rytm oddychania swobodnie poruszającego się szczura

Ilustrujemy, jak przeprowadzić rejestrację i elektryczną modulację aktywności padaczkowej indukowanej przez 4-aminopirydynę w wycinkach mózgu gryzoni za pomocą układów mikroelektrod. Niestandardowa komora rejestracyjna utrzymuje żywotność tkanek podczas długotrwałych sesji eksperymentalnych. Mapowanie elektrod na żywo i wybór par stymulujących odbywa się za pomocą niestandardowego graficznego interfejsu użytkownika.

Rejestracja i modulacja aktywności padaczkowej w wycinkach mózgu gryzoni sprzężonych z układami mikroelektrod

Opracowaliśmy technikę, która jednocześnie rejestruje zarówno elektrokortykografię, jak i lokalne potencjały pola w odpowiedzi na nocyceptywne bodźce laserowe od swobodnie poruszających się szczurów. Technika ta pomaga ustalić bezpośredni związek sygnałów elektrokorowych na poziomie mezoskopowym i makroskopowym, co ułatwia badanie nocyceptywnego przetwarzania informacji w mózgu.

Jednoczesne zapisy lokalnych potencjałów pola korowego i elektrokortykogramy w odpowiedzi na nocyceptywne bodźce laserowe od swobodnie poruszających się szczurów

Ten protokół opisuje metodę uzyskiwania in vivo, wysokiej gęstości nagrań pojedynczych neuronów z pnia mózgu myszy z unieruchomioną głową. Podejście to jest stosowane do pomiaru potencjału czynnościowego neuronów w brzuszno-bocznej szarości okołowodociągowej - regionie pnia mózgu nieaktywnym podczas snu z szybkimi ruchami gałek ocznych (REM) - przed i podczas znieczulenia ogólnego.

Ostre jednojednostkowe nagrania wieloelektrodowe z pnia mózgu myszy z unieruchomioną głową

Przedstawiamy tutaj metodę oceny aktywacji i blokady aksonów czuciowych w nerwach obwodowych w ostrych, znieczulonych, in vivo eksperymentach na szczurach z użyciem dwóch typów elektrofizjologicznych pomiarów rdzenia, które pozwalają rozróżnić aktywność podtypów włókien nerwowych: lokalnych potencjałów pola oraz zapisów pojedynczego neuronu o szerokim zakresie dynamicznym.

Metody elektrofizjologiczne oceny blokady bólu obwodowego u znieczulonego szczura

Poznaj metodę ostrych zapisów elektrofizjologicznych in vivo lokalnych potencjałów pola i aktywności wielocząsteczkowej ze szlaku hiperbezpośredniego u znieczulonych szczurów. Technika umożliwia jednoczesne rejestrowanie sygnałów z wielu obszarów mózgu.

Ostre zapisy elektrofizjologiczne in vivo lokalnych potencjałów pola i aktywności wielocząsteczkowej ze szlaku hiperbezpośredniego u znieczulonych szczurów (Wideo) | JoVE Journal

Ostre zapisy elektrofizjologiczne in vivo lokalnych potencjałów pola i aktywności wielocząsteczkowej ze szlaku hiperbezpośredniego u znieczulonych szczurów

Przeglądaj więcej filmów