Name: Zautomatyzowana analiza populacyjnego testu preferencji chemosensorycznej na podstawie populacji nicieni (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2017-07-13T14:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 44 s
Description: Poznaj zautomatyzowaną analizę preferencji chemosensorycznej u nicieni Caenorhabditis elegans przy użyciu wielokamerowego systemu akwizycji wideo. Ta metoda umożliwia szybszą i bardziej standaryzowaną analizę behawioralną mutantów genetycznych w neurobiologii.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Niektóre szczepy zostały dostarczone przez Caenorhabditis Genetics Center (CGC), które jest finansowane przez NIH Office of Research Infrastructure Programs (P40 OD010440). Praca ta jest wspierana przez Instytut Medyczny Howarda Hughesa, w którym P.W.S. jest badaczem.

<ol><li>White, J. G., Southgate, E., Thomson, J. N., Brenner, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+structure+of+the+nervous+system+of+the+nematode+Caenorhabditis+elegans%5BTitle%5D)+AND+%22Philos+Trans+R+Soc+Lond+B+Biol+Sci%22%5BJournal%5D)">The structure of the nervous system of the nematode Caenorhabditis elegans.</a> Philos Trans R Soc Lond B Biol Sci. 314, 1-340 (1986).</li>
<li>Bargmann, C. I., Horvitz, H. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Chemosensory+neurons+with+overlapping+functions+direct+chemotaxis+to+multiple+chemicals+in+C.+elegans%5BTitle%5D)+AND+%22Neuron%22%5BJournal%5D)">Chemosensory neurons with overlapping functions direct chemotaxis to multiple chemicals in C. elegans.</a> Neuron. 7 (5), 729-742 (1991).</li>
<li>Bargmann, C. I., Hartwieg, E., Horvitz, H. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Odorant-selective+genes+and+neurons+mediate+olfaction+in+C.+elegans%5BTitle%5D)+AND+%22Cell%22%5BJournal%5D)">Odorant-selective genes and neurons mediate olfaction in C. elegans.</a> Cell. 74 (3), 515-527 (1993).</li>
<li>Hilliard, M. A., Bargmann, C. I., Bazzicalupo, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((C.+elegans+responds+to+chemical+repellents+by+integrating+sensory+inputs+from+the+head+and+the+tail%5BTitle%5D)+AND+%22Curr+Biol%22%5BJournal%5D)">C. elegans responds to chemical repellents by integrating sensory inputs from the head and the tail.</a> Curr Biol. 12 (9), 730-734 (2002).</li>
<li>Hilliard, M. A., Bergamasco, C., Arbucci, S., Plasterk, R. H., Bazzicalupo, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Worms+taste+bitter%3A+ASH+neurons%2C+QUI-1%2C+GPA-3+and+ODR-3+mediate+quinine+avoidance+in+Caenorhabditis+elegans%5BTitle%5D)+AND+%22EMBO+J%22%5BJournal%5D)">Worms taste bitter: ASH neurons, QUI-1, GPA-3 and ODR-3 mediate quinine avoidance in Caenorhabditis elegans.</a> EMBO J. 23 (5), 1101-1111 (2004).</li>
<li>Zariwala, H. A., Miller, A. C., Faumont, S., Lockery, S. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Step+response+analysis+of+thermotaxis+in+Caenorhabditis+elegans%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Step response analysis of thermotaxis in Caenorhabditis elegans.</a> J Neurosci. 23 (10), 4369-4377 (2003).</li>
<li>Ward, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Chemotaxis+by+the+nematode+Caenorhabditis+elegans%3A+identification+of+attractants+and+analysis+of+the+response+by+use+of+mutants%5BTitle%5D)+AND+%22Proc+Natl+Acad+Sci+U+S+A%22%5BJournal%5D)">Chemotaxis by the nematode Caenorhabditis elegans: identification of attractants and analysis of the response by use of mutants.</a> Proc Natl Acad Sci U S A. 70 (3), 817-821 (1973).</li>
<li>Wicks, S. R., de Vries, C. J., van Luenen, H. G., Plasterk, R. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((CHE-3%2C+a+cytosolic+dynein+heavy+chain%2C+is+required+for+sensory+cilia+structure+and+function+in+Caenorhabditis+elegans%5BTitle%5D)+AND+%22Dev+Biol%22%5BJournal%5D)">CHE-3, a cytosolic dynein heavy chain, is required for sensory cilia structure and function in Caenorhabditis elegans.</a> Dev Biol. 221 (2), 295-307 (2000).</li>
<li>Jansen, G., Weinkove, D., Plasterk, R. H. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+G-protein+subunit+gpc-1+of+the+nematode+C.+elegans+is+involved+in+taste+adaptation%5BTitle%5D)+AND+%22EMBO+J%22%5BJournal%5D)">The G-protein subunit gpc-1 of the nematode C. elegans is involved in taste adaptation.</a> EMBO J. 21 (5), 986-994 (2002).</li>
<li>Srinivasan, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+blend+of+small+molecules+regulates+both+mating+and+development+in+Caenorhabditis+elegans%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">A blend of small molecules regulates both mating and development in Caenorhabditis elegans.</a> Nature. 454 (7208), 1115-1118 (2008).</li>
<li>Choe, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ascaroside+signaling+is+widely+conserved+among+nematodes%5BTitle%5D)+AND+%22Curr+Biol%22%5BJournal%5D)">Ascaroside signaling is widely conserved among nematodes.</a> Curr Biol. 22 (9), 772-780 (2012).</li>
<li>Ezcurra, M., Tanizawa, Y., Swoboda, P., Schafer, W. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Food+sensitizes+C.+elegans+avoidance+behaviours+through+acute+dopamine+signalling%5BTitle%5D)+AND+%22EMBO+J%22%5BJournal%5D)">Food sensitizes C. elegans avoidance behaviours through acute dopamine signalling.</a> EMBO J. 30 (6), 1110-1122 (2011).</li>
<li>Ward, A., Liu, J., Feng, Z., Xu, X. Z. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Light-sensitive+neurons+and+channels+mediate+phototaxis+in+C.+elegans%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Light-sensitive neurons and channels mediate phototaxis in C. elegans.</a> Nat Neurosci. 11 (8), 916-922 (2008).</li>
<li>Kunitomo, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Concentration+memory-dependent+synaptic+plasticity+of+a+taste+circuit+regulates+salt+concentration+chemotaxis+in+Caenorhabditis+elegans%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Commun%22%5BJournal%5D)">Concentration memory-dependent synaptic plasticity of a taste circuit regulates salt concentration chemotaxis in Caenorhabditis elegans.</a> Nat Commun. 4, 2210(2013).</li>
<li>Snow, J. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Two+anterograde+intraflagellar+transport+motors+cooperate+to+build+sensory+cilia+on+C.+elegans+neurons%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Cell+Biol%22%5BJournal%5D)">Two anterograde intraflagellar transport motors cooperate to build sensory cilia on C. elegans neurons.</a> Nat Cell Biol. 6 (11), 1109-1113 (2004).</li>
<li>Tobin, D. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Combinatorial+expression+of+TRPV+channel+proteins+defines+their+sensory+functions+and+subcellular+localization+in+C.+elegans+neurons%5BTitle%5D)+AND+%22Neuron%22%5BJournal%5D)">Combinatorial expression of TRPV channel proteins defines their sensory functions and subcellular localization in C. elegans neurons.</a> Neuron. 35 (2), 307-318 (2002).</li>
<li>Waggoner, L. E., Zhou, G. T., Schafer, R. W., Schafer, W. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Control+of+alternative+behavioral+states+by+serotonin+in+Caenorhabditis+elegans%5BTitle%5D)+AND+%22Neuron%22%5BJournal%5D)">Control of alternative behavioral states by serotonin in Caenorhabditis elegans.</a> Neuron. 21 (1), 203-214 (1998).</li>
<li>Sawin, E. R. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=%22Genetic+and+cellular+analysis+of+modulated+behaviors+in+Caenorhabditis+elegans%22">Genetic and cellular analysis of modulated behaviors in Caenorhabditis elegans</a>. , M.I.T. Cambridge, MA. (1996).</li>
<li>Ramot, D., Johnson, B. E., Berry, T. L., Carnell, L., Goodman, M. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+parallel+worm+tracker%3A+A+platform+for+measuring+average+speed+and+drug-induced+paralysis+in+nematodes%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">The parallel worm tracker: A platform for measuring average speed and drug-induced paralysis in nematodes.</a> PLoS One. 3 (5), e2208(2008).</li>
<li>Swierczek, N. A., Giles, A. C., Rankin, C. H., Kerr, R. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((High-throughput+behavioral+analysis+in+C.+elegans%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Methods%22%5BJournal%5D)">High-throughput behavioral analysis in C. elegans.</a> Nat Methods. 8 (7), 592-598 (2011).</li>
</ol>

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Kluczowym krokiem w protokole jest zapewnienie, że płytki testowe mają stały poziom suchości w różnych dniach doświadczalnych. Różne poziomy wysuszenia spowodują różne szybkości dyfuzji roztworu do agaru, a co za tym idzie, różnice w wynikach behawioralnych. W związku z tym płytki testowe powinny być zawsze świeże po południu przed eksperymentami. Liczba badanych robaków w jednym teście powinna być również regulowana w celu ułatwienia porównania między zabiegami. Dla porównania, robak typu dzikiego składa średnio 4-10 jaj / h, dając > 360 robaków na test, jeśli przestrzegany jest powyższy protokół synchronizacji robaków17. Jeśli niektóre zmutowane szczepy są wadliwe w składaniu jaj, wybierz bardziej ciężkie dorosłe robaki do składania jaj, aby osiągnąć docelową liczbę potomstwa. Kolejnym ważnym krokiem w protokole jest delikatne obchodzenie się z robakami podczas procesu mycia i umieszczania robaków. Robaki są wrażliwe na bodźce mechaniczne, które wywołują reakcje stresowe, takie jak odwrócenie i zahamowanie składania jaj18. Ponadto przed przystąpieniem do analizy wideo należy zadbać o dokładne zdefiniowanie zwrotu z inwestycji i określenie optymalnej wartości stałej progowej dla określonych warunków oświetleniowych. Zaleca się również powtórzenie procesów kalibracji i progowania, jeśli od przeprowadzenia ostatniego eksperymentu upłynęło dużo czasu.
Ograniczeniem tej metody jest to, że nie nadaje się ona do oznaczania małych populacji robaków. Jeśli jednak zostaną przeprowadzone odpowiednie kontrole w celu określenia wpływu obecności pokarmu na zachowanie sensoryczne, wówczas wykorzystanie pożywienia do ograniczenia przestrzennej lokalizacji eksploracyjnej robaków, tak jak w teście retencji, jest również możliwe w tej konfiguracji. Ponadto metoda ta nie jest przeznaczona do badania nawigacji gradientu bodźca ze względu na bliskie sąsiedztwo i niewielkie ilości zastosowanych kropli roztworu kontrolnego i doświadczalnego.
W przyszłości do tego systemu będzie można zintegrować oprogramowanie programistyczne, które umożliwia śledzenie wielu robaków i wyodrębnianie cech pojedynczych robaków19,20. Rejestrowanie subtelnych parametrów zachowania pojedynczego robaka, takich jak prędkości odwrócenia i amplituda zgięć ciała, zapewni bardziej szczegółowy obraz zachowań chemosensorycznych poszczególnych robaków w kontekście testu populacyjnego. Test można również zmodyfikować w celu zbadania habituacji poprzez wiercenie otworów w ROI za pomocą igieł strzykawkowych o odpowiednim rozmiarze i wypełnianie otworów agarem z dodatkiem związku doświadczalnego lub buforu kontrolnego. Zapewni to bardziej spójne stężenie powierzchniowe związku przez dłuższy okres czasu rejestracji, co jest konieczne podczas badań habituacji. Innym potencjalnym zastosowaniem tej metody jest przeprowadzenie porównawczych badań zachowania różnych gatunków nicieni. Ponadto komora behawioralna może być modyfikowana na wiele sposobów, aby badać reakcje behawioralne na bodźce multimodalne. W przypadku zastosowań optogenetycznych obok mocowania kamery można przymocować matryce LED o wysokiej intensywności, aby selektywnie aktywować neurony będące przedmiotem zainteresowania podczas testu. Do zestawu można również dodać elementy grzejne, systemy chłodzenia i czujniki temperatury, aby badać wpływ temperatury na zachowania sensoryczne. Co więcej, wewnątrz komory można zainstalować systemy dostarczania zapachów w celu zbadania interakcji między modalnościami sensorycznymi i chemosensorycznymi.

Zwierzęta poszukujące pożywienia muszą zintegrować dane wejściowe z wielu modalności sensorycznych i wybrać odpowiednie strategie behawioralne, aby skutecznie poruszać się w swoim środowisku. Zrozumienie, w jaki sposób zewnętrzne bodźce sensoryczne są odbierane i przekształcane w informacje neuronowe w celu kierowania wyborem działań, jest głównym celem w dziedzinie neurobiologii. Genetycznie podatny nicień, C. elegans, jest atrakcyjnym organizmem modelowym, w którym można badać mechanizmy neuronalne leżące u podstaw biologii sensorycznej i integracji multimodalnej. Chociaż C. elegans ma tylko 302 neurony, może wykrywać i rozróżniać szeroką gamę bodźców środowiskowych, w tym rozpuszczalne związki, lotne substancje zapachowe i temperaturę otoczenia1,2,3,4,5,6,7. Nicień C. elegans w dużym stopniu polega na swoim aparacie chemosensorycznym, aby zlokalizować źródła pożywienia i ostrzec się o potencjalnych zagrożeniach. W związku z tym testy behawioralne mające na celu badanie przesiewowe reakcji dzikich i zmutowanych C. elegans na bodźce chemiczne odgrywają kluczową rolę w analizie mechanizmów genetycznych, komórkowych i neuronalnych leżących u podstaw niezwykłych zdolności sensorycznych C. elegans.
Aby ocenić reakcję na rozpuszczalne związki, opisano trzy rodzaje testów - test kropli, test chemotaksji i test retencji. W teście upuszczania mała kropla związku jest umieszczana na ogonie poruszającego się robaka, a decyzja robaka o odwróceniu lub przesunięciu się do przodu, gdy płyn dotrze do przedniego aparatu czuciowego, jest oceniana4. Test upuszczania wymaga niewielkiego przygotowania eksperymentalnego i jest przydatny, gdy wielkość próbki robaków jest mała, jak w przypadku robaków sterowanych laserowo. Ponieważ jednak tylko jeden robak może być badany na raz, a eksperymentator musi być obecny przez cały czas trwania testu, test kroplowy może być czasochłonny. Test kroplowy jest również podatny na różnice w dostarczaniu kropli między każdym robakiem w próbce, co może mieć wpływ na ogólne wyniki testu. Innym ograniczeniem testu upuszczania jest to, że można go użyć tylko do zbadania reakcji robaka na związki awersyjne, ponieważ nie jest możliwe odróżnienie atrakcyjnego lub neutralnego efektu związku od ruchu robaka do przodu.
Test chemotaksji dla rozpuszczalnych związków zazwyczaj polega na podzieleniu płytki agarowej na cztery ćwiartki, przy czym eksperymentalny roztwór miesza się z agarem dwóch przeciwległych ćwiartek, a roztwór kontrolny miesza się z pozostałymi dwoma kwadrantami8,9. Na początku testu kroplę buforu zawierającą robaki umieszcza się na środku płytki, a liczbę robaków w każdej ćwiartce ocenia się w różnych punktach czasowych. Test chemotaksji zapewnia większą moc statystyczną w porównaniu z testem kroplowym, ponieważ w każdym teście testowana jest duża liczba robaków. Jednak jednym z ograniczeń tej metody jest to, że przygotowanie płytek do testów chemotaksji wymaga dużych ilości doświadczalnego związku. Utrudni to przeprowadzanie badań przesiewowych zachowań na dużą skalę, jeśli do uzyskania interesującego związku wymagany jest skomplikowany proces oczyszczania o ograniczonej wydajności, jak w przypadku cząsteczek sygnałowych askarozydu10. Ponadto ręczne liczenie robaków w trakcie testu jest podatne na błędy, a perturbacja płytek podczas procesu liczenia może mieć wpływ na wyniki.
W przeciwieństwie do dwóch wyżej wymienionych metod, test retencji wykorzystuje widzenie maszynowe, co minimalizuje błędy podczas procesu oceniania i zmniejsza ingerencję eksperymentatora podczas testu11. Komputerowa analiza nagrań wideo przedstawiających zachowanie robaków może również potencjalnie ujawnić subtelniejszą dynamikę behawioralną, która zostanie pominięta, gdy punktacja jest wykonywana tylko w kilku dyskretnych punktach czasowych. W teście retencji dodaje się dwie plamki roztworów po przeciwnych stronach małego okrągłego bakteryjnego plastra pokarmowego, a następnie umieszcza się niewielką liczbę robaków na środku plastra pokarmowego. Zachowanie robaków jest następnie nagrywane i analizowane, a wartość indeksu preferencji jest obliczana na podstawie całkowitej liczby pikseli robaka w każdym regionie rozwiązania. Chociaż obecność atrakcyjnej plamy pokarmowej umożliwia wykorzystanie mniejszych populacji robaków w każdym teście, wcześniej wykazano, że żywność uwrażliwia zachowania unikające na rozpuszczalne repelenty12. Co więcej, robaki wykazują fotofobową reakcję na światło o krótkiej długości fali, a użycie mikroskopowych źródeł światła, które emitują białe światło w konfiguracji rejestracji zachowania, może wpływać na zachowanie13.
Celem metody omawianej w tym artykule jest zarejestrowanie i przeanalizowanie preferencji C. elegans dla rozpuszczalnych związków za pomocą testu populacyjnego. W tym celu obecna metoda integruje i ulepsza aspekty wszystkich trzech wcześniej omówionych metod. Umożliwia badanie dużych populacji robaków i wymaga użycia tylko niewielkich ilości roztworu doświadczalnego w każdym teście. Ponadto test jest przeprowadzany w specjalnie zbudowanej, zamkniętej komorze behawioralnej z podświetleniem LED na podczerwień, aby zminimalizować wpływ światła o krótkiej długości fali na zachowanie. Każda komora może być również wyposażona w wiele kamer mikroskopowych, co zwiększa przepustowość eksperymentalną bez uszczerbku dla miejsca na stole. Na koniec oprogramowanie do analizy wideo generuje wartość indeksu preferencji dla każdego filmu, a także towarzyszący mu wykres obecności robaków, aby zobrazować dynamikę zachowań populacji w czasie. Konfiguracja komory i protokół testu mogą być dalej modyfikowane w celu zbadania multimodalnych reakcji behawioralnych, takich jak wpływ substancji zapachowych lub temperatury na zachowania chemosensoryczne.
Ten artykuł opisuje konstrukcję komory behawioralnej i protokół testu. Wykazano również użyteczność tej metody w oznaczaniu odpowiedzi robaków typu dzikiego i mutantów z wadami chemosensorycznymi na znany rozpuszczalny repelent jony miedzi4. Na koniec szczegółowo opisany jest proces analizy wideo przy użyciu dostarczonego oprogramowania.

<table><tbody><tr><td>Aluminiowe profile ramowe z rowkiem T</td><td>McMaster-Carr</td><td>47065T101</td><td>Pojedynczy profil, rozmiar 1", pełne</td></tr><tr><td>Wsporniki</td><td>McMaster-Carr</td><td>47065T236</td><td>1" długie do wytłoczek jednoprofilowych o wysokości 1"</td></tr><tr><td>Kompaktowe łączniki końcowe</td><td>McMaster-Carr</td><td>47065T139</td><td>1" (pojedyncze), zestaw 4</td></tr><tr><td>Skręcane uchwyty do paneli pełnych</td><td>McMaster-Carr</td><td>47065T251</td><td>Do 1" wysokiej ekstruzji</td></tr><tr><td>Plastikowe zaślepki</td><td>McMaster-Carr</td><td>47065T91</td><td>Do 1" wysokiego wytłaczania</td></tr><tr><td>Optycznie przezroczysty odlew akrylowy</td><td>McMaster-Carr</td><td>8560K211</td><td>Grubość 3/16", 12" x 12"Tkanina</td></tr> <tr><td>poliestrowa powlekana winylem</td><td>McMaster-Carr</td><td>88505K57</td><td>Grubość 0,027", szerokość 61",</td></tr><tr><td>Mosiężne przepusty</td><td>McMaster-Carr</td><td>9604K22</td><td>Rozmiar handlowy 0, 0,545" średnica zewnętrzna</td></tr><tr><td>Podkładki stalowe</td><td>McMaster-Carr</td><td>90107A029</td><td>Rozmiar 1/4"</td></tr><tr><td>z zaokrąglonym</td><td>McMaster-Carr</td><td>90272A546</td><td>1/4" - 20 rozmiar gwintu, 1 - 1/2" długości</td></tr><tr><td>Standardowe podświetlenie operacyjne</td><td>Inteligentne światła wizyjne</td><td>Zobacz lokalnego dostawcę</td><td>8" x 8", podczerwień 850 nm</td></tr><tr><td>IVP-C1 Zmienna kontrola garnka</td><td>Inteligentne światła wizyjne</td><td>Zobacz lokalnego dostawcę</td><td></td></tr><tr><td>Zasilacz T1</td><td>Inteligentne światła wizyjne</td><td>Zobacz lokalnego sprzedawcę</td><td></td></tr><tr><td>Mikroskop cyfrowy Dino lite Pro AM4113T</td><td>Dino-Lite</td><td>Zobacz lokalnego dostawcę</td><td></td></tr><tr><td>Stojak na mikroskop MS09B</td><td>Mikroskop cyfrowy Dino-Lite</td><td>Zobacz lokalnego dostawcę</td><td></td></tr></tbody></table>

zautomatyzowana analiza populacyjnego testu preferencji chemosensorycznej na podstawie populacji nicieni

Automated Analysis of a Nematode Population-based Chemosensory Preference Assay

Nicienie, zwarty układ nerwowy Caenorhabditis elegans, składający się zaledwie z 302 neuronów, kryją za sobą różnorodny repertuar zachowań. Aby ułatwić analizę obwodów neuronalnych leżących u podstaw tych zachowań, konieczne jest opracowanie solidnych i powtarzalnych testów behawioralnych. Poprzednie badania behawioralne C. elegans wykorzystywały warianty "testu kropli", "testu chemotaksji" i "testu retencji" w celu zbadania odpowiedzi C. elegans na rozpuszczalne związki. Metoda opisana w tym artykule ma na celu połączenie uzupełniających się zalet trzech wyżej wymienionych testów. Krótko mówiąc, mały okrąg pośrodku każdej płytki testowej jest podzielony na cztery ćwiartki, w których roztwory kontrolne i doświadczalne są umieszczane naprzemiennie. Po dodaniu robaków płytki testowe są ładowane do komory behawioralnej, w której kamery mikroskopowe rejestrują spotkania robaków z leczonymi obszarami. Następnie przeprowadzana jest automatyczna analiza wideo i generowana jest wartość indeksu preferencji (PI) dla każdego filmu. Funkcje akwizycji wideo i automatycznej analizy tej metody minimalizują zaangażowanie eksperymentatora i wszelkie związane z tym błędy. Co więcej, na test stosuje się niewielkie ilości eksperymentalnego związku, a konfiguracja wielu kamer w komorze behawioralnej zwiększa wydajność eksperymentalną. Metoda ta jest szczególnie przydatna do przeprowadzania behawioralnych badań przesiewowych mutantów genetycznych i nowych związków chemicznych. Jednak metoda ta nie jest odpowiednia do badania nawigacji gradientu bodźca ze względu na bliskie sąsiedztwo regionów roztworu kontrolnego i eksperymentalnego. Nie należy go również stosować, gdy dostępna jest tylko niewielka populacja robaków. Chociaż metoda ta jest odpowiednia do oznaczania odpowiedzi tylko na związki rozpuszczalne w obecnej postaci, można ją łatwo zmodyfikować, aby uwzględnić multimodalną interakcję sensoryczną i badania optogenetyczne. Metodę tę można również dostosować do oznaczania odpowiedzi chemosensorycznych innych gatunków nicieni.

Rysunek 3A przedstawia wartości indeksu preferencji uzyskane dla różnych par genotypów i zastosowanych zabiegów. Wartość indeksu preferencji równa 1 wskazuje na silne przyciąganie do roztworu umieszczonego w eksperymentalnym ROI, natomiast wartość -1 wskazuje na silne odpychanie. Wartość indeksu preferencji wynosząca 0,02 została uzyskana, gdy roztwór buforu M13 umieszczono zarówno w kontrolnym, jak i eksperymentalnym ROI, co dowodzi braku stronniczości przestrzennej względem któregokolwiek z ROI. Nicie N2 silnie unikały jonów miedzi, co zaowocowało indeksem preferencji wynoszącym -0,67, co potwierdza wcześniejsze ustalenia, że jony miedzi są silnym repelentem (Supplementary Movie 1)4. Mutanty osm-3, u których nie dochodzi do prawidłowego sformowania dystalnych segmentów rzęsek sensorycznych, wykazały znacznie zmniejszone unikanie jonów miedzi (PI = -0,19)15. Mutanty ocr-2, u których występuje defekt wielu odpowiedzi nocyceptywnych zależnych od neuronów ASH, w tym unikanie miedzi, również wykazują znacznie zmniejszone unikanie, a nawet słabe przyciąganie do jonów miedzi (PI = 0,19) (Supplementary Movie 2)16.
Rysunek 3B przedstawia reprezentatywne wykresy zajętości nicieni, które wskazują gęstość nicieni w obszarach ROI kontrolnych i eksperymentalnych w czasie dla każdego filmu. Im ciemniejszy kolor obszaru wykresu, tym większa liczba pikseli odpowiadających nicieniom w ROI. Wykres zajętości dla nicieni N2 traktowanych kontrolnym buforem M13 pokazuje, że liczba nicieni w obu obszarach ROI pozostaje podobna przez cały czas trwania testu. Natomiast wykres zajętości dla nicieni N2 traktowanych jonami miedzi wskazuje, że nicienie silnie i konsekwentnie unikają eksperymentalnego ROI przez cały czas trwania testu.
<img alt="Schemat konfiguracji mikroskopu do śledzenia komórek z kamerami, aluminiową ramą i panelem podświetlenia." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/55963/55963fig1.jpg" data-altupdatedat="1788250015000" data-alt="Rycina 1"> 
Rysunek 1: Zdjęcie i schematyczna reprezentacja konstrukcji komory behawioralnej. (AWidok z przodu konfiguracji komory behawioralnej (po lewej) oraz odpowiadający jej schematyczny rysunek ramy komory (po prawej). Nieprzezroczyste arkusze poliestrowe otaczają komorę ze wszystkich stron z wyjątkiem dolnej ścianki, która przepuszcza światło z panelu podświetlenia podczerwienią. Numery 1, 2 i 3 odpowiadają warstwom ekstruzji w punkcie (B).B) Schemat widoku z góry warstw ekstruzyjnych tworzących ramę komory pomiarowej. Obejmuje on warstwę górną (1), środkową warstwę zespołu mocowania kamery (2) oraz dolną warstwę podstawy (3). <a href="http://cloudflare.jove.com/files/ftp_upload/55963/55963fig1large.jpg" target="_blank">Prosimy kliknąć tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.</a>
<img alt="Schemat kwadrantów kontrolnych i eksperymentalnych; konfiguracja mikroskopowa do analizy porównawczej." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/55963/55963fig2.jpg" data-altupdatedat="1788250015000" data-alt="Rysunek 2"> 
Rysunek 2: Szablony do dozowania roztworów i wyrównywania płytek. (A) Szablon do nanoszenia roztworów posiada cztery kwadranty oraz markery wyrównania numerów. Roztwór kontrolny nanosi się w kwadrantach górnym lewym i dolnym prawym, natomiast roztwór eksperymentalny w kwadrantach górnym prawym i dolnym lewym. (BSzablon do wyrównywania płytek posiada jedynie markery wyrównawcze w postaci numerów, aby zminimalizować zasłanianie nicieni w polu widzenia podczas rejestracji i analizy wideo. <a href="http://cloudflare.jove.com/files/ftp_upload/55963/55963fig2large.jpg" target="_blank">Aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny, kliknij tutaj.</a>
<img alt="Wykres indeksu preferencji oraz mapa ciepła szeregów czasowych porównująca genotypy w warunkach traktowania Cu²⁺." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/55963/55963fig3.jpg" data-altupdatedat="1788250015000" data-alt="Rysunek 3"> 
Rysunek 3: Przykład danych zebranych za pomocą tego testu. (AWartości indeksu preferencji (PI) dla typu dzikiego N2 oraz mutantów C. elegans w odpowiedzi na bufor M13 oraz 10 mM CuCl2Nematody *C. elegans* nie wykazały preferencji między kontrolnymi a eksperymentalnymi obszarami zainteresowania (ROI), gdy w obu ROI umieszczono roztwór kontrolny M13, natomiast silnie unikały eksperymentalnego ROI, gdy znajdowały się w nim jony miedzi (PI odpowiednio 0,02 i -0,67). osm-3 (p802) mutanty i ocr-2 (ak47) mutanty wykazały istotnie zmniejszone unikanie jonów miedzi w porównaniu z N2 (PI = odpowiednio -0,1 i 0,2). N= 6 analiz dla każdej pary genotyp-metoda traktowania, &gt;360 nicieni na analizę, słupki błędów oznaczają ± 1 S.E.M., ***p &lt;0,01, jednoczynnikowa analiza wariancji (ANOVA), po której zastosowano test post-hoc Tukeya (HSD). (B) Reprezentatywne wykresy zajętości nicieni dla nicieni N2 z buforem M13 w obu ROI (góra) oraz dla nicieni N2 z buforem M13 w ROI kontrolnym i jonami miedzi w ROI eksperymentalnym (dół). Skala kolorów pod każdym wykresem zajętości reprezentuje liczbę pikseli nicieni. <a href="http://cloudflare.jove.com/files/ftp_upload/55963/55963fig3large.jpg" target="_blank">Prosimy kliknąć tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.</a>
Film uzupełniający 1: Odpowiedź behawioralna nicieni N2 na 10 mM chlorku miedzi. Nicienie są przyciągane do kwadrantów kontrolnych z buforem M13 (lewy górny i prawy dolny), lecz silnie unikają kwadrantów zawierających jony miedzi rozpuszczone w buforze M13 (prawy górny i lewy dolny). Nagranie wideo wykonano w tempie 1 klatki na sekundę, a następnie przyspieszono 15-krotnie. <a href="http://cloudflare.jove.com/files/ftp_upload/55963/Supplementary_Video_1.mp4">Prosimy o kliknięcie tutaj, aby pobrać ten plik.</a>
Film uzupełniający 2: Reakcja behawioralna ocr-2 (ak47) Robaki do 10 mM chlorku miedzi. Robaki przemieszczają się w zbliżonym stopniu zarówno w kwadrantach kontrolnych z buforem M13 (lewy górny i prawy dolny), jak i w kwadrantach zawierających jony miedzi rozpuszczone w buforze M13 (prawy górny i lewy dolny) przez cały czas trwania rejestracji. Mutanty wykazują lekką preferencję wobec kwadrantów zawierających jony miedzi na początku rejestracji. Wideo nagrywano z częstotliwością 1 klatki na sekundę i przyspieszono 15-krotnie. <a href="http://cloudflare.jove.com/files/ftp_upload/55963/Supplementary_video_2.mp4">Prosimy kliknąć tutaj, aby pobrać ten plik.</a>
Plik uzupełniający: Szablony rozmieszczenia roztworów i wyrównania płytek. <a href="http://cloudflare.jove.com/files/ftp_upload/55963/JoVE_template.pptx">Proszę kliknąć tutaj, aby pobrać ten plik.</a>

Prezentujemy konfigurację i protokół rejestracji zachowania, który umożliwia automatyczną analizę nicieni, preferencji Caenorhabditis elegans dla rozpuszczalnych związków w teście populacyjnym. W tym artykule opisano budowę komory behawioralnej, protokół testu behawioralnego i wykorzystanie oprogramowania do analizy wideo.

Zautomatyzowana analiza populacyjnego testu preferencji chemosensorycznej na podstawie populacji nicieni

The nematode, Caenorhabditis elegans' compact nervous system of only 302 neurons underlies a diverse repertoire of behaviors. To facilitate the dissection ...

Ogólnym celem tej konfiguracji i protokołu rejestracji zachowań jest ilościowe określenie preferencji chemosensorycznych populacji C. elegans wobec związków rozpuszczalnych przy użyciu wielokamerowego systemu akwizycji wideo, a następnie zautomatyzowanej analizy obrazu. Metoda ta może usprawnić badania nad neurobiologią C. elegans, umożliwiając szybszą i bardziej zestandaryzowaną analizę behawioralną mutantów genetycznych. Główną zaletą tej techniki jest możliwość jednoczesnego badania wielu powtórzeń w identycznych warunkach, przy jednoczesnym monitorowaniu dynamiki czasowej odpowiedzi populacji nicieni na bodźce rozpuszczalne.Montaż komory behawioralnej zaprezentuje Christopher Cronin, naukowiec z tego laboratorium. Na początek należy przygotować osłony materiałowe, pręty montażowe kamery, wsporniki narożne, profile aluminiowe oraz zespół mocowania kamery zgodnie z opisem w towarzyszącym protokole tekstowym. Zaczynając od prętów końcowych przymocowanych do pręta środkowego, należy przytwierdzić statyw i uchwyty do zespołu mocowania kamery.Następnie należy złożyć ramę komory behawioralnej. Rozpocznij od przymocowania czterech aluminiowych profili o długości jednej stopy do kwadratowej arkusza poliestrowego. Wsuń jeden profil na dwie nakrętki T-nut w arkuszu tkaniny, centrując profil wzdłuż szerokości materiału.Dokręć elementy mocujące, aby przymocować arkusz tkaniny do każdego pręta. Rozłóż kwadratowy arkusz poliestrowy na powierzchni roboczej, kładąc cztery przymocowane aluminiowe pręty na wierzchu. Następnie nasuń osiem kątowników na górne powierzchnie czterech aluminiowych prętów, po jednym na każdym końcu każdego pręta.Ustaw kątowniki na prętach tak, aby pionowe ramiona kątowników przylegały do końców prętów, a następnie przymocuj je, dokręcając śruby w nakrętkach T. W każdym narożniku ustaw pionowo aluminiowy profil o długości jednej stopy, nasuwając go na nakrętki T znajdujące się na ramionach dwóch kątowników. Następnie przymocuj pionowy pręt do prętów poziomych poprzez dokręcenie elementów mocujących, łącząc w ten sposób dwa sąsiednie pręty poziome.Wsuń luźne nakrętki T-nut z zespołu uchwytu kamery w kształcie litery H w pionowe profile ramy. Pozwól elementowi H zsunąć się całkowicie, aż spocznie na wspornikach narożnych w każdym narożniku ramy. Zabezpiecz zespół uchwytu kamery w miejscu, dokręcając cztery śruby wsporników narożnych.Następnie użyj pozostałych czterech aluminiowych profili ekstrudowanych o długości jednej stopy, aby zmontować dolną warstwę komory. Ustaw wsporniki narożne tak, aby ramiona wsporników były zlicowane z końcem profilu, a następnie dokręć śruby, aby je zabezpieczyć. Następnie wsuń profile pomiędzy pionowe elementy ramy, korzystając z luźnych nakrętek T w kanałach elementów pionowych.Ustawić pręt tak, aby górne krawędzie jego kątowników znajdowały się jeden cal poniżej otwartego końca słupków, a następnie unieruchomić go, dokręcając śruby kątowników. Następnie wsunąć nakrętki T czterech prostokątnych arkuszy poliestrowych w kanały profilów słupków, aby osłonić boki komory, i dokręcić elementy mocujące, aby je ustabilizować. Wybrać jedną stronę, która będzie służyła jako drzwi do dostępu do wnętrza komory, i wykręcić dwie śruby wraz z nakrętkami T w dolnej warstwie komory.Na górnym końcu każdego narożnika umieść plastikową zaślepkę, która będzie służyć jako nóżki dla gotowej ramy. Odwróć ramę stroną górną do góry i włóż po dwa uchwyty do paneli na każdy slajd wewnątrz warstwy przestrzeni ramy, a następnie przekręć je, aby je zabezpieczyć. Następnie na uchwytach do paneli umieść przezroczysty arkusz akrylu o wymiarach 12 by 12 inch, aby stworzyć podstawę dla płytek analitycznych.Na koniec ustaw kamerę i szablon stolika zgodnie z opisem w towarzyszącym protokole tekstowym. Dzień przed eksperymentem ustaw 28 pustych płytek 35 mm w stosach po maksymalnie pięć sztuk na płaskiej powierzchni. Napełnij każdą płytkę testową 5 mL agaru z pożywką do wzrostu nicieni (NGM) i pozostaw płytki testowe do wyschnięcia w pozycji pionowej z odjętymi pokrywkami, przez noc w temperaturze pokojowej.W dniu eksperymentu włącz podświetlenie, uruchom komputer oraz oprogramowanie do przechwytywania obrazu z kamery mikroskopowej. Podłącz kamerę mikroskopową do komputera i kliknij ponumerowaną miniaturę kamery w górnej części okna programu, aby wyświetlić podgląd na żywo. Aby dostosować ustawienia nagrywania wideo, rozwiń menu formatu wideo w lewym górnym rogu obrazu z kamery i wybierz MJPG 1280x1024.Następnie rozwiń menu folderów obok menu formatu wideo i wybierz folder, w którym zostaną zapisane pliki wideo. Kliknij ikonę autoekspozycji w prawym górnym rogu podglądu z kamery i wyłącz funkcję automatycznej ekspozycji. Następnie kliknij ikonę LED znajdującą się bezpośrednio po prawej stronie ikony autoekspozycji, aby wyłączyć wbudowane diody LED kamery mikroskopowej.Kliknij sąsiednią ikonę ustawień i wybierz tryb monochromatyczny. Zwiększ kontrast i dostosuj jasność. Ustaw szablon rozmieszczenia roztworów na szablon wyrównawczym płytki stolika i kliknij ikonę nagrywania wideo timelapse po lewej stronie obrazu z kamery.Wprowadź pięć sekund jako czas trwania oraz jedną sekundę jako interwał, aby nagrać pięciosekundowe wideo kalibracyjne przy prędkości jednego klatki na sekundę. Używając szklanej pipety o pojemności pięciu mililitrów, dodaj 1,2 mililitra buforu pożywki do wzrostu nicieni na płytkę z zsynchronizowanymi nicieniami, a następnie delikatnie wstrząśnij płytką, aby przemieścić nicienie do buforu. Pobierz pipetą bufor z płytki i przelej nicienie w buforze do czystej probówki do mikrocentryfugi.Pozostaw probówki na jedną do dwóch minut, aby nicienie opadły na dno. Następnie, za pomocą plastikowego końcówki do pipety, usuń z probówek jak największą ilość buforu piorącego, nie naruszając osadu zagregowanych nicieni na dnie. Napełnij ponownie probówkę jednym mililitrem czystego buforu pożywki dla nicieni (nematode growth media buffer) i powtórz procedurę płukania jeszcze dwa razy.Następnie przyklej taśmą szablon rozmieszczenia roztworów na stole mikroskopu dissectingowego. Potem naklej pasek dwustronnej taśmy po obu stronach szablonu wyrównania płytek. Wyrównaj obrys płytki analitycznej z okręgiem na szablonie wyrównania płytek i dociśnij, aż szablon przylegnie do spodu płytki.Następnie należy dopasować znaczniki szablonu płyty analitycznej do znaczników szablonu rozmieszczenia roztworów pod mikroskopem dissectingowym. W dalszej kolejności, używając pipety P2, nanieś 1 µL buforu M13 do kwadrantów pierwszego i czwartego. Używając nowej końcówki, nanieś 1 µL 10 mM roztworu CuCl2 do kwadrantów drugiego i trzeciego.Użyj szklanej pipety Pasteura, aby przenieść wypłukane nicienie na płytki testowe, gdy krople roztworu zostaną całkowicie wchłonięte przez agar. Nanieś kroplę z nicieniami na obszary powyżej i poniżej okrągłych regionów poddanych działaniu preparatu. Złóż chusteczkę czterokrotnie i użyj jej tępej krawędzi, aby wchłonąć nadmiar buforu płuczącego z płytek testowych.Bezzwłocznie ustaw płytki testowe pod kamerami mikroskopu w komorze behawioralnej, dopasowując numery narożników szablonu. Odczekaj od dwóch do trzech minut, aby nicienie mogły zaaklimatyzować się na płytkach testowych. Następnie kliknij ikonę nagrywania wideo timelapse po lewej stronie obrazu z kamery, wprowadź 10 minut jako czas trwania oraz jedną sekundę jako interwał, aby zarejestrować 10-minutowy film z częstotliwością jednej klatki na sekundę.Na koniec kliknij start, aby rozpocząć nagrywanie wideo. Dla każdej klatki wideo funkcja indeksu preferencji zlicza liczbę pikseli robaka w każdym obszarze zainteresowania i oblicza procent jednego piksela z całkowitej liczby pikseli w obszarze zainteresowania. Tutaj przedstawiono wartości indeksu preferencji uzyskane dla różnych par genotypów i zastosowanych zabiegów.Dodatnia wartość indeksu preferencji wskazuje na atrakcyjność czynnika badanego, natomiast ujemna wartość indeksu preferencji wskazuje na odpychanie. Wartość indeksu preferencji wynosząca 0,02 została uzyskana, gdy roztwór buforu M13 umieszczono zarówno w kontrolnym, jak i eksperymentalnym obszarze zainteresowania, co dowodzi braku stronniczości przestrzennej. Wykres ten pokazuje również, że nicie N2 silnie unikały jonów miedzi, co poskutkowało indeksem preferencji wynoszącym 0,67.Dodatkowo u mutantów osm-3, u których występuje defekt tworzenia rzęsek sensorycznych, oraz u mutantów ocr-2, wykazujących defekty w nocycepcyjnych odpowiedziach pośredniczonych przez neurony ASH, zaobserwowano zmniejszone unikanie, a nawet niewielką atrakcyjność względem jonów miedzi. Podczas realizacji tego protokołu ważne jest, aby pracować szybko, ale jednocześnie sprawnie i konsekwentnie. Układ rejestracyjny oraz protokół analizy można łatwo dostosować do charakterystyki populacyjnych odpowiedzi behawioralnych wynikających z interakcji między różnymi wariantami sensorycznymi C. elegans.

automated-analysis-nematode-population-based-chemosensory-preference

Research

JoVE Journal

Behavior

Zachowanie

Ten film przedstawia chemotaksję u nicienia C. elegans i pokazuje przykładowy protokół testujący chemotaktyczną awersję do siarczanu miedzi.

C. elegans (C. elegans) Test chemotaksji: metoda testowania chemosensacji u robaków

Badacze mogą uruchomić ruch na żądanie u C. elegans, stosując pole elektryczne, które robaki wyczuwają i na które reagują. Ten film przedstawia zachowanie elektrotaktyczne i pokazuje przykładowy protokół, który jest wykonywany w urządzeniu mikroprzepływowym.

Test elektrotaksji: metoda obserwacji lokomocji u C. elegans

Ten film opisuje test unikania osmotycznego w celu zbadania zachowania chemounikania w modelu transgenicznego robaka. Zachowanie unikania jest testowane na płytce w obecności bariery o wysokiej zawartości osmotycznej i chemoatraktantu. Robaki z funkcjonalną utratą neuronów zostają przyciągnięte przez chemoatraktant, przekraczają barierę wysokoosmotyczną i zostają sparaliżowane w strefie pułapki z powodu roztworu znieczulającego.

Zbadaj zachowanie chemounikania u robaków transgenicznych za pomocą testu unikania osmotycznego

Opisano metodę ilościowej oceny reakcji chemotaktycznej Caenorhabditis elegans. Zastosowano wskaźnik chemotaksyczny (CI) jako sposób dokładnej oceny reakcji robaków na określone cele oraz jako platformę porównawczą między odmianami i związkami interesującymi.

C. elegans Test chemotaktyksy

Testy behawioralne dostarczają potężnych narzędzi do zrozumienia funkcji neuronów. W tym miejscu przedstawiamy kilka protokołów ilościowego określania zachowań żywieniowych drapieżników występujących u modelowego nicienia Pristionchus pacificus i jego krewnych. Dodatkowo udostępniamy metody analizy adaptacji żywieniowych drapieżników, w tym budowy jamy ustnej i zębów.

Badanie drapieżnych zachowań żywieniowych u Pristionchus i innych nicieni

Przedstawiamy tu specyficzny dla Caenorhabditis elegans test zaprojektowany w celu oceny zmian w zachowaniu unikania miedzi i zdolności do zlokalizowania wspólnego źródła pożywienia, w miarę jak organizm przechodzi ze stanu dobrze odżywionego do stanu głodnego.

A Caenorhabditis elegans test oparty na unikaniu miedzi w oparciu o status żywienia

Opisujemy protokoły korzystania z platformy śledzenia nicieni o szerokim polu widzenia (WF-NTP), która umożliwia wysokoprzepustową charakterystykę fenotypową dużych populacji Caenorhabditis elegans. Protokoły te mogą być wykorzystywane do charakteryzowania subtelnych zmian behawioralnych w zmutowanych szczepach lub w odpowiedzi na leczenie farmakologiczne w wysoce skalowalny sposób.

Zautomatyzowana analiza behawioralna dużych populacji C. elegans przy użyciu platformy śledzenia o szerokim polu widzenia

Tutaj prezentujemy protokół oceny neuroprotekcyjnych aktywności testowych związków u Caenorhabditis elegans, w tym agregacji poliglutaminy, śmierci neuronów i zachowania chemounikania, a także przykładowej integracji wielu fenotypów.

Caenorhabditis elegans jako modelowy system do odkrywania związków bioaktywnych przeciwko neurotoksyczności za pośrednictwem poliglutaminy

Tu przedstawiamy protokół do testowania uczenia się skojarzeniowego poprzez przeprowadzenie klasycznego uwarunkowywania u organizmu modelowego C. elegans. Paradygmat opiera się na łączeniu stężenia soli w środowisku z obecnością lub brakiem pokarmu, co zmienia ich chemotaksję w kierunku soli lub w jej kierunku przeciwnym.

Ocena uczenia się asocjacyjnego w chemotaksji nicienia Caenorhabditis elegans

Ten protokół ustanawia metody ekstrakcji i ilościowego określania reakcji na lotny feromon płciowy w C. elegans, zapewniając narzędzia do badania komunikacji chemicznej i trajektorii nawigacji.

Lotna ekstrakcja feromonów płciowych i test chemoatrakcji w Caenorhabditis elegans

Poznaj zautomatyzowaną analizę preferencji chemosensorycznej u nicieni Caenorhabditis elegans przy użyciu wielokamerowego systemu akwizycji wideo. Ta metoda umożliwia szybszą i bardziej standaryzowaną analizę behawioralną mutantów genetycznych w neurobiologii.

Zautomatyzowana analiza populacyjnego testu preferencji chemosensorycznej na podstawie populacji nicieni

Przeglądaj więcej filmów