Name: Ultrasonografia w eksperymentalnych badaniach reprodukcyjnych na szczurach (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2017-12-02T13:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 59 s
Description: Poznaj ultrasonografię wysokiej rozdzielczości do badania dynamiki narządów rozrodczych u szczurów Sprague-Dawley. Ta nieinwazyjna metoda pozwala monitorować zdrowie reprodukcyjne bez konieczności uśmiercania zwierząt.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

To badanie było wspierane przez Sekcję Eksperymentów na Zwierzętach Uniwersytetu w Murcji oraz Wydział Położnictwa i Ginekologii Uniwersytetu w Murcji. Dziękujemy wszystkim technikom pracującym w CEIB (Centro Experimental en Investigaciones Biomédicas), sekcji eksperymentów na zwierzętach Uniwersytetu w Murcji, którzy współpracowali przy tym projekcie.

To badanie zostało przeprowadzone ściśle według zaleceń zawartych w Przewodniku dla Opieki i Użytkowania Zwierząt Laboratoryjnych National Institutes of Health oraz zgodnie z wytycznymi ARRIVE (Animal Research: Reporting In Vivo Experiments). Protokół otrzymał licencję na prowadzenie doświadczeń na zwierzętach zgodną z dyrektywą 2010/63/UE o numerze zezwolenia A13170404 (Anexo 1). Wszystkie eksperymenty zostały przeprowadzone w laboratorium certyfikowanym przez Unię Europejską zgodnie z krajowymi wytycznymi dotyczącymi etycznej opieki nad zwierzętami (RD 53/2013, Dyrektywa UE 63/2010). Protokół został zatwierdzony przez Komitet ds. Etyki Doświadczeń na Zwierzętach Uniwersytetu w Murcji.
1. Przygotowanie zwierząt
Uwaga: Wszystkie eksperymenty były wspierane przez Sekcję Eksperymentów na Zwierzętach Uniwersytetu w Murcji oraz Wydział Położnictwa i Ginekologii Uniwersytetu w Murcji.
<ol>
	<li>We wszystkich eksperymentach należy używać 8-tygodniowych szczurów Sprague-Dawley (28 samic szczurów) o wadze 200-250 g. 
	Uwaga: Tutaj również użyliśmy 5 ciężarnych szczurów.</li>
	<li>Aby uzyskać ciężarne szczury, ośmiotygodniowe samice i płodne samce szczurów są umieszczane w klatce i łączą się w pary od 17:00 do 23:00. Identyfikacja czopa dopochwowego następnego ranka została zinterpretowana jako sukces godowy. Weźmy pod uwagę 1 dzień ciąży, następny dzień po kryciu.</li>
	<li>Eksperymenty należy przeprowadzić w 9, 15 i 18 dniu ciąży.</li>
	<li>Szczury domowe w grupach po dwa osoby ze swobodnym dostępem do pożywienia i wody utrzymują regularne 12-godzinne cykle światła/ciemności.</li>
	<li>Po zaaklimatyzowaniu się w warunkach placówki przez co najmniej dwa tygodnie, codziennie rano przeprowadzaj cytologię pochwy, aby ocenić częstotliwość i regularność rui. 
	Uwaga: Dwadzieścia osiem szczurów z regularną fazą rui trwającą od 4 do 5 dni zostało wybranych do włączenia do badania.</li>
</ol>
2. Przygotowanie szczurów do obrazowania
Uwaga: Obrazy uzyskano za pomocą ultrasonografii przezbrzusznej o wysokiej rozdzielczości. Fazy cyklu rujowego określono za pomocą cytologii wymazu z pochwy.
<ol>
	<li>Przed badaniem obrazowym należy znieczulić zaporę w komorze indukcyjnej 2-3% gazem izofluranowym.</li>
	<li>Usunąć zwierzę i natychmiast umieścić pysk w stożku nosowym podłączonym do systemu znieczulającego i utrzymywać zwierzę na 1,5-2% izofluranie podczas badania ultrasonograficznego.</li>
	<li>Usuń sierść od brzegu żebrowego do brzucha ogonowego za pomocą maszynki do strzyżenia i kremu do depilacji.</li>
	<li>Znieczulonego szczura należy ułożyć w pozycji leżącej na podgrzewanym stole, aby zabezpieczyć szczura i zapewnić optymalny komfort oraz utrzymanie parametrów fizjologicznych przez cały czas trwania sesji obrazowania. Wszystkie parametry fizjologiczne powinny być zintegrowane z obrazami i danymi rejestrowanymi w czasie rzeczywistym za pomocą aplikacji ultrasonograficznej.</li>
	<li>Delikatnie włóż sondę doodbytniczą (po nasmarowaniu), aby monitorować temperaturę ciała (37.5 °C ± 0.5 °C).</li>
	<li>Umieść przetwornik (30 Hz) w nieruchomym uchwycie i przesuwaj go wzdłuż osi pionowej i poziomej (przód-tył i bok-bok) za pomocą joysticka obsługiwanego ręcznie lub ręcznie.</li>
	<li>Nałóż balsam okulistyczny na bazie ropy naftowej na oczy szczura, aby uniknąć wysuszenia podczas zabiegu.</li>
</ol>
3. Procedura egzaminacyjna
Uwaga: Anatomia narządów rozrodczych szczurów: Pochwa leży grzbietowo do pęcherza moczowego i dzieli się na dwa rogi macicy, które rozciągają się w kierunku nerek. Jajniki są połączone z rogami macicy za pośrednictwem jajowodów (ryc. 1). Macica znajduje się w okolicy za nerkami.
<ol>
	<li>Identyfikacja macicy
	<ol>
		<li>Używając pęcherza jako punktu orientacyjnego, aby znaleźć szyjkę macicy, podążaj za szyjką macicy, aby znaleźć gałąź lewego i prawego rogu macicy.</li>
		<li>Przełącz się na dwuwymiarowe viewing/wideo, wybierając "B-mode". Zmierz przednio-tylną średnicę każdego rogu macicy w obszarze środkowego przesmyku na strzałkowym obrazie linii środkowej. Wykrywaj pomiary za pomocą oprogramowania systemu ultrasonograficznego.</li>
		<li>Zmierz grubość endometrium od granicy echogenicznej do granicy echogenicznej w poprzek jamy endometrium na strzałkowym obrazie linii środkowej w "trybie B".</li>
		<li>Przejdź do trybu kolorowego Dopplera, wybierając "Color Doppler". Użyj kolorowego Dopplera, aby zidentyfikować dopływ krwi do endometrium i zmierzyć przepływ krwi w endometrium. W trybie kolorowego Dopplera wybierz następujące parametry: filtr górnoprzepustowy ustawiony na 4 Hz, częstotliwość powtarzania impulsów ustawioną w zakresie od 4 do 48 kHz oraz impulsową bramkę Dopplera ustawioną w zakresie od 0,2 do 0,5 mm.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Identyfikacja przepływu krwi w tętnicy macicznej
	<ol>
		<li>Uzyskaj krzywe dopplerowskie w tętnicy macicznej w pobliżu bocznego dolnego brzegu połączenia macicowo-szyjnego w pobliżu tętnicy biodrowej po każdej stronie.</li>
		<li>W trybie Dopplera należy użyć następujących parametrów: filtr górnoprzepustowy ustawiony na 6 Hz, częstotliwość powtarzania impulsowego ustawioną w zakresie od 4 do 48 kHz oraz impulsową bramkę Dopplera ustawioną w zakresie od 0,2 do 0,5 mm.</li>
		<li>Uważaj, aby wyrównać przepływ krwi i wiązkę Dopplera, aby zminimalizować kąt Dopplera. Zapisz kąt między wiązką Dopplera a naczyniem. Wartości uzyskane poza kątem 60° są niedokładne i należy ich unikać6.</li>
		<li>Zmierz szczytową prędkość skurczową (PSV) i prędkość końcoworozkurczową (EDV) z trzech kolejnych cykli. Następnie oblicz wartości stosunku skurczowego do rozkurczowego (S/D) (PSV/EDV) i wskaźnika oporu (RI) ([PSV-EDV]/PSV) dla każdego rogu macicy.</li>
		<li>Zmierz przepływ krwi w tętnicy macicznej 5 ciężarnych szczurów w 9., 15., 18. dniu ciąży. </li>
	</ol>
	</li>
	<li>Identyfikacja przepływu krwi w jajniku i tętnicy jajnikowej 
	Uwaga: Jajniki samic szczurów znajdują się bocznie w stosunku do nerek po obu stronach zwierzęcia i znajdują się w poduszeczkach tłuszczowych znajdujących się na końcu rogu macicy (ryc. 1).
	<ol>
		<li>Aby zobrazować jajnik, zacznij od sondy w płaszczyźnie poprzecznej i umieść ją po bocznej stronie zwierzęcia nieco poniżej żeber. Nerka i poduszeczka tłuszczowa mają hiperechogeniczny wygląd w porównaniu z jajnikiem.</li>
		<li>Zmierz zewnętrzną granicę jajnika i mieszków włosowych. Liczby na skali do każdego obrazu są podane w milimetrach, z przyrostem co 0,1 mm. 
		Uwaga: Obrazowanie w trybie Color Doppler i Power Doppler pomaga w identyfikacji intensywności jajników i przepływu kierunkowego.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
4. Projekt badania
<ol>
	<li>Sprawdź cykl rujowy za pomocą cytologii wymazu z pochwy.</li>
	<li>Podziel wszystkie szczury na dwie grupy. W przypadku grupy 1 lub przed płodnością (lub okołoowulacyjnej) należy uwzględnić szczury, które znajdowały się w fazie cyklu rujowego i rujowego. W przypadku grupy 2 lub po zapłodnieniu należy uwzględnić szczury, które znajdowały się we wczesnej i późnej fazie cyklu diestrus.</li>
	<li>Monitoruj i porównuj przednio-tylną średnicę każdego rogu macicy w obszarze środkowego przesmyku w grupach 1 i 2.</li>
	<li>Monitoruj i porównuj grubość endometrium i charakterystykę endometrium w grupach 1 i 2.</li>
	<li>Monitoruj i porównuj wielkość (maksymalne średnice) i charakterystykę jajników oraz lokalizuj wszelkie pęcherzyki okołoowulacyjne w obu jajnikach w grupach 1 i 2.</li>
	<li>Monitoruj i porównuj przepływ krwi w tętnicy macicznej w grupach 1 i 2.</li>
	<li>Monitoruj i porównuj przepływ krwi w tętnicy macicznej ciężarnych szczurów na różnych etapach ciąży (9, 15 i 18 dzień ciąży).</li>
	<li>Wykonuj analizy statystyczne za pomocą SPSS. Przedstaw dane jako średnią ± odchylenie standardowe (SD) lub medianę z przedziałami międzykwartylowymi. Przeanalizuj wyniki za pomocą testu t-Studenta między różnymi grupami. Wartość P mniejsza niż 0,05 została uznana za statystycznie istotną różnicę.</li>
</ol>

<ol><li>Hunter, R. K. II, et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Adipose-Derived+Stromal+Vascular+Fraction+Cell+Effects+on+a+Rodent+Model+of+Thin+Endometrium%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+ONE%22%5BJournal%5D)">Adipose-Derived Stromal Vascular Fraction Cell Effects on a Rodent Model of Thin Endometrium.</a> PLoS ONE. 10 (12), e0144823(2015).</li>
<li>Wang, H., Dey, S. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Roadmap+to+embryo+implantation%3A+clues+from+mouse+models%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Rev+Genet%22%5BJournal%5D)">Roadmap to embryo implantation: clues from mouse models.</a> Nat Rev Genet. 7 (3), 185-199 (2006).</li>
<li>Pistner, A., Belmonte, S., Coulthard, T., Blaxall, B. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Murine+Echocardiography+and+Ultrasound+Imaging%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Murine Echocardiography and Ultrasound Imaging.</a> J Vis Exp. (42), (2010).</li>
<li>Lohmiller, J. J., Swing, S. P. Reproduction and Breeding. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aLohmiller%2C+JJ+%22The+Laboratory+Rat%22">The Laboratory Rat</a>. , 2nd, Elsevier Academic Press. 147-164 (2006).</li>
<li>Jaiswal, R. S., Singh, J., Adams, G. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((High-resolution+ultrasound+biomicroscopy+for+monitoring+ovarian+structures+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Reprod+Biol+Endocrinol%22%5BJournal%5D)">High-resolution ultrasound biomicroscopy for monitoring ovarian structures in mice.</a> Reprod Biol Endocrinol. 7 (69), (2009).</li>
<li>Kim, G. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Murine+Fetal+Echocardiography%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Murine Fetal Echocardiography.</a> J Vis Exp. (72), (2013).</li>
<li>Jing, Z., Qiong, Z., Yonggang, W., Yanping, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rat+bone+marrow+mesenchymal+stem+cells+improve+regeneration+of+thin+endometrium+in+rat%5BTitle%5D)+AND+%22Fertil+Steril%22%5BJournal%5D)">Rat bone marrow mesenchymal stem cells improve regeneration of thin endometrium in rat.</a> Fertil Steril. 101 (2), 587-594 (2014).</li>
<li>Mu, J., Adamson, S. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Developmental+changes+in+hemodynamics+of+uterine+artery%2C+utero-+and+umbilicoplacental%2C+and+vitelline+circulations+in+mouse+throughout+gestation%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Physiol+Heart+Circ+Physiol%22%5BJournal%5D)">Developmental changes in hemodynamics of uterine artery, utero- and umbilicoplacental, and vitelline circulations in mouse throughout gestation.</a> Am J Physiol Heart Circ Physiol. 291 (3), H1421-H1428 (2006).</li>
<li>Anderson, C. M., Lopez, F., Zhang, H. Y., Pavlish, K., Benoit, J. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Reduced+uteroplacental+perfusion+alters+uterine+arcuate+artery+function+in+the+pregnant+Sprague-Dawley+rat%5BTitle%5D)+AND+%22Biol+Reprod%22%5BJournal%5D)">Reduced uteroplacental perfusion alters uterine arcuate artery function in the pregnant Sprague-Dawley rat.</a> Biol Reprod. 72 (3), 762-766 (2005).</li>
<li>Hongmei, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ultrasound+Molecular+Imaging+of+Vascular+Endothelial+Growth+Factor+Receptor+2+Expression+for+Endometrial+Receptivity+Evaluation%5BTitle%5D)+AND+%22Theranostics%22%5BJournal%5D)">Ultrasound Molecular Imaging of Vascular Endothelial Growth Factor Receptor 2 Expression for Endometrial Receptivity Evaluation.</a> Theranostics. 5 (2), 206-217 (2015).</li>
</ol>

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Ze względu na modyfikacje proceduralne i rozwiązywanie problemów, które były wymagane w tym badaniu, pomimo naszego celu, jakim było zidentyfikowanie wszystkich faz cyklu rui u szczurów za pomocą ultradźwięków, nie byliśmy w stanie znaleźć żadnych istotnych różnic. Przypuszczamy, że trudności te mogą wynikać z tego, że cykl rujowy trwa tylko kilka dni u szczurów, w przeciwieństwie do cyklu u kobiet. Jesteśmy pewni, że wszystkie pomiary zostały wykonane dokładnie w odpowiednim czasie, aby określić ewentualne różnice. Dlat...

Modele zwierzęce szczurów są szeroko stosowane w medycynie reprodukcyjnej, w tym w transplantacji zarodków i jajników1,2. Jednak w przeszłości badanie rozwoju układu rozrodczego u gryzoni opierało się na jednorazowym badaniu histologicznym wyciętych tkanek, a badanie podłużne codziennych zmian w narządach rozrodczych nie było możliwe u szczurów3. Ultradźwięki są szeroko stosowane w technikach wspomaganego rozrodu u ludzi od ponad 30 lat, ale ta cenna technologia została zastosowana u szczurów dopiero niedawno.
Naszym celem było ustanowienie ultrasonograficznego podejścia do oceny narządów rozrodczych szczurów Sprague-Dawley, zaprojektowanie eksperymentalnych modeli do badań reprodukcyjnych i ginekologicznych oraz zademonstrowanie procedury, ponieważ według naszej wiedzy, nie ma aktualnych wizualizacji publikacji dotyczących tej procedury. Opisujemy procedurę badania ultrasonograficznego układu rozrodczego samicy szczura oraz prezentujemy wyniki ultrasonograficzne dotyczące anatomii i przepływu krwi w tętnicy macicznej za pomocą ultradźwięków o wysokiej rozdzielczości. Monitorowaliśmy charakterystykę endometrium, jajników i przepływu krwi w tętnicy macicznej u zwierząt niebędących w ciąży na różnych etapach cyklu rui, aby ocenić istotne różnice w grubości endometrium, morfologii jajników i przepływie krwi w macicy na różnych etapach cyklu rui, podobnie jak u kobiet. Użyliśmy wysokiej jakości sprzętu ultradźwiękowego o częstotliwości 70 MHz i rozdzielczości 30 μm. Innym naszym celem była ocena zmian w oporze przepływu krwi w macicy u ciężarnych szczurów. Technika ta pozwala na badanie codziennych zmian w narządach rozrodczych bez poświęcania zwierząt.
Istnieje kilka technicznych trudności w stosowaniu ultradźwięków na szczurach. Trudności te obejmują: endometrium szczura jest znacznie cieńsze niż u ludzkiej samicy4. Trudności w obrazowaniu jajników szczurów przypisuje się grubszej skórze i muskulaturze ścian brzucha u szczurów, co spowodowało prawie całkowite osłabienie ultradźwięków5, a tętnica maciczna jest znacznie trudniejsza do znalezienia u szczurów niebędących w ciąży. Rozwiązaliśmy wiele problemów technicznych związanych z procedurą, a w przypadku tych problemów, które pozostały, pokazujemy, jak je zminimalizować.
Skuteczne monitorowanie zmian ultrasonograficznych w narządach rozrodczych szczurów bez potrzeby składania ofiar ze zwierząt otworzy możliwość budowy przyszłych modeli zwierzęcych medycyny rozrodu i innych procedur chirurgicznych.

<table><tbody><tr><td>System mikroobrazowania in vivo Vevo3100 o wysokiej rozdzielczości</td>*<td>Visual Sonics, inc.</td><td></td><td>www.visualsonics.com/products</td></tr><tr><td>Zintegrowany system szynowy Vevo wraz z jednostką monitorowania fizjologicznego.</td><td>Firma Visual Sonics, inc.</td><td></td><td>www.visualsonics.com/products</td></tr><tr><td>MX400 Przetwornik</td><td>Visual Sonics, inc.</td><td></td><td>www.visualsonics.com/products</td></tr><tr><td>Vevo Lab Software</td><td>Visual Sonics, inc.</td><td></td><td>www.visualsonics.com/products</td></tr><tr><td>HSD: Sprague Dawley SD</td><td>Envigo, inc.</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Żel smarujący</td> szczep szczura <td>Ogólne zaopatrzenie</td><td></td><td></td></tr><tr><td>CIBERTEC CA-EAC20 System wózków anestezjologicznych</td><td>Cibertec S.A&nbsp;</td><td></td><td>Aparat anestezjologiczny</td></tr><tr><td>Ecogel 100 żel ultradźwiękowy</td><td>Eco-Med Pharmaceuticals Inc.</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Balsam do depilacji (Nair)&nbsp;</td><td>Zaopatrzenie</td><td></td><td></td>ogólne</tr><tr><td>Isoflurane</td><td>Esteve Veterinaria</td><td></td><td>Znieczulenie wziewne</td></tr><tr><td>* Wymagane oprogramowanie to oprogramowanie Vevo, w tym aplikacja B-Mode, aplikacja Dopplera fali tętna i pakiet narzędzi do analizy odkształceń naczyniowych.</td><td></td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

ultrasonografia w eksperymentalnych badaniach reprodukcyjnych na szczurach

Ultrasonography in Experimental Reproductive Investigations on Rats

Wraz z rozwojem technologii wspomaganego rozrodu i etycznymi ograniczeniami badań na ludziach, modele zwierzęce szczurów stały się szeroko stosowane w medycynie reprodukcyjnej. W przeszłości badania nad rozwojem układu rozrodczego u gryzoni opierały się na jednorazowym badaniu histologicznym wyciętych tkanek. Niedawno, wraz z rozwojem ultrasonografii przezbrzusznej o wysokiej rozdzielczości, można teraz wykonywać wysokiej jakości ultrasonografię w celu oceny narządów rozrodczych szczurów, co pozwala na nową metodę badania układu rozrodczego. Obrazy uzyskano za pomocą systemu ultrasonograficznego o wysokiej rozdzielczości. Ultrasonografię ginekologiczną wykonano na 28 ośmiotygodniowych szczurach niebędących w ciąży i 5 ciężarnych szczurach rasy Sprague-Dawley. Opisujemy, jak rozpoznać narządy układu rozrodczego i związane z nimi struktury w typowych widokach podczas różnych faz cyklu ruiowego. Doppler przepływu kolorów został wykorzystany do pomiaru przepływu krwi w tętnicy macicy i oceny zmian wzorca przepływu krwi w macicy na różnych etapach ciąży. Wykazaliśmy, że eksploracja ultrasonograficzna jest użyteczną metodą oceny zmian w wewnętrznych narządach rozrodczych. Jego zastosowanie stwarza możliwość przeprowadzania dodatkowych eksperymentów, w tym zabiegów medycznych czy chirurgicznych, a także daje możliwość monitorowania zmian ultrasonograficznych narządów wewnętrznych bez poświęcania zwierząt.

Nie stwierdzono istotnych różnic w średnicach przednio-tylnych rogów macicy ani w grubości endometrium pomiędzy obiema stronami rogu macicy (Tabela 1). W porównaniu z grupą 2, średnia grubość endometrium w grupie 1 była większa, jednak między obiema grupami nie odnotowano istotnych różnic (P&gt;0.05) (Rysunek 3). Niemniej jednak, w pobliżu cyklu rujowego stwierdzono obecność płynu wewnątrz macicy (u 8 z 28 szczurów), co wiązało się ze zmianami w morfologii endometrium (<stro...

Ten manuskrypt opisuje użyteczność ultradźwięków wykonywanych na samicach szczurów do projektowania eksperymentalnych modeli do badań reprodukcyjnych i ginekologicznych. Pokazane jest wyjaśnienie krok po kroku, jak przeprowadzić ocenę ultrasonograficzną.

Ultrasonografia w eksperymentalnych badaniach reprodukcyjnych na szczurach

With the development of assisted reproductive technology and the ethical limitations of research on humans, rat animal models have been widely used in ...

Ultrasonografia w eksperymentalnych badaniach nad rozrodczością u szczurów. Celem jest opracowanie podejścia ultrasonograficznego u szczurów Sprague-Dawley oraz zaprojektowanie modeli eksperymentalnych do badań z zakresu rozrodu i ginekologii.Wprowadzenie ultradźwięków. Obrazy uzyskano za pomocą wysokorozdzielczego biomikroskopu ultradźwiękowego oraz przetwornika 40 MHz.Przygotowanie szczurów do obrazowania. Ah-nas-ah unieruchamia zwierzę w komorze indukcyjnej. Wyjęto zwierzę z komory indukcyjnej i natychmiast przymocowano do jego pyszczka maskę nosową podłączoną do systemu znieczulenia.Usuń sierść od brzegu żebrowego do końcowej części brzucha za pomocą trymera i kremu do depilacji. Umieść zanarkotyzowanego szczura w pozycji na plecach, na podkładce grzewczej.Ostrożnie wprowadź sondę rektalną w celu monitorowania temperatury ciała. Transfuzor umieszczono w uchwycie stacjonarnym, który umożliwiał jego przemieszczanie wzdłuż osi pionowej.Szczura umieszczono na stole badawczym. Następnie przesunięto go wzdłuż osi poziomej. Transfuzer można przesuwać za pomocą ręcznie obsługiwanego dżojstika.Lub ręcznie. Anatomia narządów rozrodczych szczura. Pochwa jest również połączona z pęcherzem

ultrasonography-in-experimental-reproductive-investigations-on-rats

Research

JoVE Journal

Medicine

Medycyna

W tym filmie demonstrujemy ultrasonografię o wysokiej częstotliwości do obrazowania miejsc implantacji zarodków u ciężarnej mysiej modelki. Ta technika obrazowania z powodzeniem wykrywa zdolną do życia ciążę i charakteryzuje miejsca implantacji zarodka we wczesnej ciąży mysiej.

Charakterystyka wczesnej ciąży oparta na ultrasonografii wysokiej częstotliwości: technika badania implantacji zarodka i progresji ciąży w ciężarnym modelu mysim

Źródło: Giustetto, P., et. al., Nieinwazyjne miąższowe, naczyniowe i metaboliczne ultrasonografie o wysokiej częstotliwości oraz fotoakustyczne obrazowanie głębokiego mózgu szczura. J. Vis. Exp. (2015)W tym filmie pokazujemy zastosowanie ultradźwięków o wysokiej częstotliwości i obrazowania fotoakustycznego do badania układu naczyniowego i zawartości hemoglobiny w mózgu szczura. Metoda ta zapewnia szczegółowy wgląd w perfuzję mózgową i natlenienie krwi, umożliwiając nieinwazyjną analizę...

Nieinwazyjne ultrasonografie wysokiej częstotliwości i obrazowanie dopplerowskie hemodynamiki mózgu szczura

Geny mogą być manipulowane podczas rozwoju kory mózgowej lub hipokampa szczura za pomocą elektroporacji in utero (IUE) w E16, aby umożliwić szybkie i ukierunkowane modyfikacje połączeń neuronalnych do późniejszych badań zachowania lub neuropatologii u dorosłych zwierząt. Poporodowe obrazowanie in vivo w celu kontroli powodzenia IUE wykonuje się za pomocą bioluminescencji aktywacji kotransfekowanej lucyferazy.

Wytwarzanie miejscowo transgenicznych szczurów za pomocą elektroporacji in utero i badań przesiewowych bioluminescencji in vivo

Wczesne stadium dysfunkcji hemodynamicznej jest kluczowe dla rozwoju choroby nerek. Metodologie wykrywania są jednak ograniczone. Najnowsze postępy w ultrasonografii zapewniają nieinwazyjną, dokładną opcję wczesnego wykrywania uszkodzenia nerek. Badanie to przedstawia krok po kroku, ultrasonograficzną metodologię wykrywania dysfunkcji nerek przy użyciu szczurzego modelu nefrotoksyczności wywołanej lekiem.

Wczesne wykrywanie farmakologicznej dysfunkcji hemodynamicznej nerek za pomocą technologii sonograficznej u szczurów

Myszy są powszechnie używane do badania biologii ciąży. W przypadku takich badań wymagane jest jednak przerwanie ciąży, co wyklucza badania podłużne i wymaga wykorzystania dużej liczby zwierząt. Dlatego opisujemy nieinwazyjną technikę ultrasonografii o wysokiej częstotliwości do wczesnego wykrywania i monitorowania zdarzeń poimplantacyjnych u ciężarnej myszy.

Nowatorskie zastosowanie trójwymiarowej ultrasonografii o wysokiej częstotliwości do charakteryzowania wczesnej ciąży u myszy

W obecnym badaniu przedstawiono nieinwazyjny protokół oceny anatomii i funkcji serca metodą echokardiografii przezklatkowej u dorosłych szczurów. Szczegółowo badane są zastawki serca, wszystkie cztery komory serca oraz aorta wstępująca, łuk aorty i aorta zstępująca.

Echokardiograficzna ocena anatomii i funkcji serca u dorosłych szczurów

Ten protokół opisuje budowę taniego systemu mikroiniekcji, jego stereotaktyczne wszczepianie w głębokie struktury mózgu oraz procedurę czasowych mikroiniekcji tetrodotoksyny u szczurów przytomnych i nieskrępowanych. Celem jest ujawnienie udziału struktur podwzgórza w regulacji owulacji poprzez hamowanie ich aktywności neuronalnej.

Odkrywanie roli dyskretnych obszarów mózgu szczura w regulacji owulacji poprzez odwracalną inaktywację za pomocą mikroiniekcji tetrodotoksyny

Ultradźwięki o wysokiej rozdzielczości mogą pomóc usprawnić eksperymenty wymagające myszy w ciąży w czasie, określając stan ciąży, wiek ciążowy i straty ciąży. Przedstawiono tutaj protokół ilustrujący metody oceny ciąż myszy, a także potencjalne pułapki (artefakty obrazu), które mogą naśladować ciążę.

Czy moja mysz jest w ciąży? Ocena ultrasonograficzna o wysokiej częstotliwości

Tutaj prezentujemy zwięzły protokół tworzenia modelu wcześniaka, ułatwiający badania nad wczesnym leczeniem bólu poporodowego. Metoda polega na wykonaniu cesarskiego cięcia na trzy dni przed spodziewanym porodem, ekstrakcji wcześniaków poprzez histerektomię i zintegrowaniu ich z biologicznym potomstwem matki zastępczej.

Model wcześniaka do badań nad bólem

Zmiany w przepływie krwi w jajnikach w okresie przedowulacyjnym są niezbędne do owulacji. Ultrasonografia Dopplera była stosowana u ludzi i dużych zwierząt do oceny hemodynamiki jajnika i perfuzji. Przedstawiono protokół stosowania ultrasonografii Dopplera w celu oceny hemodynamiki jajników w fazie przedowulacyjnej i okołoowulacyjnej u myszy.

Ultrasonografia Dopplera do obrazowania na żywo i ilościowej funkcji naczyń jajników u myszy

Poznaj ultrasonografię wysokiej rozdzielczości do badania dynamiki narządów rozrodczych u szczurów Sprague-Dawley. Ta nieinwazyjna metoda pozwala monitorować zdrowie reprodukcyjne bez konieczności uśmiercania zwierząt.

Ultrasonografia w eksperymentalnych badaniach reprodukcyjnych na szczurach

Przeglądaj więcej filmów