Name: In vivo (in vivo)Pomiar elektrofizjologiczny nerwu łokciowego szczura z badaniem pobudliwości aksonalnej (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2018-02-06T12:30:00.000+00:00
Duration: 4 min 56 s
Description: Poznaj technikę pomiaru pobudliwości aksonalnej nerwu łokciowego u szczurów Long-Evans in vivo. Ta metoda umożliwia ocenę zmian patofizjologicznych przed nieodwracalnymi zdarzeniami neurodegeneracyjnymi.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

playerTrialDesktop

Projekt był wspierany przez Fundację Lundbeck, Fundację Novo Nordisk, Duńską Radę Badań Medycznych, Fundację Ludviga i Sary Elsass, Fundację Badań w Neurologii oraz Fundację Jytte i Kaj Dahlboms. R.A jest wspierany przez stypendium podoktoranckie na początku kariery Narodowej Rady Zdrowia i Badań Medycznych Australii (#1091006)

Wszystkie opisane tutaj procedury eksperymentalne były zgodne z wytycznymi Komitetu ds. Opieki i Etyki Zwierząt Uniwersytetu UNSW w Sydney i zostały przeprowadzone zgodnie z regulacjami Krajowej Rady ds. Zdrowia i Badań Medycznych (NHMRC) w Australii dotyczącymi eksperymentów na zwierzętach.
1. Przygotowanie eksperymentalne
UWAGA: W tej procedurze zastosowano 12-tygodniowe samice szczurów szczepu Long-Evans.
<ol>
	<li>Uśpij szczura w komorze indukcyjnej, stosując 4% izofluranu przy przepływie O2 wynoszącym 1 L/min. Potwierdź wystąpienie odpowiedniego stopnia znieczulenia, sprawdzając odruch prostowania i upewnij się, że jest on nieobecny przed wyjęciem zwierzęcia z komory indukcyjnej. Należy pamiętać, że różne środki anestetyczne mają zróżnicowany wpływ na pobudliwość nerwów10.</li>
	<li>Bezpiecznie umieść nos zwierzęcia w masce nosowej i podawaj dawkę podtrzymującą: 2,5% izofluranu przy przepływie O2 wynoszącym 1 L/min.</li>
	<li>Potwierdź prawidłowe znieczulenie, sprawdzając odruch cofania łapy oraz odruch rogówkowy poprzez uciśnięcie palców zwierzęcia i delikatne dotknięcie oka. 
	UWAGA: Zaleca się nałożenie maści weterynaryjnej na oczy, aby zapobiec ich wysychaniu podczas anestezji, choć nie jest to niezbędne, ponieważ procedura zazwyczaj trwa 30 min na jedno zwierzę.</li>
	<li>Utrzymuj temperaturę ciała szczura na poziomie 37 °C przy użyciu maty grzewczej z regulacją sprzężeniem zwrotnym i sondą termometru rektalnego. Ustaw matę grzewczą i zintegrowany czujnik temperatury ciała na 40 °C, aby zapobiec uszkodzeniom skóry, które mogą wystąpić przy wyższych temperaturach. 
	UWAGA: Zaleca się monitorowanie i zapisywanie parametrów fizjologicznych (tętna, saturacji tlenem, temperatury ciała i częstości oddechów) co 10 s przy użyciu systemu monitorowania fizjologicznego zwierząt. Optymalne procedury pomiarowe powinny obejmować lokalny pomiar temperatury kończyny, ponieważ temperatura obwodowa może być niższa od temperatury głębokiej ciała11 (Rycina 1).</li>
	<li>Używaj rękawiczek antyseptycznych oraz narzędzi oczyszczonych 70% etanolem, aby zapewnić środowisko wolne od patogenów przez cały czas trwania procedury.</li>
</ol>
2. Konfiguracja elektrofizjologiczna
<ol>
	<li>W tej procedurze należy zastosować igłowe elektrody do elektroencefalografii (EEG) z platyny o niskiej impedancji.</li>
	<li>Przygotuj elektrody rejestrujące, wprowadzając igłową elektrodę rejestrującą (Rycina 1; zaznaczona na fioletowo) przez mięsień hypothetical oraz elektrodę referencyjną przez grzbietową stronę 4. palca (Rycina 1; zaznaczona na pomarańczowo), aby zarejestrować złożone potencjały czynnościowe mięśni (CMAP).</li>
	<li>Umieść elektrodę uziemiającą przez skórę w górnej części przedramienia, pomiędzy elektrodami stymulującymi a rejestrującymi (Rycina 1; zaznaczona na zielono). Podczas wprowadzania elektrod należy zachować ostrożność, aby nie uszkodzić tkanki mięśniowej.</li>
	<li>Przygotuj perkutane igłowe elektrody stymulujące, wprowadzając katodę (Rycina 1; zaznaczona na niebiesko) około 4 mm dystalnie w stosunku do kanału łokciowego w obrębie łokcia. Wprowadź anodę (Rycina 1; zaznaczona na czerwono) około 1 cm proksymalnie przez skórę w okolicy pachowej.</li>
</ol>
<img alt="Układ elektrofizjologiczny z anodą i katodą; schemat rejestracji sygnałów neuronalnych." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56102/56102fig1.jpg" data-altupdatedat="1788250015000" data-alt="Rysunek 1"> 
Rysunek 1: Schemat rozmieszczenia elektrod igłowych w przedniej kończynie szczura. Katoda (niebieska) jest wprowadzana około 4 mm dystalnie względem kanału łokciowego w stawie łokciowym, a anoda (czerwona) jest wprowadzana około 1 cm proksymalnie przez skórę w okolicy pachowej. Igłowa elektroda uziemiająca (zielona) jest wprowadzana przez skórę na górnej powierzchni przedramienia, pomiędzy elektrodami stymulującymi a rejestrującymi. Igłowe elektrody rejestrujące (fioletowa) i referencyjne (pomarańczowa) są wprowadzane przez mięsień hypothenar oraz przez grzbietową stronę 4th palca. Sonda temperatury (szara) jest umieszczona na górnej powierzchni mięśnia thenar. <a href="//cloudfront.jove.com/files/ftp_upload/56102/56102fig1large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.</a>
3. Procedury badania pobudliwości aksonalnej
<ol>
	<li>Wykonaj protokół TRONDNF dla nerwów ruchowych gryzoni, korzystając z półautomatycznego, sterowanego komputerowo programu pobudliwości aksonalnej (patrz Tabela Materiałów) połączonego ze stymulatorem prądu stałego i wzmacniaczem. Usuń nadmiarowe zakłócenia elektryczne o częstotliwości 50 Hz za pomocą eliminatora szumów 50/60 Hz.
	<ol>
		<li>Zarejestruj CMAP z mięśnia dłoniowego minimalnego, jednocześnie wizualizując morfologię CMAP i przykładając impuls prostokątny o czasie trwania 1 ms do nerwu łokciowego za pomocą igłowej elektrody katodowej.
		<ol>
			<li>Aby uzyskać optymalne zapisy, ostrożnie reguluj kąt i/lub pozycję katody, aż do uzyskania optymalnej dwufazowej krzywej odpowiedzi o stałej amplitudzie (Rysunek 2A.). Po ustaleniu optymalnej pozycji ustabilizuj katodę za pomocą przesuwalnego uchwytu elektrody. 
			UWAGA: Wykorzystane oprogramowanie automatycznie dostarcza bodźce testowe, opisane poniżej, oraz zwiększa lub zmniejsza prąd wymagany do osiągnięcia progu.</li>
		</ol>
		</li>
		<li>Zarejestruj krzywą bodziec-odpowiedź, stopniowo zwiększając intensywność bodźca o czasie trwania 1 ms o 1 mA, aż do uzyskania maksymalnej odpowiedzi. 
		UWAGA: Fioletowa i zielona linia na rysunku 2B i 2C reprezentują odpowiednio stopniowy wzrost intensywności bodźca oraz system automatyczny. Amplituda docelowa dla śledzenia progu jest automatycznie ustawiona na 40% amplitudy maksymalnej, odpowiadającej obszarowi najstromszego nachylenia krzywej bodziec-odpowiedź. Zmiana „progu” (tj. bodźca wymaganego do wywołania 40% CMAP) indukowana przez różne bodźce testowe jest zmienną uzyskiwaną w pozostałej części protokołu.</li>
		<li>Zarejestruj wiele parametrów pobudliwości aksonalnej, w tym elektrotonus progowy (TE), zależność prąd-próg (I/V) oraz cykl regeneracji (RC), zgodnie z opisem w referencji12. 
		UWAGA: Sterowany komputerowo program pobudliwości aksonalnej ocenia próg (TE) za pomocą 100 ms podprogowych prądów depolaryzujących i hiperpolaryzujących, ustawionych na ±20% i ±40% kontrolnego prądu progowego. Zmiana progu po obu prądach depolaryzujących i hiperpolaryzujących jest automatycznie rejestrowana w 14 punktach czasowych podczas 100 ms prądu polaryzującego oraz w 12 punktach po prądzie polaryzującym. Elektrotonus progowy pośrednio ocenia przewodzenia międzwęzłowe i jest markerem potencjału błonowego. Zależność I/V jest oceniana za pomocą 200 ms podprogowych prądów kondycjonujących, których intensywność zmienia się naprzemiennie od +50% do -100% progu kontrolnego w przyrostach 10%. Zależność I/V różni się od TE tym, że prądy mają dłuższy czas trwania, intensywność polaryzacji jest stopniowo zmieniana od +50% do -100%, a zmiana progu jest oceniana przy każdej intensywności 1 ms po ustaniu prądu polaryzującego. Zależność I/V pozwala na wgląd w właściwości prostownicze aksonu1. RC jest oceniany za pomocą paradygmatu podwójnego impulsu, w którym początkowo przyłożony jest supramaksymalny bodziec kondycjonujący, a następnie seria bodźców testowych w określonych odstępach od 2,5 ms do 200 ms. Parametr ten testuje ściśle zdefiniowaną serię zdarzeń, które następują w obszarze węźle aksonu po stymulacji supramaksymalnej. Zdarzenia te obejmują inaktywację napięciowo zależnych kanałów Na+, co utrudnia wywołanie kolejnej odpowiedzi i jest kwantyfikowane przez refrakterywność oraz względny okres refrakcji 1. Następnie następuje ładowanie międzwęzła i okres zwiększonej pobudliwości pośredniczony przez szybkie kanały potasowe, kwantyfikowany jako nadpobudliwość. Na koniec, wolno aktywujące się kanały potasowe pośredniczą w późnym okresie zmniejszonej pobudliwości, kwantyfikowanym jako podpobudliwość.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
<img alt="Wykres elektrofizjologiczny przedstawiający surowe odpowiedzi, bodziec i odpowiedzi szczytowe; porównanie analizy danych." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56102/56102fig2.jpg" data-altupdatedat="1788250015000" data-alt="Rysunek 2"> 
Rysunek 2: Surowe dane z testu pobudliwości aksonalnej. Panel A przedstawia dwufazową krzywą odpowiedzi CMAP po stopniowym zwiększaniu stymulacji nerwu łokciowego. Panele B i C przedstawiają odpowiednio natężenie bodźca (mA) oraz amplitudę CMAP (mV). Zielony element paneli B i C obrazuje automatyczne stopniowe zmniejszanie natężenia bodźca oraz związany z tym sygmoidalny spadek CMAP, niezbędny do śledzenia progu pobudliwości.
4. Procedury po elektrofizjologii
<ol>
	<li>Przenieś szczura do oddzielnej klatki, aż odzyska on wystarczającą świadomość, aby utrzymać pozycję sternalną. Nie pozostawiaj zwierzęcia bez nadzoru i w towarzystwie innych zwierząt do czasu pełnego wybudzenia z anestezji. Gdy szczur całkowicie wybudzi się z narkozy, przenieś go z powrotem do oryginalnej klatki.</li>
	<li>Po zakończeniu badania poddaj szczura eutanazji w sposób bezbolesny dla zwierzęcia, np. poprzez letalny zastrzyk dojellynowy barbituratu (np. lethabarb).</li>
</ol>

<ol><li>Krishnan, A. V., Lin, C. S. -Y., Park, S. B., Kiernan, M. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Axonal+ion+channels+from+bench+to+bedside%3A+a+translational+neuroscience+perspective%5BTitle%5D)+AND+%22Prog+neurobiol%22%5BJournal%5D)">Axonal ion channels from bench to bedside: a translational neuroscience perspective.</a> Prog neurobiol. 89 (3), 288-313 (2009).</li>
<li>Lin, C. S. -Y., Krishnan, A. V., Park, S. B., Kiernan, M. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Modulatory+effects+on+axonal+function+after+intravenous+immunoglobulin+therapy+in+chronic+inflammatory+demyelinating+polyneuropathy%5BTitle%5D)+AND+%22Arch+neurol%22%5BJournal%5D)">Modulatory effects on axonal function after intravenous immunoglobulin therapy in chronic inflammatory demyelinating polyneuropathy.</a> Arch neurol. 68 (7), 862-869 (2011).</li>
<li>Park, S. B., Goldstein, D., Lin, C. S. -Y., Krishnan, A. V., Friedlander, M. L., Kiernan, M. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Acute+abnormalities+of+sensory+nerve+function+associated+with+oxaliplatin-induced+neurotoxicity%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Clin.+Oncol%22%5BJournal%5D)">Acute abnormalities of sensory nerve function associated with oxaliplatin-induced neurotoxicity.</a> J. Clin. Oncol. 27 (8), 1243-1249 (2009).</li>
<li>Arnold, R., Pussell, B. A., Pianta, T. J., Lin, C. S. -Y., Kiernan, M. C., Krishnan, A. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Association+between+calcineurin+inhibitor+treatment+and+peripheral+nerve+dysfunction+in+renal+transplant+recipients%5BTitle%5D)+AND+%22Am.+J.+Transplant%22%5BJournal%5D)">Association between calcineurin inhibitor treatment and peripheral nerve dysfunction in renal transplant recipients.</a> Am. J. Transplant. 13 (9), 2426-2432 (2013).</li>
<li>Boërio, D., Greensmith, L., Bostock, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Excitability+properties+of+motor+axons+in+the+maturing+mouse%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Peripher.+Nerv.+Syst%22%5BJournal%5D)">Excitability properties of motor axons in the maturing mouse.</a> J. Peripher. Nerv. Syst. 14 (1), 45-53 (2009).</li>
<li>Boërio, D., Kalmar, B., Greensmith, L., Bostock, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Excitability+properties+of+mouse+motor+axons+in+the+mutant+SOD1%28G93A%29+model+of+amyotrophic+lateral+sclerosis%5BTitle%5D)+AND+%22Muscle+%26+Nerve%22%5BJournal%5D)">Excitability properties of mouse motor axons in the mutant SOD1(G93A) model of amyotrophic lateral sclerosis.</a> Muscle & Nerve. 41 (6), 774-784 (2010).</li>
<li>Alvarez, S., Calin, A., Graffmo, K. S., Moldovan, M., Krarup, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Peripheral+motor+axons+of+SOD1%28G127X%29+mutant+mice+are+susceptible+to+activity-dependent+degeneration%5BTitle%5D)+AND+%22Neurosci%22%5BJournal%5D)">Peripheral motor axons of SOD1(G127X) mutant mice are susceptible to activity-dependent degeneration.</a> Neurosci. 241, 239-249 (2013).</li>
<li>Fledrich, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Soluble+neuregulin-1+modulates+disease+pathogenesis+in+rodent+models+of+Charcot-Marie-Tooth+disease+1A%5BTitle%5D)+AND+%22Nat.+Med%22%5BJournal%5D)">Soluble neuregulin-1 modulates disease pathogenesis in rodent models of Charcot-Marie-Tooth disease 1A.</a> Nat. Med. 20 (9), 1055-1061 (2014).</li>
<li>Vianello, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Low+doses+of+arginine+butyrate+derivatives+improve+dystrophic+phenotype+and+restore+membrane+integrity+in+DMD+models%5BTitle%5D)+AND+%22FASEB+J%22%5BJournal%5D)">Low doses of arginine butyrate derivatives improve dystrophic phenotype and restore membrane integrity in DMD models.</a> FASEB J. 28 (6), 2603-2619 (2014).</li>
<li>Osaki, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effects+of+anesthetic+agents+on+in+vivo+axonal+HCN+current+in+normal+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Clin+Neurophysiol%22%5BJournal%5D)">Effects of anesthetic agents on in vivo axonal HCN current in normal mice.</a> Clin Neurophysiol. 126 (10), 2033-2039 (2015).</li>
<li>Biessels, G. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Phenotyping+animal+models+of+diabetic+neuropathy%3A+a+consensus+statement+of+the+diabetic+neuropathy+study+group+of+the+EASD+%28Neurodiab%29%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Peripher.+Nerv.+Syst%22%5BJournal%5D)">Phenotyping animal models of diabetic neuropathy: a consensus statement of the diabetic neuropathy study group of the EASD (Neurodiab).</a> J. Peripher. Nerv. Syst. 19 (2), 77-87 (2014).</li>
<li>Boërio, D., Greensmith, L., Bostock, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+model+of+mouse+motor+nerve+excitability+and+the+effects+of+polarizing+currents%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Peripher.+Nerv.+Syst%22%5BJournal%5D)">A model of mouse motor nerve excitability and the effects of polarizing currents.</a> J. Peripher. Nerv. Syst. 16 (4), 322-333 (2011).</li>
<li>Arnold, R., Moldovan, M., Rosberg, M. R., Krishnan, A. V., Morris, R., Krarup, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Nerve+excitability+in+the+rat+forelimb%3A+a+technique+to+improve+translational+utility%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurosci.+Methods%22%5BJournal%5D)">Nerve excitability in the rat forelimb: a technique to improve translational utility.</a> J. Neurosci. Methods. 275, 19-24 (2017).</li>
<li>Moldovan, M., Alvarez, S., Krarup, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Motor+axon+excitability+during+Wallerian+degeneration%5BTitle%5D)+AND+%22Brain%22%5BJournal%5D)">Motor axon excitability during Wallerian degeneration.</a> Brain. 132 (Pt 2), 511-523 (2009).</li>
<li>Madison, R. D., Robinson, G. A., Krarup, C., Moldovan, M., Li, Q., Wilson, W. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+vitro+electrophoresis+and+in+vivo+electrophysiology+of+peripheral+nerve+using+DC+field+stimulation%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurosci.+Methods%22%5BJournal%5D)">In vitro electrophoresis and in vivo electrophysiology of peripheral nerve using DC field stimulation.</a> J. Neurosci. Methods. 225, 90-96 (2014).</li>
<li>Moldovan, M., Krarup, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evaluation+of+Na%2B%2FK%2B+pump+function+following+repetitive+activity+in+mouse+peripheral+nerve%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurosci.+Methods%22%5BJournal%5D)">Evaluation of Na+/K+ pump function following repetitive activity in mouse peripheral nerve.</a> J. Neurosci. Methods. 155 (2), 161-171 (2006).</li>
</ol>

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Opisana procedura demonstruje prostą i niezawodną, małoinwazyjną technikę, która pozwala na ocenę właściwości biofizycznych i potencjału błonowego aksonu w krótkim czasie. W porównaniu z innymi, bardziej inwazyjnymi technikami, które wymagają odsłonięcia nerwu, obecna metoda badania pobudliwości aksonów wywołuje minimalne uszkodzenie tkanki, umożliwiając w ten sposób ocenę in vivo , która zachowuje warunki fizjologiczne nerwu będącego przedmiotem zainteresowania i pozwala na wielokrotne pomiary.
<p class="jo...

Wykorzystanie technik elektrofizjologicznych jest niezbędnym narzędziem do badania in vivo funkcji nerwów obwodowych w zaburzeniach neurologicznych. Konwencjonalne metody przewodnictwa nerwowego wykorzystują bodźce supramaksymalne do rejestrowania potencjału czynnościowego motorycznego, amplitudy i opóźnienia. Techniki te dostarczają zatem użytecznych informacji na temat liczby włókien przewodzących oraz prędkości przewodzenia najszybszych włókien. Cennym narzędziem uzupełniającym jest badanie pobudliwości aksonalnej. Technika ta wykorzystuje wyrafinowane wzorce stymulacji elektrofizjologicznej do pośredniej oceny właściwości biofizycznych nerwów obwodowych, takich jak aktywność kanałów jonowych, pompy zależne od energii, procesy wymiany jonowej i potencjał błonowy1.
Testy pobudliwości aksonalnej są powszechnie stosowane w warunkach klinicznych do badania procesów patofizjologicznych i wpływu interwencji terapeutycznych na różne zaburzenia neurologiczne. Co ważne, miary pobudliwości aksonalnej są wrażliwe na interwencje terapeutyczne, które wpływają na funkcję nerwów obwodowych, takie jak dożylna terapia immunoglobulinami (IVIg)2, chemotherapy3 i leczenie inhibitorem kalcyneuryny (CNI)4. Chociaż badania te dostarczyły ważnych spostrzeżeń, badania kliniczne często wykluczają badanie wczesnych cech choroby i nowych opcji terapeutycznych5. W związku z tym zastosowanie tych metod w zwierzęcych modelach zaburzeń neurologicznych zyskało ostatnio na popularności6,7,8,9. Rzeczywiście, metody te dają możliwość zrozumienia specyficznych zmian pobudliwości nerwów związanych z tymi zaburzeniami, posuwając w ten sposób naprzód badania translacyjne.
Opisana tutaj procedura jest prostą i niezawodną metodą rejestrowania pomiarów pobudliwości aksonalnej na nerwach łokciowych nienaruszonego szczura.

<table><tbody><tr><td>Program QTracS</td><td>Digitimer Sp. z o.o.</td><td></td><td>Program pobudliwości aksonalnej</td></tr><tr><td>AM-Systems 2200, Analogowy izolator bodźców, 2200V/50Hz</td><td>SDR Scientific</td><td>850005</td><td>Stymulator</td></tr><tr><td>Wysokowydajny wzmacniacz prądu przemiennego Model LP511</td><td>Wzmacniacz Grass Technologies</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Humbug 50/60Hz Eliminator szumów</td><td>Quest Scientific Instruments</td><td>726310</td><td>Eliminator hałasu</td></tr><tr><td>Platynowa monopolarna igła podskórna o niskiej impedancji Elektrody</td><td>Grass Technologies</td><td>F-E2-24</td><td>Elektrody nagrywające, długość 10 mm, rozmiar 30</td></tr><tr><td>Platynowe elektroencefalograficzne elektroelektroencefalograficzne o niskiej impedancji</td><td>Cephalon</td><td>9013L0702</td><td>Elektrody stymulujące, długość 10 mm, rozmiar 30</td></tr><tr><td>Wielofunkcyjne urządzenie I/O Model USB-6341</td><td>National Instruments</td><td></td><td>Wielofunkcyjne urządzenie wejściowe / wyjściowe</td></tr><tr><td>Żelazna płyta podstawy IP</td><td>Laboratorium instrumentów naukowych Narishige</td><td>Służy do przytrzymywania stymulującej elektrody igłowej na miejscu</td>Obrotowy blok X X-4 Laboratorium instrumentów naukowych Narishige Służy do przytrzymywania stymulującej elektrody igłowej na miejscu Stojak magnetyczny GJ-8 Laboratorium instrumentów naukowych Narishige Służy do utrzymywania stymulującej elektrody igłowej na miejscu Mikromanipulator M-3333 <td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td></td><td>Laboratorium Instrumentów Naukowych Narishige</td><td>Służy do przytrzymywania stymulującej elektrody igłowej na miejscu</td><td></td></tr></tbody></table>

in vivo (in vivo)pomiar elektrofizjologiczny nerwu łokciowego szczura z badaniem pobudliwości aksonalnej

In Vivo Electrophysiological Measurement of the Rat Ulnar Nerve with Axonal Excitability Testing

Elektrofizjologia umożliwia obiektywną ocenę funkcji nerwów obwodowych in vivo. Tradycyjne miary przewodnictwa nerwowego, takie jak amplituda i latencja, wykrywają odpowiednio przewlekłą utratę aksonów i demielinizację. Techniki pobudliwości aksonalnej "poprzez śledzenie progów" rozszerzają te pomiary, dostarczając informacji dotyczących aktywności kanałów jonowych, pomp i wymienników, które odnoszą się do ostrej funkcji i mogą poprzedzać zdarzenia zwyrodnieniowe. W związku z tym zastosowanie pobudliwości aksonalnej w zwierzęcych modelach zaburzeń neurologicznych może stanowić użyteczną miarę in vivo do oceny nowych interwencji terapeutycznych. Tutaj opisujemy eksperymentalny układ do wielu pomiarów technik pobudliwości aksonalnej ruchowej w nerwie łokciowym szczura.
Zwierzęta są znieczulane izofluranem i dokładnie monitorowane, aby zapewnić stałą i odpowiednią głębokość znieczulenia. Temperatura ciała, częstość oddechów, tętno i nasycenie krwi tlenem są stale monitorowane. Badania pobudliwości aksonalnej wykonuje się za pomocą przezskórnej stymulacji nerwu łokciowego i rejestracji z mięśni dolno-nerwowych łapy kończyny przedniej. Przy prawidłowym umieszczeniu elektrod rejestrowany jest wyraźny złożony potencjał czynnościowy mięśni, który zwiększa się w amplitudzie wraz ze wzrostem intensywności bodźca. Zautomatyzowany program jest następnie wykorzystywany do dostarczania serii impulsów elektrycznych, które generują 5 określonych miar pobudliwości w następującej kolejności: zachowanie reakcji na bodziec, siła czasu trwania, stała czasowa, próg elektrotonu, zależność prąd-próg i cykl odzyskiwania.
Dane przedstawione tutaj wskazują, że te pomiary są powtarzalne i wykazują podobieństwo między lewym i prawym nerwem łokciowym, gdy są oceniane tego samego dnia. Ograniczeniem tych technik w tym przypadku jest wpływ dawki i czasu pod narkozą. Należy podjąć staranne monitorowanie i rejestrowanie tych zmiennych w celu rozważenia ich w czasie analizy.

Zgodnie z niniejszym protokołem uzyskano pomiary elektrofizjologiczne nerwu łokciowego szczura. Rycina 3 przedstawia reprezentatywny zapis z lewego nerwu łokciowego 12-tygodniowej samicy szczura Long Evans. Złożony potencjał czynnościowy mięśnia wiąże się z liczbą jednocześnie aktywowanych włókien przewodzących. Supramaksymalna odpowiedź szczytowa (mV) (Rycina 3A) obrazuje szczytową odpowiedź osiągniętą poprzez stopniowe zwiększa...

Techniki pobudliwości aksonalnej dostarczają potężnego narzędzia do badania patofizjologii i zmian biofizycznych, które poprzedzają nieodwracalne zdarzenia zwyrodnieniowe. Manuskrypt ten demonstruje zastosowanie tych technik na nerwie łokciowym znieczulonych szczurów.

In vivo (in vivo)Pomiar elektrofizjologiczny nerwu łokciowego szczura z badaniem pobudliwości aksonalnej

Electrophysiology enables the objective assessment of peripheral nerve function in vivo. Traditional nerve conduction measures such as amplitude and ...

Ogólnym celem tej techniki jest określenie zakresu właściwości pobudliwości nerwu łokciowego u żywych szczurów. Metoda ta może pomóc w udzieleniu odpowiedzi na kluczowe pytania w dziedzinie neuronauki, takie jak: czy jesteśmy w stanie zmierzyć patologiczne zmiany funkcji nerwu przed wystąpieniem nieodwracalnych zdarzeń neurodegeneracyjnych? Główną zaletą tej techniki jest to, że umożliwia ona pośrednią ocenę funkcji nerwów obwodowych in vivo, co pozwala na wielokrotne pomiary w celu charakterystyki postępu choroby.Przed rozpoczęciem procedury należy potwierdzić odpowiedni poziom sedacji poprzez sprawdzenie odruchu wycofania łapy oraz odruchu rogówkowego u 12-tygodniowej samicy szczura Long-Evans. Umieść szczura na macie grzewczej z układem sprzężenia zwrotnego i wprowadź sondę termometru rektalnego, aby utrzymać temperaturę ciała na poziomie 37 °C. W celu zapisu złożonego potencjału czynnościowego mięśni, wprowadź elektrodę referencyjną przez grzbietową stronę czwartego palca, a elektrodę rejestrującą przez mięsień hipotenar.Umieść elektrodę uziemiającą przez skórę w górnej części przedramienia, pomiędzy elektrodami stymulującymi a rejestrującymi. Następnie wprowadź perkutacyjną ka

in-vivo-electrophysiological-measurement-rat-ulnar-nerve-with-axonal

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Neuronauka

Niniejsze streszczenie opisuje nowatorską metodę oceny rozwoju neurotoksyczności u pacjentów poddawanych chemioterapii. Podczas gdy konwencjonalne metody oceny mają ograniczone możliwości wykrywania wczesnych zmian w funkcji nerwów, techniki badania pobudliwości nerwów umożliwiają wczesną identyfikację pacjentów zagrożonych ciężką neurotoksycznością oraz dostarczają wiedzy na temat patofizjologii.

Ocena pobudliwości nerwów w neurotoksyczności indukowanej chemioterapią

Ten film demonstruje procedurę rejestrowania złożonego potencjału czynnościowego mięśni (CMAP) u szczurów poprzez zastosowanie bodźców elektrycznych do nerwu łokciowego, dostosowanie elektrod do optymalnego sygnału i zwiększenie stymulacji w celu oceny funkcjonalności nerwu. Metoda ta umożliwia badanie in vivo funkcji nerwów obwodowych w zaburzeniach neurologicznych.

Pomiar in vivo złożonego potencjału czynnościowego mięśni u szczura

Ten film pokazuje jednowłóknowe nagranie przewodnictwa nerwowego włókna C u szczurów. Znieczulony szczur jest nacinany w celu odsłonięcia nerwu kulszowego, który zapewnia czuciowe i motoryczne zasilanie kończyn dolnych. Poszczególne włókna C są następnie naświetlane. Stymulacja elektryczna jest dostarczana za pomocą elektrod bodźcowych wszczepionych w stopę, a odpowiedź jest rejestrowana z pojedynczego włókna nerwowego.

Zapis in vivo pojedynczych włókien włókien C nerwu kulszowego u szczurów

Pomiary właściwości przewodnictwa nerwowego in vivo są przykładem potężnego narzędzia do charakteryzowania różnych zwierzęcych modeli chorób nerwowo-mięśniowych. Tutaj przedstawiamy łatwy i niezawodny protokół, za pomocą którego można przeprowadzić analizę elektrofizjologiczną nerwów kulszowych znieczulonych myszy.

In vivo (in vivo) Pomiary elektrofizjologiczne nerwów kulszowych myszy

Ta praca przedstawia metodologię stosowania ultradźwięków o wysokiej intensywności do blokowania potencjałów czynnościowych cukrzycowych nerwów neuropatycznych.

Narzędzie ultradźwiękowe do blokowania przewodnictwa nerwowego w modelach szczurów z cukrzycą

Pomiar przewodnictwa nerwowego jest użytecznym narzędziem do oceny mysich modeli neurodegeneracji, ale często jest stosowany tylko do stymulacji nerwu kulszowego w kończynach tylnych. W tym miejscu opisujemy technikę pomiaru złożonego potencjału czynnościowego mięśni (CMAP) in vivo w mięśniach kończyn przednich myszy unerwionych przez splot ramienny.

In vivo (in vivo) Elektrofizjologiczny pomiar złożonego potencjału czynnościowego mięśni z kończyn przednich w mysich modelach zwyrodnienia neuronów ruchowych

Zapis jednowłóknisty to skuteczna technika elektrofizjologiczna, która ma zastosowanie do ośrodkowego i obwodowego układu nerwowego. Wraz z przygotowaniem nienaruszonego DRG z przyczepionym nerwem kulszowym badany jest mechanizm niewydolności przewodzenia. Oba protokoły poprawiają zrozumienie związku obwodowego układu nerwowego z bólem.

Zastosowanie zapisu pojedynczego włókna in vivo i nienaruszonego zwoju korzenia grzbietowego z przyczepionym nerwem kulszowym w celu zbadania mechanizmu uszkodzenia przewodzenia

Prezentowany jest protokół do wytwarzania różnych typów uszkodzeń nerwu pośrodkowego (MN) i naprawy u szczura. Dodatkowo protokół pokazuje, jak ocenić funkcjonalną regenerację nerwu za pomocą kilku nieinwazyjnych testów behawioralnych i pomiarów fizjologicznych.

Funkcjonalne i fizjologiczne metody oceny regeneracji nerwu pośrodkowego u szczura

Kliniczna ocena spastyczności oparta na odruchu Hoffmanna (H-odruch) i wykorzystująca elektryczną stymulację nerwów obwodowych jest uznaną metodą. W tym miejscu przedstawiamy protokół końcowej i bezpośredniej stymulacji nerwów w celu ilościowego określenia odruchu H w przedniej łapie myszy.

Końcowe pomiary H-refleksu u myszy

Ten artykuł szczegółowo opisuje, jak przeprowadzić in vivo (przy użyciu matryc elektrod powierzchniowych i igłowych) oraz ex vivo (przy użyciu ogniwa dielektrycznego) mięsień brzuchaty łydki gryzonia. Zademonstruje technikę zarówno na myszach, jak i szczurach oraz szczegółowo omówi dostępne modyfikacje (np. otyłe zwierzęta, młode).

Wykonywanie miografii impedancji elektrycznej in vivo i ex vivo u gryzoni

Ten protokół opisuje przygotowanie całej tkanki nerwowej rwy kulszowej szczura do elektrofizjologicznej stymulacji ex vivo i zapis w regulowanej środowiskowo, dwukomorowej, perfundowanej kąpieli solankowej.

Przygotowanie nerwu kulszowego szczura do neurofizjologii ex vivo

Poznaj technikę pomiaru pobudliwości aksonalnej nerwu łokciowego u szczurów Long-Evans in vivo. Ta metoda umożliwia ocenę zmian patofizjologicznych przed nieodwracalnymi zdarzeniami neurodegeneracyjnymi.

In vivo (in vivo)Pomiar elektrofizjologiczny nerwu łokciowego szczura z badaniem pobudliwości aksonalnej

Przeglądaj więcej filmów