Name: Prosta eliminacja fluorescencji tła w ludzkiej tkance mózgowej utrwalonej formaliną do mikroskopii immunofluorescencyjnej (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2017-09-03T13:00:00.000+00:00
Duration: 16 min 31 s
Description: Poznaj metodę eliminacji autofluorescencji w ludzkiej tkance mózgowej utrwalonej formaliną przy użyciu fotobleachingu LED. Ta technika mikroskopii immunofluorescencyjnej poprawia jakość obrazowania bez dodawania związków obcych.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

To badanie było wspierane w całości lub w części przez Kanadyjskie Konsorcjum Neurodegeneracji i Starzenia się (CCNA), Kanadyjski Instytut Badań nad Zdrowiem (CIHR), Kanadyjskie Towarzystwo ALS (ALS Canada) oraz Kanadyjskie Towarzystwo Alzheimera (ASC). Autorzy chcieliby podziękować Sultanowi Darveshowi i Andrew Reidowi z Morskiego Banku Tkanek Mózgowych za dostarczenie tkanek mózgowych FTLD, Milanowi Ganguly'emu z programu Spatio-Temporal Targeting and Amplification of Radiation Response (STTARR) i stowarzyszonym z nim agencjom finansującym usługi zatapiania i cięcia tkanek, a także Advanced Optical Microscopy Facility (AOMF) za dostarczenie instrumentów mikroskopowych. Podziękowania dla Kevina Hadleya za krytyczną recenzję rękopisu.

Uwaga: Prezentowana praca została wykonana zgodnie z uznanymi międzynarodowymi standardami, w tym z Międzynarodową Konferencją Harmonizacji (ICH), Radą Międzynarodowych Organizacji Nauk Medycznych (CIOMS) oraz zasadami Deklaracji Helsińskiej. Wykorzystanie tkanek ludzkich odbyło się za zgodą Rady ds. Etyki Badań Naukowych Uniwersyteckiej Sieci Zdrowia. Próbki ludzkiego mózgu zostały pobrane w ramach Morskiego Banku Tkanki Mózgowej. W momencie pobierania pobrania uzyskano świadomą zgodę od wszystkich pacjentów.
1. Budowa aparatury i roztworów do fotowybielania
<ol>
	<li>Przygotować roztwory podstawowe.
	<ol>
		<li>Przygotować 1 l 1x podstawowego roztworu soli fizjologicznej buforowanej Tris (1x TBS) (150 mM NaCl, 50 mM Tris-Cl, pH 7,4) rozpuszczając 8,77 g NaCl i 6,06 g zasady Tris w 800 ml ddH2O i dostosować pH do 7,4 za pomocą HCl. Zwiększyć objętość do 1 l i autoklawować.</li>
		<li>Przygotuj 10% (200x zapasowy) azydek sodu, rozpuszczając 1 g azydku sodu w 10 ml ddH2O (10%, 200x bulion).</li>
	</ol>
	</li>
	<li>W przypadku 1-3 szkiełek o standardowych rozmiarach użyj pojedynczej, przezroczystej, kwadratowej szalki Petriego o wymiarach 100 mm x 100 mm jako komory szkiełka. W przypadku pojedynczej komory szkiełkowej dodaj 0,25 ml 200x azydku sodu do 50 ml 1x TBS, aby uzyskać 0,05% roztwór azydku-TBS. Ułóż 2-3 komory szkiełkowe pionowo, aby przetworzyć dodatkowe szkiełka. Przygotować dodatkowe 50 ml roztworu azydku TBS do każdej komory.</li>
	<li>Utwórz rusztowanie, aby podnieść komorę (komory) przesuwu tak, aby głowica lampy mogła zmieścić się pod spodem.
	<ol>
		<li>W przypadku studzienki przesuwnej o wymiarach 100 mm x 100 mm należy wyciąć otwory w dnie i bokach plastikowego pojemnika na żywność o wymiarach 100 mm x 100 mm x 30 mm i odwrócić pojemnik. Upewnij się, że boczne otwory są wystarczająco duże, aby zmieścić źródło światła LED i upewnij się, że dolny otwór jest wystarczająco duży, aby światło ze źródła światła docierało do komory próbki bez przeszkód.</li>
		<li>Przyłóż taśmę izolacyjną do rusztowania, aby zwiększyć przyczepność między rusztowaniem a komorą na próbki/blatem stołu. Do budowy rusztowania należy użyć wszelkich alternatywnych materiałów, o ile bezpiecznie podnosi ono komorę szkiełka, nie utrudniając docierania światła do próbki.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Usuń wszelkie dyfuzory lub nieprzezroczyste tworzywa sztuczne z lampy biurkowej, które mogą utrudniać bezpośrednie dotarcie światła LED do sample (jeśli to możliwe) i skieruj matrycę LED do góry. Umieść rusztowanie i komorę przesuwną (komory) przesuwne nad matrycą LED. Użyj lampy z elastyczną szyjką, aby ułatwić manipulację.</li>
	<li>Skonstruuj odblaskową osłonę kopuły dla aparatu, wykładając wnętrze pudełka wystarczająco dużego, aby przykryć komorę szkiełka i rusztowanie folią aluminiową. Użyj pudełka na końcówki do pipet o pojemności 1 ml do pojedynczej komory lub pudełka kartonowego o wymiarach 150 mm x 150 mm x 150 mm do wielu pionowo ułożonych komór.</li>
</ol>
2. Wstępna obróbka fotowybielacza skrawków tkanek
UWAGA: Przygotowanie sekcji tkanki może się różnić w zależności od źródła tkanki oraz zastosowanych metod utrwalania i osadzania. W tym przypadku tkanka mózgowa (zakręt oczodołowo-czołowy) z przypadku FTLD-T została utrwalona na ~ 2 dni w formalinie, przepuszczona przez gradient sacharozy, osadzona w OCT i pocięta na odcinki o grubości 10 μm za pomocą kriostatu.
<ol>
	<li>W chłodni o temperaturze 4 ºC, chłodni lub lodówce ustawić lampę pod rusztowaniem i umieścić komorę na próbki na rusztowaniu. Wlać 50 ml roztworu azydku TBS do komory na próbkę.</li>
	<li>Zanurz skrawki tkanek zamontowane na standardowych szkiełkach mikroskopowych w komorze szkiełka zawierającej azydek-TBS za pomocą czystych kleszczy. W przypadku wielu szkiełek należy upewnić się, że szkiełka są umieszczone w komorze na jednej warstwie.</li>
	<li>Przykryj aparat kopułą odblaskową, włącz lampę LED i inkubuj przez 48 godzin w temperaturze 4 °C.</li>
</ol>
3. Immunofluorescencja
<ol>
	<li>Aby wybarwić tkankę pod kątem fosforylowanego tau za pomocą barwnika przeciwbarwiącego DAPI i przeciwciał drugorzędowych sprzężonych z Alexa 488 i Texas Red, najpierw przygotuj roztwory do pobierania antygenu, przepuszczalności, blokowania i wiązania przeciwciał pierwotnych.
	<ol>
		<li>Przygotować 500 ml buforu do odzyskiwania antygenu (10 mM kwasu cytrynowego, 2 mM kwasu etylenodiaminotetraoctowego, 0,05% Tween 20; pH 6,2) przez rozpuszczenie 0,92 g kwasu cytrynowego i 0,37 g kwasu etylenodiaminotetraoctowego (EDTA) w 500 ml ddH2O. Dostosuj pH do 6,2 za pomocą NaOH i dodaj 0,25 ml Tween 20.</li>
		<li>Przygotuj 500 ml 0,025% Triton X-100 w roztworze TBS (TBS-Triton), dodając 0,125 ml Triton X-100 do 500 ml 1x TBS.</li>
		<li>Przygotować 1% roztwór albuminy surowicy bydlęcej (BSA) w TBS (bufor BSA-TBS), rozpuszczając 0,1 g BSA w 10 ml TBS.</li>
		<li>Przygotuj roztwór blokujący, dodając 0,2 ml normalnej surowicy koziej do 1,8 ml 1% BSA/TBS.</li>
		<li>Na każde szkiełko należy przygotować 150 μl roztworu przeciwciała pierwszorzędowego (rozcieńczenie 1:100), pipetując 1,5 μl przeciwciała anty-fosfo-PHF-tau pSer202 + Thr205 (AT8) do 148,5 μl 1% buforu BSA-TBS i pozostawić na lodzie.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Aby pobrać antygen, zanurz fotowybielane szkiełka pionowo w kolektorze szkiełek zawierającym 25 ml buforu do odzyskiwania antygenu. Zabezpiecz kolektor taśmą i/lub sznurkami tak, aby kolektor nie wpadł do łaźni wodnej. Podgrzewać kolektor w łaźni wodnej o temperaturze 90 ºC przez 30 minut i pozostawić kolektor do ostygnięcia do temperatury pokojowej przez 30 minut przed wyjęciem szkiełek. Nie usuwaj szkiełek od razu, ponieważ spowoduje to wyschnięcie sekcji.</li>
	<li>Przenieś szkiełka z kolektora do pobierania antygenu do słoika barwiącego wypełnionego 30 ml TBS-Triton i myj skrawki przez 5 minut na wytrząsarce orbitalnej, delikatnie wstrząsając. Powtórz pranie raz ze świeżym TBS-Triton. Usuń nadmiar buforu niestrzępiącą się chusteczką i obrysuj tkankę hydrofobowym pisakiem. Uważaj, aby szkiełka nie wyschły.
	<ol>
		<li>Dla każdego szkiełka należy zablokować tkankę, pipetując 200 μl roztworu blokującego na tkankę i umieścić szkiełko w wilgotnej komorze. Zbuduj komorę, umieszczając stojak na suwaki w pudełku z końcówkami do pipet zawierającym mokry ręcznik papierowy. Inkubować w temperaturze pokojowej przez 2 godziny na równej powierzchni. Upewnij się, że roztwór blokujący całkowicie pokrywa tkankę.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Usunąć roztwór blokujący przez aspirację i odpipetować 100-150 μl roztworu przeciwciała pierwotnego na tkankę. Upewnij się, że obecna jest wystarczająca objętość przeciwciała i że sekcja znajduje się na równej powierzchni, aby uniknąć gromadzenia się roztworu przeciwciała na jednej stronie. Inkubować w temperaturze 4 °C przez noc w wilgotnej komorze.</li>
	<li>Przygotować mieszaninę przeciwciał drugorzędowych i przeciwbarwienie jądrowe DAPI.
	<ol>
		<li>Na każde szkiełko należy przygotować 150 μl mieszaniny przeciwciał drugorzędowych (rozcieńczenia 1:100), dodając 1,5 μl koziej anty-mysiej Alexa 488 i 1,5 μl koziej anty-mysiej czerwieni Texas do 147 μl BSA-TBS i pozostawić na lodzie.</li>
		<li>Przygotować 0,1 μg/ml barwnika przeciwstawnego DAPI przez seryjne rozcieńczanie. Dokładnie wymieszać roztwór podstawowy i rozcieńczyć 1 μl roztworu podstawowego 5 mg/ml DAPI w 999 TBS, aby uzyskać 1 ml roztworu o stężeniu 5 μg/ml. Na każdym szkiełku rozcieńczyć 3 μl roztworu o stężeniu 5 μg/ml ze 147 μl TBS do końcowego stężenia 0,1 μg/ml. 
		UWAGA: DAPI jest znanym mutagenem i należy obchodzić się z nim ostrożnie.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Usunąć przeciwciało pierwszorzędowe przez aspirację. Zanurz szkiełka w szklanym słoiku do barwienia zawierającym 30 ml TBS-Triton i myj przez 5 minut z delikatnym mieszaniem na wytrząsarce orbitalnej. Powtórz etap mycia ze świeżym TBS-Triton. Usunąć nadmiar TBS-Triton i odpipetować od 100 do 150 μl mieszaniny przeciwciał wtórnych do każdego szkiełka.
	<ol>
		<li>Upewnij się, że tkanka jest całkowicie pokryta mieszaniną przeciwciał. Inkubować przez 2 godziny w temperaturze pokojowej w wilgotnej komorze w ciemności.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Usunąć mieszaninę przeciwciał drugorzędowych przez aspirację i przenieść szkiełko do szklanego słoika do barwienia zawierającego 30 ml TBS (bez Tritonu). Myć przez 5 minut z delikatnym mieszaniem na wytrząsarce orbitalnej. Powtórz etap mycia ze świeżymi TBS. Nałóż od 100 do 150 μl 0,1 μg/ml barwnika przeciwstawnego DAPI na każde szkiełko i inkubuj przez 10 minut w temperaturze pokojowej w ciemności.</li>
	<li>Przenieś szkiełka do szklanego słoika do barwienia zawierającego TBS i umyj 3 razy z delikatnym mieszaniem przez 5 minut każde, używając świeżych TBS do każdego prania. Usuń nadmiar bufora.</li>
	<li>Nałóż 3 krople wodnego podłoża montażowego na tkankę. Za pomocą kleszczy delikatnie opuść czyste szklane szkiełko nakrywkowe na chusteczkę, zaczynając od jednej krawędzi i powoli opuszczając drugą krawędź, aby uniknąć uwięzienia pęcherzyków powietrza. Należy uważać, aby nie usunąć szkiełka nakrywkowego w przypadku natychmiastowego obrazowania. W przeciwnym razie poczekaj, aż podłoże montażowe wyschnie przed przechowywaniem w temperaturze 4 ºC w ciemności.</li>
</ol>
4. Mikroskopia fluorescencyjna
<ol>
	<li>Włącz lampę fluorescencyjną, mikroskop i komputer i pozwól lampie rozgrzać się przez 15 minut. Umieść wybarwione szkiełka tkankowe w stoliku mikroskopu fluorescencyjnego. Użyj obrazu w jasnym polu, aby zlokalizować tkankę w 10-krotnym powiększeniu.</li>
	<li>Nałóż kroplę ddH2O na powierzchnię szkiełka nakrywkowego i użyj soczewki obiektywowej 20x zanurzonej w wodzie (NA=1,0). Wybierz ustawienie 4-liniowego skanowania płaszczyzny średniej. Ustaw rozmiar otworka na 1 jednostkę Airy, która daje wycinek optyczny o wielkości ~3 mikronów. Wybierz długości fal wzbudzenia i emisji lasera dla każdego fluoroforu w oddzielnych ścieżkach, aby uzyskać najlepszy sygnał. 
	UWAGA: Alexa 488: λex = 488 nm (laser argonowy) λem = 493-570 nm; Czerwień teksacka: λex = 561 nm (laser DPSS 561 nm), λem = 601-635 nm; DAPI: λex = 405 nm (laser diodowy 405), λem = 410-507 nm.
	<ol>
		<li>Dostosuj ustawienia mocy lasera i wzmocnienia, aby zoptymalizować intensywność sygnału dla każdej ścieżki. Zbierz obraz kompozytowy i zapisz. Użyj tych samych ustawień lasera, aby porównać intensywność fluorescencji na innym szkiełku.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Aby zobrazować intensywność fluorescencji w każdym kanale, zainstaluj makro narzędzi profilu RGB dla ImageJ10. Zapisz makro ze strony internetowej jako plik tekstowy (https://imagej.nih.gov/ij/macros/tools/RGBProfilesTool.txt). Z menu ImageJ wybierz Plugins -> Macros -> Install; wybierz plik tekstowy, aby zainstalować narzędzie Profile RGB.
	<ol>
		<li>Otwórz plik obrazu konfokalnego w ImageJ i przekonwertuj obrazy kompozytowe z 3 stosów na RGB, wykonując następujące czynności: Narzędzie Obraz -> Kolor -> Kanał. Wybierz "Kompozyt" z menu rozwijanego i zaznacz wszystkie trzy kanały. Następnie wybierz Obraz -> Typ -> Kolor RGB.</li>
		<li> Wybierz ikonę narzędzi profilu RGB i narysuj linię w poprzek przekroju obrazu, który ma zostać profilowany. Zapisz dane intensywności jako arkusz kalkulacyjny do kreślenia.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>

<ol><li>Banerjee, B., Miedema, B. E., Chandrasekhar, H. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Role+of+basement+membrane+collagen+and+elastin+in+the+autofluorescence+spectra+of+the+colon%5BTitle%5D)+AND+%22J+Investig+Med%22%5BJournal%5D)">Role of basement membrane collagen and elastin in the autofluorescence spectra of the colon.</a> J Investig Med. 47 (6), 326-332 (1999).</li>
<li>Terman, A., Brunk, U. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Lipofuscin+%5BTitle%5D)+AND+%22Int+J+Biochem+Cell+Biol%22%5BJournal%5D)">Lipofuscin .</a> Int J Biochem Cell Biol. 36 (8), 1400-1404 (2004).</li>
<li>Del Castillo, P., Llorente, A. R., Stockert, J. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Influence+of+fixation%2C+exciting+light+and+section+thickness+on+the+primary+fluorescence+of+samples+for+microfluorometric+analysis%5BTitle%5D)+AND+%22Basic+Appl+Histochem%22%5BJournal%5D)">Influence of fixation, exciting light and section thickness on the primary fluorescence of samples for microfluorometric analysis.</a> Basic Appl Histochem. 33 (3), 251-257 (1989).</li>
<li>Ottis, P., Koppe, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Human+and+rat+brain+lipofuscin+proteome%5BTitle%5D)+AND+%22Proteomics%22%5BJournal%5D)">Human and rat brain lipofuscin proteome.</a> Proteomics. 12 (15-16), 2445-2454 (2012).</li>
<li>Sun, Y., Chakrabartty, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cost-effective+elimination+of+lipofuscin+fluorescence+from+formalin-fixed+brain+tissue+by+white+phosphor+light+emitting+diode+array%5BTitle%5D)+AND+%22Biochem+Cell+Biol%22%5BJournal%5D)">Cost-effective elimination of lipofuscin fluorescence from formalin-fixed brain tissue by white phosphor light emitting diode array.</a> Biochem Cell Biol. 94 (6), 545-550 (2016).</li>
<li>Davis, A. S., Richter, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Characterizing+and+Diminishing+Autofluorescence+in+Formalin-fixed+Paraffin-embedded+Human+Respiratory+Tissue%5BTitle%5D)+AND+%22J+Histochem+Cytochem%22%5BJournal%5D)">Characterizing and Diminishing Autofluorescence in Formalin-fixed Paraffin-embedded Human Respiratory Tissue.</a> J Histochem Cytochem. 62 (6), 405-423 (2014).</li>
<li>Zimmermann, T., Rietdorf, J., Pepperkok, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Spectral+imaging+and+its+applications+in+live+cell+microscopy%5BTitle%5D)+AND+%22FEBS+Lett%22%5BJournal%5D)">Spectral imaging and its applications in live cell microscopy.</a> FEBS Lett. 546 (1), 87-92 (2003).</li>
<li>Duong, H., Han, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+multispectral+LED+array+for+the+reduction+of+background+autofluorescence+in+brain+tissue%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosci+Methods%22%5BJournal%5D)">A multispectral LED array for the reduction of background autofluorescence in brain tissue.</a> J Neurosci Methods. 220 (1), 46-54 (2013).</li>
<li>Albeanu, D. F., Soucy, E., Sato, T. F., Meister, M., Murthy, V. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((LED+arrays+as+cost+effective+and+efficient+light+sources+for+widefield+microscopy%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">LED arrays as cost effective and efficient light sources for widefield microscopy.</a> PLoS One. 3 (5), 1-7 (2008).</li>
<li>Schneider, C. A., Rasband, W. S., Eliceiri, K. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((NIH+Image+to+ImageJ%3A+25+years+of+image+analysis%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Methods%22%5BJournal%5D)">NIH Image to ImageJ: 25 years of image analysis.</a> Nat Methods. 9 (7), 671-675 (2012).</li>
<li>Robertson, J. B., Zhang, Y., Johnson, C. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Light-emitting+diode+flashlights+as+effective+and+inexpensive+light+sources+for+fluorescence+microscopy%5BTitle%5D)+AND+%22J+Microsc%22%5BJournal%5D)">Light-emitting diode flashlights as effective and inexpensive light sources for fluorescence microscopy.</a> J Microsc. 236 (1), 1-4 (2009).</li>
<li>Mackenzie, I. R. A., Neumann, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Molecular+neuropathology+of+frontotemporal+dementia%3A+insights+into+disease+mechanisms+from+postmortem+studies%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurochem%22%5BJournal%5D)">Molecular neuropathology of frontotemporal dementia: insights into disease mechanisms from postmortem studies.</a> J Neurochem. 138 (S1), 54-70 (2016).</li>
<li>Kouri, N., Whitwell, J. L., Josephs, K. A., Rademakers, R., Dickson, D. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Corticobasal+degeneration%3A+a+pathologically+distinct+4R+tauopathy%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Rev+Neurol%22%5BJournal%5D)">Corticobasal degeneration: a pathologically distinct 4R tauopathy.</a> Nat Rev Neurol. 7 (5), 263-272 (2011).</li>
</ol>

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Opisana w tym manuskrypcji wstępna obróbka fotowybielania tkanek pozwala na skuteczną eliminację autofluorescencji przy użyciu gotowych składników. Protokół opisuje obrazowanie immunofluorescencyjne fosforylowanych agregatów tau w ludzkiej tkance mózgowej utrwalonej w formalinie przy użyciu przeciwciał drugorzędowych sprzężonych z Alexa 488 i Texas Red, z DAPI jako przeciwbarwieniem jądrowym. Aby zastosować metodę do innych tkanek, zalecamy wykonanie 48-godzinnej obróbki wstępnej fotowybielania próbki jako punktu wyjścia...

Mikroskopia fluorescencyjna z wykorzystaniem przeciwciał skierowanych przeciwko określonym białkom jest rutynowo używana do wizualizacji interesujących białek w hodowli komórkowej i tkankach. Główną komplikacją w uzyskiwaniu wyraźnych i ostatecznych obrazów w immunofluorescencji jest autofluorescencja, która może być wywoływana endogennie w tkance ssaków przez barwnik wieku lipofuscynę oraz przez białka, takie jak elastyna i kolagen1,2. Inne źródła autofluorescencji można wprowadzić poprzez etapy przygotowania próbki, takie jak wiązanie aldehydu3. Granulki lipofuscyny, składające się głównie z oksydacyjnie modyfikowanych reszt degradacji białek i lipidów, gromadzą się w długowiecznych komórkach o zwiększonym wieku2. Powoduje to trudności w obrazowaniu tkanek postmitotycznych, takich jak mózg i mięśnie sercowe lub szkieletowe, ponieważ spektrum emisji fluorescencji lipofuscyny jest szerokie i zmienne, często pokrywając się z długością fali emisji popularnych fluoroforów używanych do znakowania4. Czynniki te sprawiają, że obrazowanie ludzkiej tkanki mózgowej w przypadkach chorób neurodegeneracyjnych o późnym początku, takich jak zwyrodnienie płata czołowo-skroniowego (FTLD), jest szczególnie trudne.
Aby zredukować autofluorescencję, opracowaliśmy technikę, w której naświetlamy fragmenty tkanek zamontowane na szkiełku za pomocą układu białych diod elektroluminescencyjnych (LED) za pomocą domowej lampy biurkowej5. Ta prosta technika stanowi alternatywę dla technik wykorzystujących chemiczne środki hartownicze, takie jak CuSO4 w octanie amonu lub dostępne na rynku barwniki hartownicze, takie jak Sudan Black B i Eriochrome Black T6. Zapewnia również znaczne oszczędności kosztów w porównaniu z wielospektralnymi technikami fotowybielania lamp LED i pozwala uniknąć komplikacji i artefaktów generowanych przez cyfrowe metody usuwania autofluorescencji, takie jak spektralne odmieszanie7,8. Diody LED z białym luminoforem mają szerokie spektrum emisji, wysoką jasność i niskie koszty produkcji, dzięki czemu idealnie nadają się jako gotowy komponent do fotowybielania różnych chromoforów5,9.
W tym protokole demonstrujemy konstrukcję aparatu do fotowybielania przy użyciu dostępnych komponentów i stosujemy fotowybielanie do przypadku tkanki FTLD zawierającej inkluzje tau-dodatnie (FTLD-T) przy użyciu przeciwciała specyficznego dla fosforylowanego tau. Pokazujemy wpływ fotowybielania na obrazowanie przeciwciał znakowanych fluorescencyjnie przy użyciu dwóch powszechnie stosowanych chromoforów: Alexa 488 i Texas Red. Wpływ fotowybielania na skrawki nieleczone lub poddane działaniu komercyjnego środka wygaszającego chemicznego jest określany ilościowo i porównywany. Ta wstępna obróbka fotowybielania może być włączona do dowolnego standardowego protokołu barwienia immunofluorescencyjnego w celu usunięcia autofluorescencji w próbce biologicznej.

<table><tbody><tr><td>Trizma Base</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>T6066</td><td></td></tr><tr><td>Cholorek sodu</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>S7653</td><td></td></tr><tr><td>Kwas solny</td><td>Caledon Chemikalia laboratoryjne</td><td>1506656</td><td></td></tr><tr><td>Azydek sodu</td><td>BioShop Canada</td><td>SAZ001</td><td></td></tr><tr><td>100 mm x 100 mm x 20 mm Naczynie Pitri</td><td>Sarstedt</td><td>82.9923.422</td><td>Wszystkie elementy fotowybielacza można zastąpić w zależności od dostępności</td></tr><tr><td>Lampa biurkowa ściemnialna LED o mocy 6 W</td><td>DBPower</td><td>DS501</td><td>Wszystkie elementy fotowybielacza można zastąpić w zależności od dostępności</td></tr><tr><td>Kwas cytrynowy</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>C-2404</td><td></td></tr><tr><td>Kwas etylenodiaminotetraoctowy&nbsp;( EDTA)</td><td>BioShop Canada</td><td>EDT001</td><td></td></tr><tr><td>Tween 20</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>P-7949</td><td></td></tr><tr><td>Wodorotlenek sodu</td><td>BioShop Canada</td><td>SHY700.1</td><td></td></tr><tr><td>Łaźnia wodna</td><td>Haake Fisons</td><td>K15</td><td></td></tr><tr><td>Kolektor do slajdów</td><td>FisherScientific</td><td>12-587-17B</td><td></td></tr><tr><td>Słoik do barwienia</td><td>FisherScientific</td><td>E94</td><td></td></tr><tr><td>Wytrząsarka orbitalna</td><td>Bellco Glass</td><td>&nbsp; 7744-08115</td><td></td></tr><tr><td>Triton X-100</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>T7878</td><td></td></tr><tr><td>Albumina surowicy bydlęcej</td><td>FisherScientific</td><td>BP1600-1</td><td></td></tr><tr><td>Normalna surowica kozia</td><td>Aurion</td><td>905.002</td><td></td></tr><tr><td>Długopis hydrofobowy</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>Z672548-1EA</td><td></td></tr><tr><td>Phospho-Tau (Ser202, Thr205) Przeciwciało monoklonalne (AT8)</td><td>ThermoFisher</td><td>MN1020</td><td></td></tr><tr><td>Kozie przeciwciało wtórne przeciwko myszy, Texas Red-X</td><td>ThermoFisher</td><td>T862</td><td></td></tr><tr><td>Kozie przeciwciało wtórne przeciwko myszy, Alexa Fluor 488</td><td>ThermoFisher</td><td>A-11029</td><td></td></tr><tr><td>DAPI</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>D9542</td><td></td></tr><tr><td>Podłoże montażowe</td><td>ThermoScientific</td><td>28-600-42</td><td></td></tr><tr><td>Szklany szkiełko</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>konfokalne Mikroskop</td> Oprogramowanie do obrazowania <td>Zeiss</td><td>LSM710</td><td></td></tr><tr><td>ZEN 2012 Black Edition 11.0</td><td>Oprogramowanie Zeiss</td><td>LSM710</td><td>dołącza do mikroskopu konfokalnego</td></tr><tr><td>ImageJ</td><td>NIH</td><td></td><td>https://imagej.nih.gov/ij/download.html</td></tr><tr><td>RGB Profile Tools macro</td><td>NIH</td><td></td><td>https://imagej.nih.gov/ij/macros/tools/RGBProfilesTool.txt</td></tr><tr><td>Komercyjny hartownik chemiczny</td><td>Biotum</td><td>23007</td><td></td></tr></tbody></table>

prosta eliminacja fluorescencji tła w ludzkiej tkance mózgowej utrwalonej formaliną do mikroskopii immunofluorescencyjnej

Simple Elimination of Background Fluorescence in Formalin-Fixed Human Brain Tissue for Immunofluorescence Microscopy

Immunofluorescencja to powszechna metoda używana do wizualizacji subkomórkowych kompartmentów i określania lokalizacji określonych białek w próbce tkanki. Dużą przeszkodą w uzyskaniu wysokiej jakości obrazów immunofluorescencyjnych jest endogenna autofluorescencja tkanki spowodowana starzeniem pigmentów, takich jak lipofuscyna, lub powszechnymi procesami przygotowania próbek, takimi jak utrwalanie aldehydu. Protokół ten opisuje, w jaki sposób fluorescencja tła może zostać znacznie zmniejszona poprzez fotowybielanie przy użyciu matryc diod elektroluminescencyjnych (LED) z białym luminoforem przed leczeniem za pomocą sond fluorescencyjnych. Szerokie spektrum emisji diod LED z białym luminoforem pozwala na wybielanie fluoroforów w szerokim zakresie pików emisji. Aparat do fotowybielania może być zbudowany z gotowych komponentów przy bardzo niskich kosztach i stanowi dostępną alternatywę dla dostępnych na rynku gaszących chemikaliów. Wstępna obróbka fotowybielania tkanki, a następnie konwencjonalne barwienie immunofluorescencyjne generuje obrazy wolne od autofluorescencji tła. W porównaniu z uznanymi chemicznymi środkami wygaszającymi, które zmniejszały sygnały sondy i tła, zabieg fotowybielania nie miał wpływu na intensywność fluorescencji sondy, podczas gdy skutecznie zmniejszał fluorescencję tła i lipofuscyny. Chociaż fotowybielanie wymaga więcej czasu na wstępną obróbkę, w celu skrócenia czasu fotowybielania można zastosować matryce LED o wyższej intensywności. Ta prosta metoda może być potencjalnie zastosowana do różnych tkanek, w szczególności tkanek postmitotycznych, które gromadzą lipofuscynę, takich jak mózg i mięśnie sercowe lub szkieletowe.

Krok wstępnej obróbki poprzez fotobleaching można dodać do standardowego protokołu immunofluorescencji bezpośrednio przed odsłonięciem antygenu i immunobarwieniem (Rysunek 1A). Montaż aparatury do fotobleachingu można również przeprowadzić z wykorzystaniem różnych, niedrogich i dostępnych w sprzedaży komponentów (Rysunek 1B). Widmo emisji białych diod LED z fosforem obejmuje szeroki zakres długości fal, co czyni je odpowiednimi d...

Autofluorescencja tła próbek biologicznych często komplikuje techniki obrazowania oparte na fluorescencji, szczególnie w starszych ludzkich tkankach postmitotycznych. Protokół ten opisuje, w jaki sposób autofluorescencja z tych próbek może być skutecznie usunięta za pomocą dostępnego na rynku źródła światła z diodą elektroluminescencyjną do fotowybielania próbki przed barwieniem immunologicznym.

Prosta eliminacja fluorescencji tła w ludzkiej tkance mózgowej utrwalonej formaliną do mikroskopii immunofluorescencyjnej

Immunofluorescence is a common method used to visualize subcellular compartments and to determine the localization of specific proteins within a tissue ...

Powszechnym problemem w mikroskopii immunofluorescencyjnej jest obecność endogennej fluorescencji tła, która może zakłócać sygnał. W wielu przypadkach autofluorescencja ta może sprawić, że wyniki staną się nieinterpretowalne. W niniejszym protokole zademonstrujemy, jak usunąć autofluorescencję z próbek tkanki mózgu człowieka, wykorzystując fotowybielanie za pomocą komercyjnej lampki biurkowej LED.Głównymi zaletami tych metod są znaczące oszczędności kosztów w porównaniu z obecnymi technikami, bez utraty skuteczności, oraz fakt, że do próbki nie są wprowadzane żadne związki egzogenne. Przed rozpoczęciem przygotuj roztwory zapasowe jednokrotnego buforu saliny z TRIS, TBS, oraz 10% azotku sodu. Na każde trzy standardowe szkiełka przedmiotowe, które chcesz przetworzyć, będziesz potrzebować jednej kwadratowej szalki Petriego o wymiarach 100 milimetrów na 100 milimetrów, służącej jako komora dla szkiełek.Dla każdej komory do preparatów przygotuj 50 mililitrów 0,5% azotku w TBS, dodając 25 mililitrów 10% azotku sodu do 50 mililitrów jednokrotnego TBS. Stwórz stelaż do uniesienia komory do preparatów w taki sposób, aby pod nią zmieściła się głowica lampy. W przypadku szalki Petriego o wymiarach 100 milimetrów kwadratowych można dociąć do odpowiedniego kształtu plastikowy pojemnik na żywność o podobnej wielkości.Do podniesienia komory na preparat można użyć dowolnego przedmiotu, który zapewni stabilność i nie będzie blokował dostępu światła do próbek. Należy przygotować białą lampkę biurkową z diodami LED i usunąć z niej wszelkie dyfuzory lub nieprzezroczyste elementy plastikowe zakrywające źródło światła. Matrycę LED należy skierować do góry.W tym celu zaleca się użycie lampy z elastycznym ramieniem. Należy skonstruować refleksyjną pokrywę w formie kopuły dla aparatu, wyściełając wnętrze pudełka wystarczająco dużego, aby przykryć komory z preparatem i stelaż, folią aluminiową. W przypadku pojedynczej komory można wykorzystać pudełko na końcówki do pipet o rozmiarze 1 mm.W tym filmie tkanka mózgowa z zakrętu czołowego oczodołowego człowieka z FTLD-T, utrwalona w formalinie, została poddana wstępnej obróbce poprzez fotowybielanie. Procedury przygotowania tkanki i barwienia aminowego mogą się różnić w zależności od pochodzenia, utrwalenia i zatopienia przekrojów tkankowych. W pomieszczeniu chłodniczym, szafie chłodniczej lub lodówce o temperaturze 4 °C, umieść lampę pod stelażem, a komorę z próbką na górze stelaża.Napełnij komorę z próbką 50 ml buforu TBS z azydkiem. Przy użyciu czystej pęsety zanurz w komorze z próbką skrawki tkanek o grubości 10 µm osadzone na standardowych szklanych szkiełkach mikroskopowych. Przykryj aparat refleksyjną kopułą i włącz lampę LED.Próbki należy poddać fotowybielaniu przez 48 godzin. Czas inkubacji może się różnić w zależności od natężenia światła lampy oraz ilości materiału autofluorescencyjnego w tkance. Po wstępnej obróbce w postaci fotowybielania można przeprowadzić barwienie immunocytochemiczne preparatów zgodnie ze standardowym protokołem dla danej tkanki i badanych białek.W celach demonstracyjnych tkankę mózgu z FTLD-T barwiono w kierunku fosforylowanej białka tau, wykorzystując przeciwciała wtórne sprzężone z Alexa 488 oraz Texas Red. Jako barwnik przeciwjądrowy zastosowano DAPI. Należy przygotować 500 mililitrów buforu do odzyskiwania antygenu, 500 mililitrów 0,025% Triton X-100 w TBS, 10 mililitrów 1% albuminy surowicy bydlęcej, BSA, w TBS oraz dwa mililitry roztworu blokującego, składającego się z surowicy koziej dodanej do BSA TBS.Przeprowadź odmaskowanie antygenów, zanurzając fotowybielone preparaty w buforze do odmaskowywania antygenów w pojemniku na preparaty. Podgrzewaj pojemnik w temperaturze 90 °C przez 30 minut. Po wyjęciu pojemnika z urządzenia grzewczego należy pozwolić komorze ostygnąć w temperaturze pokojowej przez 30 minut.Natychmiastowe zdjęcie slajdów spowoduje wysuszenie się skrawków. Przygotować mieszaninę przeciwciała pierwszorzędowego zgodnie z zaleceniami producenta. W tym przypadku przeciwciało anty-fosfo PHF tau p-seryna 202 oraz treonina 205 AT8 zostało rozcieńczone w stosunku 1:100 w TBS z BSA i pozostawione na lodzie.Na każdy przekrój wymagane jest 150 µL mieszaniny przeciwciał. Po schłodzeniu przekrojów przez 30 minut przenieść preparaty z pojemnika do odzyskiwania antygenu do naczynia do barwienia wypełnionego roztworem TBS Triton. Przemywać preparaty w tym roztworze przez pięć minut przy łagodnym wstrząsaniu.Opróżnić naczynie i wymienić TBS Triton, aby powtórzyć ten etap płukania po raz drugi. Po płukaniu wyjąć szkiełka z naczynia do barwienia i odsączyć nadmiar buforu. Za pomocą pisaka hydrofobowego obrysować tkankę.Zapobiegnie to spłynięciu roztworów z preparatu. Należy zadbać o to, aby szkiełka nie wyschły. Zablokuj tkankę, pipetując 200 µL roztworu blokującego na szkiełka, a następnie umieść je w komorze nawilżonej.Komora ta może być tak prostym elementem jak statyw na szkiełka umieszczony w pudełku na końcówki do pipet z mokrym ręcznikiem papierowym. Należy upewnić się, że cała próbka tkanki jest pokryta roztworem blokującym. Inkubować w temperaturze pokojowej przez dwie godziny.Usunąć roztwór blokujący za pomocą aspiratora lub pipety. Nanieść pipetą od 100 do 150 µL mieszaniny przeciwciał pierwszorzędowych na szkiełka. Należy upewnić się, że cała próbka jest pokryta roztworem przeciwciał oraz że skrawki znajdują się na płaskiej powierzchni, aby uniknąć nierównomiernego gromadzenia się przeciwciał.Inkubować z przeciwciałem pierwotnym w temperaturze czterech stopni Celsjusza przez noc w komorze nawilżanej. Następnego dnia przygotować mieszaninę przeciwciał wtórnych. W tym przypadku przeciwciała goat anti-mouse Alexa 488 oraz goat anti-mouse Texas Red rozcieńczono 1:100 w roztworze BSA TBS.Wyjmij skrawki tkanek i usuń roztwór przeciwciała pierwszorzędowego za pomocą aspiratora lub pipety. Przemyj preparaty dwa razy w ten sam sposób co poprzednio, używając naczynia do barwienia wypełnionego roztworem TBS Triton, przez pięć minut podczas każdego płukania. Po przemyciu usuń nadmiar buforu za pomocą papierowego ręcznika.Pipetuj 100 do 150 µL roztworu przeciwciała wtórnego, upewniając się ponownie, że próbka tkanki jest całkowicie pokryta. Inkubuj przez dwie godziny w temperaturze pokojowej w wilgotnej komorze w ciemności. Przygotuj przeciwbarwnik DAPI o stężeniu 0,1 µg/mL w TBS zgodnie z zaleceniami producenta lub poprzez rozcieńczenie seryjne.Należy dokładnie wymieszać roztwór zapasowy DAPI ze względu na możliwą nierozpuszczalność. Wyjąć preparaty i usunąć mieszaninę przeciwciał wtórnych. Próbki należy przemyć dwukrotnie, używając zwykłego TBS zamiast TBS Triton.Odssać lub pipetować pozostały roztwór piorący, a następnie nanieść 100 do 150 µL barwnika DAPI na skrawki tkanek. Inkubować w ciemności w temperaturze pokojowej przez 10 minut. Wyjąć próbki i przemyć trzykrotnie samym roztworem TBS zamiast dwukrotnie.Po przemyciu ostrożnie usuń pozostałą pożegawkę. Nanieś medium montażowe. Zakończ montaż preparatów na szkiełkach, przykrywając próbki szkiełkami nakrywkowymi.Aby uniknąć powstania pęcherzyków powietrza, należy opuścić jedną krawędź szkiełka nakrywkowe, a następnie bardzo powoli opuścić przeciwległą krawędź za pomocą pincety. Przed przechowywaniem w temperaturze 4 °C w ciemności należy pozwolić medium montażowemu wyschnąć. Preparaty są teraz gotowe do wizualizacji.Ustawienia mikroskopii fluorescencyjnej będą się różnić w zależności od użytych fluoroforów do barwienia oraz rodzaju mikroskopu. Włącz lampę fluorescencyjną, mikroskop i komputer, a następnie odczekaj 15 minut na rozgrzanie się lampy. Umieść preparaty z zabarwioną tkanką w mikroskopie fluorescencyjnym.Użyj jasnego pola, aby zlokalizować tkankę przy 10-krotnym powiększeniu. Po zlokalizowaniu odpowiedniego obszaru tkanki, nanieś kroplę wody na szkiełko nakrywkowe próbki. Przełącz na obiektyw imersyjny 20x.W celu uzyskania najlepszego sygnału należy dobrać długości fal wzbudzenia i emisji laserowej odpowiednie dla każdego fluoroforu w osobnych kanałach. Szczegółowe informacje dotyczące zastosowanych ustawień i długości fal znajdują się w towarzyszącym manuskrypcie. Dostosuj moc lasera oraz ustawienia wzmocnienia (gain), aby zoptymalizować intensywność sygnału dla każdego kanału.Po znalezieniu odpowiednich ustawień i pola widzenia należy zapisać obraz kompozytowy zawierający dane fluorescencyjne z każdego kanału. W celu wizualizacji intensywności fluorescencji w każdym kanale zainstaluj makro RGB Profile Tools dla programu ImageJ. Otwórz plik obrazu konfokalnego lsm w programie ImageJ i przekonwertuj obrazy kompozytowe z trzech stosów na RGB, wybierając Image, Color, Channel Tool.Wybierz opcję Composite i zaznacz wszystkie trzy kanały. Następnie przejdź do Image, Type i RGB Color. Wybierz ikonę RGB Profile Tools i narysuj linię przez sekcję obrazu, która ma zostać sprofilowana.W tym filmie opisano kroki niezbędne do przeprowadzenia wstępnej obróbki próbek tkanek poprzez fotowybielanie w celu zredukowania fluorescencji tła. Procedurę tę można dodać do każdego standardowego protokołu fluorescencji aminowej przed etapem odzyskiwania antygenów i barwienia aminowego. Aparatura wykorzystywana do fotowybielania jest niedroga i łatwo dostępna, ponieważ składa się z ogólnodostępnych komponentów.Białe diody LED emitują światło w szerokim spektrum długości fal, co czyni je wysoce odpowiednimi do fotoblakowania w szerokim zakresie. Przy użyciu powszechnie dostępnej lampki biurkowej LED, niebarwione próbki tkanki mózgowej człowieka z FTLD-T zostały poddane fotoblakowaniu i obrazowaniu z wykorzystaniem długości fal, które byłyby odpowiednie w przypadku barwienia tych próbek Texas Red oraz Alexa 488. Próbki niepoddane działaniu lampy wykazywały silną autofluorescencję.W przeciwieństwie do tego, fotowybielanie spowodowało znaczną redukcję intensywności plamek autofluorescencji przypominających lipofuscynę, a także ogólnej fluorescencji tła. W celu dalszej walidacji tej techniki, próbki tkanki mózgowej w FTLD-T barwiono na obecność hiperfosforylowanego białka tau, które w tej chorobie ulega błędnemu sfałdowaniu i gromadzi się w postaci wyraźnych ciał inkluzyjnych. Zastosowano dwa różne przeciwciała wtórne, aby lepiej odróżnić znakowanie tau od fluorescencji nieswoistej.Na tych obrazach złożonych kolokalizacja Alexa 488 i Texas Red jest widoczna w kolorze żółtym, co reprezentuje prawidłowo wybarwione białko tau. Pojawienie się obszarów czerwonych lub zielonych wskazuje na niespecyficzną fluorescencję lub gaszenie jednego z chromoforów. W niepoddanej działaniu próbce kontrolnej widoczne jest znaczne tło i sygnał niespecyficzny, szczególnie w kanale Texas Red.Zarówno wstępna obróbka poprzez fotowybielanie, jak i zastosowanie chemicznego wygaszacza prowadzą do znacznej redukcji sygnału tła. Po rozdzieleniu kanałów fluorescencji i analizie obrazów przy większym powiększeniu możliwe jest sformułowanie bardziej szczegółowych obserwacji. Kontrola niepoddana obróbce wykazuje fluorescencję tła we wszystkich kanałach, a także cechy nieswoiste, głównie w kanale Texas Red, których intensywność jest zbliżona do swoistego znakowania białka tau.Gdyby ciała inkluzyjne białka tau nie posiadały wyraźnej, przewidywalnej morfologii, wyniki barwienia Texas Red mogłyby zostać błędnie zinterpretowane ze względu na obecność tych autofluorescencyjnych cech. Obróbka wstępna poprzez fotoblaknięcie całkowicie eliminuje te nieswoiste sygnały Texas Red, zachowując jednocześnie większość swoistych sygnałów Texas Red i Alexa 488 dla białka tau. Fotoblaknięcie wydaje się jednak mieć niewielki wpływ na fluorescencję tła barwienia DAPI.Chemiczny wygaszacz zredukował fluorescencję tła w kanale Alexa 488 równie skutecznie jak fotowybielanie. Zmniejszył on jednak również intensywność fluorescencji zarówno DAPI, jak i Texas Red, co sugeruje obecność pewnego przeciwskutecznego wygaszania. Ilościowe określenie tych efektów można zobaczyć w profilach sygnału.Jak widać, metoda ta pozwala uzyskać czyste obrazy pozbawione zakłócających elementów. Ten zabieg wstępnego fotoblaknięcia można włączyć do dowolnego standardowego protokołu fluorescencji aminokwasów w celu usunięcia autofluorescencji i uzyskania wysokiej jakości, jednoznacznych wyników.

simple-elimination-background-fluorescence-formalin-fixed-human-brain

Research

JoVE Journal

Biochemistry

Biochemia

W niniejszej pracy opisujemy szybką i prostą metodę obrazowania fluorescencyjnie znakowanych komórek w półgrubych skrawkach mózgu. Poprzez utrwalenie, pocięcie i optyczne klarowanie tkanki mózgowej opisujemy, w jaki sposób standardowe obrazowanie epifluorescencyjne lub konfokalne może być wykorzystane do wizualizacji poszczególnych komórek i sieci neuronalnych w obrębie nienaruszonej tkanki nerwowej.

Szybka metoda obrazowania fluorescencyjnego o wysokiej rozdzielczości w półgrubych przekrojach mózgu

Mikroskopia wielofotonowa całych organów myszy jest możliwa dzięki optycznemu klarowaniu organu przed obrazowaniem, jednak nie wszystkie protokoły zachowują sygnał fluorescencyjny białek fluorescencyjnych. Stosując metodę klarowania optycznego z dehydratacją opartą na etanolu oraz klarowaniem za pomocą mieszaniny alkoholu benzylowego i benzojanu benzylowego, prezentujemy wysokorozdzielcze obrazy wielofotonowe całego mózgu myszy wykazującego ekspresję YFP.

Mikroskopia wielofotonowa oczyszczonego mózgu mysiego z ekspresją YFP

Umyj w celu usunięcia parafiny, a następnie nawodnij tkankę za pomocą zmniejszających się stężeń alkoholu.

Immunohistologiczne wykrywanie patogenów w tkance mózgowej

Ten protokół wprowadzający opisuje odczynniki, sprzęt i techniki wymagane do przeprowadzenia immunohistochemicznego barwienia mózgów gryzoni, używając jako przykładu markerów dla mikrogleju i elementów neuronalnych.

Podstawa immunohistochemii na kriowyciętej tkance mózgowej szczura: przykładowe barwienie mikrogleju i neuronów

Opisujemy metodę szybkiego barwienia do wykonywania obrazowania wielospektralnego na zamrożonych tkankach.

Szybka metoda wielospektralnego obrazowania fluorescencyjnego zamrożonych skrawków tkanek

Technika swobodnego pływania pozwala badaczom na wykonywanie barwień histologicznych, w tym immunohistochemii na stałych odcinkach tkanki, w celu wizualizacji struktur biologicznych, typu komórki oraz ekspresji i lokalizacji białek. Jest to wydajna i niezawodna technika histochemiczna, która może być przydatna do badania wielu tkanek, takich jak mózg, serce i wątroba.

Barwienia histologiczne z wykorzystaniem swobodnie unoszących się skrawków tkanek

Ten protokół opisuje metodę łączenia fluorescencyjnej hybrydyzacji in situ (FISH) i immunohistochemii fluorescencji (IHC) zarówno w świeżo mrożonych, jak i stałych sekcjach mózgu myszy, w celu uzyskania wieloznakowego sygnału FISH i fluorescencji IHC. IHC celował w białka cytoplazmatyczne i przyłączone do błony.

Połączenie hybrydyzacji fluorescencji in situ multipleksowej z immunohistochemią fluorescencyjną na świeżo zamrożonych lub utrwalonych wycinkach mózgu myszy

Ten protokół opisuje skuteczne i powtarzalne podejście do badań histologicznych mózgu myszy, w tym perfuzję, sekcję mózgu, swobodne barwienie immunologiczne, montowanie tkanek i obrazowanie.

Swobodne barwienie immunologiczne mózgów myszy

Możliwość trwałego oznaczania komórek macierzystych i ich potomstwa za pomocą fluoroforu za pomocą indukowalnej linii myszy śledzącej transgeniczną linię genealogiczną pozwala na przestrzenną i czasową analizę aktywacji, proliferacji, migracji i/lub różnicowania in vivo. Śledzenie linii może ujawnić nowe informacje na temat zaangażowania w linię, odpowiedzi na interwencję (interwencje) i multipotencji.

Śledzenie linii indukowalnych fluorescencyjnie znakowanych komórek macierzystych w mózgu dorosłej myszy

Obecny protokół zapewnia krok po kroku procedurę szybkiego i jednoczesnego oczyszczania optycznego, wieloetapowego znakowania i wolumetrycznej rekonstrukcji 3D dziesiątek pośmiertnych odcinków ludzkiego mózgu poprzez połączenie (SWITCH - H2O2 - Pozyskiwanie antygenu R- 2,2'-tiodieetanol [TDE]) KRÓTKA technika transformacji tkankowej z obrazowaniem mikroskopii fluorescencyjnej za pomocą arkusza świetlnego w rutynowym protokole wysokoprzepustowym.

Optyczne oczyszczanie i znakowanie w mikroskopii fluorescencyjnej arkuszy świetlnych w wielkoskalowym obrazowaniu ludzkiego mózgu

Poznaj metodę eliminacji autofluorescencji w ludzkiej tkance mózgowej utrwalonej formaliną przy użyciu fotobleachingu LED. Ta technika mikroskopii immunofluorescencyjnej poprawia jakość obrazowania bez dodawania związków obcych.

Prosta eliminacja fluorescencji tła w ludzkiej tkance mózgowej utrwalonej formaliną do mikroskopii immunofluorescencyjnej

Przeglądaj więcej filmów