Name: Nowatorskie zastosowanie trójwymiarowej ultrasonografii o wysokiej częstotliwości do charakteryzowania wczesnej ciąży u myszy (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2017-10-24T13:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 4 s
Description: Poznaj technikę trójwymiarowej ultrasonografii o wysokiej częstotliwości do nieinwazyjnego monitorowania wczesnej ciąży u myszy. Ta metoda umożliwia długoterminowe badania rozwoju zarodkowego bez przerywania ciąży.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Bardzo doceniamy pomoc Rong Zhao, Jie Li i Yan Ying.

Te badania zostały przeprowadzone zgodnie z Przewodnikiem dla Opieki i Użytkowania Zwierząt Laboratoryjnych opublikowanym przez National Institutes of Health oraz protokołami dla zwierząt zatwierdzonymi przez Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) Baylor College of Medicine pod numerem protokołu AN-4203.
1. Przygotowanie ciężarnej myszy do badania ultrasonograficznego
<ol>
	<li>Krycie czasowe
	<ol>
		<li>Umieść tamę ze sprawdzonym płodnym samcem myszy na noc, zaczynając po 1700 roku. Oddziel matkę i samca o godzinie 0700 (h), niezależnie od tego, czy obecny jest czop dopochwowy, aby zapewnić dokładne datowanie ciąży. 
		UWAGA: Za dzień po kryciu uważa się 0,5 dnia po stosunku (d.p.c.).</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Przygotowanie do badania ultrasonograficznego
	<ol>
		<li>Umieść ciężarną mysz w szczelnie zamkniętym pojemniku do indukcji znieczulenia.</li>
		<li>Uspokoić izofluranem (2%), wziewnym środkiem znieczulającym i tlenem (1 l/min), aż zwierzę straci odruch prostowania (około 1-2 minuty w zależności od wielkości myszy) i nie obserwuje się spontanicznych ruchów (poza oddychaniem).</li>
		<li>Umieść uspokojoną mysz w pozycji leżącej na plecach w stożku nosowym z izofluranem (2%) wziewnym środkiem znieczulającym i tlenem (1 l/min). Nałóż maść okulistyczną na oczy zwierzęcia.</li>
		<li>Za pomocą bawełnianego wacika nałóż krem do depilacji na cały brzuch, mostek do pochwy i bocznie na boki.</li>
		<li>Pozostaw krem na maksymalnie 3 minuty, a następnie usuń krem i włosy chusteczką. Upewnij się, że wszystkie włosy zostały usunięte, ponieważ wszelkie pozostałe włosy obniżą jakość obrazu.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
2. Przygotowanie sceny ultrasonograficznej
<ol>
	<li>Włącz przetwornik.</li>
	<li>Podłącz stopień silnika 3-D stopień silnika do przetwornika.
	<ol>
		<li>Podłącz do silnika 3D, podłączając silnika 3D do złącza silnika 3D na tylnym panelu. Przymocuj system silnika 3D do systemu montażowego za pomocą szybkozłączki na górze, aby połączyć się ze stacją obrazowania, oraz szybkozłączki na dole, aby przymocować przetwornik clamp.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Przymocuj sondę do przetwornika clamp.</li>
</ol>
3. Rozpocznij obrazowanie ciężarnej myszy
<ol>
	<li>Umieść mysz na wznak na platformie monitorującej. Mysz w sposób ciągły otrzymuje znieczulenie izofluranem (między 1,5-2,5%) i tlen (1 l/min) przez stożek nosowy. Delikatnie przyklej wszystkie łapy do podkładek monitorujących tętno na platformie.
	<ol>
		<li>Nałóż 1-2 ml żelu do transmisji ultradźwięków na brzuch.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Korzystając z manualnego stopnia motorycznego, umieść sondę ultradźwiękową na dolnej części brzucha.
	<ol>
		<li>Zlokalizuj pęcherz, który powinien wyglądać jak wypełnione płynem ciemne koło tuż po głowach do otworu pochwy.</li>
		<li>Po zlokalizowaniu pęcherza moczowego bardzo powoli przesuwaj sondę w głowowie, aby uwidocznić macicę w ciąży, która powinna wyglądać jak cylindryczny kształt z okrągłymi obszarami w miejscach ciąży. Można to opisać jako wyglądające jak perły na łańcuszku.</li>
		<li>Po zidentyfikowaniu macicy w ciąży rozpocznij obrazowanie 2D.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
4. Obrazowanie ultrasonograficzne 2D (Rysunek 1)
<ol>
	<li>Po zidentyfikowaniu macicy w ciąży zacznij od miejsca ciąży znajdującego się najbliżej pęcherza moczowego i powoli i sekwencyjnie przesuwaj głow, aby określić liczbę i lokalizację miejsc ciąży.</li>
	<li>Jeśli nerka, śledziona lub wątroba są uwidocznione, przestaw sondę bliżej ogona (bliżej pęcherza), ponieważ użytkownik posunął się za daleko w głowo.</li>
	<li>Wyobraź sobie przeciwległy róg macicy w ten sam sposób.</li>
	<li>Zamrożenie obrazu, gdy ramka ultrasonograficzna znajduje się w środku miejsca implantacji/ciąży, aby zapisać go do późniejszej analizy i pomiarów. 
	UWAGA: Zatrzymanie obrazu i zapisanie go do późniejszej analizy zajmuje mniej niż jedną sekundę.</li>
	<li>Zmierz odległość implantacji za pomocą hiperechogenicznej reakcji decydualizacji jako markera, klikając najpierw ręcznie narzędzie "zmierz", a następnie klikając lokalizację jednego miejsca implantacji. Następnie przeciągnij kursor do następnego miejsca implantacji i kliknij, aby narysować linię, której odległość komputer automatycznie poinformuje o swojej odległości. Oprogramowanie następnie podaje, jaki jest pomiar ręczny. Ten krok nie jest skomputeryzowany, ale polega na tym, że użytkownik zaznacza odległość między miejscami dziesiętnymi, rysując linię między miejscami dziesiętnymi, dla której program zapewni pomiar.</li>
	<li>Zmierz rozmiar implantacji, rozmiar worka ciążowego i rozmiar słupa płodu.</li>
</ol>
5. Tętno płodu
UWAGA: Przy 9,5 d.p.c. bicie serca płodu powinno być wyraźnie widoczne.
<ol>
	<li>Trzymając sondę bardzo nieruchomo, włącz Dopplera fali tętna i ustaw ją nad widzialnym biciem serca.</li>
	<li>Rejestruj pulsacje bicia serca serca. 
	UWAGA: Oprócz serca, procedura ta może również rejestrować pulsacje w pępowinie.</li>
</ol>
6. Akwizycja ultrasonograficzna 3D
<ol>
	<li>Po uwidocznieniu macicy w ciąży na obrazowaniu 2D, umieść sondę w obszarze, który znajduje się w przybliżeniu w środku pożądanego obrazu 3D. Na przykład, jeśli ktoś obrazuje jabłko w 3D, sonda powinna być początkowo umieszczona w miejscu, w którym przewiduje się lokalizację rdzenia jabłka (tj. w środku obiektu).</li>
	<li>Gdy sonda znajduje się w pozycji pośrodku żądanego obrazu, uzyskaj akwizycję 3D. Etap motoryczny 3D pokona tę odległość przez macicę w serii kroków lub klatek, z zamiarem uchwycenia w całości tego, czego pragnie badacz.</li>
	<li>Upewnij się, że zamierzone struktury są całkowicie uchwycone w skanowaniu 3D przed zakończeniem części ultrasonograficznej w czasie rzeczywistym. Zapisz te informacje 3-W do późniejszego przetworzenia. Całkowity czas akwizycji ultrasonograficznej 2D i 3D wynosi około 10-20 minut, gdy jest wykonywany przez doświadczonego użytkownika.</li>
</ol>
7. Przetwarzanie końcowe 3-D Rekonstrukcji (Rysunek 2)
<ol>
	<li>Załaduj żądane dane do przetwarzania obrazu 3D.</li>
	<li>Wybierz "metody równoległe i obrotowe", które załadują wszystkie klatki obrazu 3D do jednego "pola" 3D, w którym użytkownik będzie następnie śledził żądany obiekt, klatka po klatce. Wybierz rozmiar kroku 0,08 ml. Zacznij od jednego końca bloku obrazu i przewiń, aby zapoznać się z obrazami, które zostały przechwycone w przestrzeni.
	<ol>
		<li>Zacznij od jednego końca obrazu i ręcznie obrysuj kontur obiektu.</li>
		<li>Przewiń do następnego wycinka obrazu 2D lub "ramki" i ręcznie obrysuj kontur obiektu.</li>
		<li>Kontynuuj ten proces, dopóki wszystkie klatki nie zostaną ręcznie oznaczone/obśledzone przez użytkownika.</li>
		<li>Kliknij "zakończ", aby uzyskać obraz 3D i obliczenia całkowitej objętości.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Wybierz między siatką a solidną nakładką, która jest strzałką w lewym górnym rogu.</li>
	<li>Wybierz, czy chcesz zachować lub usunąć otaczające informacje o obrazie ultrasonograficznym, aby uzyskać przejrzystość. Każda rekonstrukcja 3D może trwać od 10 do 20 minut.</li>
</ol>
8. Opieka pozabiegowa
<ol>
	<li>Po zakończeniu badania ultrasonograficznego wyłącz gaz znieczulający, zdejmij mysz z platformy i delikatnie wytrzyj i zmyj żel ultradźwiękowy ze zwierzęcia.</li>
	<li>Umieść mysz z powrotem w klatce w pozycji leżącej w wyściełanym obszarze. Monitoruj, aż zwierzę się obudzi i zacznie się spontanicznie poruszać.</li>
</ol>

<ol><li>Rai, R., Regan, L. <a target="_blank" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/16905025">Recurrent miscarriage.</a> Lancet. 368 (9535), 601-611 (2006).</li>
<li>Sugiura-Ogasawara, M., Ozaki, Y., Suzumori, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Management+of+recurrent+miscarriage%5BTitle%5D)+AND+%22J+Obstet+Gynaecol+Res%22%5BJournal%5D)">Management of recurrent miscarriage.</a> J Obstet Gynaecol Res. 40 (5), 1174-1179 (2014).</li>
<li>Kutteh, W. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Novel+strategies+for+the+management+of+recurrent+pregnancy+loss%5BTitle%5D)+AND+%22Semin+Reprod+Med%22%5BJournal%5D)">Novel strategies for the management of recurrent pregnancy loss.</a> Semin Reprod Med. 33 (3), 161-168 (2015).</li>
<li>Page, J. M., Silver, R. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Genetic+Causes+of+Recurrent+Pregnancy+Loss%5BTitle%5D)+AND+%22Clin+Obstet+Gynecol%22%5BJournal%5D)">Genetic Causes of Recurrent Pregnancy Loss.</a> Clin Obstet Gynecol. 59 (3), 498-508 (2016).</li>
<li>Zhang, J., Croy, B. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Using+ultrasonography+to+define+fetal-maternal+relationships%3A+moving+from+humans+to+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Comp+Med%22%5BJournal%5D)">Using ultrasonography to define fetal-maternal relationships: moving from humans to mice.</a> Comp Med. 59 (6), 527-533 (2009).</li>
<li>Li, S. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Differential+regulation+of+receptivity+in+two+uterine+horns+of+a+recipient+mouse+following+asynchronous+embryo+transfer%5BTitle%5D)+AND+%22Sci+Rep%22%5BJournal%5D)">Differential regulation of receptivity in two uterine horns of a recipient mouse following asynchronous embryo transfer.</a> Sci Rep. 5, 15897(2015).</li>
<li>Ding, Y. B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((5-aza-2%27-deoxycytidine+leads+to+reduced+embryo+implantation+and+reduced+expression+of+DNA+methyltransferases+and+essential+endometrial+genes%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">5-aza-2'-deoxycytidine leads to reduced embryo implantation and reduced expression of DNA methyltransferases and essential endometrial genes.</a> PLoS One. 7 (9), e45364(2012).</li>
<li>Kusakabe, K., Naka, M., Ito, Y., Eid, N., Otsuki, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Regulation+of+natural-killer+cell+cytotoxicity+and+enhancement+of+complement+factors+in+the+spontaneously+aborted+mouse+placenta%5BTitle%5D)+AND+%22Fertil+Steril%22%5BJournal%5D)">Regulation of natural-killer cell cytotoxicity and enhancement of complement factors in the spontaneously aborted mouse placenta.</a> Fertil Steril. 90 (4 Suppl), 1451-1459 (2008).</li>
<li>Demianczuk, N. N., et al. <a target="_blank" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/14532956">The use of first trimester ultrasound.</a> J Obstet Gynaecol Can. 25 (10), 864-875 (2003).</li>
<li>Thompson, H. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evaluation+of+the+obstetric+and+gynecologic+patient+by+the+use+of+diagnostic+ultrasound%5BTitle%5D)+AND+%22Clin+Obstet+Gynecol%22%5BJournal%5D)">Evaluation of the obstetric and gynecologic patient by the use of diagnostic ultrasound.</a> Clin Obstet Gynecol. 17 (4), 1-25 (1974).</li>
<li>Unterscheider, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Definition+and+management+of+fetal+growth+restriction%3A+a+survey+of+contemporary+attitudes%5BTitle%5D)+AND+%22Eur+J+Obstet+Gynecol+Reprod+Biol%22%5BJournal%5D)">Definition and management of fetal growth restriction: a survey of contemporary attitudes.</a> Eur J Obstet Gynecol Reprod Biol. 174, 41-45 (2014).</li>
<li>Greco, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((High+frequency+ultrasound+for+in+vivo+pregnancy+diagnosis+and+staging+of+placental+and+fetal+development+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">High frequency ultrasound for in vivo pregnancy diagnosis and staging of placental and fetal development in mice.</a> PLoS One. 8 (10), e77205(2013).</li>
<li>Flores, L. E., Hildebrandt, T. B., Kuhl, A. A., Drews, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Early+detection+and+staging+of+spontaneous+embryo+resorption+by+ultrasound+biomicroscopy+in+murine+pregnancy%5BTitle%5D)+AND+%22Reprod+Biol+Endocrinol%22%5BJournal%5D)">Early detection and staging of spontaneous embryo resorption by ultrasound biomicroscopy in murine pregnancy.</a> Reprod Biol Endocrinol. 12, 38(2014).</li>
<li>Nguyen, T. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Estimation+of+mouse+fetal+weight+by+ultrasonography%3A+application+from+clinic+to+laboratory%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+Anim%22%5BJournal%5D)">Estimation of mouse fetal weight by ultrasonography: application from clinic to laboratory.</a> Lab Anim. 46 (3), 225-230 (2012).</li>
<li>Singh, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Quantitative+volumetric+imaging+of+normal%2C+neoplastic+and+hyperplastic+mouse+prostate+using+ultrasound%5BTitle%5D)+AND+%22BMC+Urol%22%5BJournal%5D)">Quantitative volumetric imaging of normal, neoplastic and hyperplastic mouse prostate using ultrasound.</a> BMC Urol. 15, 97(2015).</li>
<li>Liu, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ultrasound-mediated+destruction+of+paclitaxel+and+oxygen+loaded+lipid+microbubbles+for+combination+therapy+in+ovarian+cancer+xenografts%5BTitle%5D)+AND+%22Cancer+Lett%22%5BJournal%5D)">Ultrasound-mediated destruction of paclitaxel and oxygen loaded lipid microbubbles for combination therapy in ovarian cancer xenografts.</a> Cancer Lett. 361 (1), 147-154 (2015).</li>
<li>Ni, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Monitoring+Prostate+Tumor+Growth+in+an+Orthotopic+Mouse+Model+Using+Three-Dimensional+Ultrasound+Imaging+Technique%5BTitle%5D)+AND+%22Transl+Oncol%22%5BJournal%5D)">Monitoring Prostate Tumor Growth in an Orthotopic Mouse Model Using Three-Dimensional Ultrasound Imaging Technique.</a> Transl Oncol. 9 (1), 41-45 (2016).</li>
<li>Peavey, M. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Three-Dimensional+High-Frequency+Ultrasonography+for+Early+Detection+and+Characterization+of+Embryo+Implantation+Site+Development+in+the+Mouse%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">Three-Dimensional High-Frequency Ultrasonography for Early Detection and Characterization of Embryo Implantation Site Development in the Mouse.</a> PLoS One. 12 (1), e0169312(2017).</li>
<li>Song, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cytosolic+phospholipase+A2alpha+is+crucial+%5Bcorrection+of+A2alpha+deficiency+is+crucial%5D+for+%27on-time%27+embryo+implantation+that+directs+subsequent+development%5BTitle%5D)+AND+%22Development%22%5BJournal%5D)">Cytosolic phospholipase A2alpha is crucial [correction of A2alpha deficiency is crucial] for 'on-time' embryo implantation that directs subsequent development.</a> Development. 129 (12), 2879-2889 (2002).</li>
<li>Nallasamy, S., Li, Q., Bagchi, M. K., Bagchi, I. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Msx+homeobox+genes+critically+regulate+embryo+implantation+by+controlling+paracrine+signaling+between+uterine+stroma+and+epithelium%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+Genet%22%5BJournal%5D)">Msx homeobox genes critically regulate embryo implantation by controlling paracrine signaling between uterine stroma and epithelium.</a> PLoS Genet. 8 (2), e1002500(2012).</li>
<li>Hirate, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mouse+Sox17+haploinsufficiency+leads+to+female+subfertility+due+to+impaired+implantation%5BTitle%5D)+AND+%22Sci+Rep%22%5BJournal%5D)">Mouse Sox17 haploinsufficiency leads to female subfertility due to impaired implantation.</a> Sci Rep. 6, 24171(2016).</li>
<li>Wang, T. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dysregulated+LIF-STAT3+pathway+is+responsible+for+impaired+embryo+implantation+in+a+Streptozotocin-induced+diabetic+mouse+model%5BTitle%5D)+AND+%22Biol+Open%22%5BJournal%5D)">Dysregulated LIF-STAT3 pathway is responsible for impaired embryo implantation in a Streptozotocin-induced diabetic mouse model.</a> Biol Open. 4 (7), 893-902 (2015).</li>
<li>Ji, R. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Onset+of+cardiac+function+during+early+mouse+embryogenesis+coincides+with+entry+of+primitive+erythroblasts+into+the+embryo+proper%5BTitle%5D)+AND+%22Circ+Res%22%5BJournal%5D)">Onset of cardiac function during early mouse embryogenesis coincides with entry of primitive erythroblasts into the embryo proper.</a> Circ Res. 92 (2), 133-135 (2003).</li>
<li>Srinivasan, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Noninvasive%2C+in+utero+imaging+of+mouse+embryonic+heart+development+with+40-MHz+echocardiography%5BTitle%5D)+AND+%22Circulation%22%5BJournal%5D)">Noninvasive, in utero imaging of mouse embryonic heart development with 40-MHz echocardiography.</a> Circulation. 98 (9), 912-918 (1998).</li>
<li>Franco, N. H., Olsson, I. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Scientists+and+the+3Rs%3A+attitudes+to+animal+use+in+biomedical+research+and+the+effect+of+mandatory+training+in+laboratory+animal+science%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+Anim%22%5BJournal%5D)">Scientists and the 3Rs: attitudes to animal use in biomedical research and the effect of mandatory training in laboratory animal science.</a> Lab Anim. 48 (1), 50-60 (2014).</li>
<li>Pratap, K., Singh, V. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+training+course+on+laboratory+animal+science%3A+an+initiative+to+implement+the+Three+Rs+of+animal+research+in+India%5BTitle%5D)+AND+%22Altern+Lab+Anim%22%5BJournal%5D)">A training course on laboratory animal science: an initiative to implement the Three Rs of animal research in India.</a> Altern Lab Anim. 44 (1), 21-41 (2016).</li>
<li>Landi, M. S., Shriver, A. J., Mueller, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Consideration+and+checkboxes%3A+incorporating+ethics+and+science+into+the+3Rs%5BTitle%5D)+AND+%22J+Am+Assoc+Lab+Anim+Sci%22%5BJournal%5D)">Consideration and checkboxes: incorporating ethics and science into the 3Rs.</a> J Am Assoc Lab Anim Sci. 54 (2), 224-230 (2015).</li>
</ol>

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

To nowatorskie zastosowanie obrazowania 3D HFUS demonstruje zdolność do skutecznego wykrywania, wizualizacji i charakteryzowania miejsc implantacji zarodków we wczesnej ciąży mysiej w sposób nieinwazyjny. Technologia ta oferuje znaczną poprawę w porównaniu z obecnymi metodami, które opierają się na przerywaniu ciąży w celu uzyskania dużej tkanki i charakterystyki histopatologicznej. Należy jednak zauważyć, że metody histologiczne byłyby nadal uważane za bardziej optymalne, gdy pożądana jest charakterystyka na bardziej ro...

Nawracające wczesne utrata ciąży jest jednym z najczęstszych powikłań po poczęciu i dotyka około 1% par starających się o dziecko1,2. Mechanizmy leżące u podstaw wczesnej utraty ciąży są zróżnicowane: od wewnętrznych nieprawidłowości zarodkowych i chorób współistniejących u matki po wady receptywności endometrium1,3,4. Ze względu na ich podatność genetyczną, modele mysie są szeroko wykorzystywane do badań nad wczesną implantacją zarodka i ciążą. Co więcej, krótki czas ciąży myszy i możliwość przeprowadzania badań na dużą skalę zapewniły rosnącą użyteczność myszy w rozwiązywaniu kluczowych pytań klinicznych w medycynie reprodukcyjnej człowieka5. To powiedziawszy, zdecydowana większość mysich projektów eksperymentalnych nadal wymaga eutanazji wielu matek w kolejnych dniach ciąży w celu ilościowego określenia i analizy lokalizacji, liczby, rozmiaru i wzorców odstępów między miejscami implantacji podczas ciąży6,7,8, co wyklucza badania podłużne na tym samym zwierzęciu.
W klinice ultrasonografia jest niezawodnym i nieocenionym narzędziem do monitorowania żywotności i rozwoju ludzkiego płodu w sposób nieinwazyjny9,10,11. Ostatnio ultrasonografia o wysokiej częstotliwości (HFUS) zaczęła znajdować ograniczone zastosowanie u myszy jako metoda monitorowania żywotności i wzrostu płodu podczas ciąży12,13,14. Najnowsze osiągnięcia technologiczne w obrazowaniu ultrasonograficznym pozwoliły na zastosowanie danych trójwymiarowych (3D) do wizualnej rekonstrukcji narządów zwierzęcych i późniejszego monitorowania patologii15,16,17. Zastosowanie tej zaawansowanej technologii obrazowania znacznie poprawiło zdolność wykrywania mniejszych fluktuacji objętości, zmniejszania zmienności między zwierzętami oraz monitorowania postępu patologii lub skuteczności interwencji terapeutycznej17. Podczas gdy głównym zastosowaniem tej technologii było monitorowanie progresji nowotworu złośliwego w modelach onkomysów15,16, obrazowanie 3D HFUS dopiero od niedawna jest wykorzystywane do ilościowego i monitorowania aktywnego wzrostu implantacji zarodka i rozwoju płodu w macicy myszy18.
Tutaj pokazujemy, jak wykonać obrazowanie HFUS w celu uzyskania danych 2D i 3D w celu wygenerowania rekonstrukcji macicy myszy we wczesnej ciąży. Pokazujemy przydatność tej nowatorskiej metody do wykrywania tych wczesnych przypadków implantacji zarodka bez konieczności przerywania ciąży, umożliwiając naukowcom gromadzenie danych w sposób nieinwazyjny.

<table><tbody><tr><td>VisualSonics Vevo 2100 Platforma/maszyna do obrazowania ultrasonograficznego</td><td>VisualSonics, inc.</td><td>VS-11945</td><td></td></tr><tr><td>Stacja obrazowania Vevo</td><td>VisualSonics, inc.</td><td>SA-11982</td><td></td></tr><tr><td>Aquasonic 100 Żel do transmisji ultradźwięków</td><td>Parker</td><td>#SKU PLI 01-08</td><td></td></tr><tr><td>Butelka 100 ml izofluranu (IsoThesia)</td><td>Henry Shein</td><td>#29404</td><td></td></tr><tr><td>PuraLubenMaść okulistyczna dla zwierząt</td><td>Dechra</td><td>#12920060</td><td></td></tr></tbody></table>

nowatorskie zastosowanie trójwymiarowej ultrasonografii o wysokiej częstotliwości do charakteryzowania wczesnej ciąży u myszy

A Novel Use of Three-dimensional High-frequency Ultrasonography for Early Pregnancy Characterization in the Mouse

Ultrasonografia wysokiej częstotliwości (HFUS) jest powszechną metodą nieinwazyjnego monitorowania rozwoju ludzkiego płodu w czasie rzeczywistym w macicy. Mysz jest rutynowo wykorzystywana jako model in vivo do badania implantacji zarodka i progresji ciąży. Niestety, takie badania na myszach wymagają przerwania ciąży, aby umożliwić dalszą analizę fenotypową. Aby rozwiązać ten problem, zastosowaliśmy trójwymiarową (3-D) rekonstrukcję danych obrazowych HFUS w celu wczesnego wykrywania i charakteryzowania miejsc implantacji mysich zarodków oraz ich indywidualnej progresji rozwojowej w macicy. Łącząc obrazowanie HFUS z rekonstrukcją i modelowaniem 3D, byliśmy w stanie dokładnie określić ilościowo liczbę miejsc implantacji zarodków, a także monitorować postęp rozwoju u ciężarnych myszy C57BL6J/129S od 5,5 dnia po stosunku (d.p.c.) do 9,5 d.p.c. za pomocą przetwornika. Pomiary obejmowały: liczbę, lokalizację i objętość miejsc implantacji oraz odstępy między miejscami implantacji; Żywotność zarodków oceniano za pomocą monitorowania czynności serca. W bezpośrednim okresie po implantacji (od 5,5 do 8,5 d.p.c.) trójwymiarowa rekonstrukcja ciężarnej macicy zarówno w formacie siatki, jak i nakładki litej umożliwiła wizualne przedstawienie rozwijających się ciąż w obrębie każdego rogu macicy. Ponieważ genetycznie modyfikowane myszy są nadal wykorzystywane do charakteryzowania żeńskich fenotypów reprodukcyjnych pochodzących z dysfunkcji macicy, metoda ta oferuje nowe podejście do wykrywania, ilościowego określania i charakteryzowania wczesnych zdarzeń implantacji in vivo. To nowatorskie zastosowanie obrazowania 3D HFUS demonstruje zdolność do skutecznego wykrywania, wizualizacji i charakteryzowania miejsc implantacji zarodków we wczesnej ciąży mysiej w sposób nieinwazyjny. Technologia ta oferuje znaczną poprawę w porównaniu z obecnymi metodami, które opierają się na przerywaniu ciąży w celu uzyskania dużej tkanki i charakterystyki histopatologicznej. Tutaj używamy formatu wideo i tekstowego, aby opisać, jak skutecznie wykonać ultradźwięki wczesnej ciąży mysiej w celu wygenerowania wiarygodnych i powtarzalnych danych z rekonstrukcją formy macicy na siatkowych i solidnych obrazach 3D.

Jak pokazano na Rysunku 1, ultradźwięki o wysokiej częstotliwości mogą wykrywać rozwój miejsca implantacji już od 5,5 d.p.c. Wykorzystanie jaśniejszego, hiperechogenicznego zdecidualizowanego endometrium jako markera miejsc implantacji w 6,5 d.p.c. pozwala na określenie liczby i rozmieszczenia tych miejsc. W miarę postępu ciąży do 7,5 d.p.c., łatwo można zidentyfikować również ciemniejszy, hipoechogeniczny worek ciążowy oraz biegun płodowy.
<p class="jove...

Myszy są powszechnie używane do badania biologii ciąży. W przypadku takich badań wymagane jest jednak przerwanie ciąży, co wyklucza badania podłużne i wymaga wykorzystania dużej liczby zwierząt. Dlatego opisujemy nieinwazyjną technikę ultrasonografii o wysokiej częstotliwości do wczesnego wykrywania i monitorowania zdarzeń poimplantacyjnych u ciężarnej myszy.

Nowatorskie zastosowanie trójwymiarowej ultrasonografii o wysokiej częstotliwości do charakteryzowania wczesnej ciąży u myszy

High-frequency ultrasonography (HFUS) is a common method to non-invasively monitor the real-time development of the human fetus in utero. The mouse is ...

Ogólnym celem tej procedury obrazowania ultrasonograficznego jest wykrywanie, monitorowanie i charakterystyka wczesnej ciąży u myszy. Metoda ta może pomóc w odpowiedzi na kluczowe pytania z zakresu biologii rozrodu myszy oraz w ustaleniu wzrostu, rozwoju i żywotności wczesnych ciąż u myszy. Główną zaletą tej techniki jest możliwość charakterystyki i fenotypowania tych ciąż in vivo, bez przerywania ciąży myszy, co pozwala na podłużne gromadzenie danych.Zazwyczaj osoby rozpoczynające pracę z tą metodą mogą mieć trudności z uzyskaniem wszystkich obrazów w jednej płaszczyźnie. Wynika to z konieczności wykonywania niewielkich, stopniowych ruchów głowicą ultradźwiękową. Należy rozpocząć od przygotowania urządzenia do ultrasonografii.Włącz przetwornik, a następnie przymocuj trójwymiarowy stół motorowy do przetwornika. Następnie przymocuj głowicę do zacisku przetwornika. Teraz umieść mysz w pozycji grzbietowej na platformie monitorującej.Podaj środek znieczulający za pomocą stożka nosowego, a następnie delikatnie przymocuj taśmą wszystkie łapy zwierzęcia do elektrod monitorujących częstotliwość akcji serca znajdujących się na platformie. Następnie nanieś około 1-2 ml żelu do badań ultrasonograficznych na brzuch. Po tym ustaw sondę ultradźwiękową na dolnej części brzucha, korzystając z manualnego stolika przesuwanego.Za pomocą ultradźwięków zlokalizuj pęcherz, który powinien wyglądać jak wypełnione treścią ciemne koło, znajdujące się bezpośrednio cephalad w stosunku do ujścia pochwy. Po zlokalizowaniu pęcherza przesuń głowicę bardzo powoli cephalad, aby zwizualizować ciężarną macicę, która powinna mieć kształt cylindryczny z okrągłymi obszarami w miejscach implantacji. Można to opisać jako obraz przypominający perły na sznurze.Następnie przejdź do obrazowania 2-D. Po zidentyfikowaniu macicy w ciąży, zacznij od miejsca implantacji najbliżej pęcherza moczowego i powoli, sekwencyjnie przesuwaj się w kierunku głowowym, aby określić położenie wszystkich miejsc implantacji. Zapisz obraz.Jeśli widoczne są nerka, śledziona lub wątroba, oznacza to, że obrazowanie odbywa się zbyt głęboko w kierunku głowowym. Przesunąć głowicę bliżej pęcherza i zapisać obraz. Następnie w ten sam sposób obrazować przeciwległy róg macicy.Zatrzymaj obraz, gdy klatka ultrasonograficzna znajduje się w centrum ciąży lub miejsca implantacji, a następnie zapisz obraz do analizy. Teraz lub w późniejszym czasie wykorzystaj zapisane obrazy do pomiaru pozycji implantacji, używając hiperechogenicznej reakcji decydualizacji jako markeru. Ręcznie wybierz narzędzie pomiarowe i kliknij w miejscu implantacji.Następnie przeciągnij kursor do kolejnego miejsca implantacji i kliknij ponownie, aby narysować linię. Oprogramowanie wyświetli wówczas długość tej linii. Po zmierzeniu wszystkich miejsc implantacji zastosuj tę samą technikę i przejdź do pomiaru wielkości pęcherzyka ciążowego oraz wielkości bieguna zarodkowego.Po obrazowaniu 2-D ustaw głowicę w obszarze znajdującym się w przybliżonym punkcie środkowym pożądanego obrazu 3-D. Na przykład, w przypadku obrazowania jabłka w 3-D, należy ustawić głowicę w jego rdzeniu. Po prawidłowym ustawieniu głowicy przeprowadź akwizycję 3-D.Trójwymiarowy stół motorowy przesunie się o ten dystans w obrębie macicy w serii kroków lub klatek. Podczas wykonywania skanu należy upewnić się, że zamierzone struktury zostały w pełni uchwycone. Po zebraniu skanu należy załadować go do obróbki obrazu.Wybierz równoległe i rotacyjne metody przetwarzania, które załadują wszystkie klatki obrazu 3-D do jednego pola 3-D. Następnie wybierz wielkość kroku 0,08 mm, a potem zacznij od jednego końca bloku obrazów i przewiń wszystkie klatki, aby zapoznać się z danymi. Następnie, zaczynając od jednego końca stosu, ręcznie obrysuj kontur interesującego obiektu.Następnie przejdź do kolejnej klatki i ponownie ręcznie obrysuj kontur obiektu. Kontynuuj ten proces, aż wszystkie klatki zostaną ręcznie adnotowane. Po zakończeniu kliknij przycisk finish, aby uzyskać obraz 3D oraz obliczenie objętości obiektu.W przypadku obrazu wybierz nakładkę w formie siatki lub pełnej warstwy. Następnie zdecyduj, czy zachować, czy usunąć otaczające informacje obrazowe w celu zwiększenia przejrzystości. Wysokoczęstotliwościowe ultrasonograficzne badanie może wykryć rozwój miejsca implantacji już w 5,5 dniu po zapłodnieniu.Wykorzystując jaśniejsze, hiperechogeniczne zdecidualizowane endometrium jako marker miejsc implantacji, określono liczbę miejsc implantacji oraz ich rozmieszczenie w 6,5 dniu po zapłodnieniu. W miarę postępu ciąży do 7,5 dnia po zapłodnieniu, ciemniejszy, hipoechogeniczny worek gestacyjny oraz biegun płodowy stają się łatwo identyfikowalne. Wykonano trójwymiarowe rekonstrukcje macicy myszy w 6,5 dniu po zapłodnieniu, zarówno w formie siatki, jak i nakładki pełnej.W 7,5 dniu po zapłodnieniu skan 3-D był równie szczegółowy. Po obejrzeniu tego filmu powinni Państwo mieć dobrą wiedzę na temat tego, jak uzyskać dokładne obrazy ultradźwiękowe zarówno w 2-D, jak i 3-D, aby scharakteryzować ciążę bez jej przerywania. Całkowity czas potrzebny na wykonanie badania ultrasonograficznego, zarówno w 2-D, jak i 3-D, wynosi około 10 do 20 minut w rękach doświadczonego użytkownika.Podczas wykonywania tej procedury ważne jest, aby pamiętać o wykonywaniu małych i stopniowych ruchów. Technika ta utorowała drogę badaczom do analizy prawidłowych i nieprawidłowych fenotypów ciąży u myszy.

a-novel-use-three-dimensional-high-frequency-ultrasonography-for

Research

JoVE Journal

Developmental Biology

Biologia rozwojowa

Śmierć płodowa i okołoporodowa jest częstym zjawiskiem podczas badania zmian genetycznych wpływających na rozwój serca. Obrazowanie za pomocą ultradźwięków o wysokiej częstotliwości poprawiło rozdzielczość 2-D i może dostarczyć doskonałych informacji na temat wczesnego rozwoju serca, stanowiąc idealną metodę wykrywania wpływu na strukturę i funkcję serca przed śmiercią.

Echokardiografia płodowa myszy

W tym filmie demonstrujemy ultrasonografię o wysokiej częstotliwości do obrazowania miejsc implantacji zarodków u ciężarnej mysiej modelki. Ta technika obrazowania z powodzeniem wykrywa zdolną do życia ciążę i charakteryzuje miejsca implantacji zarodka we wczesnej ciąży mysiej.

Charakterystyka wczesnej ciąży oparta na ultrasonografii wysokiej częstotliwości: technika badania implantacji zarodka i progresji ciąży w ciężarnym modelu mysim

Ultra-wysokiej częstotliwości ultrasonografia to potężne narzędzie do obrazowania na żywo do badania nieprawidłowości w pracy serca u małych zwierząt. Jego nieinwazyjność pozwala na utrzymanie stanu fizjologicznego zarodków. W tym artykule pokazujemy zastosowanie ultrasonografii w trybie M do pomiaru częstości akcji serca zarodków przy E18,5 w macicy.

W macicy Pomiar tętna u myszy za pomocą nieinwazyjnej echokardiografii w trybie m

Tutaj prezentujemy protokół wstrzykiwania ultradźwiękowych mikropęcherzykowych środków kontrastowych do żywych, izolowanych mysich zarodków w późnym stadium ciąży. Metoda ta umożliwia badanie parametrów perfuzji i naczyniowych markerów molekularnych w obrębie zarodka za pomocą obrazowania ultrasonograficznego o wysokiej częstotliwości ze wzmocnieniem kontrastowym.

Obrazowanie kontrastowe w zarodkach myszy za pomocą ultradźwięków o wysokiej częstotliwości

Obrazowanie ultrasonograficzne o wysokiej częstotliwości u płodu myszy poprawiło rozdzielczość obrazowania i może zapewnić precyzyjną, nieinwazyjną charakterystykę rozwoju serca i wad strukturalnych. Opisany w niniejszym dokumencie protokół jest przeznaczony do wykonywania echokardiografii płodu u myszy w czasie rzeczywistym in vivo.

Obrazowanie układu sercowo-naczyniowego u płodu myszy za pomocą systemu ultrasonograficznego o wysokiej częstotliwości (30/45 MHZ)

Tutaj opisujemy technikę ultradźwięków o wysokiej częstotliwości do analizy in vivo płodów u myszy. Metoda ta pozwala na obserwację płodów i analizę parametrów łożyska, a także przepływu krwi przez matkę i płód przez cały okres ciąży.

Ultrasonografia wysokiej częstotliwości do analizy rozwoju płodu i łożyska in vivo

Ultradźwięki o wysokiej rozdzielczości mogą pomóc usprawnić eksperymenty wymagające myszy w ciąży w czasie, określając stan ciąży, wiek ciążowy i straty ciąży. Przedstawiono tutaj protokół ilustrujący metody oceny ciąż myszy, a także potencjalne pułapki (artefakty obrazu), które mogą naśladować ciążę.

Czy moja mysz jest w ciąży? Ocena ultrasonograficzna o wysokiej częstotliwości

Ten protokół opisuje metodę monitorowania postępu zmian morfologicznych w czasie w macicy w indukowalnym mysim modelu raka endometrium za pomocą obrazowania ultrasonograficznego z korelacją zmian ogólnych i histologicznych.

Nieinwazyjna ocena ultrasonograficzna progresji raka endometrium w kierowanej przez Pax8 delecji supresorów guza Arid1a i Pten u myszy

Ten protokół opisuje technikę oceny zmian w unaczynieniu matki podczas ciąży u myszy. Za pomocą metod stereologicznych ocenia się ilościowo przebudowę dziesiętnych tętnic spiralnych, a wyniki potwierdza się jakościowo za pomocą immunohistochemii.

Ocena przebudowy naczyń krwionośnych matki w czasie ciąży w macicy myszy

Ta praca przedstawia nowatorski protokół przetwarzania i obrazowania dla grubej, trójwymiarowej analizy przekroju poprzecznego tkanki, który umożliwia pełne wykorzystanie modalności obrazowania konfokalnego. Protokół ten zachowuje antygenowość i stanowi solidny system do analizy histologii skóry i potencjalnie innych typów tkanek.

Horizontal Whole Mount: nowatorski protokół przetwarzania i obrazowania dla grubych, trójwymiarowych przekrojów tkanek skóry

Poznaj technikę trójwymiarowej ultrasonografii o wysokiej częstotliwości do nieinwazyjnego monitorowania wczesnej ciąży u myszy. Ta metoda umożliwia długoterminowe badania rozwoju zarodkowego bez przerywania ciąży.

Nowatorskie zastosowanie trójwymiarowej ultrasonografii o wysokiej częstotliwości do charakteryzowania wczesnej ciąży u myszy

Przeglądaj więcej filmów