Name: Techniki badania anatomii układu wzrokowego mrówek (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2017-11-27T15:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 56 s
Description: Poznaj techniki mikroskopii świetlnej i elektronowej do badania anatomii układu wzrokowego mrówek. Metody te umożliwiają szczegółową analizę struktur oka i szacowanie parametrów wzrokowych.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Jesteśmy wdzięczni Jochenowi Zeilowi, Paulowi Cooperowi i Birgit Greiner za podzielenie się swoją wiedzą na temat anatomii owadów i za zademonstrowanie kilku technik, które tutaj opisaliśmy. Jesteśmy wdzięczni utalentowanemu i wspierającemu personelowi w Centrum Zaawansowanej Mikroskopii w ANU i Zakładzie Mikroskopii w MQU. Praca ta została wsparta stypendium dla absolwentów FRE oraz granty Australijskiej Rady ds. Badań Naukowych (DE120100019, FT140100221, DP150101172).

<ol><li>Zeil, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Visual+homing%3A+an+insect+perspective%5BTitle%5D)+AND+%22Curr.+Opin.+Neurobiol%22%5BJournal%5D)">Visual homing: an insect perspective.</a> Curr. Opin. Neurobiol. 22, 285-293 (2012).</li>
<li>Wehner, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Desert+ant+navigation%3A+how+miniature+brains+solve+complex+tasks%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Comp.+Physiol.+A%22%5BJournal%5D)">Desert ant navigation: how miniature brains solve complex tasks.</a> J. Comp. Physiol. A. 189, 579-588 (2003).</li>
<li>Fent, K., Wehner, R. <a target="_blank" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/17779641">Ocelli: a celestial compass in the desert ant Cataglyphis.</a> Science. 228, 192-194 (1985).</li>
<li>Warrant, E. J., Dacke, M. <a target="_blank" href="http://physiologyonline.physiology.org/content/31/3/182">Visual navigation in nocturnal Insects.</a> Physiology. 31, 182-192 (2016).</li>
<li>Taylor, G. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+dual+function+of+Orchid+bee+ocelli+as+revealed+by+x-ray+microtomography%5BTitle%5D)+AND+%22Curr.+Biol%22%5BJournal%5D)">The dual function of Orchid bee ocelli as revealed by x-ray microtomography.</a> Curr. Biol. 26, 1-6 (2016).</li>
<li>Hölldobler, B., Wilson, E. O. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aH%C3%B6lldobler%2C+B+%22The+Ants%22">The Ants</a>. , Springer-Verlag. Berlin Heidelberg. (1990).</li>
<li>Ali, T. M. M., Urbani, C. B., Billen, J. <a target="_blank" href="https://link.springer.com/article/10.1007/BF01140185">Multiple jumping behaviors in the ant Harpegnathos saltator.</a> Naturwissen. 79, 374-376 (1992).</li>
<li>Weiser, M. D., Kaspari, M. <a target="_blank" href="http://onlinelibrary.wiley.com/doi/10.1111/j.0307-6946.2006.00759.x/abstract">Ecological morphospace of New World ants.</a> Ecol. Entomol. 31, 131-142 (2006).</li>
<li>Bulova, S., Purce, K., Khodak, P., Sulger, E., O'Donnell, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Into+the+black+and+back%3A+the+ecology+of+brain+investment+in+Neotropical+army+ants+%28Formicidae%3A+Dorylinae%29%5BTitle%5D)+AND+%22Naturwissen%22%5BJournal%5D)">Into the black and back: the ecology of brain investment in Neotropical army ants (Formicidae: Dorylinae).</a> Naturwissen. 103, 3-4 (2016).</li>
<li>Narendra, A., Reid, S. F., Hemmi, J. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+twilight+zone%3A+ambient+light+levels+trigger+activity+in+primitive+ants%5BTitle%5D)+AND+%22Proc.+R.+Soc.+B%22%5BJournal%5D)">The twilight zone: ambient light levels trigger activity in primitive ants.</a> Proc. R. Soc. B. 277, 1531-1538 (2010).</li>
<li>Narendra, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Caste-specific+visual+adaptations+to+distinct+daily+activity+schedules+in+Australian+Myrmecia+ants%5BTitle%5D)+AND+%22Proc.+R.+Soc.+B%22%5BJournal%5D)">Caste-specific visual adaptations to distinct daily activity schedules in Australian Myrmecia ants.</a> Proc. R. Soc. B. 278, 1141-1149 (2011).</li>
<li>Moser, J., et al. <a target="_blank" href="https://www.treesearch.fs.fed.us/pubs/9853">Eye size and behaviour of day-and night-flying leafcutting ant alates.</a> J. Zool. 264, 69-75 (2004).</li>
<li>Stöckl, A. L., Ribi, W. A., Warrant, E. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Adaptations+for+nocturnal+and+diurnal+vision+in+the+hawkmoth+lamina%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Comp.+Neurol%22%5BJournal%5D)">Adaptations for nocturnal and diurnal vision in the hawkmoth lamina.</a> J. Comp. Neurol. 524, 160-175 (2016).</li>
<li>Zeil, J. <a target="_blank" href="https://link.springer.com/article/10.1007/BF00605027">Sexual dimorphism in the visual system of flies: the compound eyes and neural superposition in Bibionidae (Diptera).</a> J. Comp. Physiol. A. 150, 379-393 (1983).</li>
<li>Dacke, M., Nordström, P., Scholtz, C. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Twilight+orientation+to+polarised+light+in+the+crepuscular+dung+beetle+Scarabaeus+zambesianus%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Exp.+Biol%22%5BJournal%5D)">Twilight orientation to polarised light in the crepuscular dung beetle Scarabaeus zambesianus.</a> J. Exp. Biol. 206, 1535-1543 (2003).</li>
<li>Greiner, B., Ribi, W. A., Warrant, E. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Retinal+and+optical+adaptations+for+nocturnal+vision+in+the+halictid+bee+Megalopta+genalis%5BTitle%5D)+AND+%22Cell+Tiss+Res%22%5BJournal%5D)">Retinal and optical adaptations for nocturnal vision in the halictid bee Megalopta genalis.</a> Cell Tiss Res. 316, 377-390 (2004).</li>
<li>Warrant, E. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Nocturnal+vision+and+landmark+orientation+in+a+tropical+halictid+bee%5BTitle%5D)+AND+%22Curr.+Biol%22%5BJournal%5D)">Nocturnal vision and landmark orientation in a tropical halictid bee.</a> Curr. Biol. 14, 1309-1318 (2004).</li>
<li>Lattke, J. E. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aLattke%2C+JE+%22Ants+Standard+Methods+for+Measuring+and+Monitoring+Biodiversity%22">Ants Standard Methods for Measuring and Monitoring Biodiversity</a>. , 155-171 (2000).</li>
<li>Ribi, W. A. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aRibi%2C+WA+%22A+Handbook+in+Biological+Electron+Microscopy%22">A Handbook in Biological Electron Microscopy</a>. , 1-106 (1987).</li>
<li>Narendra, A., Ramirez-Esquivel, F., Ribi, W. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Compound+eye+and+ocellar+structure+for+walking+and+flying+modes+of+locomotion+in+the+Australian+ant%2C+Camponotus+consobrinus%5BTitle%5D)+AND+%22Sci.+Rep%22%5BJournal%5D)">Compound eye and ocellar structure for walking and flying modes of locomotion in the Australian ant, Camponotus consobrinus.</a> Sci. Rep. 6, 22331(2016).</li>
<li>Narendra, A., Greiner, B., Ribi, W. A., Zeil, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Light+and+dark+adaptation+mechanisms+in+the+compound+eyes+of+Myrmecia+ants+that+occupy+discrete+temporal+niches%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Exp.+Biol%22%5BJournal%5D)">Light and dark adaptation mechanisms in the compound eyes of Myrmecia ants that occupy discrete temporal niches.</a> J. Exp. Biol. 219, 2435-2442 (2016).</li>
<li>Ribi, W. A., Zeil, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+visual+system+of+the+Australian+%26%2334%3BRedeye%26%2334%3B+cicada+%28Psaltoda+moerens%29%5BTitle%5D)+AND+%22Arthr.+Struct.+Dev%22%5BJournal%5D)">The visual system of the Australian &#34;Redeye&#34; cicada (Psaltoda moerens).</a> Arthr. Struct. Dev. 44, 574-586 (2015).</li>
<li>Ribi, W. A., Warrant, E. J., Zeil, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+organization+of+honeybee+ocelli%3A+regional+specializations+and+rhabdom+arrangements%5BTitle%5D)+AND+%22Arthr.+Struct.+Dev%22%5BJournal%5D)">The organization of honeybee ocelli: regional specializations and rhabdom arrangements.</a> Arthr. Struct. Dev. 40, 509-520 (2011).</li>
<li>Ribi, W. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Colour+receptors+in+the+eye+of+the+digger+wasp%2C+Sphex+cognatus+Smith%3A+evaluation+by+selective+adaptation%5BTitle%5D)+AND+%22Cell+Tiss.+Res%22%5BJournal%5D)">Colour receptors in the eye of the digger wasp, Sphex cognatus Smith: evaluation by selective adaptation.</a> Cell Tiss. Res. 195, 471-483 (1978).</li>
<li>Ribi, W. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ultrastructure+and+migration+of+screening+pigments+in+the+retina+of+Pieris+rapae+L.+%28Lepidoptera%2C+Pieridae%29%5BTitle%5D)+AND+%22Cell+Tiss.+Res%22%5BJournal%5D)">Ultrastructure and migration of screening pigments in the retina of Pieris rapae L. (Lepidoptera, Pieridae).</a> Cell Tiss. Res. 191, 57-73 (1978).</li>
<li>Lau, T., Gross, E., Meyer-Rochow, V. B. <a target="_blank" href="https://www.eje.cz/pdfs/eje/2007/03/14.pdf">Sexual dimorphism and light/dark adaptation in the compound eyes of male and female Acentria ephemerella (Lepidoptera: Pyraloidea: Crambidae).</a> Eur. J. Entomol. 104, 459-470 (2007).</li>
<li>Wipfler, B., Pohl, H., Yavorskaya, M. I., Beutel, R. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+review+of+methods+for+analysing+insect+structures+-+the+role+of+morphology+in+the+age+of+phylogenomics%5BTitle%5D)+AND+%22Curr.+Opin.+Insect+Sci%22%5BJournal%5D)">A review of methods for analysing insect structures - the role of morphology in the age of phylogenomics.</a> Curr. Opin. Insect Sci. 18, 60-68 (2016).</li>
<li>Streinzer, M., Brockmann, A., Nagaraja, N., Spaethe, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Sex+and+caste-specific+variation+in+compound+eye+morphology+of+five+honeybee+species%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+ONE%22%5BJournal%5D)">Sex and caste-specific variation in compound eye morphology of five honeybee species.</a> PLoS ONE. 8, e57702(2013).</li>
<li>Somanathan, H., Warrant, E. J., Borges, R. M., Wallén, R., Kelber, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Resolution+and+sensitivity+of+the+eyes+of+the+Asian+honeybees+Apis+florea%2C+Apis+cerana+and+Apis+dorsata%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Exp.+Biol%22%5BJournal%5D)">Resolution and sensitivity of the eyes of the Asian honeybees Apis florea, Apis cerana and Apis dorsata.</a> J. Exp. Biol. 212, 2448-2453 (2009).</li>
</ol>

Autorzy deklarują brak sprzecznych interesów.

Opisany powyżej zestaw metod pozwala na skuteczne badanie układu optycznego mrówek i innych owadów. Techniki te informują nas o rozdzielczości próbkowania, czułości optycznej i potencjalnej czułości polaryzacji badanego oka. Wiedza ta stanowi ważną podstawę do fizjologicznych i behawioralnych badań nad ich zdolnościami wzrokowymi. Ponadto, podczas gdy opisane tutaj metody koncentrowały się na systemach wzrokowych mrówek, techniki te mogą być stosowane na innych owadach, choć z niewielkimi modyfikacjami w protokole (n...

Widzenie jest ważną modalnością sensoryczną dla większości zwierząt. Wizja jest szczególnie istotna w kontekście nawigacji do wskazywania celów, wyznaczania i przestrzegania tras oraz uzyskiwania informacji o kompasie1,2. Owady wykrywają informacje wizualne za pomocą pary oczu złożonych, a w niektórych przypadkach od jednego do trzech prostych oczu umieszczonych na grzbiecie, zwanych ocelli3,4,5.
Oczy mrówek są szczególnie interesujące, ponieważ, choć mrówki są cudownie różnorodne, zachowują pewne kluczowe cechy różnych gatunków. Pomimo dramatycznych różnic w anatomii, wielkości i ekologii, zdecydowana większość gatunków jest eusocjalna i żyje w koloniach; W rezultacie różne gatunki stoją przed podobnymi wyzwaniami wizualnymi w zakresie nawigowania tam i z powrotem między centralnym miejscem a zasobami. U mrówek ten sam podstawowy bauplan oka można zaobserwować u zwierząt o długości ciała od 0,5 do 26 mm, od gatunków żyjących wyłącznie w ciągu dnia do wyłącznie nocnych, od wolno chodzących pod ziemią do skaczących drapieżników wizualnych6,7,8,9,10. Wszystkie te zdumiewające różnice w ekologii i zachowaniu powodują niezliczone permutacje tych samych podstawowych struktur oczu, aby dopasować się do różnych środowisk, stylów życia i rozmiarów ciała11,12. W związku z tym badanie wizualnej ekologii mrówek stanowi prawdziwą skarbnicę możliwości dla zdeterminowanego badacza.
Zrozumienie systemu wzrokowego owadów jest niezbędne do uzyskania wglądu w ich możliwości behawioralne. Wynika to z badań integracyjnych, które zgrabnie łączą anatomię z ekologią i zachowaniem z dużym sukcesem w kilku grupach owadów (np. referencje13,14,15,16,17). Chociaż dziedzina nawigacji mrówek i ich zachowań w ogóle odniosła spory sukces, bardzo mały nacisk położono na widzenie mrówek poza kilkoma wybranymi gatunkami. W tym miejscu omówimy techniki związane z badaniem budowy oczu mrówek. Chociaż skupimy się na mrówkach, techniki te można zastosować, z niewielkimi modyfikacjami, również do innych owadów.

<table><tbody><tr><td>Ant</td><td>Myrmecia midas</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Mikroskop stereoskopowy</td><td>Leica M205 FA</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Napylarka napylająca</td><td>Pro Sci Tech</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Etanol</td><td>Sigma Aldrich</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Petri szalka Petriego</td><td>ProSciTech</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Mikroskop preparacyjny</td><td>Leica MZ6</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Pinezka</td> <td>do owadówProSciTech</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Bezbarwny lakier do paznokci</td><td>Niemarkowy: z dowolnego sklepu</td><td></td><td></td>kosmetycznego</tr><tr><td>Szkiełko</td><td>ProSciTech</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Żyletka</td><td>ProSciTech</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Foreceps</td><td>ProSciTech</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Szkiełko nakrywkowe</td><td>ProSciTech</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Mikroskop złożony</td><td>Leica DM5000 B</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Aldehyd glutarowy</td><td>Sigma Aldrich</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Paraformalydehyd</td><td>Sigma Aldrich</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Chlorek potasu (KCl)</td><td>Sigma Aldrich</td> di-sodowy wodorofosforan (Na2HPO4)Sigma Aldrich <td></td><td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Wodorofosforan potasu (KH2PO4)</td><td>Sigma Aldrich</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Sód Chlorek (NaCl)</td><td>Sigma Aldrich</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Tetratlenek osmu</td><td>Sigma Aldrich</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Aceton</td><td>Sigma Aldrich</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Araldite Żywica epoksydowa</td><td>Sigma Aldrich</td> Pasteur pipeta Sigma Aldrich <td></td><td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Toluidie Blue</td><td>Sigma Aldrich</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Płyta grzejna</td><td>Riechert Zobacz materiał HK120</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

techniki badania anatomii układu wzrokowego mrówek

Techniques for Investigating the Anatomy of the Ant Visual System

Ten artykuł przedstawia zestaw technik w mikroskopii świetlnej (LM) i mikroskopii elektronowej (EM), które mogą być używane do badania wewnętrznej i zewnętrznej anatomii oka owadów. Należą do nich tradycyjne techniki histologiczne zoptymalizowane pod kątem pracy na oczach mrówek i przystosowane do współpracy z innymi technikami, takimi jak transmisyjna mikroskopia elektronowa (TEM) i skaningowa mikroskopia elektronowa (SEM). Techniki te, choć bardzo przydatne, mogą być trudne dla początkującego mikroskopisty, dlatego w tym artykule położono duży nacisk na rozwiązywanie problemów i optymalizację dla różnych próbek. Udzielamy informacji na temat technik obrazowania dla całej próbki (fotomikroskopia i SEM) oraz omawiamy ich zalety i wady. Zwracamy uwagę na technikę stosowaną do określania średnic soczewek dla całego oka i omawiamy nowe techniki poprawy. Na koniec omawiamy techniki związane z przygotowaniem próbek do LM i TEM, cięciem, barwieniem i obrazowaniem tych próbek. Omawiamy przeszkody, które można napotkać podczas przygotowywania próbek i jak najlepiej je obejść.

Opisane tutaj metody umożliwiają szczegółowe badanie oczu prostych i złożonych mrówek. Obrazowanie widoku grzbietowego głowy z wykorzystaniem technik fotomikrografii Z-stack pozwala na uzyskanie ogólnego przeglądu układu systemu wizualnego (Rysunek 1). Stanowi to dobre przygotowanie do sekcji oraz pozwala określić wymagany kąt cięcia. Technika ta jest również przydatna do wykonywania pomiarów, takich jak szerokość głowy, długość oka oraz średnice soczewek oce...

Ten artykuł przedstawia zestaw technik w mikroskopii świetlnej i elektronowej do badania wewnętrznej i zewnętrznej anatomii oka owadów. Obejmują one kilka tradycyjnych technik zoptymalizowanych pod kątem pracy z oczami mrówek, szczegółowe rozwiązywanie problemów oraz sugestie dotyczące optymalizacji dla różnych okazów i regionów zainteresowania.

Techniki badania anatomii układu wzrokowego mrówek

This article outlines a suite of techniques in light microscopy (LM) and electron microscopy (EM) which can be used to study the internal and external eye ...

Ogólnym celem tego zestawu technik mikroskopowych jest uzyskanie szczegółowych informacji anatomicznych o układzie wzrokowym mrówek. Metoda ta może pomóc w odpowiedzi na kluczowe pytania z dziedziny ekologii wizualnej, aby oszacować różne parametry wizualne, takie jak czułość optyczna, ostrość wzroku i wielkość pola widzenia. Główną zaletą tej techniki jest to, że daje ona kompleksowy przegląd danego układu wzrokowego.Można go również przystosować do stosowania z wieloma różnymi gatunkami. Do wykonania replik rogówki użyj mrówek zakonserwowanych w etanolu lub zamontowanych na szpilce lub w plastelinie. Jeśli głowa jest stosunkowo duża, pozostałe części ciała można usunąć.Na początek szybko rozprowadź szybkoschnący, bezbarwny lakier do paznokci na oku za pomocą wykałaczki, nie drapiąc oka. Pozwól lakierowi stężeć w temperaturze pokojowej. Następnie za pomocą cienkiej szpilki przeciw owadom delikatnie wyjmij replikę z kapsuły na głowę otaczającej oko.I za pomocą kleszczy chwyć tę część repliki, która zakrywa głowę, ale nie oko. Następnie umieść replikę na szklanym szkiełku. Tam za pomocą żyletki ostrożnie odetnij nadmiar materiału wokół oka, jednocześnie zabezpieczając replikę.Przed nałożeniem szkiełka nakrywkowego na replikę może być konieczne wykonanie trzech lub czterech drobnych częściowych plastrów promieniowych, które pomogą ją spłaszczyć. Umieszczając szkiełko nakrywkowe, należy udokumentować orientację repliki na suwaku. Następnie należy uszczelnić szkiełko nakrywkowe, używając niewielkich kropel lakieru do paznokci w rogach, upewniając się, że płyn nie dotyka repliki.Szkiełko jest następnie gotowe do obrazowania za pomocą mikroskopu złożonego. Na początek znieczul mrówkę i umieść ją na szalce Petriego. Jeśli barwnik musi być dostosowany do warunków jasnych lub punktowych, należy to robić przez kilka godzin przed preparacją.Jeśli wydaje się, że warunki kropki są utrzymane, sekcję należy przeprowadzić w czerwonym świetle. Najpierw usuń czułki za pomocą kleszczy. Następnie usuń części ustne za pomocą ostrej żyletki.W dużych okazach przeciąć przednią część oka. W małym okazie należy ciąć jak najbliżej oczu, bez szarpania mózgu, ponieważ może to spowodować wyrwanie siatkówki. Następnie zorientuj głowę i wykonaj poprzeczne nacięcie, które usuwa brzuszną część głowy, która może obejmować część brzusznego oka.Następnie odłącz torebkę głowy z nacięciem koronalnym, tuż za okiem złożonym. W tym przykładzie nacięcia poprzeczne i czołowe są wykonywane jednocześnie. Na koniec przenieś wypreparowaną torebkę głowy z oczami złożonymi do lodowatego utrwalacza.Ważne jest, aby wykonać te kroki szybko, aby zapobiec degradacji tkanki, dlatego tkanka powinna trafić do utrwalacza w ciągu dwóch minut od pierwszego nacięcia. Postępując zgodnie z protokołem tekstowym, przygotuj próbkę i odcedź nadmiar żywicy. Następnie umieść próbkę na bloku w pozycji pionowej i w razie potrzeby użyj odrobiny nadmiaru żywicy, aby ją tam zabezpieczyć.Oznacz blok papierowymi etykietami osadzonymi w żywicy lub przymocowanymi do bloku. Następnie utwardź żywicę w piekarniku o temperaturze 60 stopni Celsjusza przez 12 do 14 godzin. Po utwardzeniu załaduj próbkę do czystej koperty.Następnie zamontuj blok na uchwycie do mikrotomów. Przed przekrojeniem należy najpierw upewnić się, że orientacja próbki jest odpowiednia dla płaszczyzny cięcia. Pod mikroskopem preparacyjnym przytnij blok żywicy za pomocą żyletki.Następnie ponownie zamontuj uchwyt na ramieniu mikrotomu i ustaw próbkę pod kątem. Następnie napełnij łódkę z nożem wodą destylowaną za pomocą strzykawki z filtrem 0,45 mikrona. Załaduj wodę do krawędzi noża.W niektórych miejscach łąkotka może być wypukła. Następnie opróżnij łódź, aż łąkotka będzie bardzo lekko wklęsła, ale nadal sięga krawędzi noża. Teraz powoli i ostrożnie przyłóż nóż do próbki i wyrównaj blok do noża.Wykonuj częste kontrole przez okular. Gdy nóż jest blisko, ale jeszcze nie tnie próbki, zacznij obracać kołem mikrotomowym, aby zakończyć podejście. Następnie, zbliżając się do obszaru zainteresowania w bloku, dostosuj grubość zbierającego przekrój.W tym przypadku nóż diamentowy służy do wykonywania odcinków o długości jednego mikrona. Następnie ze strzykawki wyposażonej w filtr umieść serię małych kropelek wody destylowanej na szkiełku. Aby zebrać interesującą Cię sekcję, podnieś ją za pomocą narzędzia do rzęs.I ostrożnie spuść zebraną sekcję na kroplę wody. Kontynuuj ładowanie tylu sekcji na każdy slajd, ile może się zmieścić. Gdy zjeżdżalnia zostanie w pełni załadowana, przenieś ją na płytę grzejną o temperaturze 60 stopni Celsjusza, aby odparować wodę i przykleić sekcje do zjeżdżalni.Zajmuje to około 15 do 20 minut. Następnie użyj innej strzykawki wyposażonej w filtr, aby nanieść kroplę niebieskiego barwnika toluidyny na szkiełko. Umieść kroplę na jednym końcu szkiełka i rozprowadź ją za pomocą krawędzi igły, nie dotykając ani nie skrobając sekcji.Następnie umieść szkiełko na płycie grzejnej na 20 do 60 sekund. Następnie spryskaj szkiełko wodą destylowaną z butelki do mycia i użyj płyty grzejnej, aby je wysuszyć. Później sprawdź szkiełka pod mikroskopem złożonym, a następnie zobrazuj je.Opisane techniki umożliwiają szczegółowe badanie prostych i złożonych oczu mrówek. Obrazowanie grzbietowego widoku głowy za pomocą mikrofotografii Z-Stack zapewnia przegląd układu wzrokowego przydatnego do dokonywania pomiarów ogólnych. Obrazowanie SEM dostarcza szczegółów potrzebnych do rozpoznania małych oczu oraz szczegółów potrzebnych do identyfikacji kształtu każdej soczewki.Półcienkie skrawki zobrazowane za pomocą mikroskopii świetlnej pokazują wewnętrzną anatomię oka. Wymiary soczewki, stożka krystalicznego i rabdomeru można zmierzyć w tej rozdzielczości i powiększeniu. Można również badać komórki barwnikowe, obecność czopków i rozkład kształtu rabdomerów.Ultracienkie przekroje zobrazowane przez TEM dostarczają informacji o ultrastrukturze, takich jak orientacja mikrovillar i na przykład szerokość zwężonego drogi stożka krystalicznego. Próbując tej techniki, bardzo ważne jest, aby uzbroić się w cierpliwość, używać czystych narzędzi i używać świeżo przygotowanych roztworów. Po tych eksperymentach można przeprowadzić dodatkowe eksperymenty behawioralne lub fizjologiczne.Eksperymenty te dostarczą nam informacji na temat funkcjonalnych zdolności wzrokowych zwierzęcia w odniesieniu do anatomii oka. Korzystanie z tych technik pozwala nam badać różnorodność systemów wzrokowych i to, jak ewoluowały, aby dopasować się do różnych stylów życia i różnych ekosystemów u różnych gatunków mrówek. Chociaż metoda ta może zapewnić wgląd w układ wzrokowy mrówek, może być również wykorzystana do badania układu wzrokowego innych owadów, a także innych tkanek nerwowych.Nie zapominaj, że praca z utrwalaczami i żywicami jest niezwykle niebezpieczna i zawsze należy zachować środki ostrożności, takie jak praca pod wyciągiem i noszenie rękawic nitrylowych.

techniques-for-investigating-the-anatomy-of-the-ant-visual-system

Research

JoVE Journal

Environment

Środowisko

Nieludzkie naczelne są istotnym gatunkiem translacyjnym dla naszego zrozumienia rozwoju i starzenia się. Organizacja anatomiczna siatkówki naczelnych może dostarczyć ważnych informacji na temat stanów prawidłowych i patologicznych u ludzi.

Brama do mózgu: sekcja oka naczelnych

Niniejszy protokół opisuje trzy preparaty Drosophila: 1) wypreparowanie mózgu dorosłego osobnika, 2) wypreparowanie siatkówki dorosłego osobnika oraz 3) wypreparowanie kompleksów rozwijającego się krążka oka i mózgu. Szczególny nacisk położono na specjalne techniki przygotowania i warunki obrazowania żywych tkanek, choć wszystkie preparaty mogą być wykorzystane do immunohistochemii tkanek utrwalonych.

Przygotowanie rozwijających się oraz dorosłych mózgów i siatkówek Drosophila do obrazowania na żywo

Techniki wizualizacji cytoarchitektury siatkówki bezpośrednio przylegającej do pojedynczych elektrod w stymulatorze siatkówki.

Techniki przetwarzania oczu z wszczepioną protezą siatkówki do miejscowej analizy histopatologicznej

Tutaj pokazujemy, jak określić ilościowo liczbę i rozkład przestrzenny aktywnych stref synaptycznych w fotoreceptorach Drosophila melanogaster, wyróżnionych genetycznie zakodowanym markerem molekularnym, oraz ich modulację po długotrwałej ekspozycji na światło.

Analiza modulacji synaptycznej fotoreceptorów Drosophila melanogaster po ekspozycji na przedłużone światło

Prezentujemy protokół klasycznego warunkowania mrówek w okiełznaniu, który pozwala badaczom badać wizualne uczenie się i tworzenie pamięci na poziomie analizy niemożliwym dla swobodnie poruszających się osób.

Wizualne warunkowanie klasyczne u mrówek leśnych

Ten protokół opisuje trzy kroki przygotowania płatów wzrokowych larw i dorosłych Drosophila do obrazowania: 1) preparacje mózgu, 2) immunohistochemia i 3) montaż. Nacisk położono na krok 3, ponieważ do wizualizacji określonych struktur płatów optycznych wymagane są różne orientacje montażowe.

Rozwarstwienie, immunohistochemia i montaż mózgów larw i dorosłych osobników Drosophila w celu wizualizacji płata wzrokowego

Obecny protokół demonstruje prostą metodę śledzenia projekcji glutaminianu w brzusznym obszarze nakrywki (VTA) do hipokampa. Fotostymulację neuronów glutaminianu VTA połączono z zapisem CA1, aby zademonstrować, w jaki sposób zakończenia glutaminianu VTA modulują przypuszczalną szybkość wypalania CA1 w piramidzie in vivo.

Połączone anatomiczne i funkcjonalne śledzenie in vivo zakończeń glutaminianu w brzusznym obszarze nakrywki w hipokampie

Ten protokół opisuje procedurę preparacji, warunki hodowli i obrazowanie na żywo systemu eksplantacji czułków-mózgu do badania zespołu obwodów węchowych.

System eksplantatów do badań obrazowania poklatkowego zespołu obwodów węchowych u Drosophila

Protokół tutaj opisuje pomiar organizacji przestrzennej osi wzrokowych oczu muchy domowej, odwzorowany przez automatyczne urządzenie, wykorzystujący zjawisko pseudoźrenicy i mechanizm źrenicy komórek fotoreceptorowych.

Automatyczne tworzenie wykresów przestrzeni wizualnej złożonych oczu muchy domowej

Opisujemy tutaj metody indukowania i analizowania zależnej od doświadczenia węchowego przebudowy synaptycznych kłębuszków nerkowych płata czułkowego w mózgu młodocianych Drosophila.

Zależna od doświadczenia przebudowa połączeń synaptycznych neuronów czuciowych młodzieńczych neuronów czuciowych we wczesnym okresie życia

Poznaj techniki mikroskopii świetlnej i elektronowej do badania anatomii układu wzrokowego mrówek. Metody te umożliwiają szczegółową analizę struktur oka i szacowanie parametrów wzrokowych.

Techniki badania anatomii układu wzrokowego mrówek

Przeglądaj więcej filmów