Name: Prawidłowe ułożenie i unieruchomienie tylnej kończyny szczura w celu zogniskowanego obrazowania mikroarchitektury kości w wysokiej rozdzielczości za pomocą mikrotomografii komputerowej in vivo (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2017-11-22T14:00:00.000+00:00
Duration: 4 min 24 s
Description: Naucz się prawidłowego pozycjonowania i unieruchomienia tylnej kończyny szczura do obrazowania mikroarchitektury kości w wysokiej rozdzielczości za pomocą mikrotomografii komputerowej in vivo.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

playerTrialDesktop

Autorzy dziękują za finansowanie badań z NSERC Discovery Grant (#05573) oraz Canada Foundation for Innovation (#222084) za finansowanie mikro-CT in vivo. W.E. Ward jest kanadyjskim kierownikiem Katedry Badań nad Rozwojem Kości i Mięśni.

To badanie zostało zatwierdzone przez Komitet ds. Opieki nad Zwierzętami Uniwersytetu Brock i przeprowadzone zgodnie z wytycznymi ustanowionymi przez Kanadyjską Radę ds. Opieki nad Zwierzętami 21.
1. Znieczulenie za pomocą izofluranu
<ol>
	<li>Wstępnie napełnić komorę inkubacyjną szkła akrylowego wysokiej jakościO2 przy ciągłym natężeniu przepływu około 1-2 l/min z urządzenia do znieczulania (rysunek uzupełniający 1).</li>
	<li>Najpierw przenieś szczura do ogona komory inkubacyjnej i zamknij pokrywę komory inkubacyjnej, aby uzyskać hermetyczne uszczelnienie.</li>
	<li>Rozpocząć napełnianie komory inkubacyjnej izofluranem o czystości weterynaryjnej w stężeniu 3-4% v/v, rozpuszczonym wO2 przy ciągłym natężeniu przepływu 1-2 l/min (rysunek uzupełniający 1). 
	UWAGA: Odpadowe gazy znieczulające mogą niekorzystnie wpływać na osoby obsługujące. System przedmuchiwania (tj. filtr węglowy lub wydech bezpośrednio do dygestoria) musi być zawsze na swoim miejscu.</li>
	<li>Kiedy szczur nie jest już w stanie stać, przenieść szczura do maski na twarz lub stożka na nos, otrzymując 1-3% izofluranu rozpuszczonego wO2 z szybkością przepływu 1-2 l/min. Szczury oddychają głównie przez nos, a więc, o ile nos jest zakryty maską na twarz lub stożkiem nosowym, Zostanie zapewniona wystarczająca ilość znieczulenia.</li>
	<li>Nałóż smar okulistyczny na delikatne błony oczu, aby chronić je przed ulatniającym się gazem izofluranowym. 
	UWAGA: Upewnij się, że smarowanie okulistyczne nie zawiera antybiotyków, ponieważ może to wpłynąć na wyniki interwencji.</li>
	<li>Zmierz odruchy powiekowe (reakcja mrugania oczami na delikatną stymulację otwarcia powieki) i odruchy pedałowe (wycofanie kończyn tylnych w odpowiedzi na szczypanie); wraz ze wzrostem głębokości znieczulenia, odruch powiekowy będzie nieobecny przed odruchami pedałowania (rysunek uzupełniający 2).</li>
	<li>Gdy zostanie osiągnięty odpowiedni poziom znieczulenia, a szczur utraci zarówno odruch powiekowy, jak i odruchowy pedałowania, należy utrzymać szczura na 0,5-2% izofluranu rozpuszczonym wO2 przy szybkości przepływu 1-2 l/min.</li>
	<li>Stale monitoruj częstość oddechów szczura przez cały czas trwania zabiegu, utrzymując stały wzrok na szczurze, bezpośrednio za pomocą wewnętrznego systemu monitorowania lub poprzez obraz wideo na żywo (rysunek uzupełniający 3).</li>
</ol>
2. Ustawianie i ograniczanie tylnej kończyny szczura
<ol>
	<li>Połóż szczura w pozycji leżącej na plecach na łóżku skanera z włókna węglowego (rysunek uzupełniający 4).</li>
	<li>Unieruchom prawą stopę w plastycznej, piankowej rurce, z palcami wystającymi poza koniec rurki. Nałóż wosk dentystyczny, aby mocno przytrzymać stopę w piance i mocno zaklej rurkę taśmą. Upewnij się, że średnica rurki przytrzymującej stopę jest wystarczająca, aby mocno pasowała do plastikowej rurki.</li>
	<li>Wsuń plastikową rurkę do łóżka skanera rentgenowskiego (rysunek uzupełniający 5).</li>
	<li>Wyprostuj tylną kończynę szczura, aż będzie napięta. Nie należy nadmiernie prostować nogi, aby nie wyrządzić szkody szczurowi (Rysunek Uzupełniający 5), ponieważ może to wywołać mimowolne ruchy kończyn z powodu utrudnionego oddychania.</li>
	<li>Wyciągnij lewą nogę (niezeskanowaną kończynę tylną) wraz z ogonem poza pole widzenia skanowania i w kierunku tułowia, z dala od wyprostowanej nogi, która ma być skanowana.</li>
	<li>Zabezpiecz lewą nogę (niezeskanowaną kończynę tylną) i ogon za pomocą taśmy maskującej. Nie używaj niczego mniej lub bardziej lepkiego (np. taśmy klejącej lub taśmy malarskiej), ponieważ materiały te albo zaszkodzą szczurowi po ich usunięciu (taśma klejąca), albo nie zapewnią wystarczająco mocnego trzymania (taśma malarska) (rysunek uzupełniający 6).</li>
	<li>Zabezpiecz ciało szczura na miejscu na biodrach, ramionach i głowie za pomocą taśmy maskującej. Przymocuj maskę na twarz lub stożek nosowy do szczura (rysunek uzupełniający 6). 
	UWAGA: Osusz samoprzylepną stronę taśmy maskującej, aby usunąć jej zdolność do przyklejania się do futra szczura. Nie należy ocierać końców taśmy maskującej, aby można ją było mocno przymocować do stołu skanującego.</li>
	<li>Owiń szczura w folię weterynaryjną, aby ograniczyć utratę ciepła (rysunek uzupełniający 6). 
	UWAGA: W znieczuleniu ogólnym szczury szybko tracą ciepło ze względu na duży stosunek powierzchni do masy ciała 19,20.</li>
	<li>Stale monitoruj częstość oddechów szczura przez cały czas trwania zabiegu, stale obserwując szczura (bezpośrednio lub za pośrednictwem przekazu wideo na żywo). 
	UWAGA: Tutaj konfiguracja trwa 5 minut, akwizycja skanowania jest zależna od ustawień akwizycji, a czas odzyskiwania wynosi 60 minut.</li>
	<li>Przejdź do pobierania obrazów μCT. 
	UWAGA: Dokładne specyfikacje dotyczące akwizycji skanów są specyficzne dla każdego typu skanera, systemu oprogramowania i konkretnego pytania badawczego, jednak w literaturze istnieje kilka publikacji metodologicznych 1,2,9.</li>
</ol>
3. Rekonwalescencja po znieczuleniu
<ol>
	<li>Po zakończeniu skanowania in vivo μCT należy zatrzymać przepływ izofluranu do szczura, ale utrzymać przepływ O 2 l / min wynoszący1-2 l/min.</li>
	<li>Kiedy szczur odzyska kontrolę motoryczną (1-2 min), wyjmij go z respiratora i pozwól mu dojść do siebie indywidualnie w klatce umieszczonej częściowo na poduszce grzewczej ogólnego przeznaczenia na małym ogniu. Szczury są znane z tego, że obniżają temperaturę ciała o 1 °C, gdy są pod wpływem znieczulenia ogólnego19. Nie pozostawiaj szczura bez opieki, dopóki nie odzyska wystarczającej przytomności, aby utrzymać pozycję leżącą mostka. 
	UWAGA: Anegdotyczne dowody z naszej grupy badawczej donoszą, że natychmiast po wyzdrowieniu ze znieczulenia izofluranem szczury zaczynają jeść, dlatego ważne jest, aby mieć dostęp do jedzenia i wody podczas rekonwalescencji. Chociaż zaobserwowaliśmy takie zachowanie, powtarzające się znieczulenie ogólne nie powoduje znaczącego wzrostu spożycia pokarmu lub masy ciała 1,9.</li>
</ol>

<ol><li>Longo, A. B., Sacco, S. M., Salmon, P. L., Ward, W. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Longitudinal+use+of+micro-computed+tomography+does+not+alter+microarchitecture+of+the+proximal+tibia+in+sham+or+ovariectomized+sprague-dawley+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Calcif+Tissue+Int%22%5BJournal%5D)">Longitudinal use of micro-computed tomography does not alter microarchitecture of the proximal tibia in sham or ovariectomized sprague-dawley rats.</a> Calcif Tissue Int. 98 (6), 631-641 (2016).</li>
<li>Sacco, S. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Repeated+irradiation+from+micro-computed+tomography+scanning+at+2%2C+4+and+6+months+of+age+does+not+induce+damage+to+tibial+bone+microstructure+in+male+and+female+CD-1+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Bonekey+Rep%22%5BJournal%5D)">Repeated irradiation from micro-computed tomography scanning at 2, 4 and 6 months of age does not induce damage to tibial bone microstructure in male and female CD-1 mice.</a> Bonekey Rep. 6, 855(2017).</li>
<li>Waarsing, J. H., Day, J. S., Verhaar, J. A., Ederveen, A. G., Weinans, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Bone+loss+dynamics+result+in+trabecular+alignment+in+aging+and+ovariectomized+rats%5BTitle%5D)+AND+%22J+Orthop+Res%22%5BJournal%5D)">Bone loss dynamics result in trabecular alignment in aging and ovariectomized rats.</a> J Orthop Res. 24 (5), 926-935 (2006).</li>
<li>Klinck, R. J., Campbell, G. M., Boyd, S. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Radiation+effects+on+bone+architecture+in+mice+and+rats+resulting+from+in+vivo+micro-computed+tomography+scanning%5BTitle%5D)+AND+%22Med+Eng+Phys%22%5BJournal%5D)">Radiation effects on bone architecture in mice and rats resulting from in vivo micro-computed tomography scanning.</a> Med Eng Phys. 30 (7), 888-895 (2008).</li>
<li>Laperre, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Development+of+micro-CT+protocols+for+in+vivo+follow-up+of+mouse+bone+architecture+without+major+radiation+side+effects%5BTitle%5D)+AND+%22Bone%22%5BJournal%5D)">Development of micro-CT protocols for in vivo follow-up of mouse bone architecture without major radiation side effects.</a> Bone. 49 (4), 613-622 (2011).</li>
<li>Brouwers, J. E., van Rietbergen, B., Huiskes, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((No+effects+of+in+vivo+micro-CT+radiation+on+structural+parameters+and+bone+marrow+cells+in+proximal+tibia+of+wistar+rats+detected+after+eight+weekly+scans%5BTitle%5D)+AND+%22J+Orthop+Res%22%5BJournal%5D)">No effects of in vivo micro-CT radiation on structural parameters and bone marrow cells in proximal tibia of wistar rats detected after eight weekly scans.</a> J Orthop Res. 25 (10), 1325-1332 (2007).</li>
<li>Francisco, J. I., Yu, Y., Oliver, R. A., Walsh, W. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Relationship+between+age%2C+skeletal+site%2C+and+time+post-ovariectomy+on+bone+mineral+and+trabecular+microarchitecture+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22J+Orthop+Res%22%5BJournal%5D)">Relationship between age, skeletal site, and time post-ovariectomy on bone mineral and trabecular microarchitecture in rats.</a> J Orthop Res. 29 (2), 189-196 (2011).</li>
<li>Altman, A. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Quantification+of+skeletal+growth%2C+modeling%2C+and+remodeling+by+in+vivo+micro+computed+tomography%5BTitle%5D)+AND+%22Bone%22%5BJournal%5D)">Quantification of skeletal growth, modeling, and remodeling by in vivo micro computed tomography.</a> Bone. 81, 370-379 (2015).</li>
<li>Longo, A. B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Lifelong+intake+of+flaxseed+or+menhaden+oil+to+provide+varying+n-6+to+n-3+PUFA+ratios+modulate+bone+microarchitecture+during+growth%2C+but+not+after+OVX+in+Sprague-Dawley+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Mol+Nutr+Food+Res%22%5BJournal%5D)">Lifelong intake of flaxseed or menhaden oil to provide varying n-6 to n-3 PUFA ratios modulate bone microarchitecture during growth, but not after OVX in Sprague-Dawley rats.</a> Mol Nutr Food Res. 61 (8), (2017).</li>
<li>Sacco, S. M., Saint, C., LeBlanc, P. J., Ward, W. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Maternal+consumption+of+hesperidin+and+naringin+flavanones+exerts+transient+effects+to+tibia+bone+structure+in+female+CD-1+offspring%5BTitle%5D)+AND+%22Nutrients%22%5BJournal%5D)">Maternal consumption of hesperidin and naringin flavanones exerts transient effects to tibia bone structure in female CD-1 offspring.</a> Nutrients. 9 (3), 250(2017).</li>
<li>Campbell, G. M., Buie, H. R., Boyd, S. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Signs+of+irreversible+architectural+changes+occur+early+in+the+development+of+experimental+osteoporosis+as+assessed+by+in+vivo+micro-CT%5BTitle%5D)+AND+%22Osteoporos+Int%22%5BJournal%5D)">Signs of irreversible architectural changes occur early in the development of experimental osteoporosis as assessed by in vivo micro-CT.</a> Osteoporos Int. 19 (10), 1409-1419 (2008).</li>
<li>De Schaepdrijver, L., Delille, P., Geys, H., Boehringer-Shahidi, C., Vanhove, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+vivo+longitudinal+micro-CT+study+of+bent+long+limb+bones+in+rat+offspring%5BTitle%5D)+AND+%22Reprod+Toxicol%22%5BJournal%5D)">In vivo longitudinal micro-CT study of bent long limb bones in rat offspring.</a> Reprod Toxicol. 46, 91-97 (2014).</li>
<li>Perilli, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Detecting+early+bone+changes+using+in+vivo+micro-CT+in+ovariectomized%2C+zoledronic+acid-treated%2C+and+sham-operated+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Osteoporos+Int%22%5BJournal%5D)">Detecting early bone changes using in vivo micro-CT in ovariectomized, zoledronic acid-treated, and sham-operated rats.</a> Osteoporos Int. 21 (8), 1371-1382 (2010).</li>
<li>Bouxsein, M. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Guidelines+for+assessment+of+bone+microstructure+in+rodents+using+micro-computed+tomography%5BTitle%5D)+AND+%22J+Bone+Miner+Res%22%5BJournal%5D)">Guidelines for assessment of bone microstructure in rodents using micro-computed tomography.</a> J Bone Miner Res. 25 (7), 1468-1486 (2010).</li>
<li>Li, H., Zhang, H., Tang, Z., Hu, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Micro-computed+tomography+for+small+animal+imaging%3A+Technological+details%5BTitle%5D)+AND+%22Progress+in+Natural+Science%22%5BJournal%5D)">Micro-computed tomography for small animal imaging: Technological details.</a> Progress in Natural Science. 18 (5), 513-521 (2008).</li>
<li>Campbell, G. M., Sophocleous, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Quantitative+analysis+of+bone+and+soft+tissue+by+micro-computed+tomography%3A+applications+to+ex+vivo+and+in+vivo+studies%5BTitle%5D)+AND+%22Bonekey+Rep%22%5BJournal%5D)">Quantitative analysis of bone and soft tissue by micro-computed tomography: applications to ex vivo and in vivo studies.</a> Bonekey Rep. 3, 564(2014).</li>
<li>Meganck, J. A., Kozloff, K. M., Thornton, M. M., Broski, S. M., Goldstein, S. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Beam+hardening+artifacts+in+micro-computed+tomography+scanning+can+be+reduced+by+X-ray+beam+filtration+and+the+resulting+images+can+be+used+to+accurately+measure+BMD%5BTitle%5D)+AND+%22Bone%22%5BJournal%5D)">Beam hardening artifacts in micro-computed tomography scanning can be reduced by X-ray beam filtration and the resulting images can be used to accurately measure BMD.</a> Bone. 45 (6), 1104-1116 (2009).</li>
<li>Vazquez, C. M., Molina, M. T., Ilundain, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Role+of+rat+large+intestine+in+reducing+diarrhea+after+50%25+or+80%25+distal+small+bowel+resection%5BTitle%5D)+AND+%22Dig+Dis+Sci%22%5BJournal%5D)">Role of rat large intestine in reducing diarrhea after 50% or 80% distal small bowel resection.</a> Dig Dis Sci. 34 (11), 1713-1719 (1989).</li>
<li>Albrecht, M., Henke, J., Tacke, S., Markert, M., Guth, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effects+of+isoflurane%2C+ketamine-xylazine+and+a+combination+of+medetomidine%2C+midazolam+and+fentanyl+on+physiological+variables+continuously+measured+by+telemetry+in+Wistar+rats%5BTitle%5D)+AND+%22BMC+Vet+Res%22%5BJournal%5D)">Effects of isoflurane, ketamine-xylazine and a combination of medetomidine, midazolam and fentanyl on physiological variables continuously measured by telemetry in Wistar rats.</a> BMC Vet Res. 10, 198(2014).</li>
<li>Schmitz, S., Tacke, S., Guth, B., Henke, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparison+of+physiological+parameters+and+anaesthesia+specific+observations+during+isoflurane%2C+ketamine-xylazine+or+medetomidine-midazolam-fentanyl+anaesthesia+in+male+guinea+pigs%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">Comparison of physiological parameters and anaesthesia specific observations during isoflurane, ketamine-xylazine or medetomidine-midazolam-fentanyl anaesthesia in male guinea pigs.</a> PLoS One. 11 (9), e0161258(2016).</li>
<li>Canadian Council on Animal Care. Guide to the care and use of experimental animals. , Available from:
 <a target="_blank" href="http://www.ccac.ca/Documents/Standards/Guidelines/Experimental_Animals_Vol1.pdf">http://www.ccac.ca/Documents/Standards/Guidelines/Experimental_Animals_Vol1.pdf</a> (1993).</li>
<li>Stevens, W. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparative+toxicities+of+halothane%2C+isoflurane%2C+and+diethyl+ether+at+subanesthetic+concentrations+in+laboratory+animals%5BTitle%5D)+AND+%22Anesthesiology%22%5BJournal%5D)">Comparative toxicities of halothane, isoflurane, and diethyl ether at subanesthetic concentrations in laboratory animals.</a> Anesthesiology. 42 (4), 408-419 (1975).</li>
</ol>

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Protokół ten zapewnia widzom pierwsze szczegółowe wytyczne dotyczące prawidłowego znieczulenia, umieszczenia i unieruchomienia szczura podczas skanowania in vivo μCT kończyny tylnej. Wytyczne te umożliwiają użytkownikom systemów skanowania μCT in vivo uzyskanie wysokiej rozdzielczości i wysokiej jakości obrazów kości piszczelowej, które mogą być przetwarzane w celu ilościowego określenia trójwymiarowej mikroarchitektury kości. Krytyczne kroki w protokole niezbędne do zapewnienia prawidłowego ułożenia i unieruchomienia obejmują odpowiednie znieczulenie szczura, a także odsunięcie tylnej kończyny od wszystkich innych krytycznych struktur, aż będzie napięta, ale nie w nienaturalnej pozycji. Aby uzyskać optymalne wyniki obrazowania, konieczne jest, aby szczur został znieczulony do poziomu całkowitego relaksu i aby odruchy powiekowe i pedałowania zostały utracone. Ponadto noga skanująca powinna być wyprostowana, a cała stopa i kostka powinny być unieruchomione pianką. Opisane powyżej metody mające na celu osiągnięcie optymalnego umiejscowienia nogi skanującej zapewnią, że: 1) tylne kończyny szczurów w badaniu są konsekwentnie zorientowane w tym samym kierunku, umożliwiając w ten sposób przejście wiązki promieniowania rentgenowskiego przez ten sam obszar każdej nogi, gdy obraca się ona wokół próbki; 2) nie wystąpi zarówno dobrowolny, jak i mimowolny ruch kończyny tylnej, minimalizując w ten sposób możliwość ingerencji artefaktów ruchowych w jakość pozyskanych obrazów; 3) zapobiega się przeszkodom powodowanym przez obiekty (tj. ogon), minimalizując w ten sposób możliwość wystąpienia częściowych efektów objętości powodujących niedokładne pomiary BMD i TMD. Wytyczne te mogą być modyfikowane dla każdego szczura z osobna, ponieważ tempo metabolizmu i umiejscowienia izofluranu może się różnić w zależności od szczepu i wielkości ciała 22. Najpopularniejsze maszyny do skanowania in vivo są przeznaczone do małych modeli zwierzęcych (tj. myszy, szczurów, królików, świnek morskich) i będą miały wymienne etapy zwierzęce, aby umożliwić skanowanie zwierząt o różnych rozmiarach. Dzięki temu mogą pomieścić szeroki zakres mas ciała.
Chociaż skanowanie in vivo μCT pozwala na zmianę pozycji i ponowne zeskanowanie szczura, jeśli obrazy uzyskane z początkowego skanowania są słabej jakości, wielokrotne skanowanie wystawi szczura na dodatkowe dawki promieniowania i znieczulenie izofluranem przez dłuższy czas. Miesięczna powtarzająca się ekspozycja na promieniowanie wynosząca 600 mGy skoncentrowana na kości piszczelowej szczura w ciągu czterech miesięcy nie powoduje niekorzystnego wpływu na mikroarchitekturę kości w porównaniu z przeciwległą tylną kończyną 1, ale nie zapewnia to bezpieczeństwa dwóch skanów powtórzonych w bezpośrednim odstępie czasu. Do dalszych ograniczeń opisanej techniki należy konieczność napiętego kończyny tylnej za pomocą sił przyłożonych do niej w celu utrzymania jej w bezruchu, co może wywołać pewne zmiany w strukturze kości. Podczas gdy nasilenie unieruchomienia kończyny tylnej podczas skanowania będzie zależało od każdego celu badawczego, poprzednie badania z naszego laboratorium polegające na comiesięcznym powtarzaniu obrazowania μCT in vivo jednej kończyny tylnej wykazały różnicę w parametrze mikroarchitektonicznym kory mózgowej, ekscentryczności, w porównaniu z przeciwległą kończyną tylną, która nie uległa wielokrotnemu wyprostowi, Stabilizacja i skanowanie 1. Mimośród jest miarą eliptycznego kształtu kości korowej i zmian w odpowiedzi na zmienione obciążenie. W związku z tym, stosując tę metodę ustawiania i krępowania kończyny tylnej do wielokrotnego obrazowania μCT in vivo, należy wziąć pod uwagę przy ocenie i interpretacji zmian nośnych parametrów mikroarchitektonicznych.
Chociaż powyższe wytyczne zostały przedstawione w odniesieniu do obrazowania i analizy tkanki kostnej, należy dokonać niewielkich korekt protokołu podczas obrazowania tkanek miękkich kończyny tylnej. W szczególności należy wziąć pod uwagę sposób, w jaki kończyna tylna jest wyprostowana od tułowia i skrępowana, ponieważ obecna procedura zniekształca orientację tkanek miękkich (mięśni, tkanki tłuszczowej) w nieprawidłowym położeniu na czas trwania skanowania. W związku z tym, ekstrapolując ten model na potrzeby obrazowania tkanek miękkich kończyny tylnej, należy dokonać pewnych korekt w technice krępowania w celu zmniejszenia lub wyeliminowania zmian w położeniu tkanek względem siebie.
Co więcej, wytyczne zostały napisane specjalnie w oparciu o doświadczenia naszej grupy badawczej, jednak mogą być modyfikowane w celu dostosowania do innych dostępnych na rynku skanerów μCT in vivo . Inne sugerowane metody ustawiania i krępowania kończyny tylnej mogą być dostępne przez producenta systemu skanowania μCT in vivo . Większość dostępnych na rynku aparatów μCT in vivo wymienia polipropylen, polistyren ekspandowany i plastikowe rurki z woskiem dentystycznym do przytrzymywania wystającej stopy jako dopuszczalne materiały i metody krępowania nogi skanującej. Jednak metoda przedstawiona w tym protokole zapewnia bardziej kontrolowane i spójne pozycjonowanie i unieruchomienie skanowanej nogi oraz konsekwentnie zapewnia obrazy wysokiej jakości. Wytyczne przedstawione w niniejszej metodzie wymagają specjalistycznego sprzętu niezbędnego do znieczulenia szczura, takiego jak parownik, rurki, maski, komory indukcyjne i tlen. Chociaż sprzęt wiąże się z nieco wyższymi kosztami w porównaniu ze środkami znieczulającymi do wstrzykiwań, pozwala naukowcom na szybkie i precyzyjne wywołanie znieczulenia na określonych głębokościach świadomości, co zapewnia przewagę nad alternatywnymi metodami.
Korzystając z wytycznych przedstawionych w niniejszym filmie o metodzie, naukowcy wykorzystujący technologie μCT o wysokiej rozdzielczości in vivo do zbadania interesującej ich interwencji będą w stanie prawidłowo i konsekwentnie zorientować i unieruchomić tylną kończynę szczura w celu uzyskania wysokiej jakości obrazowania rentgenowskiego. Zapewni to ciągłość w dziedzinie pozyskiwania obrazów μCT in vivo i posłuży jako krok w kierunku optymalizacji spójności i dokładności w ramach badań oraz umożliwi porównania między badaniami w literaturze. Podobnie, te protokoły i metody mogą zostać rozszerzone do stosowania u innych gatunków gryzoni, w tym myszy, chociaż wymagane będą pewne zmiany 2,10. Na przykład unieruchomienie stopy w rurce piankowej może obejmować kostkę, aby zminimalizować możliwość ruchu nogi podczas skanowania. Dodatkowo cała stopa zmieści się w uchwycie na piankę. W ten sposób palce u nóg nie wystają poza koniec uchwytu, tak jak ma to miejsce podczas zabezpieczania stopy szczura. Ponadto ciało myszy nie wymaga takiego samego ograniczenia taśmą jak szczura. Mniejszy stożek nosowy może być użyty do utrzymania znieczulenia u myszy podczas skanowania. Jeśli mniejszy stożek nosowy nie jest dostępny, można przymocować rękawicę nitrylową do dostępnego stożka nosowego i wykonać małe nacięcie w rękawicy, aby zapewnić przestrzeń, która może pasować do nosa myszy, aby zapewnić znieczulenie, zachowując jednocześnie uszczelnienie wokół nosa.
Podczas gdy proksymalny obszar kości piszczelowej jest głównym miejscem badania zmian w mikrostrukturze kości u szczura, należy zbadać i ustalić wytyczne dotyczące prawidłowego i spójnego ułożenia innych miejsc szkieletowych, takich jak kość udowa i kręgi lędźwiowe, w celu zapewnienia spójności w literaturze. Jednak podejmując przyszłe badania obejmujące obrazowanie kręgów lędźwiowych, należy wziąć pod uwagę, ponieważ obrazowanie kręgosłupa zapewnia narażenie na promieniowanie otaczających narządów i tkanek.

Wykorzystanie mikrotomografii komputerowej in vivo (μCT) to potężne narzędzie, które polega na nieniszczącym obrazowaniu struktur wewnętrznych w wysokich rozdzielczościach przy użyciu modeli gryzoni. Nieniszczący charakter μCT in vivo pozwala na wielokrotne obrazowanie tego samego gryzonia w czasie. Ta cecha nie tylko zmniejsza całkowitą liczbę gryzoni wymaganych w projekcie eksperymentalnym, a tym samym zmniejsza zmienność między osobnikami, która może wystąpić, ale także pozwala naukowcom zrozumieć długoterminowe reakcje na interwencję. Eksperymenty na myszach i szczurach, przeprowadzone na myszach i szczurach, za pomocą wielokrotnej symulacji komputerowej in vivo, wyjaśniły zmiany rozwojowe w mikroarchitekturze kości i gęstości mineralnej kości (BMD) w różnych okresach życia 1,2,3,4,5,6,7,8 a także reakcja zdrowia kości na interwencje, takie jak dieta 9,10, ovariektomia 7,11 i środki farmakologiczne 8,12,13. BMD i mikroarchitektura kości w określonych miejscach szkieletu, a mianowicie w bliższej części kości piszczelowej, kości udowej i kręgach lędźwiowych, wskazują na ogólny stan kości i ryzyko doznania złamania, a zatem są podstawowymi miarami przy ilościowym określaniu odpowiedzi na interwencję.
Akwizycja obrazu μCT in vivo polega na dwuwymiarowych projekcjach rentgenowskich pod wieloma kątami, gdy źródło promieniowania rentgenowskiego i detektor obracają się wokół badanego zwierzęcia 14,15. Jakość uzyskanego obrazu zależy od wielu czynników, w tym między innymi: wybranych parametrów akwizycji (tj. rozdzielczości przestrzennej, napięcia promieniowania rentgenowskiego, natężenia prądu, kroku obrotu, zastosowanego filtra, czasu ekspozycji), ograniczeń skanera μCT (tj. artefaktów opartych na skanerze, takich jak artefakty pierścieniowe lub kurz, które powodują smugi lub efekty częściowej objętości) oraz właściwego ułożenia i unieruchomienia zwierzęcia. Dwa pierwsze z tych czynników mogą być w pewnym stopniu manipulowane przez użytkownika, w zależności od konkretnej maszyny skanującej, celów badania i poprawek, które są potrzebne do optymalizacji funkcji skanera lub przetwarzania pozyskanych obrazów. Ten ostatni z czynników, czyli właściwe ułożenie gryzonia przed skanowaniem, może być osiągnięty niezależnie od ograniczeń opartych na skanerze lub parametrów akwizycji, które są dobrane do osiągnięcia określonego celu badania. Chociaż w literaturze opublikowano wiele publikacji dotyczących obrazowania in vivo 14,15,16,17, klasyczny styl rękopisu jest taki, że nie można dołączyć szczegółowych informacji "jak to zrobić". Dlatego celem tego artykułu i przewodnika wideo jest wypełnienie tej pustki. Naszym celem jest poinstruowanie użytkowników tomografów komputerowych μCT in vivo, jak znieczulić szczura oraz ustawić i unieruchomić tylną kończynę, aby uzyskać wysokiej jakości obrazy, które można analizować w celu dokładniejszego ilościowego określenia wyników mikroarchitektury kości.
Zapobieganie przeszkodom promieniowania rentgenowskiego przez obiekty inne niż tylna kończyna jest niezbędne do ilościowego określenia najdokładniejszych wartości BMD i mikroarchitektury kości. Gdy promienie rentgenowskie przechodzą przez obiekty i tkanki o różnej grubości i gęstości, niektóre promienie rentgenowskie są pochłaniane (tj. tłumione) przez materiały, przez które przechodzą. Ponieważ na zmierzoną gęstość masy próbki ma wpływ jej grubość oraz obecność i grubość otaczających tkanek, konieczne jest, aby fantomy kalibracyjne używane do określania BMD były skanowane w ten sam sposób. Dlatego, jeśli wiązka promieniowania rentgenowskiego ma przejść przez obiekty (tj. ogon) przed lub po przejściu przez obszar zainteresowania, obiekty te pochłoną część energii promieniowania rentgenowskiego i będą zakłócać uzyskany obraz transmisyjny. Ponadto skany te byłyby bardzo trudne do symulacji podczas skanowania fantomów, które muszą bardzo przypominać skany próbek. W rezultacie, te różnice w tłumieniu prowadzą do niedokładności w ocenie pomiarów BMD kości. Dlatego, dla łatwości i dokładności, najlepiej jest ograniczyć liczbę przeszkód między źródłem promieniowania rentgenowskiego, obszarem zainteresowania a detektorem promieniowania rentgenowskiego.
Długodystansowa ocena struktury kości na podstawie interwencji w modelach przedklinicznych obejmuje wielokrotne znieczulanie zwierzęcia w celu ograniczenia jego ruchu podczas protokołów skanowania. Istnieje kilka metod znieczulenia ogólnego w celu obezwładnienia zwierząt poddawanych badaniu μCT, w tym znieczulenie iniekcyjne i wziewne 1,2,4,5,6,12. W przeciwieństwie do wziewnych środków znieczulających, takich jak izofluran, wielokrotne znieczulenie ogólne przy użyciu środków znieczulających do wstrzykiwań powoduje zmniejszenie masy ciała, tolerancję chirurgiczną i znaczące zmiany innych parametrów fizjologicznych u gryzoni, w szczególności szczurów i świnek morskich, co sugeruje istotne przeciwwskazania do wielokrotnego stosowania 18,19,20. Podczas gdy izofluran jest wysoce lotny i pozwala na szybką indukcję i powrót do zdrowia, środki znieczulające do wstrzykiwań wytwarzają różne poziomy znieczulenia, a czas pod narkozą zależy od szczepu, płci, składu ciała, stanu postu i cyklu dobowego zwierzęcia. Środki znieczulające do wstrzykiwań stanowią również dodatkowe bariery w ich stosowaniu, ponieważ są ściśle regulowane przez krajowe organy zarządzające. Znieczulenie wziewne polega jednak na bezpośrednim podaniu do układu oddechowego; Ta metoda pozwala na szybszą indukcję i czas rekonwalescencji oraz lepszą kontrolę nad długością i głębokością znieczulenia19,20. Ograniczenia metody znieczulenia wziewnego obejmują wymóg specjalistycznego sprzętu do waporyzacji oraz pewne zmiany częstości akcji serca i ciśnienia krwi podczas indukcji, konserwacji i rekonwalescencji 18,19.

<table><tbody><tr><td>Isoflurane</td><td>Fresenius Kabi Animal Health</td><td>108737</td><td></td></tr><tr><td>Waporyzator</td><td>Dispomed</td><td>990-1091-3SINEWA</td> Filtry zmiatające/węglowe <td></td></tr><tr><td></td><td>Dispomed</td><td>985-1005-000</td><td></td></tr><tr><td>Skaner mikrotomografii komputerowej</td><td>Bruker microCT</td><td>SkyScan 1176</td><td></td></tr><tr><td>Wosk dentystyczny</td><td>Kerr Dental Laboratory</td><td>623</td><td></td></tr><tr><td>Pianka (Backer Pręt)</td><td>Rona</td><td>CF12086</td><td>1" x10'</td></tr><tr><td>Rurka z tworzywa sztucznego</td><td>Bruker microCT</td><td>SP-3010</td><td></td></tr><tr><td>Łóżko z włókna węglowego</td><td>Bruker microCT</td><td>SP-3002</td><td></td></tr><tr><td>Vet Wrap/Bandage</td><td>Dura-Tech</td><td>17473</td><td></td></tr><tr><td>Żel okulistyczny</td><td>OptixCare</td><td>006CLC-4256</td><td>Bezantybiotykowa</td></tr><tr><td>poduszka grzewcza</td><td>Sunbeam</td><td>000731-500-000</td><td></td></tr></tbody></table>

prawidłowe ułożenie i unieruchomienie tylnej kończyny szczura w celu zogniskowanego obrazowania mikroarchitektury kości w wysokiej rozdzielczości za pomocą mikrotomografii komputerowej in vivo

Proper Positioning and Restraint of a Rat Hind Limb for Focused High Resolution Imaging of Bone Micro-architecture Using In Vivo Micro-computed Tomography

Wykorzystanie mikrotomografii komputerowej in vivo (μCT) to potężne narzędzie, które polega na nieniszczącym obrazowaniu wewnętrznych struktur w wysokich rozdzielczościach na żywych modelach zwierzęcych. Pozwala to na wielokrotne obrazowanie tego samego gryzonia w czasie. Ta cecha nie tylko zmniejsza całkowitą liczbę gryzoni wymaganych w projekcie eksperymentalnym, a tym samym zmniejsza zmienność między osobnikami, która może wystąpić, ale także pozwala naukowcom ocenić podłużne lub trwające całe życie reakcje na interwencję. Aby uzyskać wysokiej jakości obrazy, które można przetwarzać i analizować w celu dokładniejszego ilościowego określenia wyników mikroarchitektury kości, użytkownicy skanerów μCT in vivo muszą odpowiednio znieczulić szczura oraz ustawić i unieruchomić tylną kończynę. Aby to zrobić, konieczne jest, aby szczur został znieczulony do poziomu całkowitego relaksu i aby odruchy pedałowania zostały utracone. Wytyczne te mogą być modyfikowane dla każdego szczura z osobna, ponieważ tempo metabolizmu izofluranu może się różnić w zależności od szczepu i wielkości ciała. Właściwa technika pozyskiwania obrazów μCT in vivo umożliwia dokładny i spójny pomiar mikroarchitektury kości w ramach badań i między nimi.

Ta metoda znieczulania szczura oraz pozycjonowania i unieruchamiania kończyny tylnej do obrazowania µCT in vivo ułatwia pozyskiwanie wysokiej jakości obrazów odpowiednich do analizy mikroarchitektury kości piszczelowej. Prawidłowe pozycjonowanie tylnej kończyny szczura polega na pełnym wyproście nogi oraz unieruchomieniu całej stopy i stawu skokowego w piance (Rycina 1A), co pozwala na uzyskanie obrazu o jakości wystarczającej do analizy mikroarchitektury beleczkowej i korowej (Rycina 1B). Niedostateczne ułożenie i unieruchomienie kończyny tylnej (Rycina 1C) może prowadzić do powstania obrazów z artefaktami ruchowymi (Rycina 1D), natomiast ogon, który nie został całkowicie usunięty z pola widzenia skanera (Rycina 1E), będzie zakłócać osłabianie promieniowania rentgenowskiego przez skanowane próbki (Rycina 1F) i zmieni pomiary BMD oraz gęstości mineralnej tkanki (TMD). Każdy z tych błędów pozycjonowania spowoduje uzyskanie skanu słabej jakości, który nie powinien być dalej analizowany. Pozyskanie obrazów słabej jakości zmieni kwantyfikację drobnej sieci beleczkowej i struktury korowej kończyny tylnej, co doprowadzi do uzyskania nieprawidłowych lub niejednoznacznych danych14.
<img alt="Obrazowanie rentgenowskie i CT ruchu stawów; analiza struktury kości; diagram porównawczy." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56346/56346fig1.jpg" data-altupdatedat="1788250015000" data-alt="Rycina 1"> 
Rycina 1. Reprezentatywne obrazy ułożenia tylnej kończyny szczura i odpowiadające im obrazy proksymalnej części piszczeli w przekroju poprzecznym. 
(A) Prawidłowe ułożenie tylnej kończyny szczura z kostką całkowicie unieruchomioną w piance, wyprostowaną nogą i odciągniętym od piszczeli ogonem zapewnia wystarczającą jakość obrazu w (B) przekroju poprzecznym piszczeli oraz jej mikroarchitektury beleczkowej i korowej. (C) Nieprawidłowe ułożenie tylnej kończyny szczura, przy niedopełnionym wyproście nogi i niepełnym unieruchomieniu kostki w piance, może prowadzić do (D) artefaktów ruchowych, widocznych jako smugi w przekroju poprzecznym. (E) Obiekty zakłócające pole widzenia, takie jak nieodciągnięty od piszczeli ogon (F), zakłócają tłumienie promieni rentgenowskich przez piszczel i mogą prowadzić do zmiany pomiarów BMD i TMD, mimo że nie jest to widoczne wizualnie. W lewym dolnym rogu panelu F widoczna jest część ogona w polu widzenia, która zakłóciła wiązkę promieniowania rentgenowskiego przechodzącą następnie przez piszczel. Czerwone linie przerywane w panelach po lewej stronie wskazują przekrój poprzeczny przedstawiony w panelach po prawej stronie. <a href="https://cloudflare.jove.com/files/ftp_upload/56346/56346fig1large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.</a>
Rysunek uzupełniający 1. Aparat do podawania isofluranu. Aparat do podawania isofluranu skonfigurowany tak, aby dostarczać 3-4% isofluranu rozpuszczonego w O2 przy ciągłym przepływie 1-2 L/min w celu indukcji znieczulenia ogólnego. <a href="https://cloudfront.jove.com/files/ftp_upload/56346/Suppl_Fig_1.jpg">Kliknij tutaj, aby pobrać ten rysunek.</a>
Rycina uzupełniająca 2. Zapewnienie głębokości znieczulenia. Pomiar odruchów stopy poprzez uszczypnięcie palców szczura otrzymującego ciągłe znieczulenie wziewne przez maskę twarzową lub stożek nosowy. Odpowiedź bólowa jest bardziej wyraźna, gdy kończyna jest lekko wyprostowana. Bardzo silne uszczypnięcia lub stosowanie pęset lub zacisków mogą spowodować uszkodzenie tkanek, dlatego nie należy ich używać. <a href="https://cloudfront.jove.com/files/ftp_upload/56346/Suppl_Fig_2.jpg">Kliknij tutaj, aby pobrać tę figurę.</a>
Rysunek uzupełniający 3. Zrzut ekranu z widoku kamery do monitorowania fizjologicznego w czasie rzeczywistym. <a href="https://cloudfront.jove.com/files/ftp_upload/56346/Suppl_Fig_3.jpg">Kliknij tutaj, aby pobrać ten rysunek.</a>
Rycina uzupełniająca 4. Szczur leżący w pozycji grzbietnej na stole skanera z włókna węglowego. <a href="https://cloudfront.jove.com/files/ftp_upload/56346/Suppl_Fig_4.jpg">Kliknij tutaj, aby pobrać tę rycinię.</a>
Rycina uzupełniająca 5. Prawa łapa szczura unieruchomiona w elastycznej rurce piankowej. Prawa łapa szczura jest unieruchomiona w elastycznej rurce piankowej, z palcami wystającymi poza rurkę (nie przedstawiono tutaj). Rurka piankowa jest zamocowana w plastikowym uchwycie (szczegółowe informacje znajdują się w Tabeli materiałów/sprzętu specyficznego). <a href="https://cloudfront.jove.com/files/ftp_upload/56346/Suppl_Fig_5.jpg">Kliknij tutaj, aby pobrać tę figurę.</a>
Rycina uzupełniająca 6. Szczur unieruchomiony w pozycji z prawą nogą wyprostowaną. Ogon i lewa stopa są przyklejone z dala od prawej nogi (w stronę tułowia), biodra są zabezpieczone, a tułów szczura owinięty bandażem samoprzylepnym (niebieskim), aby ograniczyć utratę ciepła. <a href="https://cloudfront.jove.com/files/ftp_upload/56346/Suppl_Fig_6.jpg">Kliknij tutaj, aby pobrać tę rycinę.</a>

Ten artykuł instruuje użytkowników skanerów do mikrotomografii komputerowej in vivo (μCT), jak znieczulać, prawidłowo ustawiać i krępować tylną kończynę szczura w celu zminimalizowania ruchu podczas obrazowania kości piszczelowej w wysokiej rozdzielczości. Rezultatem są wysokiej jakości obrazy, które można przetworzyć w celu dokładnego określenia ilościowego mikroarchitektury kości.

Prawidłowe ułożenie i unieruchomienie tylnej kończyny szczura w celu zogniskowanego obrazowania mikroarchitektury kości w wysokiej rozdzielczości za pomocą mikrotomografii komputerowej in vivo

The use of in vivo micro-computed tomography (&#181;CT) is a powerful tool which involves the non-destructive imaging of internal structures at high ...

Ogólnym celem tej procedury jest prawidłowe ustawienie i unieruchomienie tylnej kończyny szczura w celu uzyskania zogniskowanych obrazów o wysokiej rozdzielczości mikroarchitektury kości proksymalnej kości piszczelowej i dystalnej kości udowej za pomocą mikrotomografii komputerowej in vivo. Metoda ta może pomóc odpowiedzieć na kluczowe pytania dotyczące pozyskiwania obrazów in vivo za pomocą mikrotomografii komputerowej i dostarcza wskazówek dotyczących prawidłowego ułożenia i unieruchomienia kończyny tylnej. Główną zaletą tej procedury jest to, że można uzyskać wysoce spójne obrazy, a następnie wykorzystać je do ilościowego określenia zmian mikroarchitektury kości, które zachodzą podczas badań podłużnych.Umieść szczura w pozycji leżącej na plecach na łóżku skanera z włókna węglowego. Po potwierdzeniu odpowiedniego poziomu sedacji poprzez brak reakcji na uszczypnięcie palca, nałóż smar okulistyczny na oczy zwierzęcia. Utrzyj stopę w rurce z pianki ciągliwej tak, aby palce u nóg wystawały z jednego końca i nałóż wosk dentystyczny, aby mocno utrzymać stopę w piance, uważając, aby pianka nie rozciągała się nad obszarem zainteresowania.Szczelnie zamknij rurkę taśmą i włóż piankę do tuby. Upewnij się, że pianka jest ściśle dopasowana do rurki i wsuń rurkę do łoża skanera rentgenowskiego. Wyprostuj tylną kończynę, aż noga będzie napięta.Potwierdzenie braku nadmiernego wyprostu poprzez badanie palpacyjne pozycji stawu kolanowego i przyciągnięcie przeciwległej tylnej kończyny i ogona w kierunku tułowia. Odsuwając tylną kończynę od tułowia, aż noga będzie napięta, upewnij się, że promieniowanie rentgenowskie przejdzie przez wszystkie obszary kości w jak najbardziej podobny sposób. Następnie zetrzyj samoprzylepną stronę kilku kawałków taśmy maskującej i użyj zmodyfikowanej taśmy, aby zabezpieczyć niewyprostowaną tylną kończynę i ogon, tak aby pozostały poza polem skanowania view.Następnie przymocuj biodra, ramiona, stożek głowy i nosa do łóżka skanującego. Owiń zwierzę folią weterynaryjną, aby ograniczyć utratę ciepła i zobrazuj zwierzę za pomocą mikrotomografii komputerowej przy użyciu odpowiednich parametrów eksperymentalnych zgodnie ze standardowymi protokołami. Po uzyskaniu wszystkich obrazów należy pozwolić zwierzęciu dojść do siebie w pojedynczej, częściowo ogrzewanej klatce z monitorowaniem aż do pełnego leżenia.Prawidłowe ułożenie kończyny tylnej szczura polega na całkowitym wyprostowaniu nogi i unieruchomieniu całej stopy i kostki pianką, co skutkuje uzyskaniem obrazu o jakości wystarczającej do analizy mikroarchitektury beleczkowania i kory mózgowej. Niewystarczające umiejscowienie i unieruchomienie kończyny tylnej może skutkować powstawaniem obrazów z artefaktami ruchu, podczas gdy ogon, który nie jest całkowicie usunięty z pola widzenia skanowania, będzie zakłócał tłumienie promieniowania rentgenowskiego przez próbki skanowania i zmieni pomiary gęstości mineralnej szpiku kostnego i tkanek. Po opanowaniu tę procedurę można prawidłowo wykonać w ciągu 5-10 minut.Podczas wykonywania tej procedury ważne jest, aby zawsze zwracać uwagę na częstość oddechów, poziom uspokojenia i ilość narażenia szczura na promieniowanie. Procedura ta może być zmieniona i wykorzystana do oceny innych miejsc szkieletowych, takich jak dystalna kość udowa i kręgi drewniane. Co więcej, procedura ta może być modyfikowana i stosowana w przypadku innych gatunków gryzoni, takich jak myszy.Po obejrzeniu tego filmu powinieneś dobrze zrozumieć, jak prawidłowo ustawić i unieruchomić tylną kończynę szczura, aby uzyskać skupienie i spójne obrazowanie w wysokiej rozdzielczości mikroarchitektury kości piszczelowej bliższej.

proper-positioning-restraint-rat-hind-limb-for-focused-high

Research

JoVE Journal

Bioengineering

Bioinżynieria

Obrazowanie naczyń krwionośnych małych zwierząt z kontrastem za pomocą mikrotomografii komputerowej (microCT) jest szybką, kosztowo efektywną i wysokoprzepustową techniką do seryjnych badań in situ rozwoju guzów, analizy sieci naczyń krwionośnych je odżywiających oraz monitorowania odpowiedzi guzów na przedkliniczne interwencje terapeutyczne.

Obrazowanie naczyń z kontrastem przy użyciu mikrotomografii komputerowej (MicroCT)

Nieniszcząca wizualizacja objętościowa jest możliwa do uzyskania jedynie za pomocą technik tomograficznych, z których najefektywniejszą jest mikrotomografia komputerowa (CT) promieniami rentgenowskimi.

Wysokorozdzielcze obrazowanie 3D Ex-vivo Próbki biologiczne w mikro-tomografii komputerowej (mikro-CT)

Połączone obrazowanie optyczne i μCT w mysim modelu infekcji implantu ortopedycznego, wykorzystujące bioluminescencyjny zmodyfikowany szczep Staphylococcus aureus, zapewniło możliwość nieinwazyjnego i podłużnego monitorowania dynamiki infekcji bakteryjnej, jak również odpowiadającej jej reakcji zapalnej i zmian anatomicznych w kości.

Połączone obrazowanie optyczne in vivo i μCT w celu monitorowania infekcji, stanu zapalnego i anatomii kości w zakażeniu implantu ortopedycznego u myszy

Model heterotopowego kostnienia tenotomii Achillesa i oparzeń pozwala na wiarygodne badanie ektopowego formowania się kości wywołanego urazem bez stosowania czynników egzogennych.

Bezpośredni model kostnienia heterotopowego urazu/oparzenia myszy

Implantacja autologicznych i allogenicznych przeszczepów kostnych stanowi akceptowane metody leczenia dużych ubytków kości twarzoczaszki. Jednak wpływ składu przeszczepu na wzajemne oddziaływanie między neowaskularyzacją, różnicowaniem komórek i tworzeniem kości jest niejasny. Przedstawiamy protokół obrazowania multimodalnego, którego celem jest wyjaśnienie współzależności angiogenezy i osteogenezy w pobliżu przeszczepu.

Tomografia komputerowa i obrazowanie optyczne sprzężenia osteogeneza-angiogeneza w celu oceny integracji autoprzeszczepów kości czaszki i alloprzeszczepów

Protokół opisuje nowatorski model komory okiennej kości udowej dla myszy, który może być używany do śledzenia ruchu komórek w szpiku kości udowej in vivo. Przyżyteczna mikroskopia fluorescencyjna wielofotonowa służy do obrazowania trzech składników szpiku kostnego kości udowej (układu naczyniowego, macierzy kolagenowej i neutrofili) w czasie.

Model komory okienka kości udowej do śledzenia komórek in vivo w mysim szpiku kostnym

Celem tego protokołu jest wygenerowanie modelu złamania kompresyjnego kręgów związanego z osteoporozą u nagich szczurów, który może być oceniany in vivo za pomocą półautomatycznej ilościowej analizy strukturalnej opartej na mikrotomografii komputerowej.

Półautomatyczna ilościowa analiza strukturalna oparta na mikrotomografii komputerowej nagiego szczura Model złamania kręgów związanego z osteoporozą

Mikrotomografia komputerowa (μCT) jest nieniszczącym narzędziem do obrazowania, które jest instrumentalne w ocenie struktury kości w badaniach przedklinicznych, jednak nie ma zgody co do procedur μCT do analizy modzeli gojącej się kości. Badanie to zapewnia krok po kroku protokół μCT, który umożliwia monitorowanie gojenia się złamań.

Ocena gojenia złamań kości za pomocą mikrotomografii komputerowej

Mechaniczne badanie kości gryzoni jest cenną metodą pozyskiwania informacji na temat podatności kości na złamania. Przy braku odpowiedniego zrozumienia praktycznego wyniki mogą być nadinterpretowane lub nieaktualne. Protokół ten posłuży jako przewodnik zapewniający, że testy mechaniczne są wykonywane dokładnie, aby zapewnić prawidłowe i funkcjonalne dane.

Praktyczne uwarunkowania dotyczące projektowania, wykonywania i interpretacji badań obejmujących próby zginania kości gryzoni w całości

Ten protokół wykorzystuje mikrotomografię komputerową, aby umożliwić ekonomiczną kwantyfikację beztłuszczowej masy, w tym mięśni szkieletowych i tkanki trzewnej, tkanki tłuszczowej i tkanki szkieletowej u małych zwierząt. Rozróżnia tkankę beztłuszczową i tłuszczową, co daje znaczące korzyści w badaniach biomedycznych, szczególnie w badaniach translacyjnych na małych zwierzętach.

Nieinwazyjna kwantyfikacja mięśni szkieletowych u małych zwierząt za pomocą mikrotomografii komputerowej

Procedura ta demonstruje transport poprzeczny kory piszczelowej u szczurów, umożliwiając wizualizację i analizę rewaskularyzacji podczas niedokrwienia kończyny.

Model szczura transportu poprzecznego kory piszczelowej do leczenia niedokrwienia kończyn dolnych

Naucz się prawidłowego pozycjonowania i unieruchomienia tylnej kończyny szczura do obrazowania mikroarchitektury kości w wysokiej rozdzielczości za pomocą mikrotomografii komputerowej in vivo.

Prawidłowe ułożenie i unieruchomienie tylnej kończyny szczura w celu zogniskowanego obrazowania mikroarchitektury kości w wysokiej rozdzielczości za pomocą mikrotomografii komputerowej in vivo (Wideo) | JoVE Journal

Prawidłowe ułożenie i unieruchomienie tylnej kończyny szczura w celu zogniskowanego obrazowania mikroarchitektury kości w wysokiej rozdzielczości za pomocą mikrotomografii komputerowej in vivo

Przeglądaj więcej filmów