Name: Intubacja dotchawicza królików za pomocą polipropylenowego cewnika prowadzącego (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2017-11-13T14:00:00.000+00:00
Duration: 5 min 46 s
Description: Naucz się intubacji dotchawiczej u królików przy użyciu cewnika polipropylenowego jako prowadnicy. Ta nieinwazyjna metoda zapewnia bezpieczne drogi oddechowe podczas znieczulenia ogólnego w praktyce weterynaryjnej.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

playerTrialDesktop

Autorzy pragną podziękować tym pracownikom i personelowi badawczemu, którzy uczestniczyli w sesjach szkoleniowych dotyczących obchodzenia się z królikami i anestezjologii, za ich opinie podczas nauki tej techniki intubacji.

Procedura intubacji opisana poniżej została zatwierdzona przez Komitet ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt w Klinice Mayo.
1. Przygotowanie (<silna klasa="xfig">Rysunek 1)
<ol>
	<li>Zaopatrz się w 5-francuski cewnik polipropylenowy i odetnij niezaokrąglony koniec tak, aby całkowita długość wynosiła 8-10 cali. Zaznacz odcięty koniec rurki, aby wyraźnie wskazać, który koniec nie powinien być wkładany do tchawicy (strzałka, <silna klasa="xfig">Rysunek 1).</li>
	<li>Umieść ostrze laryngoskopu Millera w rozmiarze 0 lub 1 na laryngoskopie i sprawdź, czy światło działa.</li>
	<li>Pobrać 0,25 ml 2% lidokainy do strzykawki o pojemności 1 ml.</li>
	<li>Nałóż sterylny smar na koniec rurki dotchawiczej bez mankietu o odpowiedniej wielkości (zwykle 2.5-4.0 mm ID).</li>
	<li>Przygotuj materiały do zamocowania rurki dotchawiczej na miejscu po jej włożeniu (np. taśma pępowinowa).</li>
	<li>Zaopatrz się w urządzenie do wykrywania przepływu powietrza na końcu procedury, aby potwierdzić pomyślną intubację (#5, <silna klasa="xfig">Rysunek 1). Jest to opcjonalne.</li>
</ol>
2. Znieczulenie
<ol>
	<li>Podawać znieczulenie iniekcyjne, takie jak 35 mg/kg ketaminy i 5 mg/kg ksylazyny domięśniowo za pomocą strzykawki 3 ml z igłą 25 G w mięsień czworogłowy tylnej nogi około 4-miesięcznego królika nowozelandzkiego o wadze 3,0-3,5 kg. 
	UWAGA: Ten schemat znieczulenia jest powszechnie stosowaną kombinacją do wstrzykiwań u młodych, zdrowych, wolnych od specyficznych patogenów królików badawczych, ale w oparciu o stan kliniczny i/lub cele eksperymentalne, inny protokół może być bardziej odpowiedni.</li>
	<li>Po znieczuleniu królika nałóż sterylny lubrykant okulistyczny na oczy, aby zachować tkankę rogówki.</li>
</ol>
3. Intubacja dotchawicza
<ol>
	<li>Zmierz rurkę dotchawiczą od siekaczy do wlotu klatki piersiowej, aby określić odpowiednią długość do wprowadzenia rurki dotchawiczej. Umieszczenie końca rurki na poziomie wlotu klatki piersiowej zapewnia, że otwór rurki znajduje się za krtanią, ale czaszkowo do rozwidlenia tchawicy.</li>
	<li>Ustaw królika sterowo na stole przygotowawczym z głową lekko wysuniętą ponad krawędź stołu (<silna klasa="xfig">Rysunek 2). Królik powinien być ustawiony prostopadle z głową i kręgosłupem w prostej linii.</li>
	<li>Podnosząc głowę do góry, użyj gaziki, aby pociągnąć język królika na bok do prawych dolnych siekaczy królika (w diastemie), uważając, aby uniknąć urazu siekaczy.</li>
	<li>Chwyć laryngoskop i ostrze prawą ręką i umieść je w ustach za siekaczami, wchodząc od lewej strony królika.</li>
	<li>Podążaj czubkiem ostrza za podniebieniem w kierunku ogonowym, aż widoczne będzie podniebienie miękkie.</li>
	<li>Prawą ręką przechyl laryngoskop do przodu (zegnij nadgarstek, trzymając laryngoskop w dół), jednocześnie odchylając głowę królika do tyłu, a szyję do przodu, aby utrzymać otwarte drogi oddechowe i view krtań (<silna klasa = "xfig">Rysunek 3A). Jako obowiązkowe oddychanie przez nos, nagłośnia często znajduje się powyżej podniebienia miękkiego, a zastosowanie tej metody uciska podstawę języka, aby przemieścić nagłośnię i odsłonić głośnię. Aby zapobiec desaturacji tlenu, ważne jest, aby szyja była wyprostowana zgodnie z opisem, aby utrzymać otwarte drogi oddechowe podczas intubacji.</li>
	<li>Zwolnij język i przesuń ostrze laryngoskopu na lewą rękę, aby zwolnić prawą rękę do umieszczenia cewnika prowadzącego.</li>
	<li>Trzymając laryngoskop i utrzymując widok głośni (<silna klasa = "xfig">Rysunek 3B), przesuń zaokrągloną końcówkę cewnika prowadzącego przez otwór za krtanią (<silna klasa = "xfig">Rysunek 4). Cewnik w naturalny sposób zatrzyma się przy rozwidleniu tchawicy.</li>
	<li>Trzymając cewnik prowadzący, chwyć rurkę dotchawiczą i przeciągnij ją przez cewnik, uważając, aby nie wywierać siły na cewnik, zaczepiając go o łącznik rurki dotchawiczej. Przesuwaj rurkę, aż pojawi się opór ze strony strun głosowych (<silna klasa = "xfig">Rysunek 5).</li>
	<li>Wkroplić 0,25 ml 2% lidokainy do otworu rurki dotchawiczej. Lidokaina przemieszcza się w dół rurki dotchawiczej, aby miejscowo znieczulić struny głosowe, zapobiegając skurczowi krtani22 (<silna klasa="xfig">Ryc. 6).</li>
	<li>Odczekaj około dwóch minut, aż znieczulenie miejscowe zacznie działać, a następnie delikatnie przekręć rurkę dotchawiczą, przesuwając ją przez struny głosowe (<silna klasa = "xfig">Ryc. 7). Gdy rurka przejdzie przez struny głosowe, wyjmij ostrze laryngoskopu i cewnik, uważając, aby nie przesunąć rurki.</li>
	<li>Sprawdź położenie rurki dotchawiczej, obserwując przepływ powietrza. Można to osiągnąć na wiele sposobów, w tym umieszczenie tkanki lub futra na końcu rurki w celu wykrycia przepływu powietrza, szukanie zaparowania rurki lub zaparowania szkła/lustra na końcu rurki i nasłuchiwanie przepływu powietrza. Urządzenia zaprojektowane do wykrywania przepływu powietrza23 lub oddychania mogą być również używane (Rysunek 8) w celu określenia, czy intubacja się powiodła (zobacz Tabelę materiałów, aby zapoznać się z opcjami). Zabezpiecz rurkę dotchawiczą za pomocą preferowanej metody, takiej jak taśma pępowinowa owinięta wokół rurki i głowy. Podłącz obwód znieczulenia i osłuchuj obie strony klatki piersiowej, jednocześnie wykonując oddechy, aby zapewnić wentylację po obu stronach płuc.</li>
</ol>

<ol><li>Quesenberry, K. E., Carpenter, J. W. <a target="_blank" href="https://www.amazon.com/Ferrets-Rabbits-Rodents-Clinical-Medicine/dp/1416066217">Ferrets, rabbits, and rodents : clinical medicine and surgery. 3rd edn </a>. , Elsevier/Saunders. (2012).</li>
<li>Dugdale, A. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aDugdale%2C+A+%22Veterinary+Anaesthesia%3A+Principles+to+Practice%22">Veterinary Anaesthesia: Principles to Practice</a>. , Wiley-Blackwell. (2010).</li>
<li>Yamamoto, Y., Inoue, S., Abe, R., Kawaguchi, M., Furuya, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Airway+management+with+the+laryngeal+tube+in+rabbits%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+animal%22%5BJournal%5D)">Airway management with the laryngeal tube in rabbits.</a> Lab animal. 36 (5), 33-35 (2007).</li>
<li>Belena, J. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Laryngeal+mask%2C+laryngeal+tube%2C+and+Frova+introducer+in+simulated+difficult+airway%5BTitle%5D)+AND+%22J+Emerg+Med%22%5BJournal%5D)">Laryngeal mask, laryngeal tube, and Frova introducer in simulated difficult airway.</a> J Emerg Med. 48 (2), 254-259 (2015).</li>
<li>Smith, J. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Endotracheal+tubes+versus+laryngeal+mask+airways+in+rabbit+inhalation+anesthesia%3A+ease+of+use+and+waste+gas+emissions%5BTitle%5D)+AND+%22Contemp+Top+Lab+Anim+Sci%22%5BJournal%5D)">Endotracheal tubes versus laryngeal mask airways in rabbit inhalation anesthesia: ease of use and waste gas emissions.</a> Contemp Top Lab Anim Sci. 43 (4), 22-25 (2004).</li>
<li>Kazakos, G. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Use+of+the+laryngeal+mask+airway+in+rabbits%3A+placement+and+efficacy%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+Anim+%28NY%29%22%5BJournal%5D)">Use of the laryngeal mask airway in rabbits: placement and efficacy.</a> Lab Anim (NY). 36 (4), 29-34 (2007).</li>
<li>Crotaz, I. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Initial+feasibility+investigation+of+the+v-gel+airway%3A+an+anatomically+designed+supraglottic+airway+device+for+use+in+companion+animal+veterinary+anaesthesia%5BTitle%5D)+AND+%22Vet+Anaesth+Analg%22%5BJournal%5D)">Initial feasibility investigation of the v-gel airway: an anatomically designed supraglottic airway device for use in companion animal veterinary anaesthesia.</a> Vet Anaesth Analg. 37 (6), 579-580 (2010).</li>
<li>Bateman, L., Ludders, J. W., Gleed, R. D., Erb, H. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparison+between+facemask+and+laryngeal+mask+airway+in+rabbits+during+isoflurane+anesthesia%5BTitle%5D)+AND+%22Veterinary+Anaesthesia+and+Analgesia%22%5BJournal%5D)">Comparison between facemask and laryngeal mask airway in rabbits during isoflurane anesthesia.</a> Veterinary Anaesthesia and Analgesia. 32 (5), 280-288 (2005).</li>
<li>Johnson, D. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Endoscopic+intubation+of+exotic+companion+mammals%5BTitle%5D)+AND+%22The+veterinary+clinics+of+North+America.+Exotic+animal+practice%22%5BJournal%5D)">Endoscopic intubation of exotic companion mammals.</a> The veterinary clinics of North America. Exotic animal practice. 13 (2), 273-289 (2010).</li>
<li>Tranquilli, W. J., Thurmon, J. C., Grimm, K. A., Lumb, W. V. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aTranquilli%2C+WJ+%22Lumb+%26+Jones%27+veterinary+anesthesia+and+analgesia.+4th+edn%22">Lumb & Jones' veterinary anesthesia and analgesia. 4th edn</a>. , Blackwell Pub. (2007).</li>
<li>Worthley, S. G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rapid+oral+endotracheal+intubation+with+a+fibre-optic+scope+in+rabbits%3A+a+simple+and+reliable+technique%5BTitle%5D)+AND+%22Laboratory+Animals%22%5BJournal%5D)">Rapid oral endotracheal intubation with a fibre-optic scope in rabbits: a simple and reliable technique.</a> Laboratory Animals. 34 (2), 199-201 (2000).</li>
<li>Miranda, A., Pego, J. M., Correia-Pinto, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Animal+facility+videoendoscopic+intubation+station%3A+tips+and+tricks+from+mice+to+rabbits%5BTitle%5D)+AND+%22Laboratory+animals%22%5BJournal%5D)">Animal facility videoendoscopic intubation station: tips and tricks from mice to rabbits.</a> Laboratory animals. , (2016).</li>
<li>Irazuzta, J., Hopkins, J., Gunnoe, P., Brittain, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Simple+method+of+multipurpose+airway+access+through+percutaneous+tracheostomy+in+rabbits+%28Oryctolagus+cuniculus%29%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+Anim+Sci%22%5BJournal%5D)">Simple method of multipurpose airway access through percutaneous tracheostomy in rabbits (Oryctolagus cuniculus).</a> Lab Anim Sci. 47 (4), 411-413 (1997).</li>
<li>Bertolet, R. D., Hughes, H. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Endotracheal+intubation%3A+an+easy+way+to+establish+a+patent+airway+in+rabbits%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+Anim+Sci%22%5BJournal%5D)">Endotracheal intubation: an easy way to establish a patent airway in rabbits.</a> Lab Anim Sci. 30 (2), Pt 1 227-230 (1980).</li>
<li>Gilroy, B. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Endotracheal+intubation+of+rabbits+and+rodents%5BTitle%5D)+AND+%22J+Am+Vet+Med+Assoc%22%5BJournal%5D)">Endotracheal intubation of rabbits and rodents.</a> J Am Vet Med Assoc. 179 (11), 1295(1981).</li>
<li>Morgan, T. J., Glowaski, M. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Teaching+a+new+method+of+rabbit+intubation%5BTitle%5D)+AND+%22J+Am+Assoc+Lab+Anim+Sci%22%5BJournal%5D)">Teaching a new method of rabbit intubation.</a> J Am Assoc Lab Anim Sci. 46 (3), 32-36 (2007).</li>
<li>Inglis, S., Strunk, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rabbit+anesthesia%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+Anim+%28NY%29%22%5BJournal%5D)">Rabbit anesthesia.</a> Lab Anim (NY). 38 (3), 84-85 (2009).</li>
<li>Falcao, S. C., Pereira Junior, J. R., Coelho, A. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Technique+of+blind+tracheal+intubation+in+rabbits+%28Oryctolagus+cuniculi%29+supported+by+previous+maneuver+of+esophageal+cannulization%5BTitle%5D)+AND+%22Acta+Cir+Bras%22%5BJournal%5D)">Technique of blind tracheal intubation in rabbits (Oryctolagus cuniculi) supported by previous maneuver of esophageal cannulization.</a> Acta Cir Bras. 26 (5), 352-356 (2011).</li>
<li>Su, H. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+miniature+lighted+stylet+for+fast+oral+endotracheal+intubation+in+rabbits%5BTitle%5D)+AND+%22Vet+J%22%5BJournal%5D)">A miniature lighted stylet for fast oral endotracheal intubation in rabbits.</a> Vet J. 195 (2), 254-256 (2013).</li>
<li>Weinstein, C. H., Fujimoto, J. L., Wishner, R. E., Newton, P. O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Anesthesia+of+six-week-old+New+Zealand+White+rabbits+for+thoracotomy%5BTitle%5D)+AND+%22Contemp+Top+Lab+Anim+Sci%22%5BJournal%5D)">Anesthesia of six-week-old New Zealand White rabbits for thoracotomy.</a> Contemp Top Lab Anim Sci. 39 (3), 19-22 (2000).</li>
<li>Stephens DeValle, J. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Successful+Management+of+Rabbit+Anesthesia+Through+the+Use+of+Nasotracheal+Intubation%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+the+American+Association+for+Laboratory+Animal+Science%22%5BJournal%5D)">Successful Management of Rabbit Anesthesia Through the Use of Nasotracheal Intubation.</a> Journal of the American Association for Laboratory Animal Science. 48, 166-170 (2009).</li>
<li>A Guidance on the Use of Topical Anesthetics for Naso/Oropharyngeal and Laryngotracheal Procedures. , U.S. Department of Veterans Affairs. (2006).</li>
<li>Cook, R. T., Stene, J. K., Marcolina, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Use+of+a+Beck+Airway+Airflow+Monitor+and+controllable-tip+endotracheal+tube+in+two+cases+of+nonlaryngoscopic+oral+intubation%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Emerg+Med%22%5BJournal%5D)">Use of a Beck Airway Airflow Monitor and controllable-tip endotracheal tube in two cases of nonlaryngoscopic oral intubation.</a> Am J Emerg Med. 13 (2), 180-183 (1995).</li>
<li>Fish, R. E., Brown, M. J., Danneman, P. J., Karas, A. Z. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aFish%2C+RE+%22Anesthesia+and+Analgesia+in+Laboratory+Animals%22">Anesthesia and Analgesia in Laboratory Animals</a>. , Elsevier. (2008).</li>
<li>Gografe, S. I., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Successful+management+of+long-term+general+anesthesia+in+rabbits+used+as+an+animal+model+of+human+disease%5BTitle%5D)+AND+%22Contemp+Top+Lab+Anim+Sci%22%5BJournal%5D)">Successful management of long-term general anesthesia in rabbits used as an animal model of human disease.</a> Contemp Top Lab Anim Sci. 42 (2), 16-19 (2003).</li>
<li>Nordin, U. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+trachea+and+cuff-induced+tracheal+injury.+An+experimental+study+on+causative+factors+and+prevention%5BTitle%5D)+AND+%22Acta+Otolaryngol+Suppl%22%5BJournal%5D)">The trachea and cuff-induced tracheal injury. An experimental study on causative factors and prevention.</a> Acta Otolaryngol Suppl. 345, 1-71 (1977).</li>
<li>Phaneuf, L. R., Barker, S., Groleau, M. A., Turner, P. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Tracheal+injury+after+endotracheal+intubation+and+anesthesia+in+rabbits%5BTitle%5D)+AND+%22J+Am+Assoc+Lab+Anim+Sci%22%5BJournal%5D)">Tracheal injury after endotracheal intubation and anesthesia in rabbits.</a> J Am Assoc Lab Anim Sci. 45 (6), 67-72 (2006).</li>
<li>Grint, N. J., Sayers, I. R., Cecchi, R., Harley, R., Day, M. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Postanaesthetic+tracheal+strictures+in+three+rabbits%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+Anim%22%5BJournal%5D)">Postanaesthetic tracheal strictures in three rabbits.</a> Lab Anim. 40 (3), 301-308 (2006).</li>
<li>Squire, R., Siddiqui, S. Q., DiNunizio, G., Brodsky, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Quantitative+study+of+the+tracheotomy+and+endotracheal+intubation+on+the+rabbit+tracheobronchial+tree%5BTitle%5D)+AND+%22Ann+Otol+Rhinol%22%5BJournal%5D)">Quantitative study of the tracheotomy and endotracheal intubation on the rabbit tracheobronchial tree.</a> Ann Otol Rhinol. , (1990).</li>
<li>Kumar, R. A., Boyer, M. I., Bowen, C. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+reliable+method+of+anesthesia+for+extensive+surgery+in+small+rabbits%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+Anim+Sci%22%5BJournal%5D)">A reliable method of anesthesia for extensive surgery in small rabbits.</a> Lab Anim Sci. 43 (3), 265-266 (1993).</li>
</ol>

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Tutaj przedstawiamy szczegółowy opis techniki intubacji królika, którą można łatwo opanować w każdym środowisku klinicznym. Technika ta jest podobna do wcześniej opublikowanych technik bezpośredniej wizualizacji 10,15,20,25 z pewnymi dodatkowymi udoskonaleniami, w tym użyciem rurki dotchawiczej bez mankietu 3,5 mm i 5-francuskiego cewnika moczowego jako wybranego przez nas przewodnika, który został wycięty i oznaczony trwałym markerem na odciętym końcu. Tchawica królika jest łatwo podatna na urazy, dlatego stosowanie niezakutych rurek dotchawiczych jest ogólnie zalecane podczas intubacji królików, aby zapobiec uszkodzeniu błony śluzowej tchawicy w wyniku nacisku mankietu. 26 Francuski cewnik moczowy, który wybraliśmy jako przewodnik, jest na tyle mały, że z łatwością przechodzi przez fałdy głosowe bez zasłaniania widoku podczas bezpośredniej wizualizacji krtani. Chociaż cewnik ten jest mały, jest wystarczająco sztywny, aby pozostać na miejscu jako prowadnica rurki dotchawiczej. Dystalna końcówka cewnika jest zaokrąglona, aby pomóc zmniejszyć uraz po osiągnięciu rozwidlenia. Bliższy koniec cewnika jest cięty tak, aby cewnik miał długość możliwą do wykonania (nie był nadmiernie długi) i aby usunąć koniec, który rozszerza się w celu przymocowania do strzykawki. Odcięty koniec jest oznaczony trwałym markerem jako wizualny wskaźnik, aby nie wkładać tego końca do tchawicy, co może spowodować uszkodzenie błony śluzowej tchawicy.
Podstawowym ograniczeniem tej techniki jest to, że ponieważ wymaga ona użycia ostrza laryngoskopu, może nie być wykonalna dla bardzo młodych królików lub bardzo małych ras ze względu na mniejszy rozmiar pyska. Ponadto niektóre placówki mogą nie mieć łatwo dostępnego ostrza laryngoskopu o tym rozmiarze. W instytucji autora metoda ta jest stosowana dla królików nowozelandzkich białych (≥6 tygodni) i dorosłych królików holenderskich popasianych, ale nie próbowaliśmy tej metody u młodszych zwierząt lub mniejszych ras. W sytuacjach, gdy pacjent królik jest mały lub gdy laryngoskop z małym ostrzem Millera jest niedostępny, alternatywną opcją jest użycie ręcznego otoskopu zamiast laryngoskopu. 15,20 Za pomocą otoskopu ze wziernikiem ucha #5 wizualizuje się krtań, cewnik prowadzący jest umieszczany przez bezpośrednią wizualizację, a wziernik jest usuwany przed wykonaniem tych samych kroków, jak opisano powyżej.
Ważne jest, aby zachować szczególną ostrożność podczas umieszczania cewnika prowadzącego, aby uniknąć możliwości spowodowania urazu lub skurczu oskrzeli, gdy koniec cewnika przechodzi do tchawicy i dotyka rozwidlenia tchawicy. Ryzyko tych powikłań można zmniejszyć lub uniknąć, podając cewnik bardzo delikatnymi ruchami, zatrzymując się, gdy tylko pojawi się opór, i unikając ruchu głowy i szyi po założeniu cewnika. Ponadto, podczas przesuwania rurki dotchawiczej nad cewnikiem, istnieje możliwość, że cewnik zaczepi się o łącznik rurki dotchawiczej. Dlatego ważne jest, aby upewnić się, że cewnik przesuwa się przez złącze bez zaczepiania; Alternatywnie łącznik można wyjąć i wymienić podczas zabezpieczania rurki dotchawiczej lub podłączania do obwodu anestezjologicznego.
W przypadku każdej metody intubacji istnieje możliwość wystąpienia powikłań i działań niepożądanych. Zastosowanie metody bezpośredniej wizualizacji za pomocą laryngoskopu, niewłaściwe wprowadzenie ostrza laryngoskopu lub agresywne umieszczenie rurki dotchawiczej może skutkować urazami krtani, języka lub zębów. Prawidłowe ułożenie zwierzęcia jest pierwszym krytycznym krokiem w minimalizowaniu urazów podczas wizualizacji krtani. Kręgosłup powinien być prosty, z głową w bezpośredniej linii z kręgosłupem; Jeśli zwierzę nie jest wyprostowane lub jeśli szyja jest skręcona w lewo lub w prawo, utrudni to wizualizację krtani i może spowodować nadmierny uraz ostrza laryngoskopu. Innym kluczowym kluczem do sukcesu podczas stosowania tej techniki jest podążanie za podniebieniem w kierunku krtani, a po uwidocznieniu podniebienia miękkiego przesuń ostrze do właściwej pozycji, zginając nadgarstek. Utrzymuje to głowę na miejscu, jednocześnie przesuwając czubek ostrza do optymalnej pozycji oglądania strun głosowych, które znajdują się dość brzusznie u królika20,24.
Ponieważ bezpośrednia wizualizacja krtani może być trudna, jeśli nie są przestrzegane precyzyjne techniki, które opisaliśmy powyżej, zastosowanie alternatywnych strategii intubacji, które nie wymagają wizualizacji krtani, może być atrakcyjne. Na przykład technika ślepa jest jedną z możliwych opcji, która nie wymaga użycia laryngoskopu 16,17,18,19,20. Jednak zastosowanie tej techniki opiera się na zdolności do wykrywania przepływu powietrza przez rurkę dotchawiczą w celu ukierunkowania umieszczenia rurki, a jeśli oddechy zwierzęcia są bardzo płytkie lub zatrzymane, zastosowanie tej metody nie jest niezawodne. Można również rozważyć urządzenia nadgłośniowe, ponieważ umieszczenie tych urządzeń nie wymaga wizualizacji krtani i są one na ogół bardzo łatwe do umieszczenia. Urządzenia te nie wchodzą jednak bezpośrednio do tchawicy, a zatem istnieje możliwość braku bezpośredniego przepływu do dróg oddechowych, niemożności wentylacji w przypadku rozwoju skurczu krtani, braku uszczelki wystarczająco szczelnej do wentylacji podczas zabiegów na otwartej klatce piersiowej lub resuscytacji w nagłych wypadkach oraz rozwoju błony śluzowejżołądka 3,4,8. Nowsze urządzenia zaprojektowane specjalnie dla królików mogą stanowić obiecującą alternatywę, ale potrzebne są dalsze badania, aby ocenić te urządzenia, a obawy dotyczące braku dostępu do tchawicy nadal pozostają. Błona bębenkowa żołądka może być również potencjalnym powikłaniem u zaintubowanego zwierzęcia, jeśli rurka dotchawicza zostanie przypadkowo umieszczona w przełyku; Jednak zastosowanie techniki bezpośredniej wizualizacji minimalizuje ryzyko wystąpienia tego powikłania poprzez weryfikację prawidłowego umieszczenia cewnika prowadzącego w krtani.
Uraz błony śluzowej bykacza i/lub tchawicy jest kolejnym potencjalnym problemem podczas zakładania rurki dotchawiczej, szczególnie w przypadku stosowania nadmuchiwanych rurek z mankietami 26,27,28. Tchawica u królików może zostać łatwo uszkodzona, co może prowadzić do powikłań, takich jak podskórna rozedma płucnowa, odma opłucnowa, a nawet śmierć 10,27,28,29. Podczas wykonywania opisywanej tutaj techniki należy zachować ostrożność, aby zapobiec uszkodzeniom tchawicy poprzez stosowanie niezaciśniętych rurek dotchawiczych, upewniając się, że zaokrąglona końcówka cewnika prowadzącego jest wprowadzona do tchawicy i nie wciskając cewnika prowadzącego w głośnię. Ponadto kluczowe znaczenie ma wybór odpowiedniej wielkości rurki dotchawiczej. Rozmiar rurki dotchawiczej należy rozpatrywać w stosunku do wielkości zwierzęcia, a także w porównaniu z otworem wlotu krtani, ponieważ ma on mniejszą średnicę niż tchawica. Rurka dotchawicza o zbyt dużej średnicy może spowodować uraz błony śluzowej lub chrząstki arytenoidalnej. Z drugiej strony, użycie mniejszej rurki dotchawiczej powoduje zwiększenie oporu dróg oddechowych i zwiększa ryzyko niedrożności z powodu śluzu lub załamania. Z tego powodu monitorowanie oddechu jest bardzo ważne u zaintubowanych królików. Oprócz pulsoksymetrii pomiar przepływu powietrza powinien być monitorowany za pomocą kapnografii; Jeśli kapnograf nie jest dostępny, alternatywą są monitory dróg oddechowych, które mogą być używane do wykrywania przepływu powietrza (ale nie zapewniają pomiarów wydychanego dwutlenku węgla). Ponadto zapewnienie wentylacji wspomaganej może być cenne, szczególnie w przypadkach, gdy stosowane są rury o mniejszej średnicy 24,30.
Oprócz wspomnianych już korzyści płynących ze stosowania tej techniki, kolejną ważną zaletą tej metody jest to, że może być ona wykonywana przez jedną osobę bez konieczności korzystania z asystenta, co może być ważne w ruchliwym środowisku klinicznym. W takiej sytuacji ważne jest, aby zebrać wszystkie niezbędne zapasy i mieć je w zasięgu ręki podczas procesu intubacji, szczególnie gdy cewnik prowadzący jest na swoim miejscu i należy unikać ruchów głowy.
Technika, którą tutaj opisujemy, jest stosowana przez personel weterynaryjny i badawczy w naszej placówce do wszystkich intubacji królików, co daje około 200-400 intubacji rocznie. Można go bardzo łatwo nauczyć się podczas typowej sesji treningowej anestezjologii dla królików, która trwa około 30 minut. Odkryliśmy, że jest to stosunkowo łatwe do nauczenia, a uczniowie uczą się go w ciągu pierwszych 3 prób i generalnie są w stanie pomyślnie powtórzyć ten proces w następnej dodatkowej próbie. Dla przyszłych badań cenne byłoby porównanie czasu do biegłości i zdolności do utrzymania biegłości w czasie dla tej metody w porównaniu z innymi technikami intubacji. Chociaż badano to pod kątem różnych technik ślepej16, nie przeprowadzono jeszcze kompleksowej oceny krzywej uczenia się dla szerokiej gamy technik intubacji. Innym potencjalnym przyszłym kierunkiem badań może być porównanie bezpośredniej intubacji dotchawiczej z nowszymi, specyficznymi dla gatunku nadgłośniowymi urządzeniami do udrażniania dróg oddechowych, szczególnie w odniesieniu do funkcji podczas wentylacji nadciśnieniowej.
Podsumowując, opisana przez nas technika intubacji królików jest nieinwazyjna, niezawodna, nie wymaga użycia specjalistycznego sprzętu, jest łatwa do opanowania i może być wykonana przez jedną osobę bez konieczności korzystania z pomocy asystenta. Wszystkie techniki dostępu do dróg oddechowych wiążą się z pewnym poziomem ryzyka, ale przy użyciu techniki bezpośredniej wizualizacji i wykonaniu kroków, które opisaliśmy powyżej, w celu zminimalizowania powikłań, ryzyko jest znacznie przewyższane przez korzyści płynące z posiadania odpowiednich dróg oddechowych podczas znieczulenia.

Króliki mają wąską, głęboką jamę ustną, która ogranicza widoczność krtani podczas intubacji dotchawiczej. Mają również bardzo duże, mięsiste zęby języka i policzka, które w połączeniu z wąską jamą ustną mogą powodować problemy podczas wprowadzania laryngoskopu i wizualizacji głośni w celu wprowadzenia rurki dotchawiczej1. Należy zachować szczególną ostrożność, aby nie spowodować urazu jamy ustnej i dróg oddechowych podczas próby intubacji. Tkanki krtani są bardzo kruche, a nadmierny uraz spowodowany wielokrotnymi próbami intubacji może spowodować znaczny stan zapalny, co utrudni intubację2.
Z tych powodów opisano różne alternatywne techniki, w szczególności urządzenia do udrażniania dróg oddechowych, w tym rurkę krtaniową3,4, maska krtaniowa (LMA)4,5,6 oraz specyficzne dla gatunku urządzenie do udrażniania dróg oddechowych7. Rurka krtaniowa składa się z rurki z dwoma balonami, które kierują przepływ powietrza do tchawicy: większy balon w środku rurki tworzy uszczelkę w górnej części gardła, a mniejszy balon na dystalnym końcu uszczelnia wlot przełyku3. LMA składa się z rurki z eliptyczną maską na dystalnym końcu, która jest napompowana, aby utworzyć hermetyczne uszczelnienie nad głośnią4,5,6. Urządzenie specyficzne dla gatunku jest pierwszym weterynaryjnym urządzeniem do nadgłośniowych dróg oddechowych, obecnie dostępnym dla kotów i królików, zaprojektowanym tak, aby pasowało do struktur anatomicznych każdego gatunku w celu stworzenia uszczelnienia ciśnieniowego w gardle7. Ponieważ jednak urządzenia te nie wchodzą bezpośrednio do tchawicy, mogą stwarzać ryzyko powikłań, takich jak błona bębenkowa żołądka. Brak odpowiedniego uszczelnienia w tchawicy budzi obawy co do przydatności tych urządzeń do wentylacji nadciśnieniowej w celu wspomagania oddychania, nagłych wypadków lub chirurgii klatki piersiowej3,8. Ponadto brak bezpośredniej intubacji tchawicy może spowodować narażenie personelu na odpadowe gazy anestezjologiczne5.
Opisano wiele metod bezpośredniej intubacji dotchawiczej9,10,11,12,13,14,15. Jedną z popularnych metod jest technika ślepa, która może zmniejszyć ryzyko urazu jamy ustnej i gardła, ponieważ założenie laryngoskopu nie jest konieczne16,17,18,19,20. Jako technika dla osób niewidomych, metoda ta wymaga monitorowania przepływu powietrza przez rurkę dotchawiczą i starannej manipulacji w celu umieszczenia. Chociaż metoda ta jest powszechnie stosowana w badaniach i klinicznej praktyce weterynaryjnej, z doświadczenia autorów wynika, że technika ta może być czasochłonna i nie zawsze skuteczna, a co za tym idzie, trudniejsza do nauczenia i może wymagać dodatkowego dawkowania środków znieczulających9,10. Ponadto, ponieważ monitorowanie oddychania służy do prawidłowego umieszczenia rurki, metoda ta byłaby trudniejsza i mniej niezawodna podczas zatrzymania oddechu. Inną popularną metodą jest użycie tradycyjnej techniki laryngoskopowej do intubacji, tak jak ma to miejsce w przypadku większych gatunków. Jednak tradycyjna technika laryngoskopowa u królików jest trudna, ponieważ widok strun głosowych jest zasłonięty, gdy rurka dotchawicza jest wprowadzana do ust. Dlatego stosowanie tej metody może skutkować wielokrotnymi próbami intubacji, zwiększonym dawkowaniem środka znieczulającego oraz uszkodzeniem jamy ustnej i dróg oddechowych10.
Istnieją również droższe i technicznie trudne opcje intubacji. Laryngoskop światłowodowy umożliwia łatwe wprowadzenie rurki dotchawiczej poprzez włożenie laryngoskopu do rurki i wizualizację wprowadzenia do tchawicy na ekranie. Podobnie endoskopy mogą być używane do wizualizacji obszaru krtani i kierowania umieszczeniem rurki. Jednak obie te metody wymagają użycia drogiego sprzętu, który może nie być łatwo dostępny w typowych warunkach klinicznych9,11,12. Intubacja przez jamę nosową jest alternatywną metodą, która została opisana, chociaż stwarza ryzyko wprowadzenia oportunistycznych patogenów z jamy nosowej do płuc, szczególnie u królików, które nie są wolne od specyficznych patogenów21. Wreszcie, opublikowano również bardziej inwazyjne metody intubacji, w tym wsteczne wprowadzenie cewnika prowadzącego przez igłę umieszczoną przezskórnie w tchawicy, a także użycie konikotydotomii igłowej, a następnie umieszczenie drutu prowadzącego, rozszerzacza naczynia i wprowadzacza osłonki13,14. Jako techniki inwazyjne, metody te mają potencjalne powikłania, takie jak ból pozabiegowy i infekcja. Opisana przez nas technika, wykorzystująca laryngoskop i cewnik prowadzący, może być nauczana przy minimalnym szkoleniu w krótkim czasie do biegłości, jest nieinwazyjna, może być wykonywana przez jedną osobę bez konieczności korzystania z pomocy asystenta i nie wymaga użycia specjalistycznego sprzętu.

<table><tbody><tr><td>Ketalar Ketamina HCl Inj.</td><td>JHP Pharmaceuticals</td><td>NDC 42023-113-10</td><td>35 mg / kg IM w mięśniach osiowych lub mięśniach czworogłowych uda (preferowane)</td></tr><tr><td>Anased Ksylazyna (100mg/ml)</td><td>Lloyd Labs</td><td>NADA #139-236</td><td>5mg/kg IM w mięśniach osiowych lub mięśniach czworogłowych uda (preferowane)</td></tr><tr><td>Uchwyt laryngoskopowy Welch Allyn</td><td>Welch Allyn</td><td>60300</td><td>Wymaga 2 baterii alkalicznych w rozmiarze</td></tr><tr><td>C Rozmiar 0 lub 1 Ostrze laryngoskopu Miller</td><td>Welch Allyn</td><td>68040</td><td></td></tr><tr><td>2,5 i ndash; 4,0 mm ID bez mankietu rurka dotchawicza</td><td>Jorgenson</td><td>J0149V</td><td>Nadaje się dla królików o wadze 2,5-5 kg Najczęściej używany</td></tr><tr><td>cewnik polipropylenowy 3,5 mm, 5 Fr x 22"</td><td>Medtronic</td><td>8890703310</td><td>Przyciąć do 8-10 cali Zaznacz odcięty koniec trwałym markerem, aby wskazać, którego końca nie wkładać</td></tr><tr><td>Lidokaina 2% HCL Inj</td><td>VetOne</td><td>L-2000-04</td><td></td></tr><tr><td>4-warstwowe niesterylne, pakowane luzem gąbki Versalon (gaziki)</td><td>Taśma KC9024A</td><td></td><td></td>Covidien</tr><tr><td>, skośna, bielona i frakowana12; &rdquo; x 72 jardy</td><td>Encompass Textiles</td><td>48210-025</td><td>Służy do zabezpieczania rurki dotchawiczej</td></tr><tr><td>HR Galaretka smarująca</td><td>HR Pharmaceuticals</td><td>201</td><td>Do smarowania końcówki rurki dotchawiczej</td></tr><tr><td>Great Plains Ballistics: BAAM (Beck Airway Airflow Monitor) 22</td><td>BoundTree Medical</td><td>21410</td><td>Do potwierdzenia udanej intubacji</td></tr><tr><td>Ambu Pediatryczny detektor Co2</td><td>AMBU INC</td><td>172713</td><td>W celu potwierdzenia udanej intubacji</td></tr></tbody></table>

intubacja dotchawicza królików za pomocą polipropylenowego cewnika prowadzącego

Endotracheal Intubation of Rabbits Using a Polypropylene Guide Catheter

Intubacja dotchawicza u królików może być trudna ze względu na ich nietypową anatomię. Uzyskanie drożności dróg oddechowych podczas znieczulenia ma kluczowe znaczenie dla uniknięcia niedrożności dróg oddechowych, zapobiegania błonie bębenkowej żołądka i umożliwienia wspomagania wentylacji. Ze względu na trudność intubacji zbadano alternatywne metody, takie jak użycie masek krtaniowych dróg oddechowych lub rurek krtaniowych. Metody te nie powodują jednak bezpośredniego dostępu do tchawicy, a tym samym mogą stwarzać ryzyko rozwoju powikłań. Ponadto brak bezpośredniej intubacji tchawicy może powodować narażenie personelu na odpadowe gazy anestezjologiczne. Opisano liczne metody intubacji dotchawiczej, w tym ślepe założenie, użycie laryngoskopu światłowodowego lub endoskopu oraz umieszczenie cricoid. Pomimo tych licznych publikacji, wielu wciąż ma trudności z osiągnięciem sukcesu. W tym miejscu przedstawiamy szczegółowy opis techniki intubacji, której można się nauczyć przy minimalnym treningu w krótkim czasie do osiągnięcia biegłości. Krótko mówiąc, po podaniu znieczulenia iniekcyjnego i prawidłowym ułożeniu królika, cewnik polipropylenowy jest wprowadzany do tchawicy poprzez bezpośrednią wizualizację za pomocą laryngoskopu. Cewnik jest następnie używany jako prowadnica do kierowania rurki dotchawiczej do tchawicy. Ta metoda pozwala na intubację bez konieczności stosowania drogiego sprzętu i może być wykonywana przez jedną osobę bez konieczności korzystania z pomocy asystenta. Podsumowując, technika ta może być łatwo nauczana i wykonywana przy bardzo niskich kosztach w dowolnym środowisku klinicznym lub badawczym.

W instytucji autorów technika ta jest zazwyczaj nauczana personelu laboratoryjnego i weterynaryjnego podczas szkoleń z zakresu obchodzenia się z królikami oraz technik znieczulenia. Sesje dydaktyczne są przeprowadzane na dedykowanych zwierzętach szkoleniowych. Instruktor prezentuje technikę raz, a następnie kursanci wykonują ją pod jego nadzorem. Kursanci zazwyczaj osiągają sukces w ciągu 1–3 prób. Po pierwszym pomyślnym zaintubowaniu królika, osoby szkolone są zobowiązane do wykonania intubacji po raz drugi i zazwyczaj są w stanie ponownie pomyślnie zaintubować zwierzę przy pierwszej dodatkowej próbie. Informacje zwrotne podczas tych sesji szkoleniowych, szczególnie od osób przeszkolonych wcześniej w alternatywnych technikach, konsekwentnie wskazują na łatwość nauki i pomyślnego wykonania tej metody.
<img alt="Narzędzia do intubacji endotrachealnej, w tym laryngoskop, strzykawka i rurka endotrachealna na niebieskiej tkaninie." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56369/56369fig1.jpg" data-altupdatedat="1788250015000" data-alt="Rysunek 1"> 
Rysunek 1. Materiały do intubacji endotrachealnej: 1) laryngoskop z ostrzem Millera w rozmiarze 0 lub 1, 2) taśma pępowinowa (lub inne materiały do mocowania rurki endotrachealnej), 3) 0,25 mL 2% lidokainy, 4) cewnik polipropylenowy 5-French przecięty do długości 8-10 cali, z końcem niezaokrąglonym zaznaczonym permanentnym markerem, aby wyraźnie wskazać, który koniec nie powinien zostać wprowadzony do tchawicy (strzałka), 5) urządzenie do detekcji przepływu powietrza, 6) sterylny lubrykant do nałożenia na dystalny koniec rurki, 7) rurka endotrachealna bez mankietu. <a href="https://cloudflare.jove.com/files/ftp_upload/56369/56369fig1large.jpg" style="font-size: 14px;" target="_blank">Kliknij tutaj, aby zobaczyć powiększoną wersję tego rysunku.</a>
<img alt="Podawanie znieczulenia za pomocą strzykawki królikowi w ustawieniu do procedury weterynaryjnej" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56369/56369fig2.jpg" data-altupdatedat="1788250015000" data-alt="Rycina 2"> 
Rycina 2: Pozycja grzbietowa do intubacji dotchawiczej. Królik jest ułożony w pozycji grzbietowej, z przednimi kończynami wyciągniętymi do krawędzi stołu. Kończyny tylne są wyprostowane do tyłu, a głowa królika znajduje się w jednej linii z kręgosłupem. Lewa ręka służy do uniesienia i wyprostowania głowy w celu przygotowania do wprowadzenia laryngoskopu. <a href="https://cloudflare.jove.com/files/ftp_upload/56369/56369fig2large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.</a>
<img alt="Proces badania stomatologicznego królika, opieka weterynaryjna, zestaw do oceny stanu zdrowia jamy ustnej." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56369/56369fig3.jpg" data-altupdatedat="1788250015000" data-alt="Rycina 3"> 
Rycina 3: Wprowadzenie laryngoskopu. A) Laryngoskop zostaje wprowadzony prawą ręką do lewej przerwy międzyzębowej, prowadząc końcówkę zgłębnika wzdłuż podniebienia, aż do momentu widoczności podniebienia miękkiego. Po zwizualizowaniu podniebienia miękkiego, laryngoskop należy nachylić do przodu, jednocześnie odchylając głowę królika do tyłu i wysuwając szyję do przodu, aby uwidocznić krtań. B) Wizualizacja krtani. <a href="https://cloudflare.jove.com/files/ftp_upload/56369/56369fig3large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.</a>
<img alt="Procedura badania jamy ustnej królika z użyciem wziernika i światła w celu oceny stanu uzębienia." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56369/56369fig4.jpg" data-altupdatedat="1788250015000" data-alt="Rycina 4"> 
Rycina 4: Wprowadzanie cewnika prowadzącego. A) Po przełożeniu ostrza laryngoskopu do lewej ręki, prawą ręką wprowadza się zaokrągloną końcówkę cewnika prowadzącego przez otwór poza krtanią. B) Cewnik prowadzący jest wprowadzany przez struny głosowe przy bezpośredniej wizualizacji. <a href="https://cloudflare.jove.com/files/ftp_upload/56369/56369fig4large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.</a>
<img alt="Procedura intubacji królika; weterynaryjna technika znieczulenia; zastosowanie sprzętu medycznego; badanie w zakresie opieki zdrowotnej." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56369/56369fig5.jpg" data-altupdatedat="1788250015000" data-alt="Rysunek 5"> 
Rysunek 5: Wprowadzanie rurki tchawiczej. Rurka endotrachealna jest nasuwana na cewnik prowadzący i przesuwana do momentu napotkania oporu stawianego przez struny głosowe. <a href="https://cloudflare.jove.com/files/ftp_upload/56369/56369fig5large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.</a>
<img alt="Procedura testów na zwierzętach, podawanie doustne królikowi, eksperyment laboratoryjny, niebieskie rękawiczki." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56369/56369fig6.jpg" data-altupdatedat="1788250015000" data-alt="Rysunek 6"> 
Rysunek 6: aplikacja lidokainy. Lidokaina (2%, 0.25 mL) jest wprowadzana do otworu rurki endotrachealnej. <a href="https://cloudflare.jove.com/files/ftp_upload/56369/56369fig6large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić większą wersję tego rysunku.</a>
<img alt="Procedura laboratoryjna na zwierzętach, badanie jamy ustnej królika, badania weterynaryjne, sprzęt medyczny, konfiguracja badawcza." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56369/56369fig7.jpg" data-altupdatedat="1788250015000" data-alt="Rysunek 7"> 
Rysunek 7: Wprowadzanie rurki endotrachealnej. Dwie minuty po podaniu lidokainy rurka endotrachealna jest wprowadzana poprzez delikatne obracanie, aby przeszła przez struny głosowe. <a href="https://cloudflare.jove.com/files/ftp_upload/56369/56369fig7large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić większą wersję tego rysunku.</a>
<img alt="Badanie oka królika do celów badawczych; weterynarz sprawdza stan zdrowia oka za pomocą sprzętu medycznego." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56369/56369fig8.jpg" data-altupdatedat="1788250015000" data-alt="Rycina 8"> 
Rycina 8: Weryfikacja przepływu powietrza przez rurkę endotrachealną. Do weryfikacji przepływu powietrza przez rurkę endotrachealną można użyć urządzenia do detekcji przepływu powietrza lub lusterka stomatologicznego, aby wykryć kondensację pary wodnej z oddechów, co świadczy o prawidłowej intubacji. <a href="https://cloudflare.jove.com/files/ftp_upload/56369/56369fig8large.jpg" style="font-size: 14px;" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić większą wersję tej ryciny.</a>

Intubacja dotchawicza u królików jest trudna ze względu na ich nietypową anatomię. Tutaj przedstawiamy technikę bezpośredniej intubacji tchawicy przy użyciu cewnika polipropylenowego jako przewodnika. Ta metoda wykorzystuje stosunkowo niedrogie materiały eksploatacyjne, wymaga minimalnego szkolenia i może być łatwo wykonana w dowolnym środowisku klinicznym.

Intubacja dotchawicza królików za pomocą polipropylenowego cewnika prowadzącego

Endotracheal intubation in rabbits can be challenging due to their unusual anatomy. Achieving a patent airway during anesthesia is critical for the ...

Ogólnym celem tej procedury jest bezpieczna i skuteczna intubacja królików, aby zapewnić drożność dróg oddechowych podczas znieczulenia ogólnego. Metoda ta może być stosowana w projektach badawczych wymagających znieczulenia ogólnego u królików, ale ma również szerokie zastosowanie w różnych warunkach klinicznych. Głównymi zaletami tej techniki jest to, że jest nieinwazyjna, stosunkowo niedroga, łatwa do nauczenia i powoduje bezpośrednią intubację tchawicy.Intubacja dotchawicza u królików może być trudna ze względu na ich nietypową anatomię. Ale to podejście jest prostą i powtarzalną procedurą, która wykorzystuje niedrogie materiały eksploatacyjne i łatwe do zidentyfikowania punkty orientacyjne. Przed rozpoczęciem zabiegu przyciąć niezaokrąglony koniec pięciofrancuskiego cewnika polipropylenowego na łączną długość od ośmiu do 10 cali i wyraźnie zaznaczyć odcięty koniec rurki, aby wskazać koniec, którego nie należy wkładać do tchawicy.Załaduj na laryngoskop ostrze laryngoskopowe o rozmiarze zero lub jedno ostrze laryngoskopowe i sprawdź, czy światło laryngoskopu jest sprawne. Zmierz rurkę dotchawiczą bez mankietu o odpowiedniej wielkości od siekaczy do wlotu klatki piersiowej, aby określić właściwą długość wprowadzenia rurki dotchawiczej i nałóż sterylny smar na koniec rurki. Po potwierdzeniu odpowiedniego poziomu sedacji poprzez uszczypnięcie palca u nogi, nałóż maść na oczy czteromiesięcznego od 3 do 3,3 kilograma białego królika nowozelandzkiego.Ułóż królika rufowo na stole do przygotowywania posiłków z głową lekko wysuniętą ponad krawędź stołu, z głową i kręgosłupem w prostej linii. Unosząc głowę do góry, za pomocą gazika pociągnij język na boki do prawych dolnych siekaczy w diastemie. Wchodząc z lewej strony zwierzęcia, prawą ręką umieść laryngoskop i ostrze w pysku za siekaczami.Podążaj doogonowo czubkiem ostrza za podniebieniem, aż miękka paleta będzie widoczna. Następnie, zginając nadgarstek i trzymając instrument w dół, przechyl laryngoskop do przodu, jednocześnie odchylając głowę zwierzęcia do tyłu i szyję do przodu, aby utrzymać otwarte drogi oddechowe i view krtań. Bardzo ważne jest uzyskanie wyraźnej wizualizacji krtani, aby upewnić się, że cewnik prowadzący jest skierowany do dróg oddechowych.Utrzymując widok głośni, zwolnij język i przesuń ostrze laryngoskopu na lewą rękę. Przesuń zaokrągloną końcówkę cewnika prowadzącego przez otwór za krtanią, wizualizując przejście między strunami głosowymi, aż cewnik naturalnie zatrzyma się w rozwidleniu tchawicy. Przeciągnij rurkę dotchawiczą przez cewnik i przesuwaj rurkę, aż pojawi się opór ze strony strun głosowych.Najbardziej ryzykowną częścią zabiegu jest nawleczenie rurki dotchawiczej na cewnik prowadzący. Jeśli łącznik rurki dotchawiczej zaczepi się o cewnik prowadzący, może wepchnąć cewnik głębiej w drogi oddechowe, potencjalnie powodując uraz. Gdy rurka jest na miejscu, użyj jednomililitrowej strzykawki, aby wkroplić 0,25 mililitra 2% lidokainy do otworu rurki, aby miejscowo znieczulić struny głosowe, zapobiegając skurczowi krtani.Po dwóch minutach delikatnie obróć rurkę dotchawiczą, przesuwając ją przez struny głosowe. Gdy rurka przejdzie przez struny głosowe, wyjmij ostrze laryngoskopu i cewnik, uważając, aby nie przesunąć rurki. Sprawdź prawidłowe ułożenie rurki dotchawiczej, obserwując przepływ powietrza i zabezpiecz rurkę taśmą pępowinową zawiązaną wokół rurki i głowy.Następnie podłącz obwód znieczulenia i osłuchuj obie strony klatki piersiowej, jednocześnie wykonując oddechy, aby zapewnić wentylację po obu stronach płuca. Po jednej demonstracji przeprowadzonej przez doświadczonego trenera, osoby początkujące w technice intubacji, która jest łatwa do nauczenia i wykonania, zazwyczaj osiągają sukces w ciągu jednej do trzech prób. Podobnie jak w przypadku każdej metody intubacji, ważne jest, aby ściśle monitorować zwierzę podczas znieczulenia i okresów rekonwalescencji pod kątem potencjalnych powikłań lub niedrożności dróg oddechowych.Po opanowaniu technika ta może być wykonywana szybko i niezawodnie przez pojedynczą osobę w dowolnym środowisku klinicznym i może być łatwo nauczona przez personel techniczny w krótkim czasie do osiągnięcia biegłości. Po obejrzeniu tego filmu powinieneś dobrze zrozumieć, jak bezpiecznie intubować króliki, aby utrzymać drożność dróg oddechowych w znieczuleniu ogólnym.

endotracheal-intubation-rabbits-using-polypropylene-guide

Research

JoVE Journal

Biology

Biologia

Wielokrotne pomiary fizjologii układu oddechowego gryzoni oraz pobieranie próbek komórek zapalnych dróg oddechowych są pożądane, lecz zazwyczaj niewykonalne. W niniejszym materiale opisujemy powtarzalną metodę intubacji doustnej myszy, która umożliwia wielokrotne pomiary nadreaktywności dróg oddechowych oraz pobieranie próbek komórek zapalnych dróg oddechowych.

Odwracalna, nieinwazyjna metoda pomiaru oporu dróg oddechowych i pobierania płynu z płukania pęcherzykowo-oskrzelowego u myszy

Ten film pokazuje chirurgiczne tworzenie otworu w tchawicy królika w celu włożenia kaniuli tchawicy do sztucznego wentylacji płuc.

Kaniulacja tchawicy w modelu królika: procedura wprowadzania kaniuli tchawicy do tchawicy królika

W tym filmie pokazujemy intubację tchawicy — inwazyjną procedurę wprowadzania rurki dotchawiczej przez usta w modelu królika. Zabieg ten pozwala na mechaniczną wentylację płuc.

Intubacja tchawicy w celu wentylacji mechanicznej: procedura wprowadzania rurki dotchawiczej do tchawicy modelu królika

Opracowaliśmy prostą, niezawodną i stosunkowo tanią metodę intubacji dotchawiczej u myszy za pomocą bezpośredniej laryngoskopii przy użyciu otoskopu z wziernikiem 2,0 mm. Technika ta jest atraumatyczna i może być stosowana do powtarzania pomiarów w przewlekłych eksperymentach. Uważamy, że jest lepsza od tracheostomii lub wcześniej opisanych technik niechirurgicznych.

Intubacja dotchawicza u myszy za pomocą laryngoskopii bezpośredniej przy użyciu otoskopu

Opisujemy technikę intubacji dotchawiczej u nowonarodzonych królików po cewnikowaniu przełyku za pomocą sondy żołądkowej.

Ślepa intubacja dotchawicza u nowonarodzonych królików

Preparat z izolowanych płuc królika jest złotym standardem w badaniach płuc. Niniejsza publikacja ma na celu opisanie techniki opracowanej do badania fizjologicznych i patologicznych mechanizmów związanych z reaktywnością dróg oddechowych, zachowaniem płuc oraz badaniami przedklinicznymi w zakresie transplantacji płuc i obrzęku płuc.

Izolowany system perfuzji płuc w modelu królika

Wykorzystanie świń w badaniach naukowych wzrosło w ostatnich latach. Niemniej jednak świnie charakteryzują się trudną anatomią dróg oddechowych. Poprzez pokazanie, jak przeprowadzić endoskopową intubację dotchawiczą, niniejszy protokół ma na celu dalsze zwiększenie bezpieczeństwa zwierząt laboratoryjnych, aby uniknąć cierpienia i niepotrzebnej śmierci zwierząt.

Intubacja dotchawicza z wykorzystaniem elastycznego endoskopu intubacyjnego jako ustandaryzowany model bezpiecznego udrażniania dróg oddechowych u świń

Obecne badanie demonstruje wysoce powtarzalny model zwierzęcy ostrego regionalnego niedokrwienia mięśnia sercowego i uszkodzenia reperfuzyjnego u królików przy użyciu mini-torakotomii lewej dla przypadków przeżycia lub sternotomii linii środkowej dla przypadków nieprzeżytych.

Model uszkodzenia niedokrwiennego i reperfuzyjnego u królików

Tutaj wprowadzamy ustandaryzowaną procedurę intubacji dotchawiczej poprzez tracheotomię, a następnie torakotomię u szczurów, mającą na celu zwiększenie precyzji i powtarzalności aplikacji nieprzeżywalnych, wymagających inwazyjnej wentylacji i ekspozycji narządów klatki piersiowej w modelach szczurów in vivo.

Intubacja dotchawicza przez tracheotomię, a następnie torakotomia u szczurów w zastosowaniach nieprzeżywalnych

Ten protokół pokazuje, jak optymalne ustawienie myszy i transoralne wprowadzenie otoskopu opartego na kamerze umożliwia wizualizację głośni, szybką intubację przy minimalnym uszkodzeniu tkanek i stałe dostarczanie płynu do płuc.

Ulepszona metodologia dostarczania płynu do płuc myszy: intubacja przy użyciu otoskopu konsumenckiego

Naucz się intubacji dotchawiczej u królików przy użyciu cewnika polipropylenowego jako prowadnicy. Ta nieinwazyjna metoda zapewnia bezpieczne drogi oddechowe podczas znieczulenia ogólnego w praktyce weterynaryjnej.

Intubacja dotchawicza królików za pomocą polipropylenowego cewnika prowadzącego

Przeglądaj więcej filmów