Name: Napromienianie pod kontrolą PET i MRI szczurzego modelu glejaka przy użyciu mikropromiennika (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2017-12-28T14:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 48 s
Description: Poznaj metodę napromieniania konformalnego pod kontrolą PET i MRI w szczurzym modelu glejaka. Technika ta umożliwia precyzyjne namierzanie aktywnych obszarów nowotworu, poprawiając skuteczność terapii radiologicznej.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Autorzy chcieliby podziękować Stichting Luka Hemelaere i Soroptimist International za wsparcie tej pracy.

Badanie zostało zatwierdzone przez komisję etyki do eksperymentów na zwierzętach (ECD 09/23 i ECD 12/28). Wszystkie szczegóły handlowe znajdują się w Tabeli Materiałów.
1. Model komórki szczura F98 GB
<ol>
	<li>Hodować komórki F98 GB, uzyskane z ATCC, w monowarstwach przy użyciu zmodyfikowanego Eagle Medium firmy Dulbecco, 10% surowicy cielęcej, 1% penicyliny, 1% streptomycyny, 1% L-glutaminy i 0,1% amfoterycyny b i umieścić w inkubatorze CO2 (5% CO2 i 37 °C).</li>
	<li>Zaszczepić komórki glejaka w mózgu samic szczurów Fischer F344 (masa ciała 170 g).
	<ol>
		<li>Używaj sterylnych narzędzi i zawsze noś sterylne rękawice.</li>
		<li>Znieczulenie szczurów należy poprzez wstrzyknięcie mieszaniny 74 mg/kg ketaminy i 11 mg/kg ksylazyny dopercyjnie (IP) za pomocą strzykawki insulinowej (1 ml, 29 g). Potwierdź znieczulenie przez brak odpowiedzi na odruch wycofania kończyny. Unieruchomić szczury w urządzeniu stereotaktycznym za pomocą punktów mocowania nosa i uszu. Umieść karbomerowy żel pod oczy, aby zapobiec wysuszeniu oczu pod narkozą.</li>
		<li>Ogol szczura od poziomu oczu do tyłu czaszki i zdezynfekuj skórę jodowidonem.</li>
		<li>Odsłoń czaszkę przez nacięcie w linii środkowej skóry głowy o długości 2 cm i wykonaj otwór o średnicy 1 mm (wiertło diamentowe) 2 mm z tyłu i 2,5 mm z boku do bregmy w prawej półkuli czołowej.</li>
		<li>Wprowadzić stereotaktycznie sterowaną igłę insuliny (29 G) i wstrzyknąć 5 μl zawiesiny komórek (20 000 komórek F98 GB) na głębokość 3 mm za pomocą sterownika pompy mikrostrzykawkowej (ustawienia: wstrzyknięcie (I50), szybkość 1 nL/s (001 SDN)).</li>
		<li>Powoli wyjąć strzykawkę i zamknąć nacięcie woskiem kostnym. Zszyj skórę i zdezynfekuj jodonem powidonu.</li>
		<li>Ustabilizuj temperaturę ciała zwierzęcia po operacji za pomocą czerwonej lampy. Monitoruj przebudzenie szczura, dopóki nie odzyska wystarczającej przytomności, aby utrzymać leżący mostek. Nie należy zwracać zwierzęcia do towarzystwa innych zwierząt, dopóki nie wyzdrowieje w pełni. Trzymaj wszystkie zwierzęta w kontrolowanych warunkach środowiskowych (12 godzin normalnych cykli światła/ciemności, 20-24 °C i 40-70% wilgotności względnej) z jedzeniem i wodą ad libitum. Upewnij się, że uważnie śledzisz zwierzęta, monitorując ich masę ciała, jedzenie, spożycie wody oraz ich aktywność i normalne zachowanie. Do eutanazji zwierząt należy użyć śmiertelnej dawki pentobarbitalu sodu (160 mg/kg), jeśli obserwuje się spadek masy ciała o 20% lub gdy normalne zachowanie ulega znacznemu pogorszeniu (np. brak pielęgnacji).</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
2. Potwierdzenie wzrostu guza
UWAGA: Oceń wzrost guza 8 dni po inokulacji za pomocą rezonansu magnetycznego z t2-zależnym, dynamicznego rezonansu magnetycznego z kontrastem (DCE-MRI) i rezonansu magnetycznego z kontrastem wzmocnionego kontrastem T1. Gdy guz osiągnie rozmiar 2,5 x 2,5 x 2,5 mm3, wybierz szczura do terapii.
<ol>
	<li>Najpierw podłącz igłę 30 G do rurki o długości 60 cm, którą umieszcza się dożylnie w bocznej żyle ogonowej. Znieczulić szczury przez stożek nosowy z 2% izofluranem zmieszanym z tlenem (0,3 l/min). Potwierdź znieczulenie, gdy szczury nie reagują na odruch wycofania kończyny. Przykryj szczury podgrzewanym kocem i umieść je w łóżku do rezonansu magnetycznego. Użyj karbomerowego żelu pod oczy, aby zapobiec wysuszeniu.</li>
	<li>Umieść łóżko w uchwycie ze stałą cewką powierzchniową mózgu szczura i umieść łóżko w 72-milimetrowej cewce nadajnika całego ciała szczura.</li>
	<li>Wykonaj skan lokalizacyjny, a następnie skan echa spinowego zależny od T2 w celu oceny wzrostu guza. Szczegóły sekwencji T2-MRI: TR/TE 3661/37,1 ms, izotropowa rozdzielczość w płaszczyźnie 109 μm, grubość warstwy 600 μm, 4 średnie, TA 9 min 45 s.</li>
	<li>Jeśli guz zostanie potwierdzony podczas akwizycji T2-zależnej, wstrzyknąć środek kontrastowy zawierający gadolin do dożylnie umieszczonego przewodu (środek kontrastowy MRI; 0,4 ml / kg) 30 s po rozpoczęciu akwizycji DCE-MRI. Uzyskaj DCE-MRI w ciągu 12 minut, używając sekwencji strzału szybko-pod niskim kątem (FLASH) w jednym plasterku (grubość plastra 1 mm). Użyj rozdzielczości przestrzennej w płaszczyźnie (312μm2) i rozdzielczości czasowej 1,34 s.</li>
	<li>Korzystając z narzędzia do analizy sekwencji obrazów, wybierz obszar zainteresowania (ROI) w podejrzanym regionie guza, aby wykreślić intensywność sygnału w czasie. Następnie przeanalizuj kształt wynikowej krzywej DCE, aby potwierdzić obecność glejaka (<silna klasa="xfig">Rysunek 3).</li>
	<li>Na koniec uzyskaj wzmocnioną kontrastem sekwencję spin-echo ważoną T1. Szczegóły sekwencji T1-MRI: TR/TE 1539/9,7 ms, izotropowa rozdzielczość w płaszczyźnie 117 μm, grubość warstwy 600 μm, 3 średnie, TA 4 min 15 s. Typowe obrazy MR T1 ze wzmocnieniem kontrastu są pokazane na Rysunek 2.</li>
	<li>Po zakończeniu sekwencji T1-zależnej zwierzę może budzić się pod stałym nadzorem, aż do odzyskania pełnej świadomości.</li>
</ol>
3. Obrazowanie multimodalne do wyboru objętości docelowej
UWAGA: Aby móc przeprowadzić konforemne napromienianie 3D pod kontrolą MRI modelu szczurzego F98 GB ze zwiększaniem podobjętości pod kontrolą PET, należy wykonać 3 metody obrazowania. Najpierw wstrzyknąć radioznacznik, następnie wykonać rezonans magnetyczny podczas wychwytu znacznika, a następnie wykonać statyczne pobranie PET i tomografię komputerową planującą leczenie.
<ol>
	<li>Znieczulić zwierzęta za pomocą stożka nosowego z 2% izofluranem zmieszanym z tlenem (0,3 l/min). Potwierdź znieczulenie, gdy szczury nie reagują na odruch wycofania kończyny. Użyj karbomerowego żelu pod oczy, aby zapobiec wysuszeniu podczas znieczulenia.</li>
	<li>Wprowadzić cewnik (26 G) do żyły ogonowej, umożliwiając wstrzyknięcie 37 MBq radioaktywnego znacznika PET rozpuszczonego w 200 μl soli fizjologicznej. Wstrzyknąć 18F-FET lub 18F-FAZA, odpowiednio 30 minut lub 2 godziny przed pobraniem PET.</li>
	<li>Środek kontrastowy MRI (0,4 ml/kg) wstrzyknąć dożylnie do żyły ogonowej za pomocą cewnika 15 minut przed pobraniem PET.</li>
	<li>Umieść szczury na własnym łóżku multimodalnym i zabezpiecz za pomocą zapięć na rzepy, utrzymując stałą pozycję podczas obrazowania i mikronaświetlania (<silna klasa = "xfig">Rysunek 1).</li>
	<li>Zamocuj trzy markery multimodalności (naczynia włosowate wypełnione wodą) pod, powyżej i po prawej stronie czaszki. Umieść szczura, nadal zamocowanego na łóżku multimodalności, w uchwycie skanera MRI, zamocuj cewkę na powierzchni mózgu szczura i umieść ten zestaw w 72-milimetrowej cewce nadajnika całego ciała szczura. Wykonaj skanowanie lokalizatora, a następnie sekwencję echa spinowego ze wzmocnieniem kontrastu T1.</li>
	<li>Przewieźć zwierzę w celu przeprowadzenia akwizycji 18F-FET lub 18F-FAZA PET. Uzyskaj 30-minutowy statyczny skan PET w trybie listy. Skan należy wykonać 30 minut po wstrzyknięciu 18F-FET lub 2 godziny po wstrzyknięciu 18wstrzyknięć F-FAZA. Zrekonstruuj wszystkie skany PET w matrycy 200 × 200 × 64 za pomocą algorytmu maksymalizacji oczekiwań maksymalnego prawdopodobieństwa i oczekiwań (MLEM) 2D przy użyciu 60 iteracji i rozmiaru woksela 0,5 × 0,5 × 1,157 mm.</li>
	<li>Umieść zwierzę, nadal zamocowane na łóżku multimodalnym, na plastikowym uchwycie przymocowanym do czteroosiowego zrobotyzowanego stołu pozycjonującego mikropromiennika. Wykonaj tomografię komputerową planowania leczenia w wysokiej rozdzielczości przy użyciu aluminiowego filtra o średnicy 1 mm i amorficznego detektora płaskiego Si o wymiarach 20 x 20 cm (1 024 x 1 024 pikseli). Zrekonstruuj obrazy CT z izotropowym rozmiarem woksela 0,2 mm. Ustal napięcie lampy i prąd lampy odpowiednio na poziomie 70 kV i 0,4 mA. Uzyskaj łącznie projekcje 360 w zakresie 360°.</li>
</ol>
4. Planowanie leczenia RT
<ol>
	<li>Do planowania leczenia należy korzystać z przedklinicznego systemu planowania leczenia (PCTPS). Zaimportuj planowaną tomografię komputerową do PCTPS i ręcznie podziel ten obraz TK na trzy różne klasy tkanek: kość, tkanki miękkie i powietrze. Ta ręczna segmentacja opiera się na zdefiniowaniu trzech różnych progów szarości w tomografii komputerowej planowania. Te ręcznie wybierane progi wartości szarości powinny być tak dobrane, aby powietrze w mózgu było nieobecne, a grubość kości czaszki była różna od zera. Po zdefiniowaniu tych progów, PCTPS przypisuje gęstości materiałów dla kości, tkanek miękkich i powietrza (<silna klasa="xfig">Rysunek 4).</li>
	<li>Jeśli potrzebne są tylko wskazówki MRI, załaduj skan MRI i zarejestruj się razem z planistyczną tomografią komputerową za pomocą PCTPS.
	<ol>
		<li>Użyj przekształceń ciała sztywnego (trzy translacje i trzy obroty), znaczników multimodalności i czaszki. Poprzez nałożenie zwiększonego natężenia sygnału czaszki w tomografii komputerowej na sygnał w rezonansie magnetycznym, można uzyskać precyzyjną fuzję (<silna klasa = "xfig" >Rysunek 5).</li>
		<li>Wybierz cel do napromieniania w środku guza zwiększającego kontrast na rezonansie magnetycznym T1, patrz <silna klasa="xfig">Rysunek 6 i <silna klasa="xfig">Rysunek 7.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>W przypadku gdy konieczne jest dołączenie dodatkowych informacji PET, należy dołączyć jednoczesną rejestrację CT/MRI/PET przy użyciu oprogramowania do kwantyfikacji obrazu biomedycznego (BIQS).
	<ol>
		<li>Użyj narzędzia do konturowania w BIQS, aby uzyskać fuzję obrazów PET/MRI (<silna klasa="xfig">Rysunek 8). Po wspólnej rejestracji wybierz cel w środku zwiększonego wychwytu znacznika PET w BIQS (<silna klasa="xfig">Rysunek 9) i wprowadź współrzędne ręcznie do PCTPS, używając następujących transformacji: X → -X, Y → Z i Z → -Y.</li>
		<li>Wybierz zalecaną dawkę, liczbę łuków, położenie łuku, zakres obrotu łuków i rozmiar kolimatora (<silna klasa="xfig">Rysunek 10).</li>
		<li>W przypadku RT pod kontrolą MRI należy zastosować następujące ustawienia: przepisana dawka 20 Gy, 3 łuki ustawione pod kątem leżanki -45 °, 0 ° i 45 ° z obrotami łuku 120 ° oraz rozmiar kolimatora 5 x 5 mm.</li>
		<li>W przypadku RT pod kontrolą PET-MRI należy zastosować następujące ustawienia: przepisaną dawkę 20 Gy przy użyciu 3 łuków i kolimatora 5 x 5 mm oraz dodatkowe 5 Gy do zwiększania objętości za pomocą 3 łuków niewspółpłaszczyznowych i kolimatora 1 x 1 mm. Wybierz obrót o 120 ° dla wszystkich łuków, jednocześnie zmieniając położenie leżanki (-45 °, 0 ° i 45 °).</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Obliczyć rozkład dawki w organizmie zwierzęcia i parametry dostarczania wiązki, aby dostarczyć przepisaną dawkę do celu za pomocą PCTPS. Przed właściwym napromieniowaniem należy przetestować obroty łuku w różnych pozycjach leżanki, aby zapobiec kolizji podczas napromieniania.</li>
	<li>Do rzeczywistego napromieniowania należy wybrać filtr miedziany 0,15 mm, ustawić napięcie promieniowania rentgenowskiego na 220 kV, ustawić prąd promieniowania rentgenowskiego na 13 mA i ustawić prawy kolimator na suwnicy. Wykonaj RT, przenosząc odpowiednie parametry dostarczania wiązki z PCTPS do mikropromiennika.</li>
	<li>Podczas tych zabiegów szczur jest trzymany w ciągłym znieczuleniu izofluranem (2% izofluranu, zmieszany z tlenem 0,3 l/min). Po wykonaniu ostatniego łuku zwierzę może się obudzić pod stałym nadzorem, aż do odzyskania pełnej świadomości.</li>
</ol>
5. Histogramy objętości dawki (DVHs)
UWAGA: Aby porównać rzeczywistą dawkę dostarczaną do docelowej objętości guza i otaczającej ją normalnej tkanki mózgowej, oblicz DVHs.
<ol>
	<li>Narysuj objętość zainteresowania (VOI) wokół guza i normalnego mózgu na obrazach MR T1 ze wzmocnionym kontrastem, aby obliczyć średnią, maksymalną i minimalną dawkę (<silna klasa = "xfig">Rysunek 11).</li>
	<li>Jako substytut maksymalnej, średniej i minimalnej dawki do objętości guza i normalnej objętości tkanki mózgowej, oblicz D2, D50 i D90. D oznacza dawkę otrzymaną przez x% objętości, oznaczoną indeksem dolnym, i może być wyprowadzona z otrzymanego DVH.</li>
</ol>
6. TMZ i pozorowana chemioterapia
<ol>
	<li>Aby naśladować leczenie glejaka u pacjentów, należy podawać jednocześnie chemioterapię za pomocą zastrzyków IP 29 mg/kg TMZ rozpuszczonego w soli fizjologicznej z 25% dimetylosulfotlenkiem (DMSO) raz dziennie przez 5 dni, począwszy od dnia napromieniania24,25. Do wstrzykiwań należy użyć strzykawki insulinowej o pojemności 1 ml i 29 g.</li>
	<li>W grupie kontrolnej należy podać wstrzyknięcie od kroku 6.1 bez temozolominu.</li>
</ol>

<ol><li>Stupp, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Promising+survival+for+patients+with+newly+diagnosed+glioblastoma+multiforme+treated+with+concomitant+radiation+plus+temozolomide+followed+by+adjuvant+temozolomide%5BTitle%5D)+AND+%22J+Clin+Oncol%22%5BJournal%5D)">Promising survival for patients with newly diagnosed glioblastoma multiforme treated with concomitant radiation plus temozolomide followed by adjuvant temozolomide.</a> J Clin Oncol. 20 (5), 1375-1382 (2002).</li>
<li>Dhermain, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Radiotherapy+of+high-grade+gliomas%3A+current+standards+and+new+concepts%2C+innovations+in+imaging+and+radiotherapy%2C+and+new+therapeutic+approaches%5BTitle%5D)+AND+%22Chin+J+Cancer%22%5BJournal%5D)">Radiotherapy of high-grade gliomas: current standards and new concepts, innovations in imaging and radiotherapy, and new therapeutic approaches.</a> Chin J Cancer. 33 (1), 16-24 (2014).</li>
<li>Ahmed, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Malignant+gliomas%3A+current+perspectives+in+diagnosis%2C+treatment%2C+and+early+response+assessment+using+advanced+quantitative+imaging+methods%5BTitle%5D)+AND+%22Cancer+Manag+Res%22%5BJournal%5D)">Malignant gliomas: current perspectives in diagnosis, treatment, and early response assessment using advanced quantitative imaging methods.</a> Cancer Manag Res. 6, 149-170 (2014).</li>
<li>Verhaegen, F., Granton, P., Tryggestad, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Small+animal+radiotherapy+research+platforms%5BTitle%5D)+AND+%22Phys+Med+Biol%22%5BJournal%5D)">Small animal radiotherapy research platforms.</a> Phys Med Biol. 56 (12), R55-R83 (2011).</li>
<li>Kinsella, T. J., Vielhuber, K. A., Kunugi, K. A., Schupp, J., Davis, T. W., Sands, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Preclinical+toxicity+and+efficacy+study+of+a+14-day+schedule+of+oral+5-iodo-2-pyrimidinone-2-deoxyribose+as+a+prodrug+for+5-iodo-2-deoxyuridine+radiosensitization+in+U251+human+glioblastoma+xenografts%5BTitle%5D)+AND+%22Clin+Cancer+Res%22%5BJournal%5D)">Preclinical toxicity and efficacy study of a 14-day schedule of oral 5-iodo-2-pyrimidinone-2-deoxyribose as a prodrug for 5-iodo-2-deoxyuridine radiosensitization in U251 human glioblastoma xenografts.</a> Clin Cancer Res. 6 (4), 1468-1475 (2000).</li>
<li>Vellimana, A. K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Combination+of+paclitaxel+thermal+gel+depot+with+temozolomide+and+radiotherapy+significantly+prolongs+survival+in+an+experimental+rodent+glioma+model%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurooncol%22%5BJournal%5D)">Combination of paclitaxel thermal gel depot with temozolomide and radiotherapy significantly prolongs survival in an experimental rodent glioma model.</a> J Neurooncol. 111 (3), 229-236 (2012).</li>
<li>Kioi, M., Vogel, H., Schultz, G., Hoffman, R. M., Harsh, G. R., Brown, J. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Inhibition+of+vasculogenesis%2C+but+not+angiogenesis%2C+prevents+the+recurrence+of+glioblastoma+after+irradiation+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22J+Clin+Invest%22%5BJournal%5D)">Inhibition of vasculogenesis, but not angiogenesis, prevents the recurrence of glioblastoma after irradiation in mice.</a> J Clin Invest. 120 (3), 694-705 (2010).</li>
<li>Vinchon-Petit, S., Jarnet, D., Jadaud, E., Feuvret, L., Garcion, E., Menei, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((External+irradiation+models+for+intracranial+9L+glioma+studies%5BTitle%5D)+AND+%22J+Exp+Clin+Cancer+Res%22%5BJournal%5D)">External irradiation models for intracranial 9L glioma studies.</a> J Exp Clin Cancer Res. 29, 142(2010).</li>
<li>Yang, W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Convection+enhanced+delivery+of+carboplatin+in+combination+with+radiotherapy+for+treatment+of+brain+tumors%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurooncol%22%5BJournal%5D)">Convection enhanced delivery of carboplatin in combination with radiotherapy for treatment of brain tumors.</a> J Neurooncol. 101 (3), 379-390 (2011).</li>
<li>Rousseau, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Efficacy+of+intracerebral+delivery+of+cisplatin+in+combination+with+photon+irradiation+for+treatment+of+brain+tumors%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurooncol%22%5BJournal%5D)">Efficacy of intracerebral delivery of cisplatin in combination with photon irradiation for treatment of brain tumors.</a> J Neurooncol. 98 (3), 287-295 (2010).</li>
<li>Baumann, B. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+integrated+method+for+reproducible+and+accurate+image-guided+stereotactic+cranial+irradiation+of+brain+tumors+using+the+small+animal+radiation+research+platform%5BTitle%5D)+AND+%22Transl+Oncol%22%5BJournal%5D)">An integrated method for reproducible and accurate image-guided stereotactic cranial irradiation of brain tumors using the small animal radiation research platform.</a> Transl Oncol. 5 (4), 230-237 (2012).</li>
<li>Grosu, A. -L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Implications+of+IMT-SPECT+for+postoperative+radiotherapy+planning+in+patients+with+gliomas%5BTitle%5D)+AND+%22Int+J+Radiat+Oncol+Biol+Phys%22%5BJournal%5D)">Implications of IMT-SPECT for postoperative radiotherapy planning in patients with gliomas.</a> Int J Radiat Oncol Biol Phys. 54 (3), 842-854 (2002).</li>
<li>Butterworth, K. T., Prise, K. M., Verhaegen, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Small+animal+image-guided+radiotherapy%3A+Status%2C+considerations+and+potential+for+translational+impact%5BTitle%5D)+AND+%22Br+J+Radiol%22%5BJournal%5D)">Small animal image-guided radiotherapy: Status, considerations and potential for translational impact.</a> Br J Radiol. 88 (1045), 4-6 (2015).</li>
<li>Aird, E. G. A., Conway, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((CT+simulation+for+radiotherapy+treatment+planning%5BTitle%5D)+AND+%22Br+J+Radiol%22%5BJournal%5D)">CT simulation for radiotherapy treatment planning.</a> Br J Radiol. 75 (900), 937-949 (2002).</li>
<li>Baker, G. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Localization%3A+Conventional+and+CT+simulation%5BTitle%5D)+AND+%22Br+J+Radiol.+79+%28Spec+No+1%29%22%5BJournal%5D)">Localization: Conventional and CT simulation.</a> Br J Radiol. 79 (Spec No 1). , S36-S49 (2006).</li>
<li>Corroyer-Dumont, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((MRI-guided+radiotherapy+of+the+SK-N-SH+neuroblastoma+xenograft+model+using+a+small+animal+radiation+research+platform%5BTitle%5D)+AND+%22Br+J+Radiol%22%5BJournal%5D)">MRI-guided radiotherapy of the SK-N-SH neuroblastoma xenograft model using a small animal radiation research platform.</a> Br J Radiol. 90 (1069), 20160427(2017).</li>
<li>Bolcaen, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((MRI-guided+3D+conformal+arc+micro-irradiation+of+a+F98+glioblastoma+rat+model+using+the+Small+Animal+Radiation+Research+Platform+%28SARRP%29%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurooncol%22%5BJournal%5D)">MRI-guided 3D conformal arc micro-irradiation of a F98 glioblastoma rat model using the Small Animal Radiation Research Platform (SARRP).</a> J Neurooncol. 120 (2), 257-266 (2014).</li>
<li>Niyazi, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((FET-PET+for+malignant+glioma+treatment+planning%5BTitle%5D)+AND+%22Radiother+Oncol%22%5BJournal%5D)">FET-PET for malignant glioma treatment planning.</a> Radiother Oncol. 99 (1), 44-48 (2011).</li>
<li>Grosu, A. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((First+experience+with+I-123-alpha-methyl-tyrosine+SPECT+in+the+3-D+radiation+treatment+planning+of+brain+gliomas%5BTitle%5D)+AND+%22Int+J+Radiat+Oncol+Biol+Phys%22%5BJournal%5D)">First experience with I-123-alpha-methyl-tyrosine SPECT in the 3-D radiation treatment planning of brain gliomas.</a> Int J Radiat Oncol Biol Phys. 47 (2), 517-526 (2000).</li>
<li>Ling, C. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Towards+multidimensional+radiotherapy+%28MD-CRT%29%3Abiological+imaging+and+biological+conformality%5BTitle%5D)+AND+%22Int+J+Radiat+Oncol+Biol+Phys%22%5BJournal%5D)">Towards multidimensional radiotherapy (MD-CRT):biological imaging and biological conformality.</a> Int J Radiat Oncol Biol Phys. 47 (3), 551-560 (2000).</li>
<li>Wahl, R. L., Jacene, H., Kasamon, Y., Lodge, M. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((From+RECIST+to+PERCIST%3A+Evolving+Considerations+for+PET+response+criteria+in+solid+tumors%5BTitle%5D)+AND+%22J+Nucl+Med%22%5BJournal%5D)">From RECIST to PERCIST: Evolving Considerations for PET response criteria in solid tumors.</a> J Nucl Med. 50 Suppl 1. (5), 122S-150S (2009).</li>
<li>Daisne, J. F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Tumor+volume+in+pharyngolaryngeal+squamous+cell+carcinoma%3A+comparison+at+CT%2C+MR+imaging%2C+and+FDG+PET+and+validation+with+surgical+specimen%5BTitle%5D)+AND+%22Radiology%22%5BJournal%5D)">Tumor volume in pharyngolaryngeal squamous cell carcinoma: comparison at CT, MR imaging, and FDG PET and validation with surgical specimen.</a> Radiology. 233 (1), 93-100 (2004).</li>
<li>Grosu, A. -L., Weber, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((PET+for+radiation+treatment+planning+of+brain+tumours%5BTitle%5D)+AND+%22Radiother+Oncol%22%5BJournal%5D)">PET for radiation treatment planning of brain tumours.</a> Radiother Oncol. 96 (3), Elsevier Ireland Ltd. 325-327 (2010).</li>
<li>Banissi, C., Ghiringhelli, F., Chen, L., Carpentier, A. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Treg+depletion+with+a+low-dose+metronomic+temozolomide+regimen+in+a+rat+glioma+model%5BTitle%5D)+AND+%22Cancer+Immunol+Immunother%22%5BJournal%5D)">Treg depletion with a low-dose metronomic temozolomide regimen in a rat glioma model.</a> Cancer Immunol Immunother. 58, 1627-1634 (2009).</li>
<li>Robinson, C. G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effect+of+alternative+temozolomide+schedules+on+glioblastoma+O%286%29-methylguanine-DNA+methyltransferase+activity+and+survival%5BTitle%5D)+AND+%22Br+J+Cancer%22%5BJournal%5D)">Effect of alternative temozolomide schedules on glioblastoma O(6)-methylguanine-DNA methyltransferase activity and survival.</a> Br J Cancer. 103, 498-504 (2010).</li>
<li>España, S., Marcinkowski, R., Keereman, V., Vandenberghe, S., Van Holen, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((DigiPET%3A+sub-millimeter+spatial+resolution+small-animal+PET+imaging+using+thin+monolithic+scintillators%5BTitle%5D)+AND+%22Phys+Med+Biol%22%5BJournal%5D)">DigiPET: sub-millimeter spatial resolution small-animal PET imaging using thin monolithic scintillators.</a> Phys Med Biol. 59 (13), 3405(2014).</li>
</ol>

Autorzy nie mają do ujawnienia konfliktu interesów

Aby uzyskać dokładne napromienianie docelowego guza glejaka w mózgu szczura, wbudowana w mikropromiennik tomografia komputerowa nie była wystarczająca. Guzy mózgu są prawie niewidoczne z powodu niewystarczającego kontrastu tkanek miękkich, nawet jeśli zastosowano by wzmocnienie kontrastu. W związku z tym należy uwzględnić rezonans magnetyczny, aby umożliwić bardziej precyzyjne napromienianie. Korzystając z sekwencyjnej akwizycji MR w systemie 7 T i akwizycji CT na mikropromienniku, byliśmy w stanie skierować dawkę do tka...

Glejak wysokiego stopnia jest najczęstszym i najbardziej agresywnym złośliwym nowotworem mózgu u dorosłych, z medianą przeżycia wynoszącą 1 rok, pomimo obecnych metod leczenia. Standard opieki obejmuje maksymalną resekcję chirurgiczną, po której następuje połączona radioterapia wiązką zewnętrzną (RT) i temozolomidem (TMZ), a następnie leczenie podtrzymujące TMZ1,2,3. Od czasu wprowadzenia TMZ ponad 15 lat temu, nie poczyniono żadnych znaczących postępów w leczeniu tych nowotworów. W związku z tym wdrożenie nowych strategii terapeutycznych jest pilne, ale powinno być najpierw zbadane w modelach terapii nowotworów u małych zwierząt (głównie myszy i szczurów). Modele gryzoni zawierających nowotwór mogą być wykorzystywane do badania skuteczności nowych i złożonych protokołów radiacyjnych, być może w połączeniu z innymi (nowymi) środkami terapeutycznymi, do oceny odpowiedzi na promieniowanie lub do badania środków radioochronnych. Główną zaletą przedklinicznych badań radiacyjnych jest możliwość pracy w kontrolowanych warunkach eksperymentalnych przy użyciu dużych kohort, co skutkuje przyspieszonym uzyskiwaniem danych ze względu na krótszą długość życia gryzoni. Wyniki badań przedklinicznych powinny być następnie przełożone na badanie kliniczne w znacznie szybszy i bardziej efektywny sposób niż w obecnej praktyce4.
Eksperymenty z promieniowaniem małych zwierząt w ostatnich dziesięcioleciach były zazwyczaj przeprowadzane przy użyciu stałych źródeł promieniowania5,6,7, np. 137Cs i 60Co, izotopy lub akceleratory liniowe przeznaczone do klinicznego użytku u ludzi, stosując pojedyncze pole promieniowania za pomocą promieniowania rentgenowskiego MV6,8,9,10,11. Jednak te urządzenia nie osiągają dokładności poniżej milimetra, która jest wymagana dla małych zwierząt12. Co więcej, promieniowanie rentgenowskie MV ma cechy nieodpowiednie do naświetlania małych celów, takie jak nagromadzenie dawki na granicy faz powietrze-tkanka w obszarze wejściowym wiązki o rozciągłości w kolejności wielkości samego zwierzęcia4,6,8,9,10,11. To ostatnie sprawia, że dość trudno jest dostarczyć jednolitą dawkę do guza przy jednoczesnym oszczędzaniu otaczającej go normalnej tkanki mózgowej4,8,9,10,11. W związku z tym nie jest jasne, w jakim stopniu obecne badania na zwierzętach są nadal istotne dla współczesnej praktyki RT12. W związku z tym niedawno opracowane trójwymiarowe (3D) konforemne mikropromienniki dla małych zwierząt mogą wypełnić lukę technologiczną między zaawansowanymi technikami RT sterowanymi obrazem 3D, takimi jak radioterapia z modulacją intensywności (IMRT) lub łuki konforemne stosowane u ludzi, a obecnym napromienianiem małych zwierząt4,13. Platformy te wykorzystują kilonapięciowe (kV) źródło promieniowania rentgenowskiego w celu uzyskania ostrych półcieni i uniknięcia narastania dawki. Platformy te obejmują sterowany komputerowo stolik do pozycjonowania zwierząt, źródło promieniowania rentgenowskiego kV do obrazowania i leczenia promieniowaniem, obrotowy zespół bramowy umożliwiający dostarczanie promieniowania pod różnymi kątami oraz system kolimacyjny do kształtowania wiązki promieniowania4. W 2011 r. w laboratorium obrazowania przedklinicznego Uniwersytetu w Gandawie zainstalowano mikropromiennik (<silna klasa="xfig">Rysunek 1). System ten jest podobny do nowoczesnej praktyki radioterapii u ludzi i umożliwia szeroką gamę eksperymentów przedklinicznych, takich jak synergia promieniowania z innymi terapiami, złożone schematy promieniowania i sterowane obrazem badania nad podcelu.
Planowanie leczenia za pomocą tych mikropromienników opiera się na tomografii komputerowej, która jest równoznaczna z ludzkimi systemami planowania14,15. Do obrazowania CT stosuje się pokładowy detektor rentgenowski w połączeniu z tą samą lampą rentgenowską kV, która jest używana podczas leczenia. Obrazowanie CT jest stosowane, ponieważ pozwala na dokładne pozycjonowanie zwierząt i dostarcza informacji niezbędnych do obliczenia indywidualnej dawki promieniowania poprzez segmentację. Jednak ze względu na niski kontrast tkanek miękkich w obrazowaniu CT, guzy w mózgu małych zwierząt, takie jak glejak o wysokim stopniu złośliwości, nie mogą być łatwo określone. Włączenie obrazowania multimodalnego jest zatem niezbędne do dokładnego wyznaczenia objętości docelowej. W porównaniu z tomografią komputerową, rezonans magnetyczny zapewnia znacznie lepszy kontrast tkanek miękkich. To znacznie ułatwia wizualizację granic zmian, co spowoduje znacznie lepsze wyznaczenie docelowej objętości, pomagając lepiej napromieniować zmianę i uniknąć otaczającej tkanki, jak pokazano na Rysunek 24,16. Dodatkową zaletą jest to, że rezonans magnetyczny wykorzystuje promieniowanie niejonizujące, w przeciwieństwie do tomografii komputerowej, która wykorzystuje promieniowanie jonizujące. Głównymi wadami rezonansu magnetycznego są stosunkowo długi czas pozyskiwania i wysokie koszty operacyjne. Należy zauważyć, że skany MRI nie mogą być wykorzystywane do obliczania dawki, ponieważ nie dostarczają wymaganych informacji o gęstości elektronów, chociaż również w tej dziedzinie poczyniono postępy, dzięki niedawnemu rozwojowi MR-LINACS. W związku z tym połączony zestaw danych CT/MRI jest metodą z wyboru do planowania napromieniania glejaka złośliwego, zawierającą zarówno informacje wymagane do celowania (objętości na podstawie MRI), jak i do obliczeń dawki (gęstość elektronowa na podstawie CT).
Aby zmniejszyć lukę między napromienianiem małych zwierząt a rutynową procedurą kliniczną, MRI musi być wyraźnie zintegrowane z przepływem pracy mikro-promiennika, co wymaga poprawnej rejestracji między MRI a CT, co jest dalekie od trywialnej. W tym artykule omówiono nasz protokół konforemnego napromieniania 3D glejaka F98 pod kontrolą MRI u szczurów, który został niedawno opublikowany17.
Chociaż włączenie CT i MRI do pracy mikro-promiennika jest wyraźnym krokiem naprzód w badaniach nad napromienianiem małych zwierząt, te techniki obrazowania anatomicznego nie zawsze pozwalają na pełne określenie docelowej objętości. Patologiczne zmiany w mózgu w tomografii komputerowej i rezonansie magnetycznym charakteryzują się zwiększoną zawartością wody (obrzękiem) i nieszczelnością bariery krew-mózg lub wzmocnieniem kontrastu. Jednak zarówno wzmocnienie kontrastu, jak i hiperintensywne obszary w rezonansie magnetycznym T2 nie zawsze są dokładną miarą zasięgu guza. Komórki nowotworowe zostały wykryte daleko poza marginesem wzmocnienia kontrastu12. Ponadto żadna z tych technik nie jest w stanie zidentyfikować najbardziej agresywnych części w guzie, które mogą być odpowiedzialne za oporność terapeutyczną i nawrót guza. W związku z tym dodatkowe informacje z technik obrazowania molekularnego, takich jak PET, mogą mieć wartość dodaną dla definicji docelowej objętości RT, ponieważ techniki te umożliwiają wizualizację szlaków biologicznych in vivo12,18,19.
W 2000 roku Ling i in. wprowadzili koncepcję biologicznej objętości docelowej (BTV), integrując obrazowanie anatomiczne i funkcjonalne z przepływem radioterapii, co doprowadziło do tego, co nazwali wielowymiarową radioterapią konformalną20. Stwarza to możliwość poprawy ukierunkowania dawki poprzez dostarczenie niejednorodnej dawki do regionu docelowego za pomocą np. obrazów PET. Najczęściej stosowanym znacznikiem PET do oceny stopnia zaawansowania guza i monitorowania odpowiedzi na leczenie jest fluor-18 (18F) znakowany fluorodeoksyglukozą (FDG), który wizualizuje metabolizm glukozy21. W przypadku raka głowy i szyi poprzednie badania wykazały, że zastosowanie 18F-FDG PET doprowadziło do lepszego oszacowania rzeczywistej objętości guza, zgodnie z definicją próbek patologicznych, w porównaniu z CT i MRI22. W pierwotnych nowotworach mózgu, w których FDG nie jest użyteczne ze względu na bardzo silny sygnał tła z normalnego mózgu, aminokwasy, takie jak 11C-metionina, a ostatnio 18F-fluoroetthyltyrozyna (FET), były badane pod kątem wyznaczania GTV z często wyraźnymi różnicami między aminokwasami PET i GTV opartymi na MRI23. Jednak nie przeprowadzono jeszcze żadnego prospektywnego badania oceniającego znaczenie tego odkrycia. W tym badaniu wybraliśmy znacznik aminokwasowy 18F-FET i znacznik hipoksji 18F-fluoroazomycyny-arabinozyd (18F-FAZA). Rozdział 18F-FET i 18F-FAZA zostały wybrane, ponieważ zwiększony wychwyt aminokwasów jest silnie skorelowany z szybkością proliferacji w guzach GB, podczas gdy wychwyt znacznika PET-tracer hipoksji jest skorelowany z opornością na (chemio)radioterapię18,23. Zwiększanie objętości za pomocą mikropromiennika zostało zoptymalizowane poprzez podanie dodatkowej dawki promieniowania do zdefiniowanej przez PET części guza F98 GB u szczurów.

<table><tbody><tr><td>GB Model RAT</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>F98 Linia komórkowa glejaka</td><td>ATCC</td><td>CRL-2397</td><td></td></tr><tr><td>Fischer F344/Ico crl Szczury</td><td>Charles River</td><td>N/A</td><td></td></tr><tr><td>http://www.criver.com/products-services/basic-research/find-a-model/fischer-344-rat System mikropomp</td><td>World Precision Instruments</td><td>UMP3</td><td>Micro 4: https://www.wpiinc.com/products/top-products/make-selection-ump3-ultramicropump/#tabs-1</td></tr><tr><td>Ramka stereotaktyczna</td><td>Kopf</td><td>902</td><td>Model 902 Podwójne małe zwierzę Rama stereotaktyczna</td></tr><tr><td>wiertło diamant</td><td>Velleman</td><td>VTHD02</td><td>https://www.velleman.eu/products/view/?id=370450</td></tr><tr><td>Wosk kostny</td><td>Aesculap</td><td>1029754</td><td>https://www.aesculapusa.com/products/wound-closure/hemostatic-bone-wax</td></tr><tr><td>Strzykawka insulinowa Microfine</td><td>Beckton-Dickinson</td><td>320924</td><td>1 mL, 29G</td></tr><tr><td>Lampa podczerwieni</td><td>IR Philips</td><td>HP3616/01</td><td></td></tr><tr><td>Ethilon</td><td>Ethicon</td><td>662G/662H</td><td>FS-2, 4-0, 3/8, 19 mm</td></tr><tr><td><mocny>Nazwa</silny><</td><td>silny>Firma</silny></td><td><silny> Numer katalogowy</td><td>Uwagi</td></tr><tr><td>Hodowla komórkowa</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>DMEM</td><td>Invitrogen</td><td>14040-091</td><td></td></tr><tr><td>Penicylina-streptomycyna</td><td>Invitrogen</td><td>15140-148</td><td></td></tr><tr><td>L-glutamina</td><td>Invitrogen</td><td>25030-032</td><td></td></tr><tr><td>Fungizone</td><td>Invitrogen</td><td>15290-018</td><td></td></tr><tr><td>Trypsin-EDTA</td><td>Invitrogen</td><td>25300-062</td><td></td></tr><tr><td>PBS</td><td>Invitrogen</td><td>14040-224</td><td></td></tr><tr><td>Falcons</td><td>Thermo Scientific</td><td>178883</td><td>175 cm2 Powierzchnia nunklonu, jednorazówki do hodowli komórkowych z nasadkami filtrującymi</td></tr><tr><td>Pożywka do zamrażania komórek</td><td>Sigma-aldrich</td><td>C6164</td><td>Pożywka do zamrażania komórek-DMSO, sterylnie filtrowana, odpowiednia do hodowli komórkowych testowany pod kątem endotoksyn</td></tr><tr><td>Nazwa</td><td>Firma</td><td>Numer katalogowy</td><td>Uwagi</td></tr><tr><td>Animal napromieniowanie</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Micro-irradiator</td><td>X-strahl</td><td>SARRP</td><td></td></tr><tr><td>oprogramowanie do napromieniania</td><td>X-strahl</td><td></td><td>System planowania leczenia przedklinicznego MuriPlan (PCTPS), wersja 2.0.5.</td></tr><tr><td>Nazwa</td><td>Firma</td><td>Numer katalogowy</td><td>Komentarze</td></tr><tr><td>Małe zwierzę PET</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>microPET możliwość systemu</td> 1 <td>Molecubes</td><td>B-Cube</td><td>http://www.molecubes.com/b-cube/</td></tr> <tr><td>możliwość systemu microPET 2</td><td>TriFoil Obrazowanie, Northridge CA</td><td>FLEX Triumph II</td><td>http://www.trifoilimaging.com</td></tr><tr><td>Znaczniki PET</td><td>Produkowane</td><td></td> we własnym zakresie <td>18F-FDG, 18F-FET, 18F-FAZA, 18F-Cholina</td></tr><tr><td><silny>Nazwa</td><td>Firma</td><td>Numer katalogowy</td><td>Komentarze</td></tr><tr><td>Rezonans magnetyczny dla małych zwierząt</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>System mikrorezonansu magnetycznego</td><td>Bruker Biospin</td><td>Pharmascan 70/16</td><td>https://www.bruker.com/products/mr/preclinical-mri/pharmascan/overview.html</td></tr><tr><td>Środek kontrastowy Dotarem Środek kontrastowy</td><td>Guerbet</td><td></td><td>MRI, cewka nadajnika całego ciała szczura Dotarem 0,5 mmol/ml</td></tr><tr>Cewka<td>powierzchniowa mózgu</td> szczura <td>Rapid Biomedical</td><td>V-HLS-070</td><td></td></tr><tr><td>cewka powierzchniowa mózgu szczura</td><td>Rapid Biomedical</td><td>P-H02LE-070</td><td></td></tr><tr><td>Urządzenie grzewcze na bazie wody</td><td>Bruker Biospin</td><td>MT0125</td><td></td></tr><tr><td>30 G Igła do wstrzykiwań dożylnych</td><td>Beckton-Dickinson</td><td>305128</td><td>30 G</td></tr><tr><td>PE 10 rurki (60 cm / wstrzyknięcie)</td><td>Instech laboratories, Inc</td><td>BTPE-10</td><td>BTPE-10, rurka polietylenowa 0,011 x 0,024 cala (0,28 x 60 mm), niesterylna, szpula 30 m (98 stóp), laboratoria Instech, Inc Plymouth spotkanie PA USA- (800) 443-4227- http://www.instechlabs.com</td></tr><tr><td>nieheparynizowanych mikronaczyń włosowatych hematokrytu</td><td>GMBH</td><td>7493 21</td><td>te naczynia włosowate są wypełnione wodą w celu wytworzenia markerów widocznych na MRI i CT</td></tr><<tr><td>silny>Nazwa</silny><</td><td>silny>Firma</silny></td><td><silny>Numer katalogowy</td><td>Uwagi</td></tr><tr><td>Materiały eksploatacyjne</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>izofluran: Isoflo</td><td>Zoetis</td><td>B506</td><td>Znieczulenie</td></tr><tr><td>ketamina: Ketamidor</td><td>Ecuphar</td><td></td><td>Znieczulenie</td></tr><tr><td>ksylazyna: Sedaxyl</td><td>Codifar NV</td><td></td> Cewnik <td>anestezjologiczny</td></tr><tr><td></td><td>Terumo</td><td>Versatus-W</td><td>26G</td></tr><tr><td>Temozolomid</td><td>Sigma-aldrich</td><td>T2577-100MG</td><td>chemioterapia</td></tr><tr><td>DMSO</td><td>Sigma-aldrich</td><td>276855-100ML</td><td></td></tr><tr><td>Strzykawka insulinowa Microfine</td><td>Beckton-Dickinson</td><td>320924</td><td>1 mL, 29G</td></tr><tr><td>Nazwa</td><td>Firma</td><td>Numer katalogowy</td><td>Komentarze</td></tr><tr><td>Analiza obrazu</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Oprogramowanie PMOD</td><td>PMOD technologies LLC</td><td>PFUS (narzędzie do fuzji)</td> <td>oprogramowanie do kwantyfikacji obrazu biomedycznego (BIQS), wersja 3.405, https://www.pmod.com/web/?portfolio=22-image-processing-pfus</td></tr><tr><td>Nazwa</td><td>Firma</td><td>Numer katalogowy</td><td>Komentarze</td></tr><tr><td>Anesyzjo-sprzęt</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Jednostka anestezjologiczna</td><td>ASA LTD</td><td>ASA 0039</td><td>ASA LTD, 5 valley road, Keighley, BD21 4LZ</td></tr><tr><td>Generator tlenu</td><td>Technika weterynaryjna Int.</td><td>7F-3</td><td>BDO-Medipass, Ijmuiden</td></tr></tbody></table>

napromienianie pod kontrolą pet i mri szczurzego modelu glejaka przy użyciu mikropromiennika

PET and MRI Guided Irradiation of a Glioblastoma Rat Model Using a Micro-irradiator

Przez dziesięciolecia, badania nad promieniowaniem małych zwierząt były głównie prowadzone przy użyciu dość prymitywnych ustawień eksperymentalnych, stosując proste techniki pojedynczej wiązki, bez możliwości celowania w konkretną lub dobrze wytyczoną objętość guza. Dostarczanie promieniowania osiągnięto za pomocą stałych źródeł promieniowania lub akceleratorów liniowych wytwarzających meganapięciowe (MV) promieniowanie rentgenowskie. Urządzenia te nie są w stanie osiągnąć precyzji submilimetrowej wymaganej dla małych zwierząt. Co więcej, wysokie dawki dostarczane do zdrowych tkanek otaczających utrudniają ocenę odpowiedzi. Aby zwiększyć translację między badaniami na małych zwierzętach a ludźmi, naszym celem było naśladowanie leczenia glejaka u ludzi na modelu szczurzym. Aby umożliwić dokładniejsze napromienianie w warunkach przedklinicznych, niedawno opracowano precyzyjne, sterowane obrazem platformy badawcze do badania promieniowania małych zwierząt. Podobnie jak w przypadku systemów planowania u ludzi, planowanie leczenia za pomocą tych mikropromienników opiera się na tomografii komputerowej (CT). Jednak niski kontrast tkanek miękkich w tomografii komputerowej sprawia, że lokalizacja celów w niektórych tkankach, takich jak mózg, jest bardzo trudna. W związku z tym włączenie obrazowania metodą rezonansu magnetycznego (MRI), które charakteryzuje się doskonałym kontrastem tkanek miękkich w porównaniu z tomografią komputerową, umożliwiłoby bardziej precyzyjne wyznaczenie celu napromieniowania. W ostatniej dekadzie zainteresowanie w leczeniu radioterapią zyskały również techniki obrazowania biologicznego, takie jak pozytonowa tomografia emisyjna (PET). PET umożliwia wizualizację m.in. zużycia glukozy, transportu aminokwasów czy niedotlenienia, występujących w guzie. Celowanie w te wysoce proliferacyjne lub odporne na promieniowanie części guza za pomocą wyższej dawki może przynieść korzyści w zakresie przeżycia. Hipoteza ta doprowadziła do wprowadzenia biologicznej objętości guza (BTV), oprócz konwencjonalnej objętości docelowej brutto (GTV), klinicznej objętości docelowej (CTV) i planowanej objętości docelowej (PTV).
W laboratorium obrazowania przedklinicznego Uniwersytetu w Gandawie dostępne są mikro-promienniki, PET, oraz 7-tonowy rezonans magnetyczny dla małych zwierząt. Celem było włączenie napromieniania pod kontrolą MRI i zwiększania podobjętości pod kontrolą PET do modelu szczura glejaka.

Aby odtworzyć metodologię leczenia glioblastoma u ludzi w modelu przedklinicznym, konieczne było zastosowanie radioterapii sterowanej obrazowaniem MRI. Dzięki wykorzystaniu PCTPS oraz interfejsu mikro-irradiatora możliwe było naświetlanie glioblastoma F98 u szczurów za pomocą wielu konformalnych łuków niekoplanarnych, celujących w obszar wzmocniony kontrastem w obrazowaniu MRI w trybie T117. Do rejestracji obrazów między MRI a planowaną tomografią komputerową (CT) ...

W przeszłości, napromienianie małych zwierząt było zazwyczaj wykonywane bez możliwości celowania w dobrze zdefiniowaną objętość guza. Celem było naśladowanie leczenia glejaka u ludzi u szczurów. Korzystając z platformy do napromieniania małych zwierząt, przeprowadziliśmy konforemne napromienianie 3D pod kontrolą MRI ze zwiększeniem podobjętości na podstawie PET w warunkach przedklinicznych.

Napromienianie pod kontrolą PET i MRI szczurzego modelu glejaka przy użyciu mikropromiennika

For decades, small animal radiation research was mostly performed using fairly crude experimental setups applying simple single-beam techniques without ...

Ogólnym celem tej metodologii jest przeprowadzenie napromieniania konforemnego sterowanego obrazem u małych zwierząt. Metoda ta może pomóc odpowiedzieć na kluczowe pytania w dziedzinie radiologii dotyczące sposobu wyznaczania określonych objętości guza do celowanej radioterapii. Główną zaletą tej techniki jest to, że naśladuje ona leczenie raka u ludzi i pozwala na napromienianie komórek nowotworów u szczurów.Wykorzystanie PET do prowadzenia wiązek deradiacyjnych pozwala na uwzględnienie biologii nowotworów jako nowego i obiecującego osiągnięcia w dziedzinie radioterapii małych zwierząt. Włączenie biologicznej objętości docelowej pozwala na celowanie w najbardziej aktywne i odporne na promieniowanie obszary guza, co skutkuje lepszymi wynikami terapii. Aby zaszczepić mózg znieczulonej 170-gramowej samicy szczura Fisher 5344 komórkami glejaka, samicy szczura Fisher 5344 komórkami glejaka, najpierw potwierdź sedację przez brak odpowiedzi na szczypanie palca, usuń włosy z poziomu oczu do tyłu czaszki i nałóż maść na oczy zwierzęcia.Unieruchomić zwierzę w urządzeniu stereotaktycznym. Zdezynfekuj odsłoniętą skórę jodem powidonu i odsłoń czaszkę za pomocą dwucentymetrowego nacięcia skóry głowy w linii środkowej. Za pomocą wiertła diamentowego wykonaj jednomilimetrowy otwór dwa milimetry z tyłu i dwa i pół milimetra z boku do bregmy w prawej półkuli czołowej.Następnie załaduj igłę strzykawki insulinowej o rozmiarze 29 pięcioma mikrolitrami zawiesiny komórkowej, użyj sterownika pompy mikrostrzykawkowej, aby wstrzyknąć komórki na głębokość trzech milimetrów do czaszki pod kierunkiem stereotaktycznym i powoli wycofaj igłę. Zamknij nacięcie woskiem kostnym. Następnie zszyj i zdezynfekuj skórę większą ilością jodu powidonu i użyj czerwonej lampy, aby ustabilizować temperaturę ciała zwierzęcia po operacji z monitorowaniem aż do pełnego wyzdrowienia.Osiem dni po zaszczepieniu podłącz igłę o rozmiarze 30 do rurki o długości 60 centymetrów. Umieścić dożylnie w bocznej żyle ogonowej i umieścić znieczulone zwierzę w łóżku do rezonansu magnetycznego. Umieść łóżko w uchwycie ze stałą cewką powierzchniową mózgu szczura i umieść łóżko w 72-milimetrowej cewce transmisyjnej ciała szczura.Następnie oceń wzrost guza za pomocą skanu lokalizacyjnego, a następnie skanu echa spinowego zależnego od T2. Jeśli guz zostanie potwierdzony, rozpocznij 12-minutową dynamiczną akwizycję MRI wzmocnioną kontraktem, wstrzykując gadolin zawierający środek kontrastowy do dożylnie umieszczonej rurki 30 sekund po rozpoczęciu skanowania. Aby wykreślić intensywność sygnału w czasie, użyj narzędzia do analizy sekwencji obrazu, aby wybrać interesujący Cię region w podejrzanym regionie guza i przeanalizować kształt wynikowej dynamicznej krzywej wzmocnionej kontraktem, aby potwierdzić obecność glejaka.Następnie uzyskaj wzmocnioną kontrastem sekwencję echa obrotowego T1. W celu obrazowania multimodalnego objętości docelowej należy wprowadzić cewnik o rozmiarze 26 do żyły ogonowej i wstrzyknąć 37 megabekereli interesującego nas znacznika radioaktywnego PET oraz 200 mikrolitrów soli fizjologicznej do cewnika. Na 15 minut przed pobraniem PET wstrzyknij środek kontrastowy MRI przez cewnik do żyły ogonowej i umieść znieczulonego szczura na specjalnie przygotowanym łóżku multimodalnym.Umieść jeden marker multimodalności pod, powyżej i po prawej stronie czaszki. Za pomocą zapięć na rzepy przymocuj szczura do łóżka. Umieść łóżko w uchwycie na zwierzęta skanera MRI, zamocuj cewkę powierzchniową mózgu szczura i umieść całą konfigurację w 72-milimetrowej cewce transmisyjnej ciała szczura.Uzyskaj skan lokalizatora, a następnie sekwencję echa spinowego T1 ważoną kontrastem, jak pokazano. Po zakończeniu badania T1 należy przenieść zwierzę do urządzenia PET i uzyskać odpowiedni 30-minutowy statyczny skan PET w trybie listy, zgodnie z parametrami wstrzykniętego znacznika PET. Następnie przenieś łóżko na plastikowy uchwyt przymocowany do czteroosiowego zrobotyzowanego stołu pozycjonującego mikronagrzewnicy.I uzyskaj tomografię komputerową o wysokiej rozdzielczości planowania leczenia przy użyciu aluminiowego filtra o średnicy jednego milimetra i płaskiego detektora z amorficznego krzemu o wymiarach 20 na 20 centymetrów. Ręcznie wybieraj progi wartości szarości, aż uzyskasz dobrą segmentację kości, tkanek miękkich i powietrza. Upewnij się, że w czaszce nie ma powietrza.W celu planowania leczenia należy zaimportować tomografię komputerową (CT) do systemu planowania leczenia przedklinicznego (PCTPS) i ręcznie podzielić obraz TK na trzy różne klasy tkanek. Precyzyjne zespolenie można osiągnąć poprzez nałożenie zwiększonej intensywności sygnału czaszki na tomografię komputerową na sygnał na skan MRI. Załaduj skan MRI i współrejestruj za pomocą sztywnych transformacji oraz markerów multimodalności i czaszki.Załaduj rezonans magnetyczny do PCTPS. Następnie najpierw wypełnij macierz transformacji. Przełącz się z tomografii komputerowej na rezonans magnetyczny i z powrotem, aby sprawdzić fuzję i dodać lewe, prawe, tylne, przednie i dolne, górne transformacje i rotacje, aż do uzyskania idealnego połączenia.Następnie wybierz cel lub napromieniowanie w środku guza zwiększającego kontrast na rezonansie magnetycznym T1 zależnym. Jeśli konieczne jest dołączenie dodatkowych informacji PET, należy użyć oprogramowania do kwantyfikacji obrazu biomedycznego, aby uwzględnić rejestrację TK/MRI PETCO. Najpierw załaduj tomografię komputerową, a następnie załaduj skan PET.Sprawdź orientację skanu PET podczas ładowania. Zmień skalę kolorów obrazu PET i orientację. Zastosuj filtr Gaussa do obrazu, tak aby wychwyt znacznika w guzie stał się wyraźnie widoczny.Dostosuj kontrast CT, aby rozpocząć proces fuzji obrazu w celu uzyskania fuzji obrazu PET MRI, a następnie użyj narzędzia do konturowania w oprogramowaniu do kwantyfikacji. Po jednoczesnej rejestracji należy wybrać cel znajdujący się w środku zwiększonego wychwytu znacznika PET w oprogramowaniu do oceny ilościowej. Użyj zarówno obrotów, jak i translacji i sprawdź fuzję we wszystkich wycinkach obrazu.Wybierz środek regionu o najwyższym poborze znacznika i wyodrębnij współrzędne. I ręcznie wprowadź współrzędne do PCTPS. Jeśli automatyczne narzędzia do fuzji obrazów PET MRI i CT nie generują dobrej fuzji, można użyć narzędzi do konturowania i ręcznych transformacji, aby poprawić wyniki fuzji.Wybierz zalecaną dawkę, liczbę łuków, położenie łuku, zakres obrotu łuków i rozmiar kolimatora oraz dostosuj ustawienia dla odpowiedniej radioterapii pod kontrolą MRI lub PET-MRI. Do faktycznego napromieniowania wybierz filtr miedziany o średnicy 0,5 milimetra, ustaw napięcie promieniowania rentgenowskiego na 220 kilowoltów, a prąd promieniowania rentgenowskiego na 13 miliamperów i ustaw prawy kolimator na suwnicy. Następnie należy przenieść odpowiednie parametry dostarczania wiązki z PCTPS do mikropromiennika w celu przeprowadzenia radioterapii.Aby naśladować metodologię leczenia napromieniania glejaka u ludzi w modelu przedklinicznym, izocentrum do napromieniania jest wybierane w środku obszaru guza wzmocnionego kontrastem na rezonansie magnetycznym T1, jak właśnie pokazano. W tym eksperymencie obliczono rozkłady i histogramy skumulowanej objętości dawki średniej, minimalnej i maksymalnej objętości objętości docelowej oraz normalnej objętości tkanki mózgowej dla pięciu różnych zwierząt. W celu jednoczesnej rejestracji modalności MRI i CT oprogramowanie do kwantyfikacji obrazu biomedycznego umożliwia użycie wielu narzędzi do sztywnego dopasowania.Stosując prostą transformację, zarówno izocentra oparte na MRI, jak i PET mogą być przenoszone do PCTPS w celu obliczenia dawki promieniowania w każdym izocentrum. Jedna mała pewna technika może być użyta do napromieniania guzów u szczurów i myszy w lekcji do nas, jeśli zostanie wykonana prawidłowo. Wykonując tę procedurę, należy pamiętać o uważnym monitorowaniu zwierząt, gdy są pod narkozą.Po obejrzeniu tego filmu powinieneś dobrze zrozumieć, jak stosować naświetlanie małych zwierząt na interesujące Cię cele nowotworowe.

pet-mri-guided-irradiation-glioblastoma-rat-model-using-micro

Research

JoVE Journal

Cancer Research

Badania nad rakiem

Pacjenci z guzami mózgu rutynowo poddawani są radioterapii czaszki, a choć metoda ta jest korzystna, często prowadzi do wyniszczających zaburzeń poznawczych. Ten poważny, nierozwiązany problem nie ma obecnie żadnego klinicznego lekarstwa, co skłoniło nas do podjęcia wysiłków w celu opracowania terapii opartych na komórkach macierzystych w celu przywrócenia funkcji poznawczych upośledzonych przez promieniowanie.

Strategie transplantacji komórek macierzystych w celu przywrócenia funkcji poznawczych upośledzonych przez radioterapię czaszki

Celem niniejszego artykułu jest opis zastosowania ortotopowego modelu glejaka wielopostaciowego w badaniach nad chemoradioterapią. Artykuł ten obejmuje procesy przetwarzania komórek, implantację oraz radioterapię myszy z wykorzystaniem modelu wewnątrzczaszkowego.

Radioterapia skojarzona w ortotopowym modelu guza mózgu u myszy

Dośródczaszkowa implantacja komórek GL261 u myszy C57BL/6 powoduje powstanie złośliwych glejaków, które odzwierciedlają wiele cech charakterystycznych dla ludzkiego wielopostaciowego glejakaa. Wykorzystaliśmy komórki GL261 stabilnie wykazujące ekspresję lucyferazy, co pozwoliło nam zastosować obrazowanie in vivo do śledzenia progresji guza. Przedstawiono procedurę chirurgiczną oraz trójwymiarowe obrazowanie in vivo.

Implantacja wewnątrzczaszkowa z następującym obrazowaniem bioluminescencyjnym 3D in vivo glejaków mysich

Opisujemy zintegrowaną metodę precyzyjnej implantacji stereotaktycznej ludzkich komórek wielopostaciowego glejaka do mózgów myszy nago oraz następującego po niej seryjnego obrazowania in vivo w celu monitorowania wzrostu i odpowiedzi na leczenie powstałych ksenograftów.

Stereotaktyczna implantacja wewnątrzczaszkowa i obrazowanie bioluminescencyjne in vivo ksenoprzeszczepów guzów w mysim modelu glioblastoma multiforme

Źródło: Bolcaen, J., et. al., Napromienianie pod kontrolą PET i MRI modelu szczura glejaka przy użyciu mikropromiennika.  J. Vis. Exp. (2017)Ten film pokazuje procedurę ustanawiania szczurzego modelu glejaka poprzez stereotaktyczne wstrzykiwanie komórek glejaka powodującego guz mózgu do kory przedczołowej.

Generowanie modelu szczura glejaka wielopostaciowego

Badania nad strategiami leczenia pluripotencjalnych potworniaków pochodzących z komórek macierzystych są ważne dla klinicznego przełożenia terapii komórkami macierzystymi. W tym miejscu opisujemy protokół, aby najpierw wygenerować potworniaki pochodzące z komórek macierzystych u myszy, a następnie selektywnie celować i leczyć te nowotwory in vivo za pomocą napromieniacza dla małych zwierząt.

Celowane i selektywne leczenie pluripotencjalnych potworniaków pochodzących z komórek macierzystych z wykorzystaniem promieniowania wiązki zewnętrznej w modelu małego zwierzęcia

Tutaj prezentujemy protokół do przeprowadzenia przedklinicznej radioterapii opartej na pozytonowej tomografii emisyjnej w modelu glejaka szczurzego przy użyciu opracowanych przez nas algorytmów w celu optymalizacji dokładności i wydajności.

Radioterapia oparta na pozytonowej tomografii emisyjnej w modelu szczura glejaka przy użyciu platformy badawczej promieniowania małych zwierząt

Tutaj opisujemy przedkliniczny ortotopowy model myszy dla GBM, stworzony przez wewnątrzczaszkowe wstrzyknięcie komórek pochodzących z genetycznie zmodyfikowanych guzów myszy. Model ten wykazuje cechy charakterystyczne dla GBM u ludzi. W przypadku badań translacyjnych guz mózgu myszy jest śledzony za pomocą rezonansu magnetycznego in vivo i histopatologii.

Translacyjne modele ortotopowe glejaka wielopostaciowego

Prezentujemy nowatorskie podejście do dwufotonowej mikroskopii dostarczania przez nowotwór znakowanych fluorescencyjnie nanocząstek tlenku żelaza do glejaka w modelu mysim.

Dwufotonowa mikroskopia przyżyteczna glejaka w modelu mysim

Bariera krew-mózg jest znaczącą przeszkodą w dostarczaniu terapii glejaka, choroby, na którą nie ma lekarstwa. W tym miejscu przedstawiamy sterowaną obrazem in vivo terapeutyczną platformę nano tlenku żelaza, która może ominąć tę fizjologiczną barierę ze względu na rozmiar i gromadzić się w guzie.

Dostarczanie nanocząstek ładunku oligonukleotydowego w modelu zwierzęcym glejaka wielopostaciowego

Glejak jest wyniszczającą formą pierwotnego raka mózgu, a laserowa śródmiąższowa terapia termiczna staje się obiecującą alternatywą dla konwencjonalnej chirurgicznej resekcji nieoperacyjnego glejaka. Protokół ten opisuje zoptymalizowany przedkliniczny model myszy, który można wykorzystać do badania efektów leczenia lub leczenia uzupełniającego i skojarzonego.

Immunokompetentny mysi model do laserowej śródmiąższowej terapii termicznej glejaka

Poznaj metodę napromieniania konformalnego pod kontrolą PET i MRI w szczurzym modelu glejaka. Technika ta umożliwia precyzyjne namierzanie aktywnych obszarów nowotworu, poprawiając skuteczność terapii radiologicznej.

Napromienianie pod kontrolą PET i MRI szczurzego modelu glejaka przy użyciu mikropromiennika

Przeglądaj więcej filmów