Name: Procedura wkraplania przezcewkowego u dorosłego samca myszy (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2017-11-02T15:00:00.000+00:00
Duration: 4 min 1 s
Description: Naucz się techniki wkraplania przezcewkowego u dorosłego samca myszy w celu dostarczania substancji do pęcherza moczowego i gruczołu krokowego. Metoda umożliwia badanie patologii pęcherza i ocenę skuteczności leczenia.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Autorzy nie mają żadnych podziękowań.

Wszystkie procedury na zwierzętach, w tym sposób i czas trwania znieczulenia, a także opieka pooperacyjna, zostały omówione z weterynarzem i zatwierdzone przez Instytucjonalny Komitet ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt (IACUC) w powiązanej instytucji. W tym manuskrypcie wszystkie procedury zostały przeprowadzone na samcach myszy C57BL/6 w wieku od 8 do 15 tygodni, a protokół jest zgodny z wytycznymi dotyczącymi opieki nad zwierzętami zatwierdzonymi przez IACUC na Uniwersytecie Kolorado.
1. Przygotowanie wężyków
UWAGA: Aby zaszczepić inokulum, można użyć igły przymocowanej do rurki polietylenowej (PE) (<silna klasa="xfig">Rysunek 1A) lub małego (<24 G) angiocewnika (<silna klasa="xfig">Rysunek 1G). Stosowanie angiocewnika nie wymaga żadnego przygotowania poza sterylizacją 70% etanolem (EtOH). Inokulum to substancja, która jest wkraplana/wstrzykiwana/deponowana w drogach moczowych. Może to być roztwór zawierający bakterie, wirusy lub chemikalia. Jest to przygotowywane z wyprzedzeniem i zgodnie z protokołem badawczym. Na przykład, jeśli badanie ma na celu ocenę wpływu zakażenia E. coli na dolne drogi moczowe, badacz będzie musiał przygotować inokulum zawierające bakterie, które można zaszczepić/zaszczepić w dolnych drogach moczowych.
<ol>
	<li>Przygotowanie igły przymocowanej do rurki PE jest proste i składa się z następujących elementów: Wybierz rozmiar rurki PE w zależności od narządu docelowego i wieku zwierzęcia. W przypadku zwierzęcia w wieku poniżej 12 tygodni należy użyć rurki PE-10 (średnica zewnętrzna wynosi 0.024 cala, a średnica wewnętrzna 0.011 cala). Sugeruje się, że rurki PE-10 mogą być stosowane do (1) pierwotnego wysiewu inokulum w przedniej części prostaty (AP) i pęcherzyków nasiennych (SV) lub (2) pierwotnego wysiewu inokulum w pęcherzu moczowym zwierzęcia w wieku poniżej 12 tygodni. Rurki PE o większej średnicy do rozmiaru PE 50 (średnica zewnętrzna do 0,038 cala i średnica wewnętrzna do 0,023 cala) mogą być używane do pierwotnego wysiewu inokulum w pęcherzu moczowym starszych zwierząt.</li>
	<li>Wytnij około 2.5 cala rurki PE.</li>
	<li>Wybierz igłę, która będzie pasować do wybranej średnicy PE, która ma być użyta. Igła 27 G może zmieścić się w świetle rurki PE-10, a igła 22 G pasuje do światła rurki PE-50.
	<ol>
		<li>Przygotuj igłę przed włożeniem do rurki PE, pocierając ostrą krawędzią igły o dostępny na rynku kamień olejowy (<klasa silna = "xfig" >Rysunek 1A-B), aby ją stępić, lub użyj dostępnej w handlu igły.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Wprowadź igłę (<silna klasa="xfig">Rysunek 1C) do światła rurki PE. Unikaj uszkodzenia światła lub wejścia do fałszywego światła, upewniając się, że igła pozostaje w środku światła. (<silna klasa="xfig">Rysunek 1D-E). Jeśli rurka PE zostanie uszkodzona podczas wprowadzania igły, odetnij uszkodzony koniec i ponownie rozpocznij proces.</li>
	<li>Umieść rurkę PE przymocowaną do igły w 70% EtOH w celu sterylizacji do czasu jej użycia do zabiegu. Przepłukać 70% EtOH przez rurkę PE igłową, aby wysterylizować światło i upewnić się, że nie ma wycieku z rurki PE z powodu uszkodzenia podczas procesu wprowadzania igły. W przypadku wycieku należy wyrzucić rurkę PE z igłą. 
	UWAGA: Końcówka rurki PE musi być gładka przed cewnikowaniem. Aby uniknąć problemów z wprowadzaniem rurki PE do cewki moczowej, zaleca się przecięcie końcówki rurki PE bezpośrednio przed cewnikowaniem (<silna klasa = "xfig">Rysunek 1F). Sugerowana minimalna długość rurki PE to 1,5 cala, która obejmuje część otaczającą igłę.</li>
</ol>
2. Procedura cewnikowania
<ol>
	<li>Przed indukcją znieczulenia opróżnij pęcherz myszy.
	<ol>
		<li>Delikatnie uciskaj i masuj dolną część brzucha myszy. Manewry te zazwyczaj prowadzą do spontanicznego oddawania moczu. Pełny pęcherz moczowy może spowodować rozcieńczenie lub natychmiastowy wyciek wkroplonego inokulum. 
		UWAGA: Dodatkową opcją mającą na celu zapewnienie pustego pęcherza moczowego u myszy jest pozbawienie zwierzęcia wody na co najmniej 1 godzinę przed rozpoczęciem procedury wkraplania przezcewkowego. Pozbawienie wody powinno zostać zatwierdzone przez instytucję w ramach protokołu dotyczącego zwierząt.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Użyj aparatu anestezjologicznego z przepływem izofluranu (2%) w celu wywołania znieczulenia.
	<ol>
		<li>Gdy zwierzę zostanie znieczulone, połóż je na ciepłym kocu grzewczym i przykryj niebieską podkładką z nosem wewnątrz stożka w celu utrzymania ciągłego znieczulenia.</li>
		<li>Upewnij się, że zwierzę jest pod narkozą, sprawdzając odruch pedałowania (szczypanie palców).</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Gdy odruch pedałowania jest nieobecny, kontynuuj, chowając napletek.
	<ol>
		<li>Naciśnij okolicę łonową zarówno kciukiem, jak i palcem wskazującym jednej ręki (<silna klasa="xfig">Ryc. 2A i 2B), a następnie wyciągnij gruczoły prącia za pomocą kciuka i palca wskazującego drugiej ręki (<silna klasa="xfig">Rysunek 2C). Gdy zostanie to wykonane prawidłowo, napletek, żołądź prącia i ciało prącia pozostają odsłonięte. (<silna klasa="xfig">Rysunek 2D i <silna klasa="xfig">Rysunek 2F). Nie używaj kleszczy do wyciągania gruczołów prącia, ponieważ spowoduje to uszkodzenie tkanki.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Przed wprowadzeniem cewnika nasmaruj końcówkę cewnika i żołądź sterylnym smarem chirurgicznym. Ułatwi to wkładanie rurki PE. 
	UWAGA: Do każdego użycia zaleca się pakowane pojedynczo kwadraty lubrykantu chirurgicznego zamiast jednej dużej tubki w celu utrzymania sterylnych warunków.</li>
	<li>Delikatnie przytrzymaj czubek penisa za pomocą tępych kleszczy i delikatnie ściśnij żołądź, aby spowodować otwarcie ujścia cewki moczowej.</li>
	<li>Trzymać strzykawkę z rurką PE przymocowaną do igły lub samą rurką PE i wprowadzić rurkę PE przez ujście cewki moczowej. 
	UWAGA: W celu zapewnienia stabilności zaleca się trzymanie strzykawki na statywie z rurką PE przymocowaną do igły lub samą rurkę PE za pomocą palca kciuka, palca wskazującego i środkowego. 
	UWAGA: Ścieżka cewnikowania powinna być zakrzywiona ze względu na naturalną krzywiznę cewki moczowej otoczonej żołędzią prącia i ciałem prącia u dorosłego samca myszy, jak pokazano na <silna klasa = "xfig" > Rysunek 3A i <silna klasa = "xfig" > Rysunek 3B. Cewnikowany przewód PE może napotkać opór podczas cewnikowania, dlatego zaleca się regulację kąta poprzez przechylenie rurki w górę lub w dół, aby pomóc przesunąć rurkę PE dalej do narządu docelowego. W razie potrzeby rurkę PE można lekko obrócić, aby pomóc jej manewrować przez różne ostre zakręty cewki moczowej. Gdy opór jest zbyt duży, rurkę należy odciągnąć do tyłu, a następnie ponownie przesunąć z minimalnym naciskiem. Pomocne może być całkowite wyciągnięcie rurki PE i użycie większego smarowania.</li>
	<li>Wykonaj wkraplanie inokulum, gdy rurka PE dotrze do pożądanego narządu, naciskając tłok igły, aby wkroplić żądaną objętość inokulum (sugerowana jest objętość 5-200 μl).
	<ol>
		<li>W celu wkroplenia inokulum do pęcherza moczowego, przesuwaj rurkę PE, aż zostanie włożone około 0,75 cala rurki PE (<silna klasa = "xfig">Rysunek 3A). 
		UWAGA: W przypadku wkraplania inokulum do AP i SV, na ogół wprowadzona rurka napotyka opór, gdy osiągnie punkt otwarcia do przedniej części prostaty. Regulując kąt poprzez przechylenie rurki w górę lub w dół, rurka PE będzie przesuwać się dalej, aż zostanie włożony około 1 cal rurki PE (<silna klasa = "xfig" >Rysunek 3B).</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
3. Obrazowanie in vivo dolnych dróg moczowych i nerek
UWAGA: Celem obrazowania in vivo w tym manuskrypcie jest: (1) potwierdzenie lokalizacji przestrzennej inokulum; oraz (2) ocena częstości występowania refluksu inokulum do nerek. W tym celu można użyć znieczulonej lub uśpionej myszy.
<ol>
	<li>Aby uwidocznić dolne drogi moczowe dorosłego samca myszy, wykonaj laparotomię dolnej linii środkowej brzucha, aby odsłonić pęcherz moczowy, prostatę i pęcherzyki nasienne.
	<ol>
		<li>Naciąć skórę w linii środkowej od kości łonowej do tuż poniżej wyrostka mieczykowatego za pomocą nożyczek.</li>
		<li>Podnieś skórę z tkanki podskórnej.</li>
		<li>Zidentyfikuj jałową linię białą znajdującą się w linii środkowej i naciąć ją, aby wejść do jamy otrzewnej, w której znajdują się wszystkie narządy.</li>
		<li>Potwierdź lokalizację przestrzenną poprzez wizualizację niebieskiego barwnika lub innego odpowiedniego czynnika śledzącego.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>

<ol><li>Lee, S., Yang, G., Bushman, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Prostatic+inflammation+induces+urinary+frequency+in+adult+mice%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">Prostatic inflammation induces urinary frequency in adult mice.</a> PLoS One. 10 (2), e0116827(2015).</li>
<li>Wong, L., Hutson, P. R., Bushman, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Prostatic+inflammation+induces+fibrosis+in+a+mouse+model+of+chronic+bacterial+infection%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">Prostatic inflammation induces fibrosis in a mouse model of chronic bacterial infection.</a> PLoS One. 9 (6), e100770(2014).</li>
<li>Elkahwaji, J. E., Zhong, W., Hopkins, W. J., Bushman, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Chronic+bacterial+infection+and+inflammation+incite+reactive+hyperplasia+in+a+mouse+model+of+chronic+prostatitis%5BTitle%5D)+AND+%22Prostate%22%5BJournal%5D)">Chronic bacterial infection and inflammation incite reactive hyperplasia in a mouse model of chronic prostatitis.</a> Prostate. 67 (1), 14-21 (2007).</li>
<li>Boehm, B. J., Colopy, S. A., Jerde, T. J., Loftus, C. J., Bushman, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Acute+bacterial+inflammation+of+the+mouse+prostate%5BTitle%5D)+AND+%22Prostate%22%5BJournal%5D)">Acute bacterial inflammation of the mouse prostate.</a> Prostate. 72 (3), 307-317 (2012).</li>
<li>Bjorling, D. E., Wang, Z. Y., Bushman, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Models+of+inflammation+of+the+lower+urinary+tract%5BTitle%5D)+AND+%22Neurourol+Urodyn%22%5BJournal%5D)">Models of inflammation of the lower urinary tract.</a> Neurourol Urodyn. 30 (5), 673-682 (2011).</li>
<li>Thai, K. H., Thathireddy, A., Hsieh, M. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Transurethral+induction+of+mouse+urinary+tract+infection%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Transurethral induction of mouse urinary tract infection.</a> J Vis Exp. (42), (2010).</li>
<li>Bjorling, D. E., Wang, Z. Y., Boldon, K., Bushman, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Bacterial+cystitis+is+accompanied+by+increased+peripheral+thermal+sensitivity+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22J+Urol%22%5BJournal%5D)">Bacterial cystitis is accompanied by increased peripheral thermal sensitivity in mice.</a> J Urol. 179 (2), 759-763 (2008).</li>
<li>Hopkins, W. J., Gendron-Fitzpatrick, A., Balish, E., Uehling, D. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Time+course+and+host+responses+to+Escherichia+coli+urinary+tract+infection+in+genetically+distinct+mouse+strains%5BTitle%5D)+AND+%22Infect+Immun%22%5BJournal%5D)">Time course and host responses to Escherichia coli urinary tract infection in genetically distinct mouse strains.</a> Infect Immun. 66 (6), 2798-2802 (1998).</li>
<li>Dinis, P., Charrua, A., Avelino, A., Cruz, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intravesical+resiniferatoxin+decreases+spinal+c-fos+expression+and+increases+bladder+volume+to+reflex+micturition+in+rats+with+chronic+inflamed+urinary+bladders%5BTitle%5D)+AND+%22BJU+Int%22%5BJournal%5D)">Intravesical resiniferatoxin decreases spinal c-fos expression and increases bladder volume to reflex micturition in rats with chronic inflamed urinary bladders.</a> BJU Int. 94 (1), 153-157 (2004).</li>
<li>Cayan, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Botulinum+toxin+type+A+may+improve+bladder+function+in+a+rat+chemical+cystitis+model%5BTitle%5D)+AND+%22Urol+Res%22%5BJournal%5D)">Botulinum toxin type A may improve bladder function in a rat chemical cystitis model.</a> Urol Res. 30 (6), 399-404 (2003).</li>
<li>Jerde, T. J., Bjorling, D. E., Steinberg, H., Warner, T., Saban, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Determination+of+mouse+bladder+inflammatory+response+to+E.+coli+lipopolysaccharide%5BTitle%5D)+AND+%22Urol+Res%22%5BJournal%5D)">Determination of mouse bladder inflammatory response to E. coli lipopolysaccharide.</a> Urol Res. 28 (4), 269-273 (2000).</li>
<li>Saban, M. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((LPS-sensory+peptide+communication+in+experimental+cystitis%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Physiol+Renal+Physiol%22%5BJournal%5D)">LPS-sensory peptide communication in experimental cystitis.</a> Am J Physiol Renal Physiol. 282 (2), F202-F210 (2002).</li>
<li>Schilling, J. D., Mulvey, M. A., Vincent, C. D., Lorenz, R. G., Hultgren, S. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Bacterial+invasion+augments+epithelial+cytokine+responses+to+Escherichia+coli+through+a+lipopolysaccharide-dependent+mechanism%5BTitle%5D)+AND+%22J+Immunol%22%5BJournal%5D)">Bacterial invasion augments epithelial cytokine responses to Escherichia coli through a lipopolysaccharide-dependent mechanism.</a> J Immunol. 166 (2), 1148-1155 (2001).</li>
<li>Saban, M. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Discriminators+of+mouse+bladder+response+to+intravesical+Bacillus+Calmette-Guerin+%28BCG%29%5BTitle%5D)+AND+%22BMC+Immunol%22%5BJournal%5D)">Discriminators of mouse bladder response to intravesical Bacillus Calmette-Guerin (BCG).</a> BMC Immunol. 8, 6(2007).</li>
<li>Bjorling, D. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Acute+acrolein-induced+cystitis+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22BJU+Int%22%5BJournal%5D)">Acute acrolein-induced cystitis in mice.</a> BJU Int. 99 (6), 1523-1529 (2007).</li>
<li>Sadler, K. E., Stratton, J. M., Kolber, B. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Urinary+bladder+distention+evoked+visceromotor+responses+as+a+model+for+bladder+pain+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Urinary bladder distention evoked visceromotor responses as a model for bladder pain in mice.</a> J Vis Exp. (86), (2014).</li>
</ol>

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Manuskrypt ten szczegółowo opisuje metodę wkraplania przezcewkowego u dorosłego samca myszy. Zróżnicowany obszar siewu pierwotnego można osiągnąć za pomocą rur PE o różnych średnicach. PE-50 jest zalecany do skutecznego dotarcia do światła pęcherza moczowego, podczas gdy PE-10 o większej średnicy służy do dotarcia do AP i SV (ryc. 3A-B). Oprócz wyboru rozmiaru rurki PE i narządu docelowego do inokulacji, inne czynniki, takie jak objętość wkroplonego inokulum, również odgrywa...

Metoda wkraplania przezcewkowego była stosowana w poprzednich badaniach jako jedna z metod tworzenia modeli patologii pęcherza moczowego u gryzoni1,2,3,4 i może być użyte do oceny skuteczności miejscowo podawanych zabiegów u myszy. Chociaż modele zwierzęce nie mogą w pełni podsumować ludzkich patologii, identyfikacja mechanizmów leżących u podstaw w badaniach na zwierzętach zapewnia lepsze zrozumienie ludzkich zaburzeń LUT, takich jak śródmiąższowe zapalenie pęcherza moczowego/zespół bólu pęcherza moczowego, neurogenne zapalenie pęcherza moczowego, autoimmunologiczne zapalenie pęcherza moczowego i zapalenie gruczołu krokowego5.
Procedura wkraplania przezcewkowego przeprowadzona na dorosłej myszy płci męskiej jest technicznie trudniejsza niż inkraplanie dopęcherzowe u dorosłej samicy myszy6. Naturalnie zakrzywiona anatomia męskiej cewki moczowej wraz z jej małą średnicą sprawiają, że technicznie trudno jest wykonać przezcewkowe wprowadzenie cewnika. Dlatego szczegółowe instrukcje dotyczące przezcewkowej indukcji infekcji dróg moczowych myszy 6 i zapalenie LUT7,8,9,10,11,12,13,14,15 Za pomocą cewnika wprowadzanego do pęcherza moczowego zostały wcześniej opisane tylko dla samic myszy. Niniejszy manuskrypt ma na celu przedstawienie szczegółowego opisu techniki przezcewkowego wkraplania substancji samcom myszy, w tym klipów wideo, obrazów i ilustracji. Procedury wkraplania przezcewkowego u dorosłego samca myszy mogą być wykonywane przy użyciu zmiennych inokulantów podobnych do tych wcześniej opisanych w samicy mouse7 i połączone z dodatkowymi technikami, takimi jak zapisy elektromiogramu reakcji trzewnomotorycznych (VMR)16.

<table><tbody><tr><td>BD INTRAMEDIC Rurka polietylenowa / PE 10</td><td>BD Medical</td><td>63019-004</td><td></td></tr><tr><td>BD INTRAMEDIC Rurka polietylenowa / PE 50</td><td>BD Medical</td><td>63019-048</td><td></td></tr><tr><td>BD Insyte-N Autoguard / Angiocath</td><td>BD Medical</td><td>311411</td><td></td></tr><tr><td>Etanol (EtOH)</td><td>Fisher Scientific</td><td>BP2818500</td><td></td></tr><tr><td>Tylko igła BD o rozmiarze 22 (g) 1 cal</td><td>Becton Dickson</td><td></td><td></td>205155</tr><tr><td>Tylko igła BD Rozmiar 27 (G) 1/2 cala</td><td>Becton Dickson</td><td>305129</td><td></td></tr><tr><td>Luer króciec, 22 G X 0,5 cala / igła</td><td>Instech</td><td>LS22</td><td></td></tr><tr><td>Luer króciec, 27 G X 0,5 cala / igła</td><td>Instech</td><td>LS27</td><td></td></tr><tr><td>6 "długości x 2" szerokości x 1" grubości, kamień do ostrzenia z tlenku glinu / kamień olejowy</td><td>Norton</td><td>40204034</td><td></td></tr><tr><td>Smar chirurgiczny Sterylny bakteriostatyczny Folilpac</td><td>Surgilube</td><td>281020543</td><td></td></tr><tr><td>Isoflurane</td><td>Fluriso</td><td>13985-528-60</td><td></td></tr><tr><td>System anestezjologiczny SomnoSuite Szczypce</td> preparacyjne <td>Kent Scientific</td><td>SS-01</td><td></td></tr><tr><td>, zakrzywione</td><td>vwr</td><td>82027-392</td><td></td></tr><tr><td>BD 1 ml Strzykawka</td><td>BD Medical</td><td>309626</td><td></td></tr><tr><td>India Roztwór atramentu., 0,2% w buforze PBS</td><td>Alfa Aesar</td><td>J61007</td><td></td></tr><tr><td>8 ~ 12 tygodni samiec C57B/6 Myszy</td><td>Jackson Lab</td><td>#000664</td><td></td></tr></tbody></table>

procedura wkraplania przezcewkowego u dorosłego samca myszy

Transurethral Instillation Procedure in Adult Male Mouse

Wewnątrzcewkowe wkraplanie może być wykorzystane do dostarczania różnych roztworów z aktywnymi składnikami (np. lekami, chemikaliami, bakteriami i wirusami) lokalnie do pęcherza moczowego, aby albo wywołać zwierzęce modele patologii pęcherza, albo ocenić skuteczność leczenia dopęcherzowego. Większość modeli gryzoni patologii dolnych dróg moczowych (LUT) jest indukowana u samic myszy ze względu na łatwość dopęcherzowego wkraplania substancji przez cewkę moczową samicy. Jednak ze względu na różnice anatomiczne między żeńskim i męskim LUT, wkraplanie przezcewkowe u samca myszy zostało uznane za bardzo trudną procedurę i nie zostało wcześniej opisane. W tym manuskrypcie przedstawiamy szczegółowy opis, w jaki sposób przygotować rurkę polietylenową (PE) do późniejszego wprowadzenia do cewki moczowej samca myszy. Ponadto omawiamy idealne rodzaje rurek PE, które należy stosować w zależności od pożądanego miejsca inokulacji. Ponadto opisujemy punkt po punkcie, jak przygotować zwierzę do udanego wkraplania przezcewkowego, aby uniknąć uszkodzenia cewki moczowej i zapewnić dostarczenie roztworu w pożądane miejsce. Zabieg rozpoczyna się od cofnięcia napletka i żołędzi w celu odsłonięcia ujścia ujścia cewki moczowej. Następnie żołądź jest chwytana tępymi, nie miażdżącymi kleszczami, aby ustabilizować penisa i rurkę PE. Rurkę PE najpierw wprowadza się do ujścia cewki moczowej równolegle do ciała zwierzęcia, a następnie jej kąt jest regulowany poprzez przechylenie cewnika, aby manewrować nim tak, aby podążał za naturalną krzywizną cewki moczowej. Technika ta może być stosowana do indukowania mysich modeli patologii pęcherza moczowego i/lub oceny skuteczności leczenia dopęcherzowego u samców myszy.

Przezkanałowa instylacja barwnika niebieskiego za pomocą rurki PE 50 doprowadziła do wprowadzenia barwnika do pęcherza moczowego (Rysunek 4A), natomiast za pomocą rurki PE 10 do zabarwienia pęcherzyków nasiennych (SV) i prostaty akcesoryjnej (AP) (Rysunek 4B). Aby ocenić, czy przeprowadzona instylacja przezkanałowa powoduje natychmiastowy refluks inokulatu do nerek, obserwowano nerki i moczowody po instylacji 100 µL barwnika nieb...

Inkraplanie przezcewkowe jest trudną procedurą i nie zostało dobrze opisane w literaturze. Celem pracy jest opisanie techniki przezcewkowego wprowadzania cewnika do dopęcherzowego podawania płynów z substancjami czynnymi do pęcherza moczowego i/lub prostaty u dorosłych samców myszy.

Procedura wkraplania przezcewkowego u dorosłego samca myszy

Transurethral instillation can be used to deliver different solutions with active ingredients (e.g., drugs, chemicals, bacteria, and viruses) locally into ...

Ogólnym celem tej procedury jest zastosowanie wprowadzenia cewnika przezcewkowego do dopęcherzowego dostarczania substancji czynnych do pęcherza moczowego i/lub prostaty dorosłych samców myszy. Metoda ta może pomóc odpowiedzieć na kluczowe pytania w dziedzinie patologii pęcherza moczowego dotyczące tego, jak badać mechanizmy leżące u podstaw choroby dolnych dróg moczowych u mężczyzn. Głównymi zaletami tej techniki jest to, że można ją wykorzystać do indukowania zwierzęcych modeli patologii pęcherza moczowego i oceny skuteczności leczenia dopęcherzykowego.Wkraplanie przezcewki moczowej u mężczyzn jest trudne ze względu na naturalną krzywiznę cewki moczowej, cienkość ściany cewki moczowej i konieczność powtarzalnego wkraplania substancji czynnej. Przed rozpoczęciem procedury wybierz rozmiar rurki PE w oparciu o narząd docelowy i wiek zwierzęcia, a następnie wytnij z rurki kawałek o długości około 2.5 cala. Stępić ostrą krawędź igły o zgodnym rozmiarze na dostępnym w handlu kamieniu olejowym i ostrożnie wprowadzić igłę do światła jednego końca rurki.Następnie zanurz igłę i rurkę w 70% etanolu, przepłukując oba kawałki etanolem, aby potwierdzić brak wycieków. Następnie, delikatnie ucis

transurethral-instillation-procedure-in-adult-male-mouse

Research

JoVE Journal

Immunology and Infection

Immunologia i infekcje

W tym filmie zostaną zaprezentowane metody transuretralnego indukowania zakażeń dróg moczowych u myszy oraz sposoby ilościowego określania zakresu powstałych infekcji.

Transuretralna indukcja infekcji dróg moczowych u myszy

Źródło: Luyts, N. i inni. Podłużna kontrola infekcji dróg moczowych i ich leczenia u myszy za pomocą obrazowania bioluminescencji. J. Vis. Exp. (2021).Ten film pokazuje indukcję i śledzenie infekcji dróg moczowych w modelu mysim z wykorzystaniem bioluminescencyjnego E. coli wstrzykniętego do pęcherza, gdzie zachodzi adhezja, inwazja i replikacja wewnątrzkomórkowa bakterii. Światło emitowane z bioluminescencyjnego operonu służy jako wskaźnik w czasie rzeczywistym obciążenia bakteryjnego podczas...

Wizualizacja infekcji dróg moczowych w modelu myszy z wykorzystaniem bioluminescencji

W tym filmie opisujemy dopęcherzową procedurę dostarczania komórek rakowych do pęcherza moczowego modelu mysiego. Procedura ta pomaga wygenerować ortotopowy model guza pęcherza moczowego, który można wykorzystać do opracowania strategii terapeutycznych.

Modelowanie ortotopowego guza pęcherza moczowego w modelu mysim: procedura dopęcherzowego podawania komórek rakowych do mysiego pęcherza moczowego

W tym filmie opisujemy technikę dopęcherzowego podawania bakterii uropatogennych w celu wygenerowania modelu infekcji dróg moczowych u myszy. Model ten może być wykorzystany do zrozumienia rozprzestrzeniania się uropatogennej infekcji bakteryjnej w obrębie układu moczowego oraz mechanizmów określających podatność na ZUM.

Generowanie modelu infekcji dróg moczowych: technika podawania bakterii uropatogennych u myszy w celu opracowania modelu infekcji dróg moczowych

Ten film pokazuje proces zapoczątkowania uropatogennej infekcji Escherichia coli u samicy pęcherza myszy poprzez przezcewkowe wkroplenie cewnika. Wstrzyknięte bakterie z powodzeniem wywołują infekcję dróg moczowych w obrębie pęcherza moczowego, stanowiąc cenną platformę do badania chorób związanych z opieką zdrowotną związanych z drogami moczowymi.

Cewnikowanie przezcewkowe i inokulacja bakteryjna w celu wygenerowania modelu infekcji dróg moczowych u samców myszy

Opracowanie modelu infekcji dróg moczowych u samic myszy

Zdolność do modelowania infekcji dróg moczowych (ZUM) jest kluczowa, aby móc zrozumieć patogenezę bakterii i zapoczątkować rozwój nowych terapii. Celem tej pracy jest zademonstrowanie mysich modeli eksperymentalnego ZUM i ZUM związanego z cewnikiem, które podsumowują i przewidują wyniki obserwowane u ludzi.

Ustalenie i charakterystyka UTI i CAUTI w modelu mysim

Ustalony model przezcewkowego cewnikowania myszy pozwala na badanie patologii pęcherza moczowego, w tym infekcji dróg moczowych, ale może być wykonywane tylko u samic. Zaprezentowany tu nowy model wkraplania przezcewkowego u mężczyzn umożliwi prowadzenie badań w obszarze charakteryzującym się silnymi różnicami klinicznymi i epidemiologicznymi między płciami.

Zakażenie dróg moczowych w modelu małego zwierzęcia: cewnikowanie przezcewkowe samców i samic myszy

Opisujemy nowatorską metodę dostarczania plazmidu DNA do komórek urotelialnych pęcherza myszy in vivo poprzez cewnikowanie cewki moczowej i elektroporację. Oferuje szybki i wygodny sposób generowania autochtonicznych mysich modeli chorób pęcherza moczowego.

Nowa metoda dostarczania plazmidowego DNA do nabłonka moczowego myszy za pomocą elektroporacji

Opisujemy użycie ultradźwięków o wysokiej częstotliwości z obrazowaniem kontrastowym jako metody pomiaru objętości pęcherza, grubości ściany pęcherza, prędkości moczu, objętości miki, czasu trwania miki i średnicy cewki moczowej. Strategia ta może być stosowana do oceny dysfunkcji mikcji i skuteczności leczenia w różnych mysich modelach dysfunkcji dolnych dróg moczowych (LUTD).

Ultrasonografia dróg moczowych dorosłego mężczyzny w celu badania czynnościowego moczu

Ten manuskrypt opisuje dopęcherzowe podawanie bakterii uropatogennych za pomocą operonu luksa w celu wywołania infekcji dróg moczowych u myszy i późniejszą podłużną analizę in vivo obciążenia bakteryjnego za pomocą obrazowania bioluminescencyjnego.

Podłużna obserwacja zakażeń dróg moczowych i ich leczenie u myszy za pomocą obrazowania bioluminescencyjnego

Naucz się techniki wkraplania przezcewkowego u dorosłego samca myszy w celu dostarczania substancji do pęcherza moczowego i gruczołu krokowego. Metoda umożliwia badanie patologii pęcherza i ocenę skuteczności leczenia.

Procedura wkraplania przezcewkowego u dorosłego samca myszy

Przeglądaj więcej filmów