Name: Stymulacja nerwów jamistych i rejestracja ciśnienia w ciałach jamistych u szczura (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2018-04-23T12:30:00.000+00:00
Duration: 7 min 43 s
Description: Poznaj uproszczoną technikę chirurgiczną stymulacji nerwów jamistych i pomiaru ciśnienia w ciałach jamistych u szczura. Ta metoda umożliwia badanie patofizjologii zaburzeń erekcji oraz testowanie nowych terapii.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Autorzy nie mają żadnych podziękowań.

Zwierzęta były trzymane w Ośrodku Opieki nad Zwierzętami Uniwersytetu Południowej Danii zgodnie z wytycznymi instytucji. Wszystkie doświadczenia na zwierzętach przeprowadzono zgodnie z przewodnikiem National Institutes of Health dotyczącym opieki i wykorzystania zwierząt laboratoryjnych. Jest to ostry zabieg chirurgiczny, który nie daje przeżycia. 
1. Przygotowanie przewodów, elektrod i narzędzi do zabiegu chirurgicznego
<ol>
	<li>Użyj następujących narzędzi mikrochirurgicznych: nożyczki chirurgiczne, mikronożyczki kątowe, kleszczyki do tkanek, para zakrzywionych mikrokleszczyków Dumont #7 i #5, uchwyt na mikroigły i zwijacze. 
	nuta: Ponieważ jest to ostra procedura, narzędzia nie muszą być sterylizowane. Po użyciu wyczyść i przetrzyj końcówki 70% etanolem.</li>
	<li>Namocz rurkę w 70% etanolu, a następnie przepłucz ją sterylnym 0,9% NaCl ze 100 U/ml heparyny przed użyciem. Pozostaw rurkę wypełnioną, aby uniknąć wprowadzania pęcherzyków powietrza do systemu.</li>
	<li>Wytnij kawałek rurki z polietylenu (PE)-50 o długości 20-30 cm, aby wykonać cewnik do pomiaru ICP. Upewnij się, że rurka jest jak najkrótsza, aby zmniejszyć tłumienie ciśnienia.</li>
	<li>Zegnij sterylną igłę 24G na boki, aż igła złamie się w środku. Połącz kawałek ze skosem do dystalnego końca rurki PE w celu włożenia do podudzia prącia. Włóż drugą połowę do piasty w celu podłączenia do przetwornika ciśnienia. Napełnij system heparynizowaną solą fizjologiczną (100 U/ml).</li>
	<li>Aby wykonać bipolarną elektrodę pokrytą teflonem, przytnij dwa srebrne druty o średnicy 125 μm na równą długość. Użyj kawałka taśmy, aby przymocować przewody do krawędzi stołu i skręć je ze sobą. Następnie przymocuj elektrodę do czarnej płytki.</li>
	<li>Wykonaj małe nacięcie w teflonie i użyj mikro kleszczyków #5, aby zdjąć powłokę teflonową o długości 4-5 mm z końcówek elektrod. Odetnij końcówki skalpelem, aby uzyskać równą długość i utwórz haczyki, zaginając końce wokół krawędzi ostrza skalpela.</li>
	<li>Przyklej elektrodę tak, aby koniec wystawał lekko poza krawędź czarnej płytki z haczykami skierowanymi do góry. Mieszaj klej silikonowy na plastikowej płytce przez 10 s i owiń bąbelek kleju wokół elektrody w odległości 1-2 mm od haczyka.</li>
	<li>Pozostaw do wyschnięcia na około 5 minut przed użyciem (<silna klasa="xfig">Rysunek 1). Zdejmij teflon z dłuższej części na drugim końcu, aby umożliwić połączenie ze stymulatorem. 
	nuta: Dzięki ponownemu wykonaniu haczyków na dystalnym końcu, elektroda może być wielokrotnie używana.</li>
</ol>
2. Przygotowanie zwierzęcia
<ol>
	<li>Po znieczuleniu zwierzęcia ogol dolną połowę brzucha, szyję i krocze. Wyszoruj zwierzę 70% alkoholem, a następnie trzykrotnie jodowidonem. Umieść szczura na podgrzewanej podkładce chirurgicznej w pozycji leżącej. Nałóż maść do oczu weterynarza i zmień znieczulenie na stożek nosowy z 2,5% izofluranem i 0,8 l/min tlenu jako nośnikiem. 
	nuta: Dostosuj poziom izofluranu i tlenu, aby osiągnąć akceptowalny poziom znieczulenia.</li>
</ol>
3. Przygotowanie przedoperacyjne
<ol>
	<li>Całą procedurę chirurgiczną należy wykonać pod mikroskopem operacyjnym: wystarczy powiększenie od 3,15X do 20X. Używaj rękawiczek i utrzymuj czyste środowisko przez cały czas trwania zabiegu. Umieść szczura na zasłonie.</li>
</ol>
4. Rozwarstwienie mięśnia kulszowo-jamistego do pomiaru ICP
<ol>
	<li>Użyj skalpela, prostych nożyczek i zakrzywionych mikrokleszczyków Dumont #7, aby wykonać 1 cm pionowe nacięcie skóry 5 mm w bok od linii środkowej, zaczynając od poziomu podstawy penisa i rozciągając się w dół (<silna klasa = "xfig">Rysunek 2A). Użyj patyczka higienicznego i ostrożnie oddziel powięź boczną od moszny (<silna klasa = "xfig" >Rysunek 2B). Po wypreparowaniu powięzi przymocuj retraktory i zbadaj palpacyjnie za pomocą bawełnianej końcówki, aby znaleźć guzowatość kulszową (<silna klasa = "xfig">Rysunek 2C).</li>
	<li>Przeprowadź sekcję przez tkankę tłuszczową przyśrodkową tego punktu, aż do uwidocznienia mięśnia kulszowo-jamistego (<silna klasa = "xfig">Rysunek 3A). Użyj pary zakrzywionych mikrokleszczyków Dumont #7 i podłużnie oddziel mięsień. Tunica albuginea pojawi się jako jasna biała struktura (<silna klasa="xfig">Ryc. 3B). Używając mikro kleszczyków i mikro nożyczek, odpowiednio nałóż osłonkę białawą, aby zobaczyć jej przebieg (<silna klasa="xfig">Rysunek 3C).</li>
	<li>Po kalibracji ustawień systemu, wprowadź rurkę przez skórę na kroczu, upewniając się, że biegnie równolegle do podudzia prącia (<silna klasa="xfig">Rysunek 4). Pozostaw linię na miejscu i utrzymuj nacięcie wilgotne solą fizjologiczną.</li>
</ol>
5. Sekcja CN do stymulacji
<ol>
	<li>Wykonaj o 2 cm niższe, pośrodkowe nacięcie brzucha przez skórę, używając najpierw skalpela, a następnie prostych nożyczek i mikrokleszczyków. Wykonaj pasujące nacięcie przez powięź wzdłuż kresy białej i leżącej pod nią tkanki mięśniowej, aby odsłonić pęcherz moczowy i prostatę.</li>
	<li>Użyj zwijaczy, aby uzyskać dobrą ekspozycję. Użyj wacików z bawełnianą końcówką, aby oddzielić prostatę od tkanki tłuszczowej, aby uzyskać wyraźną wizualizację głównego zwoju miednicy (MPG) i CN, biegnących po grzbietowo-bocznej stronie prostaty (<silna klasa = "xfig">Ryc. 5).</li>
	<li>Po wizualizacji MPG i CN, ostrożnie naciąć powięź leżącą nad nerwem 2-5 mm dystalnie do MPG za pomocą kątowych mikronożyczek (<silna klasa = "xfig">Rysunek 6a). Za pomocą mikro kleszczyków #5 rozprowadź tkankę po obu stronach nerwu i pod nim, aby uwolnić 4-milimetrową część (<silna klasa = "xfig" >Rysunek 6b) i wsuń szew 9-0 pod nerw (<silna klasa = "xfig">Rysunek 6c).</li>
	<li>Lekko podnieś nerw za pomocą szwu (<silna klasa = "xfig" > Rysunek 7a), aby ułatwić umieszczenie haczyków elektrody bipolarnej wokół nerwu (<silna klasa = "xfig">Rysunek 7b). Pozwól asystentowi wymieszać dwuskładnikowy klej silikonowy z końcówką igły insulinowej przez 5 sekund. Osusz nerw i nałóż klej na obszar wokół haczyków i nerwu (<silna klasa="xfig">Rysunek 7c, d). Utrzymuj nerw uniesiony, lekko pociągając za elektrodę przez około 1 minutę, aby klej wyschł.</li>
	<li>Wyjmij zwijacze, z wyjątkiem zwijaczy po prawej stronie, aby uniknąć ciągnięcia lub skręcania elektrody. Zwilż odsłonięte narządy solą fizjologiczną i połóż gazę nasączoną solą fizjologiczną na nacięciu.</li>
</ol>
6. Kaniulacja ciał jamistych do pomiaru ICP
<ol>
	<li>Przywróć wizualizację tunica albuginea za pomocą retraktorów. Upewnij się, że nie przyczepiasz retraktorów do mięśnia kulszowo-jamistego, ponieważ spowoduje to zniekształcenie podudzia.</li>
	<li>Przymocuj igłę i przepłucz rurkę heparynizowaną solą fizjologiczną przed wprowadzeniem jej do osłonki białawej. Utrzymuj osłonkę białawą rozciągniętą, używając zakrzywionych mikrokleszczyków Dumont #7 w jednej ręce (niedominujących), przytrzymując osłonkę białawą i resztę leżącego nad nią mięśnia dystalnego do punktu przyczepu. Trzymaj igłę prostymi mikrokleszkami w drugiej dominującej ręce i upewnij się, że wprowadzasz ją równolegle do przebiegu ciała jamistego (<silna klasa="xfig">Ryc. 8).</li>
	<li>Wbić igłę 5-8 mm w ciało jamiste. Przepłucz rurkę i naciśnij crus, aby przetestować linię (Rysunek 9). Upewnij się, że nie ma wycieków. Przymocuj rurkę do stołu za pomocą taśmy, aby zapobiec przypadkowemu pociągnięciu za żyłkę. Zdemontować zwijacze.</li>
</ol>
7. Stymulacja CN
<ol>
	<li>Przy uruchomionym programie rejestrującym (np. Spike 2) należy w sposób ciągły rejestrować zarówno ciśnienie wewnątrzjamiste, jak i średnie ciśnienie tętnicze.</li>
	<li>Ustaw następujące parametry na stymulatorze (np. SD9 Grass Instruments, patrz Tabela Materiałów) do stymulacji CN: prąd przy 1,5 mA, częstotliwość przy 16 Hz, napięcie przy 3 V i szerokość impulsu przy 5 ms. Zastosuj 50 s stymulacji z minimum 1 minutą odpoczynku między stymulacjami. 
	nuta: Pierwsze stymulacje zwykle skutkują zmniejszoną reakcją (<silna klasa="xfig">Rysunek 10).</li>
</ol>

<ol><li>Eckhard, C. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aEckhard%2C+C+%22Untersuchungen+%C3%BCber+die+Erektion+des+Hundes+In%3A+Beitr%C3%A4ge+zur+Anatomie+und+Physiologie%22">Untersuchungen über die Erektion des Hundes In: Beiträge zur Anatomie und Physiologie</a>. , Vol. Band III Giessen: Ferber 123-166 (1863).</li>
<li>Quinlan, D. M., Nelson, R. J., Partin, A. W., Mostwin, J. L., Walsh, P. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+rat+as+a+model+for+the+study+of+penile+erection%5BTitle%5D)+AND+%22J+Urol%22%5BJournal%5D)">The rat as a model for the study of penile erection.</a> J Urol. 141 (3), 656-661 (1989).</li>
<li>Heaton, J. P., Varrin, S. J., Morales, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+characterization+of+a+bio-assay+of+erectile+function+in+a+rat+model%5BTitle%5D)+AND+%22J+Urol%22%5BJournal%5D)">The characterization of a bio-assay of erectile function in a rat model.</a> J Urol. 145 (5), 1099-1102 (1991).</li>
<li>Martinez-Pineiro, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rat+model+for+the+study+of+penile+erection%3A+pharmacologic+and+electrical-stimulation+parameters%5BTitle%5D)+AND+%22Eur+Urol%22%5BJournal%5D)">Rat model for the study of penile erection: pharmacologic and electrical-stimulation parameters.</a> Eur Urol. 25 (1), 62-70 (1994).</li>
<li>Hayashi, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+effect+of+FK1706+on+erectile+function+following+bilateral+cavernous+nerve+crush+injury+in+a+rat+model%5BTitle%5D)+AND+%22J+Urol%22%5BJournal%5D)">The effect of FK1706 on erectile function following bilateral cavernous nerve crush injury in a rat model.</a> J Urol. 176 (2), 824-829 (2006).</li>
<li>Burnett, A. L., Becker, R. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Immunophilin+ligands+promote+penile+neurogenesis+and+erection+recovery+after+cavernous+nerve+injury%5BTitle%5D)+AND+%22J+Urol%22%5BJournal%5D)">Immunophilin ligands promote penile neurogenesis and erection recovery after cavernous nerve injury.</a> J Urol. 171 (1), 495-500 (2004).</li>
<li>Yamashita, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Nerve+injury-related+erectile+dysfunction+following+nerve-sparing+radical+prostatectomy%3A+a+novel+experimental+dissection+model%5BTitle%5D)+AND+%22Int+J+Urol%22%5BJournal%5D)">Nerve injury-related erectile dysfunction following nerve-sparing radical prostatectomy: a novel experimental dissection model.</a> Int J Urol. 16 (11), 905-911 (2009).</li>
<li>Burnett, A. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((GGF2+is+neuroprotective+in+a+rat+model+of+cavernous+nerve+injury-induced+erectile+dysfunction%5BTitle%5D)+AND+%22J+Sex+Med%22%5BJournal%5D)">GGF2 is neuroprotective in a rat model of cavernous nerve injury-induced erectile dysfunction.</a> J Sex Med. 12 (4), 897-905 (2015).</li>
<li>Lin, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Nanoparticle+Improved+Stem+Cell+Therapy+for+Erectile+Dysfunction+in+a+Rat+Model+of+Cavernous+Nerve+Injury%5BTitle%5D)+AND+%22J+Urol%22%5BJournal%5D)">Nanoparticle Improved Stem Cell Therapy for Erectile Dysfunction in a Rat Model of Cavernous Nerve Injury.</a> J Urol. 195 (3), 788-795 (2016).</li>
<li>Kapoor, M. S., Khan, S. A., Gupta, S. K., Choudhary, R., Bodakhe, S. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Animal+models+of+erectile+dysfunction%5BTitle%5D)+AND+%22J+Pharmacol+Toxicol+Methods%22%5BJournal%5D)">Animal models of erectile dysfunction.</a> J Pharmacol Toxicol Methods. 76, 43-54 (2015).</li>
<li>Mehta, N., Sikka, S., Rajasekaran, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rat+as+an+animal+model+for+male+erectile+function+evaluation+in+sexual+medicine+research%5BTitle%5D)+AND+%22J+Sex+Med%22%5BJournal%5D)">Rat as an animal model for male erectile function evaluation in sexual medicine research.</a> J Sex Med. 5 (6), 1278-1283 (2008).</li>
<li>Cellek, S., Bivalacqua, T. J., Burnett, A. L., Chitaley, K., Lin, C. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Common+pitfalls+in+some+of+the+experimental+studies+in+erectile+function+and+dysfunction%3A+a+consensus+article%5BTitle%5D)+AND+%22J+Sex+Med%22%5BJournal%5D)">Common pitfalls in some of the experimental studies in erectile function and dysfunction: a consensus article.</a> J Sex Med. 9 (11), 2770-2784 (2012).</li>
<li>Chung, E., De Young, L., Brock, G. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Investigative+models+in+erectile+dysfunction%3A+a+state-of-the-art+review+of+current+animal+models%5BTitle%5D)+AND+%22J+Sex+Med%22%5BJournal%5D)">Investigative models in erectile dysfunction: a state-of-the-art review of current animal models.</a> J Sex Med. 8 (12), 3291-3305 (2011).</li>
<li>Mullerad, M., Donohue, J. F., Li, P. S., Scardino, P. T., Mulhall, J. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Functional+sequelae+of+cavernous+nerve+injury+in+the+rat%3A+is+there+model+dependency%5BTitle%5D)+AND+%22J+Sex+Med%22%5BJournal%5D)">Functional sequelae of cavernous nerve injury in the rat: is there model dependency.</a> J Sex Med. 3 (1), 77-83 (2006).</li>
<li>Albersen, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Injections+of+adipose+tissue-derived+stem+cells+and+stem+cell+lysate+improve+recovery+of+erectile+function+in+a+rat+model+of+cavernous+nerve+injury%5BTitle%5D)+AND+%22J+Sex+Med%22%5BJournal%5D)">Injections of adipose tissue-derived stem cells and stem cell lysate improve recovery of erectile function in a rat model of cavernous nerve injury.</a> J Sex Med. 7 (10), 3331-3340 (2010).</li>
</ol>

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Głównym celem pracy było opisanie uproszczonej techniki chirurgicznej kaniulacji podudzia prącia w celu rejestracji ICP i izolacji CN do elektrostymulacji. Wprowadziliśmy modyfikacje w rozwarstwianiu ciał jamistych, aby uprościć operację i zapewnić powtarzalne zapisy wzrostu ICP przy stymulacji CN. Dzięki pionowemu nacięciu skóry o długości 1 cm, bocznemu do podstawy prącia, wykorzystując wyczuwalną guzowatość kulszową jako wskazówkę, uzyskaliśmy dobrą ekspozycję mięśnia kulszowo-jamistego i osłonki białawej. Zabieg ten ...

Badania in vivo funkcji erekcji u zwierząt doświadczalnych rozpoczęły się w 1863 roku od pionierskiej pracy eksperymentalnej Eckharda1. Elektrostymulację nerwów miednicy zastosowano w celu wywołania zwiększonego ICP u psów. Przez całyXX wiek podobne protokoły eksperymentalne były stosowane u większych zwierząt, takich jak psy, małpy, koty i króliki. Ocena funkcji erekcji u szczura została po raz pierwszy opracowana przez Quinlana i in. w 1989 roku2. Od tego czasu metoda została zmodyfikowana i zaktualizowana przez kilka innych grup34. Obecnie szczur jest najczęściej używanym modelem zwierzęcym do badania patologii zaburzeń erekcji i oceny pojawiających się opcji leczenia. Główne etapy procedury obejmują rejestrację ogólnoustrojowego ciśnienia krwi za pomocą linii w tętnicy szyjnej, kaniulację ciała prącia w celu pomiaru ICP oraz stymulację CN w celu wywołania wzrostu ICP. Chociaż kilku badaczy udoskonaliło model, jego odtwarzalność pozostaje problemem, a różne laboratoria zgłaszają różne wyniki. Nadal istnieje kilka pułapek.
Poprzednie artykuły5,6,7,8,9,10 opisują zastosowanie pełnego odsłonięcia prącia z deglovem penisa do kaniulacji ciał jamistych. Nie jest to optymalne podejście, ponieważ manipulacja i destrukcyjna sekcja powoduje uszkodzenie struktur, które są niezbędne do funkcjonowania erekcji. Sekcja CN została dobrze opisana10,11, ale stymulacja nerwu nie jest optymalna ze względu na wiele czynników, które mogą wpływać na wyniki eksperymentu. Technika stymulacji CN obejmuje uniesienie nerwu z otaczającej tkanki poprzez pociągnięcie za bipolarną elektrodę hakową, która jest umieszczona wokół nerwu, i osuszenie nerwu przed każdą stymulacją. Może to prowadzić do różnego stopnia uszkodzenia nerwów i wycieku prądu elektrycznego, co skutkuje zmniejszoną odpowiedzią lub fałszywym wzrostem ICP poprzez stymulację alternatywnych szlaków, np. mięśni dna miednicy, pęcherza moczowego i przewodu pokarmowego12. Wszystkie te czynniki ograniczają odtwarzalność.
Podczas naszego badania zaobserwowaliśmy, że zarówno głębokość, jak i rodzaj znieczulenia mają głęboki wpływ na ICP. Stosowane środki znieczulające to pentobarbital sodu, ketamina/ksylazyna lub ketamina/midazolam do wstrzykiwań lub inhalacja izofluranem/tlenem.
Tutaj opisujemy uproszczoną metodę chirurgiczną i dostarczamy dane wspierające standaryzację protokołu eksperymentalnego.

<table><tbody><tr><td>Kleszcze Adson</td><td>Fine Science Tool</td><td>11006-12</td><td></td></tr><tr><td>Dumont #7 Kleszcze</td><td>Fine Science Tool</td><td>11271-30</td><td></td></tr><tr><td>Kleszcze Dumont #5</td><td>Fine Science Tool</td><td>11273-20</td><td></td></tr><tr><td>Nożyczki Mayo ToughCut</td><td>Fine Science Tool</td><td>14110-15</td><td></td></tr><tr><td>Miniaturowe Vannas Nożyczki sprężynowe</td><td>Fine Science Tool</td><td>15006-09</td><td></td></tr><tr><td>Ultra Fine Hemostat</td><td>Fine Science Tool</td><td>13020-12</td><td></td></tr><tr><td>Crile Hemostat</td><td>Fine Science Tool</td><td>13004-14</td><td></td></tr><tr><td>Kwik-Sil Adhesive</td><td>World Precyzyjne instrumenty</td><td>KWIK-SIL</td><td></td></tr><tr><td>Drut srebrny pokryty teflonem 0,125 mm</td><td>World Precision Instruments</td><td>AGT0510</td><td></td></tr><tr><td>Elastyczne zwijacze drutu</td><td>Wykonane</td><td></td><td></td></tr> <tr><td>na zamówienieOstrze skalpela</td><td>Fine Science Tool</td><td>10023-00</td><td></td></tr><tr><td>Rurka PE-50</td><td>Warner Instruments</td><td>64-0753</td><td></td></tr><tr><td>23 G Igła</td><td>Kruuse</td><td>121272</td><td></td></tr><tr><td>SD-9 Kwadratowy stymulator impulsów</td><td>Somatco</td><td>1077/183</td><td></td></tr><tr><td>Przetwornik ciśnienia krwi i</td><td>World Precision Instruments</td><td>BLPR2</td><td></td></tr><tr><td>Raucotupf Aplikatory z bawełnianą końcówką</td><td>Lohmann-Raucher</td><td>11966</td><td></td></tr><tr><td>Pro-ophta Pałeczki do oczu</td><td>Lohmann-Raucher</td><td>16515</td><td></td></tr><tr><td>NaCl 0,9 % 100 ml</td><td>Apteka</td><td></td><td></td>lokalna</tr><tr><td>Heparyna</td><td>Apteka lokalna 25</td><td></td><td></td></tr><tr><td>ml Strzykawka</td><td>Szpital</td><td></td><td></td>Uniwersytecki Odense</tr><tr><td>Maść do oczu weterynarza - Viscotears Lokalna apteka</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>druty srebrne&nbsp;</td><td>Science Products GmbH, Heidelberg, Niemcy</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Klej silikonowy&nbsp;</td><td>Kwik-Sil, World Precision Instruments, Sarasota, Floryda, Stany Zjednoczone</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

stymulacja nerwów jamistych i rejestracja ciśnienia w ciałach jamistych u szczura

Cavernous Nerve Stimulation and Recording of Intracavernous Pressure in a Rat

Stymulacja nerwu jamistego (CN) i pomiar ciśnienia wewnątrzjamistego (ICP) były szeroko stosowane do testowania i oceny terapii zaburzeń erekcji. Jednak stosowane metody różnią się w zależności od laboratoriów i nadal istnieją pułapki. Celem tego badania było opisanie techniki chirurgicznej, która zapewniłaby wiarygodny i powtarzalny model. Odsłaniając mięsień kulszowo-jamisty w miejscu jego przyczepu do guzowatości kulszowej, podudzia prącia można kaniulować przy minimalnym rozwarstwieniu i uszkodzeniu struktur zaangażowanych w funkcję erekcji. Ponowna stymulacja CN, bez konieczności podnoszenia i suszenia, została osiągnięta dzięki zastosowaniu bipolarnej srebrnej elektrody o mocy 125 μm i biokompatybilnego kleju krzemowego do wyizolowania kompleksu elektroda-nerw. Metoda ta zapobiega neuropraksji poprzez zmniejszenie rozciągania i wysuszania nerwu oraz zapewnia całkowitą izolację nerwu, negując wyciek elektryczny i zapobiegając stymulacji alternatywnych ścieżek.

Zastosowanie tego protokołu z zalecanymi ustawieniami stymulacji, przy znieczuleniu inhalacyjnym izofluranem 2.0% i tlenem 0.8 L/min, powinno przynieść wyniki przedstawione na Rysunku 11 oraz Rysunku12, gdzie widoczne są wielokrotne, następujące po sobie stymulacje w zakresie 75-80 mm Hg. Rysunek 13 przedstawia taką samą stabilną odpowiedź podczas 20-minutowej stymulacji, przy czym odpowiedź utrz...

To badanie opisuje uproszczoną procedurę chirurgiczną i technikę wykonywania stymulacji nerwów jamistych z izolacją kompleksu nerwowo-elektrodowego za pomocą kleju silikonowego i pomiarem ciśnienia w jamie jamistym.

Stymulacja nerwów jamistych i rejestracja ciśnienia w ciałach jamistych u szczura

The stimulation of the cavernous nerve (CN) and measurement of intracavernous pressure (ICP) have been used extensively to test and evaluate therapies for ...

Ogólnym celem tej metody jest opisanie uproszczonej techniki chirurgicznej kaniulacji podudzia prącia w celu rejestracji ciśnienia wewnątrzjamistego oraz wypreparowania i izolacji nerwu jamistego w celu elektrostymulacji. Ten eksperymentalny protokół może być wykorzystany do badania patofizjologii zaburzeń erekcji i testowania nowych terapii. Główną zaletą tej techniki jest to, że jest powtarzalna, szybka i niezawodna.Rozwiązano w nim i wyeliminowano główne pułapki opisane w tym samouczku. Chociaż metoda ta może zapewnić wgląd w zaburzenia erekcji, izolacja kompleksu elektrod nerwowych za pomocą biokompatybilnego kleju silikonowego ma zastosowanie do elektrostymulacji dowolnego nerwu obwodowego, co pozwala na fizjologiczne badanie innych narządów. Aby rozpocząć tę procedurę, po znieczuleniu zwierzęcia należy ogolić dolną połowę jego brzucha i krocza.Szoruj zwierzę 70% alkoholem i jodonem trzy razy na przemian. Następnie umieść szczura na podgrzewanej podkładce chirurgicznej w pozycji leżącej. Nałóż maść na oczy i utrzymuj szczura w znieczuleniu za pomocą stożka nosowego z 2,5% izofluranem.Następnie należy wykonać cały zabieg chirurgiczny pod mikroskopem operacyjnym na serwety. Następnie wykonaj jednocentymetrowe nacięcie skóry pięć mililitrów w bok od linii środkowej, zaczynając od poziomu podstawy penisa i rozciągając się w dół. Użyj patyczka higienicznego, aby ostrożnie oddzielić powięź boczną od moszny.Po wypreparowaniu powięzi użyj pary retraktorów, aby odciągnąć krawędzie skóry i jądro i zlokalizować guzowatość kulszową, dotykając palpacyjnie wacikiem z bawełnianą końcówką. Przeciąć tkankę tłuszczową przyśrodkowo, aż do wyświetlenia mięśnia kulszowo-jamistego. Użyj kleszczy, aby oddzielić mięsień wzdłużnie i odsłonić osłonkę białawą.Tunica albuginea pojawi się jako jasna biała struktura. Po kalibracji ustawień systemu wprowadź rurkę przez skórę krocza, upewniając się, że biegnie równolegle do podudzia prącia. Następnie pozostaw linię na miejscu i utrzymuj nacięcie wilgotne solą fizjologiczną.W tej procedurze wykonaj dwucentymetrowe nacięcie dolnej linii środkowej brzucha przez skórę. Wykonaj pasujące nacięcie przez powięź wzdłuż linea alba, aby odsłonić pęcherz moczowy i prostatę. Użyj zwijaczy, aby uzyskać dobrą ekspozycję.Następnie użyj wacików z bawełnianą końcówką, aby oddzielić prostatę od tkanki tłuszczowej. Wyreguluj zwijacze i zakończ preparację, aż uzyskasz wyraźną wizualizację MPG i CN biegnących po grzbietowej bocznej stronie prostaty. Po zlokalizowaniu MPG i CN ostrożnie naciąć powięź leżącą nad nerwem od dwóch do pięciu milimetrów dystalnie do MPG.Następnie rozprowadź tkankę po obu stronach nerwu i pod nim, aby uwolnić czteromilimetrową część, a następnie wsuń szew pod nerw. Lekko podnieś nerw za pomocą szwu, aby ułatwić umieszczenie haczyków elektrody bipolarnej wokół nerwu. Pozwól asystentowi mieszać dwuskładnikowy klej silikonowy z końcówką igły insulinowej przez pięć sekund.Osusz nerw i nałóż klej na obszar wokół haczyków i nerwu. Utrzymuj nerw uniesiony, lekko pociągając za elektrodę przez około minutę, aby klej wyschł. Następnie wyjmij zwijacze, z wyjątkiem zwijaczy po prawej stronie, aby uniknąć ciągnięcia lub skręcania elektrody.Następnie zwilż odsłonięte narządy solą fizjologiczną i połóż gazę nasączoną solą fizjologiczną na nacięciu. W tej procedurze przywróć wizualizację osłonki białawej za pomocą zwijaczy. Upewnij się, że nie przyczepiasz zwijaczy do mięśnia kulszowo-jamistego, ponieważ spowoduje to zniekształcenie podudzia.Następnie przymocuj igłę do rurki PE50 i przepłucz rurkę heparynizowaną solą fizjologiczną przed wprowadzeniem jej do osłonki białawej. Utrzymuj osłonkę białawą rozciągniętą i przytrzymaj leżący nad nią mięsień dystalnie do punktu przyczepu dominującą ręką. Następnie przytrzymaj igłę w swojej niedominującej ręce i wprowadź ją do ciała jamistego.Przepłukać linię, aby potwierdzić prawidłowe umieszczenie w ciałach jamistych bez wycieku. Wkłucie igły w ciało jamiste w celu rejestracji ciśnienia stanowi krytyczny krok. Podczas wprowadzania igły do podkuli ważne jest, aby podpórka była rozciągnięta, a igła była ułożona równolegle do jej biegu.Przepłucz rurkę i dociśnij crus, aby przetestować linię. Upewnij się, że nie ma wycieków. Następnie przymocuj rurkę do stołu za pomocą taśmy, aby zapobiec przypadkowemu pociągnięciu za żyłkę.Następnie wyjmij zwijacze. Ustaw parametry na stymulatorze i stosuj stymulację przez 50 sekund z minimum jednominutową przerwą między stymulacjami. Rysunek ten pokazuje zmniejszoną pierwszą reakcję ze stymulacją 50 milimetrów słupa rtęci, po której następuje druga i trzecia stymulacja 66 milimetrów słupa rtęci.Następnie kolejne pomiary zostały zarejestrowane na normalnym poziomie przy 73 milimetrach słupa rtęci. Pokazano tutaj stabilność wyników przy użyciu tego protokołu z 10 stymulacjami back-to-back między 75 a 78 milimetrami słupa rtęci. Rysunek ten przedstawia skuteczne dawki znieczulenia w przypadku ciśnienia w ciałach jamistych.Obserwowano zmniejszoną i bardziej zmienną odpowiedź na zwiększenie dawki izofluranu w porównaniu ze stabilną odpowiedzią na 2% w pierwszych dwóch i ostatnich trzech stymulacjach. Niebieski ślad na górze pokazuje stałe ciśnienie w tętnicy głównej. Rysunek ten przedstawia wpływ rodzaju znieczulenia na ciśnienie w ciałach jamistych.Początkowe stymulacje przeprowadzone w znieczuleniu izofluranem wykazały wzrost ciśnienia o 80 milimetrów słupa rtęci. Po podaniu fentanylu midazolamu nastąpił wzrost reakcji na 110 milimetrów słupa rtęci. Rysunek ten pokazuje efekt podawania tlenu przez stożek nosowy.Zaprzestanie podawania tlenu przez stożek nosowy spowodowało znaczne zmniejszenie wzrostu ciśnienia w ciałach jamistych przy stymulacji nerwów jamistych. Nie stwierdzono wpływu na ciśnienie tętnicze główne. Po opanowaniu i prawidłowym wykonaniu procedura ta może zostać zakończona w ciągu 30 minut.Podczas wykonywania stymulacji należy pamiętać, że zarówno rodzaj, jak i poziom znieczulenia oraz natlenienia mają zasadniczy wpływ na ciśnienie w ciałach jamistych. Po tej procedurze można przetestować różne środki, aby odpowiedzieć na pytania związane z patofizjologią zaburzeń erekcji i wprowadzaniem nowych metod leczenia. Po obejrzeniu tego filmu powinieneś dokładnie zrozumieć, jak wykonywać stymulację nerwów kaniuli, w tym izolację elektrokompleksu nerwowego za pomocą kleju uszczelniającego i rejestrację ciśnienia w ciałach jamistych po minimalnie inwazyjnym rozwarstwieniu i kaniulacji części jamistych.

cavernous-nerve-stimulation-recording-intracavernous-pressure

Research

JoVE Journal

Medicine

Medycyna

Źródło: Sanchez, CA i wsp. Przygotowanie elektrod do stymulacji nerwów obwodowych do przewlekłej implantacji u szczurów. J. Vis. Exp. (2020).Ten film pokazuje stymulację nerwu błędnego u obudzonego szczura. Szczur z wszczepioną przewlekłą elektrodą mankietową nerwu obwodowego i przeszkolony w zadaniu naciskania dźwigni jest podłączony do generatora bodźców za pomocą wszczepionej nasadki na głowę. Nerw błędny jest stymulowany natychmiast po każdym udanym naciśnięciu dźwigni, co powoduje...

Stymulacja nerwu błędnego za pomocą przewlekle wszczepionych elektrod mankietowych nerwów obwodowych u szczurów

Ten film demonstruje procedurę rejestrowania złożonego potencjału czynnościowego mięśni (CMAP) u szczurów poprzez zastosowanie bodźców elektrycznych do nerwu łokciowego, dostosowanie elektrod do optymalnego sygnału i zwiększenie stymulacji w celu oceny funkcjonalności nerwu. Metoda ta umożliwia badanie in vivo funkcji nerwów obwodowych w zaburzeniach neurologicznych.

Pomiar in vivo złożonego potencjału czynnościowego mięśni u szczura

Ten film pokazuje izolację i stymulację nerwu jamistego u znieczulonego szczura w celu zbadania zmian ciśnienia krwi w ciele jamistym.

Wykonywanie stymulacji nerwów jamistych u szczurów w celu pomiaru ciśnienia w ciałach jamistych

Techniki pobudliwości aksonalnej dostarczają potężnego narzędzia do badania patofizjologii i zmian biofizycznych, które poprzedzają nieodwracalne zdarzenia zwyrodnieniowe. Manuskrypt ten demonstruje zastosowanie tych technik na nerwie łokciowym znieczulonych szczurów.

In vivo (in vivo)Pomiar elektrofizjologiczny nerwu łokciowego szczura z badaniem pobudliwości aksonalnej

Rejestracja ciśnienia w jamistości (ICP) jest ważną metodą oceny funkcji erekcji zwierząt doświadczalnych. Tutaj pokazano szczegółowy protokół procedury rejestracji ICP poprzez cewnikowanie crura penisa, a następnie elektryczną stymulację nerwów jamistych u szczurów.

Rejestracja ciśnienia w jamistach w celu oceny funkcji erekcji u gryzoni

Opracowaliśmy technikę, która jednocześnie rejestruje zarówno elektrokortykografię, jak i lokalne potencjały pola w odpowiedzi na nocyceptywne bodźce laserowe od swobodnie poruszających się szczurów. Technika ta pomaga ustalić bezpośredni związek sygnałów elektrokorowych na poziomie mezoskopowym i makroskopowym, co ułatwia badanie nocyceptywnego przetwarzania informacji w mózgu.

Jednoczesne zapisy lokalnych potencjałów pola korowego i elektrokortykogramy w odpowiedzi na nocyceptywne bodźce laserowe od swobodnie poruszających się szczurów

Istniejące podejścia do konstruowania przewlekle wszczepialnych elektrod mankietowych nerwów obwodowych do użytku u małych gryzoni często wymagają specjalistycznego sprzętu i/lub wysoko wykwalifikowanego personelu. W tym protokole demonstrujemy proste, tanie podejście do wytwarzania przewlekle wszczepialnych elektrod mankietowych i wykazujemy ich skuteczność w stymulacji nerwu błędnego (VNS) u szczurów.

Przygotowanie elektrod stymulujących nerwy obwodowe do przewlekłej implantacji u szczurów

Ten protokół opisuje in vivo wewnątrzkomórkowy zapis neuronów lędźwiowych szczura z jednoczesną przezrdzeniową stymulacją prądem stałym. Metoda ta pozwala na pomiar właściwości błony i rejestrację rytmicznego odpalania neuronów ruchowych przed, w trakcie i po anodowej lub katodowej polaryzacji rdzenia kręgowego.

Wewnątrzkomórkowy zapis in vivo zidentyfikowanych typów neuronów rdzeniowych szczura podczas transrdzeniowej stymulacji prądem stałym

Obecny protokół opisuje technikę chirurgiczną polegającą na wszczepianiu elektrod do nerwu błędnego w jamie brzusznej u szczurów, wraz z metodami przewlekłego testowania elektrofizjologii i stymulacji za pomocą wszczepionego urządzenia.

Chirurgia implantacji w celu stymulacji nerwu błędnego jamy brzusznej i rejestrowanie badań na obudzonych szczurach

Opisano nową technikę rejestrowania ciśnienia wewnątrz czaszki. Ta małoinwazyjna metoda wykorzystuje światłowodowy system pomiaru ciśnienia do dokładnego pomiaru ciśnienia wewnątrzczaszkowego (ICP) u znieczulonych szczurów, nie powodując przy tym istotnych urazów mózgu. Technikę tę można zastosować w szerokim zakresie modeli eksperymentalnych.

Pomiar nadtwardówkowego ciśnienia wewnątrzczaszkowego u szczurów przy użyciu światłowodowego przetwornika ciśnienia

Poznaj uproszczoną technikę chirurgiczną stymulacji nerwów jamistych i pomiaru ciśnienia w ciałach jamistych u szczura. Ta metoda umożliwia badanie patofizjologii zaburzeń erekcji oraz testowanie nowych terapii.

Stymulacja nerwów jamistych i rejestracja ciśnienia w ciałach jamistych u szczura

Przeglądaj więcej filmów