Name: Szczurzy model ortotopowego przeszczepu wątroby z wykorzystaniem nowatorskiej techniki zespolenia magnetycznego do rekonstrukcji żyły głównej nadwątrobowej (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2018-03-19T12:30:00.000+00:00
Duration: 14 min 33 s
Description: Poznaj nowatorską technikę zespolenia magnetycznego do rekonstrukcji żyły głównej nadwątrobowej w szczurzym modelu przeszczepu wątroby. Metoda skraca fazę bezwątrobową i znacząco poprawia przeżywalność pooperacyjną zwierząt.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Ta praca była wspierana przez granty z Programu Rozwoju Zespołu Innowacji Ministerstwa Edukacji Chin (No. IRT16R57), Chińska Narodowa Fundacja Nauk Przyrodniczych (nr 81470896) oraz fundusz badawczy na rzecz planów rekrutacji młodych talentów Uniwersytetu Xi'an Jiaotong (RW).

Protokół został przeprowadzony zgodnie z Wytycznymi dotyczącymi opieki i użytkowania zwierząt laboratoryjnych i został zatwierdzony przez Komitet ds. Etyki Eksperymentów na Zwierzętach Uniwersytetu Xi'an Jiaotong, Xi'an, prowincja Shaanxi, Chiny.
UWAGA: Żadna z procedur w tym protokole nie została wykonana pod mikroskopem chirurgicznym.
1. Przygotowanie przedoperacyjne
<ol>
	<li>Konstrukcja i kształt pierścieni magnetycznych (<silna klasa="xfig">Rysunek 1)
	<ol>
		<li>Zmontuj urządzenie do zespolenia magnetycznego, dopasowując parę pierścieni magnetycznych neodymowo-żelazowo-borowych.</li>
		<li>Zaprojektuj pierścienie zgodnie z parametrami szczura SHVC o średnicy osi głównej, średnicy osi mniejszej, grubości i wadze odpowiednio 8 mm, 5,5 mm, 1 mm, 0,5 g.</li>
		<li>Za pomocą techniki cięcia drutowo-elektrodowego należy wygiąć pierścienie do pożądanego kształtu, a następnie pokryć otrzymane pierścienie aerografem z tlenku tytanu i sterylizować tlenkiem etylenu o stężeniu 500 mg/l w temperaturze 55-60 °C przez 6 godzin.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Mankiety (<silna klasa="xfig">Rysunek 2)
	<ol>
		<li>Przygotuj mankiet do zespolenia IHVC i PV, przecinając rurkę polietylenową. Upewnij się, że korpus mankietu ma długość 5 mm z przedłużeniem mankietu 2 mm. 
		UWAGA: Średnice wewnętrzna i zewnętrzna mankietu PV wynoszą 1.8 i 2.1 mm, podczas gdy średnice mankietu IHVC wynoszą odpowiednio 2.6 i 2.8 mm.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Stent (<silna klasa="xfig">Rysunek 2)
	<ol>
		<li>Przygotować stent do zespolenia BD, przecinając kaniulę dożylną 24-G o długości 5 mm, aby uzyskać skos na obu końcach.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Zwierzęta doświadczalne
	<ol>
		<li>Jako dawców i biorców należy używać samców szczurów Sprague Dawley o wadze od 250 do 280 g. Upewnij się, że biorca ma taką samą wagę lub jest nieco cięższy (< 10 g) niż dawca.</li>
		<li>Przed zabiegiem należy trzymać szczury w klimatyzowanych pomieszczeniach ze swobodnym dostępem do jedzenia i wody.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
2. Operacja dawcy
<ol>
	<li>Buprenorfinę (0,05 mg/kg) należy wstrzyknąć podskórnie jako środek przeciwbólowy na 1 godzinę przed operacją.</li>
	<li>Znieczulić szczura dawcy przez inhalację izofluranu. Użyć 5% obj. izofluranu przy natężeniu przepływu 1,5 l/min w pudełku z pleksiglasu w celu indukcji znieczulenia i 2% obj. izofluranu o natężeniu przepływu 0,6-0,8 l/min na masce stożkowej w celu utrzymania znieczulenia. Potwierdź głębokość znieczulenia, wykonując szczypanie palców u nóg i szczypanie skóry.</li>
	<li>Ogol całą skórę brzucha szczura za pomocą golarki elektrycznej, aby umożliwić czystszą ekspozycję. Zdezynfekuj odpowiednią skórę roztworem jodu powidonu.</li>
	<li>Otwórz jamę brzuszną przez nacięcie w kształcie krzyża za pomocą nożyczek chirurgicznych od nasady prącia rozciągającej się do 1 cm powyżej wyrostka mieczykowatego wzdłuż linii białej, rozciągającej się od środka nacięcia podłużnego do linii środkowej pachy. Zewnętrz przewód pokarmowy po lewej stronie i przykryj go mokrą gazą.</li>
	<li>Zacisnąć i pociągnąć mieczykowate mostek w kierunku głowy za pomocą kleszczy hemostatycznych. Wypreparuj więzadło pospolite i tkanki łączne wokół wątroby. Wyizoluj i podwiąż lewą dolną żyłę przeponową za pomocą jedwabnego szwu 6-0.</li>
	<li>Wprowadzić stent do przewodu żółciowego.
	<ol>
		<li>Zaciśnij BD tuż nad punktem, w którym żyła żołądkowo-dwunastnicza łączy się z żyłą wrotną i pociągnij ją, aby utrzymać niewielkie napięcie za pomocą mikrokleszczyków. Następnie wykonaj nacięcie w kształcie litery "V" o długości 1 mm na przedniej ścianie około 5 mm proksymalnie do zbiegu dróg żółciowych za pomocą mikronożyczek.</li>
		<li>Wprowadzić stent do światła przewodu żółciowego za pomocą zakrzywionych mikrokleszczyków. Upewnij się, że co najmniej połowa stentu znajduje się poza kanałem żółciowym.</li>
		<li>Zabezpiecz stent jedwabnym szwem 6-0. Odetnij jeden koniec szwu. Drugi trzymaj do przytrzymania podczas późniejszego zespolenia. Przeciąć przewód żółciowy poniżej stentu i upewnić się, że żółć może wydostać się ze stentu.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Wyizolować IHVC do poziomu lewej żyły nerkowej. Uwolnij IHVC od przednich i bocznych tkanek otaczających przez rozwarstwienie patyczków kosmetycznych, aż IHVC zostanie zeszkieletowany. Oddziel i podwiąż prawą żyłę nadnerczową i prawą żyłę nerkową za pomocą jedwabnego szwu 6-0.</li>
	<li>Heparynizować szczura przez wstrzyknięcie 50 j. heparyny rozcieńczonej w 2 ml normalnego roztworu soli fizjologicznej przez żyłę grzbietową prącia.</li>
	<li>Perfuzja wątroby.
	<ol>
		<li>Odizoluj aortę brzuszną poniżej lewej żyły nerkowej. Wprowadzić cewnik 22-G do aorty.</li>
		<li>Wykonaj torakotomię, zaciśnij aortę piersiową za pomocą mikrokleszczy.</li>
		<li>Przeprowadzić perfuzję wątroby dawcy przez cewnik w aorcie za pomocą 20 ml normalnego roztworu soli fizjologicznej zawierającego 25 j. heparyny (4 °C) z szybkością 3 ml/min za pomocą pompy infuzyjnej. W międzyczasie przeciąć żyłę główną poniżej prawej żyły nerkowej, aby umożliwić przepływ roztworu perfuzyjnego z wątroby.</li>
		<li>Przeciąć SHVC wraz z częścią przepony i IHVC na poziomie lewej żyły nerkowej, gdy wątroba dawcy stała się blada.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Wypreparuj tkankę łączną otaczającą PV za pomocą dwóch mikrokleszczyków. Podwiązaj i podziel żyły odźwiernika za pomocą 8-0 szew prolenowy. Przeciąć PV na poziomie żyły śledziony. Wyciąć wątrobę dawcy i przepłukać ją zimnym, normalnym roztworem soli fizjologicznej. Umieścić go w zimnej kąpieli solankowej o temperaturze 4 °C.</li>
</ol>
3. Przygotowanie do przeszczepu
UWAGA: Wszystkie procedury przygotowania przeszczepu wątroby są wykonywane w zimnej kąpieli solankowej w temperaturze 4 °C.
<ol>
	<li>Przymocuj mankiet do IHVC dawcy (<silna klasa="xfig">Rysunek 3).
	<ol>
		<li>Włóż IHVC do mankietu z przedłużeniem mankietu skierowanym w stronę wątroby. Umieść przedłużenie mankietu na tylnej ścianie IHVC. Zamocuj przedłużenie mankietu i IHVC za pomocą zakrzywionych mikrokleszczyków przymocowanych za pomocą klipsa do pilnika do pojemnika do kąpieli.</li>
		<li>Wykonaj dystalny koniec IHVC nad korpusem mankietu za pomocą dwóch mikrokleszczyków.</li>
		<li>Zabezpiecz krawędź jedwabnym szwem 6-0. Upewnij się, że IHVC nie jest skręcony podczas procesu.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Powtórz krok 3.1 na PV, aby przymocować mankiet do PV dawcy.</li>
	<li>Przymocuj pierścień magnetyczny do SHVC dawcy (<silna klasa="xfig">Rysunek 4).
	<ol>
		<li>Przeciągnij membranę przez cztery kleszcze i przytnij SHVC.</li>
		<li>Przełóż SHVC przez pierścień magnetyczny za pomocą mikrokleszczyków ze stopu tytanu.</li>
		<li>Evert dystalny koniec SHVC nad pierścieniem.</li>
		<li>Zabezpiecz pierścionek jedwabnym szwem 6-0. Upewnij się, że SHVC nie jest skręcony podczas tego procesu.</li>
		<li>Usuń nadmiar membrany wokół wątroby.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Zanurzyć wątrobę dawcy w zimnej, normalnej kąpieli soli fizjologicznej i przechowywać w temperaturze 4 °C.</li>
</ol>
4. Operacja odbiorcy
UWAGA: Schemat implantacji przeszczepu u szczura biorcy jest pokazany w Rysunek 5.
<ol>
	<li>Buprenorfinę (0,05 mg/kg) należy wstrzyknąć podskórnie jako środek przeciwbólowy na 1 godzinę przed operacją. Znieczulić szczura dawcy przez inhalację izofluranu. Użyć 5% obj. izofluranu przy natężeniu przepływu 1,5 l/min w pudełku z pleksiglasu w celu indukcji znieczulenia i 2% obj. izofluranu o natężeniu przepływu 0,6-0,8 l/min na masce stożkowej w celu utrzymania znieczulenia.</li>
	<li>Ogol całą skórę brzucha szczura. Zdezynfekuj odpowiednią skórę roztworem jodu powidonu.</li>
	<li>Otwórz jamę brzuszną przez 4-centymetrowe nacięcie w linii środkowej. Umieść zwijacze brzuszne. Odciągnij żebra jak najdalej od linii środkowej.</li>
	<li>Zacisnąć i pociągnąć mieczykowate mostek w kierunku głowy za pomocą kleszczy hemostatycznych. Wypreparuj tkanki łączne i więzadła wokół wątroby. Podwiązać i podzielić więzadło wątrobowo-przełykowe. Podwiązać i podzielić tętnicę wątrobową za pomocą 8-0 szew prolenowy.</li>
	<li>Odizoluj wspólny przewód żółciowy od pierwszego wrotu wątroby. Umieść jedwabny szew 6-0 wokół wspólnego przewodu żółciowego tuż poniżej jego podziału i podwiąż wspólny przewód żółciowy.</li>
	<li>Wypreparuj IHVC aż do prawej żyły nerkowej. Podwiązaj i podziel prawą żyłę nadnercza. Umieść pasek w SHVC wątroby.</li>
	<li>Zacisnąć IHVC tuż nad prawą żyłą nerkową za pomocą klipsów do mikronaczyń. Zacisnąć PV na poziomie żyły odźwiernikowej za pomocą klipsów do mikronaczyń.
	<ol>
		<li>Aby wypłukać krew z wątroby, powoli wstrzyknij 2 ml zwykłej soli fizjologicznej przez PV. Przeciągnij w dół wątrobę, pociągając za wcześniej umieszczony pasek. Zaciśnij SHVC i część membrany za pomocą zacisku Satinsky.</li>
		<li>Przeciąć IHVC w pobliżu miąższu i PV w guzie wątrobowym. Wyciąć wątrobę, przecinając SHVC tuż nad wątrobą. Szybko usuń wątrobę biorcy.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Przymocuj pierścień magnetyczny do SHVC odbiorcy.
	<ol>
		<li>Włóż pozostały SHVC odbiorcy do pierścienia magnetycznego.</li>
		<li>Zamocuj pierścień magnetyczny na zacisku Satinsky za pomocą przyciągania magnetycznego.</li>
		<li>Umieść SHVC nad pierścieniem magnetycznym, aż naczynie zakryje krawędź pierścienia.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Przeszczep wątroby dawcy należy umieścić ortotopowo i przykryć zimną mokrą gazą.</li>
	<li>Napełnij światło SHVC dawcy i biorcy normalnym roztworem soli fizjologicznej. Dokładnie usuń pęcherzyki powietrza, aby zapobiec zatorowi powietrznemu. Zakończ rekonstrukcję SHVC, łącząc ze sobą pierścienie magnetyczne osadzone w SHVC dawcy i biorcy za pomocą siły magnetycznej.</li>
	<li>Zrekonstruuj fotowoltaikę.
	<ol>
		<li>Przeciągnij prawą i lewą gałąź PV odbiorcy, ciągnąc 8-0 szew prolenowy w celu utrzymania napięcia PV.</li>
		<li>Przesunąć zacisk PV biorcy w dół od żyły odźwiernika do żyły śledziony, aby w pełni odsłonić żyłę.</li>
		<li>Naciąć przednią ścianę biorcy. Napełnij światło PV zwykłym roztworem soli fizjologicznej.</li>
		<li>Przytrzymaj przedłużenie mankietu PV dawcy za pomocą zakrzywionych kleszczy.</li>
		<li>Włóż korpus mankietu PV dawcy do PV biorcy, jednocześnie przepłukując światło PV zwykłą solą fizjologiczną.</li>
		<li>Zabezpiecz go obwodową jedwabną ligaturą 6-0. Przywróć przepływ krwi do wątroby przeszczepu, zwalniając zaciski na PV i SHVC.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Powtórz krok 4.11 na IHVC, aby zrekonstruować IHVC.</li>
	<li>Zrekonstruuj przewód żółciowy za pomocą techniki stentu.
	<ol>
		<li>Naciąć literę "V" na przedniej ścianie wspólnego przewodu żółciowego biorcy.</li>
		<li>Wprowadzić stent dawcy do światła biorcy BD i przymocować go jedwabnym szwem obwodowym 6-0. Pociągnij szwy na dwóch drogach żółciowych do siebie i zawiąż szwy, aby zbliżyć BD do siebie.</li>
		<li>Owiń tkankę sieci wokół miejsca zespolenia, aby zapobiec wyciekowi żółci.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Przepłukać jamę brzuszną ciepłym normalnym roztworem soli fizjologicznej. Zamknij nacięcie brzucha w dwóch warstwach za pomocą ciągłego niewchłanialnego szwu chirurgicznego 3-0.</li>
	<li>Cefuroksym (antybiotyk) należy podać w dawce 16 mg/kg (antybiotyk) i 0,05 mg/kg buprenorfiny (lek przeciwbólowy) we wstrzyknięciu podskórnym bezpośrednio po operacji.</li>
	<li>Umieść szczura w czystej klatce i pozwól mu jeść i pić ad libitum.</li>
	<li>Cefuroksym (16 mg/kg) i buprenorfinę (0,05 mg/kg) należy wstrzykiwać do jamy brzusznej co 12 godzin przez 3 dni.</li>
</ol>

<ol><li>Aller, M. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+half+century+%281961-2011%29+of+applying+microsurgery+to+experimental+liver+research%5BTitle%5D)+AND+%22World+journal+of+hepatology%22%5BJournal%5D)">A half century (1961-2011) of applying microsurgery to experimental liver research.</a> World journal of hepatology. 4, 199-208 (2012).</li>
<li>Aller, M. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+value+of+microsurgery+in+liver+research%5BTitle%5D)+AND+%22Liver+international+%3A+official+journal+of+the+International+Association+for+the+Study+of+the+Liver%22%5BJournal%5D)">The value of microsurgery in liver research.</a> Liver international : official journal of the International Association for the Study of the Liver. 29, 1132-1140 (2009).</li>
<li>Lee, S., Charters, A. C., Chandler, J. G., Orloff, M. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+technique+for+orthotopic+liver+transplantation+in+the+rat%5BTitle%5D)+AND+%22Transplantation%22%5BJournal%5D)">A technique for orthotopic liver transplantation in the rat.</a> Transplantation. 16, 664-669 (1973).</li>
<li>Kamada, N., Calne, R. Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Orthotopic+liver+transplantation+in+the+rat.+Technique+using+cuff+for+portal+vein+anastomosis+and+biliary+drainage%5BTitle%5D)+AND+%22Transplantation%22%5BJournal%5D)">Orthotopic liver transplantation in the rat. Technique using cuff for portal vein anastomosis and biliary drainage.</a> Transplantation. 28, 47-50 (1979).</li>
<li>Oldani, G., Lacotte, S., Morel, P., Mentha, G., Toso, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Orthotopic+liver+transplantation+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+visualized+experiments+%3A+JoVE%22%5BJournal%5D)">Orthotopic liver transplantation in rats.</a> Journal of visualized experiments : JoVE. , (2012).</li>
<li>Nagai, K., Yagi, S., Uemoto, S., Tolba, R. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Surgical+procedures+for+a+rat+model+of+partial+orthotopic+liver+transplantation+with+hepatic+arterial+reconstruction%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+visualized+experiments+%3A+JoVE%22%5BJournal%5D)">Surgical procedures for a rat model of partial orthotopic liver transplantation with hepatic arterial reconstruction.</a> Journal of visualized experiments : JoVE. , e4376(2013).</li>
<li>Liu, X., He, C., Huang, T., Gu, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Development+of+a+New+Technique+for+Reconstruction+of+Hepatic+Artery+during+Liver+Transplantation+in+Sprague-Dawley+Rat%5BTitle%5D)+AND+%22PloS+one%22%5BJournal%5D)">Development of a New Technique for Reconstruction of Hepatic Artery during Liver Transplantation in Sprague-Dawley Rat.</a> PloS one. 10, e0145662(2015).</li>
<li>Jamshidi, R., Stephenson, J. T., Clay, J. G., Pichakron, K. O., Harrison, M. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Magnamosis%3A+magnetic+compression+anastomosis+with+comparison+to+suture+and+staple+techniques%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+pediatric+surgery%22%5BJournal%5D)">Magnamosis: magnetic compression anastomosis with comparison to suture and staple techniques.</a> Journal of pediatric surgery. 44, 222-228 (2009).</li>
<li>Pichakron, K. O., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Magnamosis+II%3A+Magnetic+compression+anastomosis+for+minimally+invasive+gastrojejunostomy+and+jejunojejunostomy%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+the+American+College+of+Surgeons%22%5BJournal%5D)">Magnamosis II: Magnetic compression anastomosis for minimally invasive gastrojejunostomy and jejunojejunostomy.</a> Journal of the American College of Surgeons. 212, 42-49 (2011).</li>
<li>Gonzales, K. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Magnamosis+III%3A+delivery+of+a+magnetic+compression+anastomosis+device+using+minimally+invasive+endoscopic+techniques%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+pediatric+surgery%22%5BJournal%5D)">Magnamosis III: delivery of a magnetic compression anastomosis device using minimally invasive endoscopic techniques.</a> Journal of pediatric surgery. 47, 1291-1295 (2012).</li>
<li>Wall, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((MAGNAMOSIS+IV%3A+magnetic+compression+anastomosis+for+minimally+invasive+colorectal+surgery%5BTitle%5D)+AND+%22Endoscopy%22%5BJournal%5D)">MAGNAMOSIS IV: magnetic compression anastomosis for minimally invasive colorectal surgery.</a> Endoscopy. 45, 643-648 (2013).</li>
<li>Xue, F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Choledochojejunostomy+with+an+innovative+magnetic+compressive+anastomosis%3A+How+to+determine+optimal+pressure%3F%5BTitle%5D)+AND+%22World+journal+of+gastroenterology%22%5BJournal%5D)">Choledochojejunostomy with an innovative magnetic compressive anastomosis: How to determine optimal pressure?</a> World journal of gastroenterology. 22, 2326-2335 (2016).</li>
<li>Yan, X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Portacaval+shunt+established+in+six+dogs+using+magnetic+compression+technique%5BTitle%5D)+AND+%22PloS+one%22%5BJournal%5D)">Portacaval shunt established in six dogs using magnetic compression technique.</a> PloS one. 8, e76873(2013).</li>
<li>Dorman, R. M., Vali, K., Harmon, C. M., Zaritzky, M., Bass, K. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Repair+of+esophageal+atresia+with+proximal+fistula+using+endoscopic+magnetic+compression+anastomosis+%28magnamosis%29+after+staged+lengthening%5BTitle%5D)+AND+%22Pediatric+surgery+international%22%5BJournal%5D)">Repair of esophageal atresia with proximal fistula using endoscopic magnetic compression anastomosis (magnamosis) after staged lengthening.</a> Pediatric surgery international. 32, 525-528 (2016).</li>
<li>Russell, K. W., Rollins, M. D., Feola, G. P., Scaife, E. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Magnamosis%3A+a+novel+technique+for+the+management+of+rectal+atresia%5BTitle%5D)+AND+%22BMJ+case+reports%22%5BJournal%5D)">Magnamosis: a novel technique for the management of rectal atresia.</a> BMJ case reports. , (2014).</li>
<li>Shi, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Magnetic+ring+anastomosis+of+suprahepatic+vena+cava%3A+novel+technique+for+liver+transplantation+in+rat%5BTitle%5D)+AND+%22Transplant+international+%3A+official+journal+of+the+European+Society+for+Organ+Transplantation%22%5BJournal%5D)">Magnetic ring anastomosis of suprahepatic vena cava: novel technique for liver transplantation in rat.</a> Transplant international : official journal of the European Society for Organ Transplantation. 28, 89-94 (2015).</li>
</ol>

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Wiele postępów klinicznych w transplantacji wątroby można przypisać badaniom na zwierzętach. Szczurzy OLT jest szeroko stosowanym i dobrze akceptowanym modelem w badaniach nad konserwacją narządów, immunologią transplantacyjną, fizjologią i patologią. Jest to jednak również bardzo skomplikowany zabieg i wymaga zaawansowanych umiejętności mikrochirurgicznych. Pomimo wielu ulepszeń w procedurze OLT u szczurów, zespolenie SHVC pozostało trudnym krokiem. W tym artykule opisano nowatorską technikę zespolenia magnetycznego do ...

Szczurzy model ortotopowego przeszczepu wątroby (OLT) jest niezbędny do badań nad przeszczepami1,2. Pierwszy szczurzy OLT został opisany przez Lee et al. w 1973 roku3. W tym modelu wszystkie naczynia zostały zrekonstruowane techniką szwu ręcznego. Technika szycia ręcznego wymaga zaawansowanych umiejętności mikrochirurgicznych, co znacznie ogranicza jej zastosowanie. Od tego czasu zgłoszono różne modyfikacje oryginalnego protokołu OLT u szczurów. Wśród nich technika mankietowa do zespolenia żyły wrotnej (PV) i żyły głównej podwątrobowej (IHVC) opisana przez Kamada i wsp. w 1979 roku jest uważana za znaczne ulepszenie tego modelu, ponieważ znacznie uprościła procedury rekonstrukcji4. Jednak ze względu na krótką przednią ścianę żyły nadwątrobowej biorcy (SHVC), technika mankietu jest bardzo trudna do zastosowania w rekonstrukcji SHVC. Większość badaczy w tej dziedzinie nadal używa techniki szycia ręcznego do rekonstrukcji SHVC, co sprawia, że jest to wąskie gardło w szczurzym OLT5,6,7.
Technika zespolenia magnetycznego (np. magnamoza) to metoda łączenia dwóch naczyń lub innych struktur rurowych za pomocą siły przyciągania między dwoma magnesami8,9,10,11. Siła magnetyczna stopniowo ściska i przekształca tkankę w mocne, pozbawione szwów zespolenie12,13. Udowodniono, że to zespolenie kompresyjne jest skuteczne u ludzi14,15. Zaprojektowaliśmy parę pierścieni magnetycznych specjalnie do zespolenia SHVC u szczurów. Nasze ostatnie badania wykazały, że technika zespolenia magnetycznego jest lepsza od techniki szwu ręcznego w rekonstrukcji SHVC u szczurów OLT16. Celem tego artykułu jest przedstawienie szczegółowego protokołu rekonstrukcji SHVC krok po kroku u szczurów przy użyciu nowatorskiej techniki zespolenia magnetycznego.

<table><tbody><tr><td>Aparat anestezjologiczny</td><td>Harvard</td><td>&nbsp; stołowy</td><td>Znieczulenie zwierząt</td></tr><tr><td>PLX7000B HF Mobilny cyfrowy system ramienia C</td><td>Perlong Medical</td><td>PLX7000B</td><td>Jest używany głównie do angiografii i fotografii różnych operacji</td></tr><tr><td>: Pompa strzykawkowa</td><td>Mindray</td><td>BeneFusion SP5</td> do <td>infuzji dożylnej</td></tr><tr><td>Isoflurane</td><td>RWD life Science Co.</td><td></td><td>znieczulenie: do indukcji i utrzymania znieczulenia</td></tr><tr><td>iohexol</td><td>Shanghai General Pharmaceutical Co</td><td></td><td>&nbsp; wewnątrznaczyniowe środki kontrastowe&nbsp; &nbsp;</td></tr><tr><td>heparyna sodowa do wstrzykiwań</td><td>SPH nr 1 Biochemiczne i Pharmaceutical Co., LTD&nbsp;</td><td></td><td>&nbsp; zapobiegać powstawaniu zakrzepicy&nbsp;</td></tr><tr><td>cefuroksym&nbsp;</td><td>Glaxo Operations UK Limited&nbsp;</td><td></td><td>antybiotyk</td></tr><tr><td>buprenorfina&nbsp;</td><td>TIPR Pharmaceutical Responsible Co., Ltd</td><td></td><td>przeciwbólowe zakrzywione</td></tr><tr><td>mikrokleszcze</td><td>Shanghai Medical Instruments (Group) Ltd., Corp.</td><td>W40350</td><td>narzędzie chirurgiczne</td></tr><tr><td>kleszcze hemostatyczne (proste)</td><td>Shanghai Medical Instruments (Group) Ltd., Corp.</td><td>J31010</td><td>narzędzie chirurgiczne</td></tr><tr><td>kleszcze hemostatyczne (zakrzywione)</td> <td>Shanghai Medical Instruments (Group) Ltd., Corp.</td><td>Narzędzie chirurgiczne</td> <td>J31020</td></tr><tr><td>Zacisk Satinsky</td><td>Shanghai Medical Instruments (Group) Ltd., Corp.</td>Uchwyt igły <td>do narzędzi chirurgicznych</td> <td>XEC050</td></tr><tr><td></td><td>Shanghai Medical Instruments (Group) Ltd., Corp.</td><td>J32010</td><td>uchwyt</td></tr><tr><td>na mikroigłę</td> narzędzia chirurgicznego <td>Shanghai Medical Instruments (Group) Ltd., Corp.</td><td>WBA040</td><td>kleszcze z ząbkiem do narzędzi chirurgicznych</td></tr><tr><td></td><td>Shanghai Medical Instruments (Group) Ltd., Corp.</td><td>J42010</td><td>kleszczyki do tkanek narzędzi chirurgicznych</td></tr><tr><td>(z hakiem)</td> <td>Shanghai Medical Instruments (Group) Ltd., Corp.</td><td>J41010</td> narzędzie <td>chirurgiczne</td></tr><tr><td>nożyczki do tkanek</td><td>Shanghai Medical Instruments (Group) Ltd., Corp.</td><td>Y00040</td><td>narzędzie chirurgiczne</td></tr><tr><td>nożyczki chirurgiczne</td><td>Shanghai Medical Instruments (Group) Ltd., Corp.</td><td>Y00030</td><td>mikronożyczki do narzędzi chirurgicznych</td></tr><tr><td></td><td>Shanghai Medical Instruments (Group) Ltd., Corp.</td><td>MR-S121T</td><td>Narzędzie chirurgiczne</td></tr><tr><td>Klipsy do mikronaczyń</td><td>Shanghai Medical Instruments (Group) Ltd., Corp.</td><td>Narzędzie chirurgiczne</td> <td>XEC240</td></tr><tr><td>proste mikrokleszcze (stop tytanu)</td> <td>Shanghai Medical Instruments (Group) Ltd., Corp.</td><td>WCC010</td><td>narzędzie chirurgiczne</td></tr><tr><td>zakrzywione mikrokleszcze&nbsp; (stop tytanu)</td><td>Shanghai Medical Instruments (Grupa) Ltd., Corp.</td><td>Narzędzie chirurgiczne</td> <td>WCC020</td></tr></tbody></table>

szczurzy model ortotopowego przeszczepu wątroby z wykorzystaniem nowatorskiej techniki zespolenia magnetycznego do rekonstrukcji żyły głównej nadwątrobowej

A Rat Model of Orthotopic Liver Transplantation Using a Novel Magnetic Anastomosis Technique for Suprahepatic Vena Cava Reconstruction

Szczurzy model ortotopowego przeszczepu wątroby (OLT) jest niezbędny do badań nad przeszczepami. Jest to bardzo wyrafinowany model zwierzęcy i wymaga stromej krzywej uczenia się. Wprowadzenie techniki mankietowej do zespolenia żyły wrotnej (PV) i żyły podwątrobowej (IHVC) znacznie uprościło procedurę przeszczepu u szczurów. Jednak ze względu na krótką przednią ścianę żyły nadwątrobowej biorcy (SHVC), technika mankietu jest bardzo trudna do zastosowania w rekonstrukcji SHVC. Większość badaczy w tej dziedzinie nadal stosuje technikę szycia ręcznego do rekonstrukcji SHVC, co sprawia, że jest to wąskie gardło w ortotopowym przeszczepie wątroby u szczurów. Technika zespolenia magnetycznego (czyli magnamozy) to metoda łączenia dwóch naczyń za pomocą siły przyciągania między dwoma magnesami. Nasze ostatnie badanie wykazało, że technika zespolenia magnetycznego jest lepsza od techniki szwu ręcznego w rekonstrukcji SHVC u szczurów. W tym artykule przedstawiamy krok po kroku protokół rekonstrukcji SHVC u szczurów przy użyciu nowatorskiej techniki zespolenia magnetycznego. W tym modelu rekonstrukcję PV i IHVC wykonano standardową techniką mankietową, natomiast rekonstrukcję przewodu żółciowego (BD) wykonano techniką stentu. Nie przeprowadzono rearterializacji wątroby. Technika zespolenia magnetycznego znacznie ułatwiła rekonstrukcję SHVC i znacznie skróciła fazę wątrobową. Po rozsądnej krzywej uczenia się, nawet badacze bez zaawansowanych umiejętności mikrochirurgicznych mogą uzyskać wiarygodne i powtarzalne wyniki przy użyciu tego szczurzego modelu OLT.

Po około 10 próbach technika magnetycznego zespolenia w celu rekonstrukcji SHVC została z powodzeniem opanowana przez badacza, który nie posiadał wcześniejszego przeszkolenia w zakresie mikrochirurgii. Rekonstrukcja SHVC zajęła mniej niż 2 min. Faza anhepatyczna u szczurów biorców trwała około 10 min. W miejscu zespolenia SHVC nie zaobserwowano zakrzepicy, krwawienia ani angiostenozy w 1., 5. i 30. dniu po reperfuzji. Kawografia żyły głównej dolnej została wykonana 2 tygodnie po transplan...

Rekonstrukcja żyły głównej nadwątrobowej (SHVC) pozostaje trudnym krokiem w ortotopowym przeszczepie wątroby u szczurów. W tym artykule przedstawiamy krok po kroku protokół rekonstrukcji SHVC u szczurów przy użyciu nowatorskiej techniki zespolenia magnetycznego.

Szczurzy model ortotopowego przeszczepu wątroby z wykorzystaniem nowatorskiej techniki zespolenia magnetycznego do rekonstrukcji żyły głównej nadwątrobowej

The rat model of orthotopic liver transplantation (OLT) is essential for transplant research. It is a very sophisticated animal model and requires a steep ...

Ogólnym celem tego protokołu jest wprowadzenie ortotopalnego modelu przeszczepu wątroby u szczurów przy użyciu techniki zespolenia magnetycznego do rekonstrukcji żyły głównej nadwątrobowej. Metoda ta może pomóc odpowiedzieć na kluczowe pytanie w modelu przeszczepiania wątroby dotyczące rekonstrukcji żyły głównej nadwątrobowej. Główną zaletą tej techniki jest to, że skraca fazę bezwątrobową przeszczepu wątroby i znacznie poprawia wskaźnik przeżycia pooperacyjnego.Najpierw ogol całą skórę brzucha szczura. Zdezynfekuj odpowiednią skórę roztworem jodu powidonu. Wypreparuj więzadło pospolite wokół wątroby.Następnie wyizoluj i podwiąż lewą dolną żyłę przeponową . Wykonaj nacięcie w kształcie litery V na przedniej ścianie. Wprowadzić stent do światła przewodu żółciowego.Upewnij się, że co najmniej połowa stentu znajduje się poza kanałem żółciowym. Zabezpiecz stent jedwabnym szwem 6-0. Odetnij jeden koniec szwu.Drugi trzymaj do przytrzymania podczas późniejszego zespolenia. Odizolować żyłę podwątrobową główną do poziomu lewej żyły nerkowej. Wypreparuj go, aż żyła główna podwątrobowa zostanie zeszkieletowana.Oddziel i podwiąż prawą żyłę nadnerczową. Oddziel i podwiąż prawą żyłę nerkową. Heparynizuj szczura przez żyłę grzbietową prącia.Wprowadzić cewnik o rozmiarze 22 do aorty brzusznej poniżej lewej żyły nerkowej. Wykonaj torakotomię. Zacisnąć aortę piersiową za pomocą mikrokleszczy.Wykonać perfuzję wątroby dawcy przez cewnik w aorcie. Przeciąć żyłę główną nadwątrobową. W międzyczasie przeciąć żyłę główną poniżej prawej żyły nerkowej, aby umożliwić wypływ perfuzatu z wątroby.Wypreparuj tkankę łączną otaczającą żyłę wrotną. Podwiązać i podzielić żyłę odźwiernika. Przeciąć żyłę wrotną na poziomie żyły śledzionowej.Przeciąć żyłę główną podwątrobową na poziomie lewej żyły nerkowej. Preparaty do przeszczepu wątroby wykonuje się w kąpieli solankowej o temperaturze czterech stopni Celsjusza. Wprowadzić żyłę główną podwątrobową do mankietu, tak aby przedłużenie mankietu było skierowane w stronę wątroby.Evert dystalny koniec żyły głównej podwątrobowej nad ciałem mankietu. Zabezpiecz krawędź jedwabnym szwem 6-0. Powtórz powyższe kroki na żyle wrotnej, aby przymocować mankiet do żyły wrotnej dawcy.Przeciągnij membranę przez kleszcze i przytnij żyłę nadwątrobową główną. Przeprowadź żyłę główną nadwątrobową przez pierścień magnetyczny. Evert dystalny koniec żyły głównej nadwątrobowej nad pierścieniem.I zabezpiecz pierścionek jedwabnym szwem 6-0. Następnie usuń nadmiar membrany wokół wątroby. Umieść jedwabny szew 6-0 i podwiązaj wspólny przewód żółciowy.Odizoluj wspólny przewód żółciowy od pierwszego wrotu wątroby. Podwiązaj i podziel prawą żyłę nadnercza. Umieść pasek w żyle głównej nadwątrobowej wątroby.Zacisnąć żyłę podwątrobową tuż nad prawą żyłą nerkową za pomocą klipsów do mikronaczyń. Zacisnąć żyłę wrotną na poziomie żyły odźwiernika. Wstrzyknij powoli dwa mililitry normalnej soli fizjologicznej przez żyłę wrotną, aby wypłukać krew z wątroby.Przeciągnij wątrobę w dół, pociągając za poprzednio umieszczony pasek. Zacisnąć żyłę główną nadwątrobową i część przepony za pomocą zacisku Satinsky. Wyciąć wątrobę, przecinając żyłę główną nadwątrobową tuż nad wątrobą.Przeciąć żyłę główną podwątrobową w pobliżu miąższu i żyły wrotnej w guzie wątrobowym. Włożyć pozostałą żyłę nadwątrobową biorcy do pierścienia magnetycznego. Zamocuj pierścień magnetyczny na zacisku Satinsky za pomocą przyciągania magnetycznego.Evert żyły głównej nadwątrobowej nad pierścieniem magnetycznym. Umieść przeszczep wątroby dawcy ortotopowo i napełnij światło normalnym roztworem soli fizjologicznej, sprzęgając pierścienie magnetyczne, aby wypełnić konstrukcję naczynia. Zrekonstruuj żyłę wrotną.Wypełnij światło żyły wrotnej zwykłą solą fizjologiczną. Włóż korpus mankietu żyły wrotnej dawcy do żyły wrotnej biorcy. I zabezpiecz to za pomocą obwodowej jedwabnej ligatury 6-0.Usuń zacisk Satinsky z żyły głównej nadwątrobowej. Naciąć literę V na przedniej ścianie wspólnego przewodu żółciowego. Wprowadzić stent dawcy do światła przewodu żółciowego biorcy.I napraw go jedwabnym szwem obwodowym 6-0. Pociągnij szwy na dwóch drogach żółciowych do siebie i zawiąż szwy, aby zbliżyć drogi żółciowe do siebie. Angiografia dwa tygodnie POD wykazała opatentowany przepływ krwi w zespoleniu żyły głównej nadwątrobowej.Wskaźnik przeżycia po przeszczepie wynosił do 85% do 30 dnia POD. Technika zespolenia magnetycznego umożliwia łatwą i szybką rekonstrukcję żyły głównej nadwątrobowej u szczurów. Po obejrzeniu tego filmu, bez zaawansowanych umiejętności mikrochirurgicznych, można uzyskać wiarygodne i powtarzalne wyniki przy użyciu tego szczurzego modelu przeszczepu wątroby.

a-rat-model-orthotopic-liver-transplantation-using-novel-magnetic

Research

JoVE Journal

Medicine

Medycyna

Przedstawiamy łatwą do wdrożenia modyfikację klasycznej techniki dwóch mankietów stosowanej w ortotopowym przeszczepieniu wątroby u szczura.

Ortotopowa transplantacja wątroby u szczurów

Ortotopowe przeszczepienie wątroby u szczurów jest niezbędnym modelem eksperymentalnym w badaniach biomedycznych. W niniejszym materiale przedstawiamy procedury chirurgiczne ortotopowego przeszczepienia wątroby szczura z rekonstrukcją tętnicy wątrobowej z wykorzystaniem 50% częściowego graftu.

Procedury chirurgiczne w szczurzym modelu częściowego ortotopowego przeszczepu wątroby z rekonstrukcją tętnicy wątrobowej

Opisujemy projekt urządzenia "quick-linker" dla łatwiejszego ortotopowego przeszczepu wątroby szczura.

Produkcja urządzeń i przyrządów ułatwiających przeszczep wątroby szczura

Opisujemy nową technikę heterotopowego przeszczepu płuco-serce w jamie brzusznej (HAHLT) u szczurów. Konfiguracja przeszczepu powoduje częściowo załadowane krążenie przeszczepu, co pozwala na bezpośrednią ocenę funkcjonalną. Model ten może być stosowany do ostrych lub przewlekłych badań funkcji i statusu immunologicznego przeszczepionego przeszczepu.

Szczur Heterotopowe serce brzuszne/przeszczep pojedynczego płuca w konfiguracji z obciążeniem objętościowym

Tutaj przedstawiono protokół polegający na ponownym przeszczepieniu wątroby szczurowi. W szczególności 70% wątroby wycięto in vivo przy użyciu zaktualizowanej techniki hepatektomii zorientowanej na naczynia. Tętnicę wątrobową zrekonstruowano w sposób end-to-side. Technika mankietu została zmodyfikowana w celu skrócenia czasu zespolenia żyły podwątrobowej głównej.

Ponownie zarteryalizowany częściowy przeszczep wątroby szczura z 70% hepatektomią in vivo zorientowaną na naczynia

Celem tego badania jest modyfikacja modelu ortotopowego przeszczepu wątroby u szczurów, aby lepiej reprezentowała przeszczep wątroby u człowieka i poprawiła przeżywalność biorców. Przedstawiona metoda przywraca dopływ tętniczy wątrobowej poprzez połączenie wspólnej tętnicy wątrobowej wątroby dawcy z właściwą tętnicą wątrobową biorcy.

Zmniejszone powikłania po ponownym połączeniu tętnic w szczurzym modelu ortotopowego przeszczepu wątroby

W tym protokole omawiamy implementację modelu udanego ortotopowego przeszczepu wątroby (OLT) u myszy. Dodatkowo omówiono adiuwanty do dalszej analizy drożności przeszczepu allogenicznego po udanym OLT u myszy, w szczególności z wykorzystaniem skanów tomografii mikrokomputerowej (microCT).

Udany ortotopowy przeszczep wątroby u myszy z wykorzystaniem angiografii tomografii mikrokomputerowej

Ten protokół dostarcza informacji technicznych dotyczących rekonstrukcji naczyń krwionośnych przy użyciu techniki mankietowej w ortotopowym przeszczepie wątroby u myszy.

Rekonstrukcja naczyń krwionośnych techniką mankietową w ortotopowym przeszczepie wątroby u myszy

Opisany tutaj protokół heterotopowego pomocniczego przeszczepu wątroby u szczurów stanowi praktyczne narzędzie badawcze do badania mechanizmów odrzucania alloprzeszczepu wątrobowego. Model ten pomaga złagodzić przeszkody chirurgiczne i stres zwierząt związany z ortotopowym przeszczepem wątroby u szczurów.

Heterotopowy pomocniczy model przeszczepu szczura całej wątroby z wykorzystaniem hepaticoureterostomii do badań odrzucenia przeszczepu allogenicznego

W niniejszym filmie zaprezentowano model ortotopowego przeszczepu aorty jako prosty model do badania rozwoju waskulopatii przeszczepu (TVP) u szczurów. <br...

Ortotopowy przeszczep aorty: model szczurzy do badania rozwoju przewlekłej waskulopatii

Poznaj nowatorską technikę zespolenia magnetycznego do rekonstrukcji żyły głównej nadwątrobowej w szczurzym modelu przeszczepu wątroby. Metoda skraca fazę bezwątrobową i znacząco poprawia przeżywalność pooperacyjną zwierząt.

Szczurzy model ortotopowego przeszczepu wątroby z wykorzystaniem nowatorskiej techniki zespolenia magnetycznego do rekonstrukcji żyły głównej nadwątrobowej (Wideo) | JoVE Journal

Szczurzy model ortotopowego przeszczepu wątroby z wykorzystaniem nowatorskiej techniki zespolenia magnetycznego do rekonstrukcji żyły głównej nadwątrobowej

Przeglądaj więcej filmów