Name: Króliczy model trwałej ekspresji transgenu w przeszczepach interpozycji żyły szyjnej do tętnicy szyjnej wspólnej (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2018-09-10T12:30:00.000+00:00
Duration: 13 min 58 s
Description: Poznaj metodę przeszczepów żyły szyjnej do tętnicy szyjnej wspólnej u królików w celu uzyskania trwałej ekspresji transgenu. Technika ta umożliwia badanie patogenezy niewydolności przeszczepów żylnych i testowanie strategii terapeutycznych.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

<ol><li>Libby, P., Bornfeldt, K. E., Tall, A. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Atherosclerosis%3A+Successes%2C+Surprises%2C+and+Future+Challenges%5BTitle%5D)+AND+%22Circ+Res%22%5BJournal%5D)">Atherosclerosis: Successes, Surprises, and Future Challenges.</a> Circ Res. 118, 531-534 (2016).</li>
<li>Fowkes, F. G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparison+of+global+estimates+of+prevalence+and+risk+factors+for+peripheral+artery+disease+in+2000+and+2010%3A+a+systematic+review+and+analysis%5BTitle%5D)+AND+%22Lancet%22%5BJournal%5D)">Comparison of global estimates of prevalence and risk factors for peripheral artery disease in 2000 and 2010: a systematic review and analysis.</a> Lancet. 382, 1329-1340 (2013).</li>
<li>Mohr, F. W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Coronary+artery+bypass+graft+surgery+versus+percutaneous+coronary+intervention+in+patients+with+three-vessel+disease+and+left+main+coronary+disease%3A+5-year+follow-up+of+the+randomised%2C+clinical+SYNTAX+trial%5BTitle%5D)+AND+%22Lancet%22%5BJournal%5D)">Coronary artery bypass graft surgery versus percutaneous coronary intervention in patients with three-vessel disease and left main coronary disease: 5-year follow-up of the randomised, clinical SYNTAX trial.</a> Lancet. 381, 629-638 (2013).</li>
<li>de Vries, M. R., Simons, K. H., Jukema, J. W., Braun, J., Quax, P. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Vein+graft+failure%3A+from+pathophysiology+to+clinical+outcomes%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Rev+Cardiol%22%5BJournal%5D)">Vein graft failure: from pathophysiology to clinical outcomes.</a> Nat Rev Cardiol. 13 (8), 451-470 (2016).</li>
<li>Harskamp, R. E., Lopes, R. D., Baisden, C. E., de Winter, R. J., Alexander, J. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Saphenous+vein+graft+failure+after+coronary+artery+bypass+surgery%3A+pathophysiology%2C+management%2C+and+future+directions%5BTitle%5D)+AND+%22Ann+Surg%22%5BJournal%5D)">Saphenous vein graft failure after coronary artery bypass surgery: pathophysiology, management, and future directions.</a> Ann Surg. 257, 824-833 (2013).</li>
<li>Sabik, J. F. <a target="_blank" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/21768550">Understanding saphenous vein graft patency.</a> Circulation. 124 (3), 273-275 (2011).</li>
<li>Owens, C. D., Ho, K. J., Conte, M. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Lower+extremity+vein+graft+failure%3A+a+translational+approach%5BTitle%5D)+AND+%22Vasc+Med%22%5BJournal%5D)">Lower extremity vein graft failure: a translational approach.</a> Vasc Med. 13, 63-74 (2008).</li>
<li>Robertson, K. E., McDonald, R. A., Oldroyd, K. G., Nicklin, S. A., Baker, A. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Prevention+of+coronary+in-stent+restenosis+and+vein+graft+failure%3A+does+vascular+gene+therapy+have+a+role%5BTitle%5D)+AND+%22Pharmacol+Ther%22%5BJournal%5D)">Prevention of coronary in-stent restenosis and vein graft failure: does vascular gene therapy have a role.</a> Pharmacol Ther. 136, 23-34 (2012).</li>
<li>Yla-Herttuala, S., Baker, A. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cardiovascular+Gene+Therapy%3A+Past%2C+Present%2C+and+Future%5BTitle%5D)+AND+%22Mol+Ther%22%5BJournal%5D)">Cardiovascular Gene Therapy: Past, Present, and Future.</a> Mol Ther. 25, 1095-1106 (2017).</li>
<li>Schwartz, L. B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Adenoviral-mediated+gene+transfer+of+a+constitutively+active+form+of+the+retinoblastoma+gene+product+attenuates+neointimal+thickening+in+experimental+vein+grafts%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vasc+Surg%22%5BJournal%5D)">Adenoviral-mediated gene transfer of a constitutively active form of the retinoblastoma gene product attenuates neointimal thickening in experimental vein grafts.</a> J Vasc Surg. (5), 874-881 (1999).</li>
<li>Eefting, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Local+lentiviral+short+hairpin+RNA+silencing+of+CCR2+inhibits+vein+graft+thickening+in+hypercholesterolemic+apolipoprotein+E3-Leiden+mice%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vasc+Surg%22%5BJournal%5D)">Local lentiviral short hairpin RNA silencing of CCR2 inhibits vein graft thickening in hypercholesterolemic apolipoprotein E3-Leiden mice.</a> J Vasc Surg. 50, 152-160 (2009).</li>
<li>Handa, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Adventitial+delivery+of+platelet-derived+endothelial+cell+growth+factor+gene+prevented+intimal+hyperplasia+of+vein+graft%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vasc+Surg%22%5BJournal%5D)">Adventitial delivery of platelet-derived endothelial cell growth factor gene prevented intimal hyperplasia of vein graft.</a> J Vasc Surg. 48 (6), 1566-1574 (2008).</li>
<li>Kloppenburg, G. T., Grauls, G. E., Bruggeman, C. A., Stassen, F. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Adenoviral+activin+A+expression+prevents+vein+graft+intimal+hyperplasia+in+a+rat+model%5BTitle%5D)+AND+%22Interact+Cardiov+Th%22%5BJournal%5D)">Adenoviral activin A expression prevents vein graft intimal hyperplasia in a rat model.</a> Interact Cardiov Th. 8, 31-34 (2009).</li>
<li>Eefting, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+novel+urokinase+receptor-targeted+inhibitor+for+plasmin+and+matrix+metalloproteinases+suppresses+vein+graft+disease%5BTitle%5D)+AND+%22Cardiovasc+Res%22%5BJournal%5D)">A novel urokinase receptor-targeted inhibitor for plasmin and matrix metalloproteinases suppresses vein graft disease.</a> Cardiovasc Res. 88, 367-375 (2010).</li>
<li>Eichstaedt, H. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Gene+transfer+of+COX-1+improves+lumen+size+and+blood+flow+in+carotid+bypass+grafts%5BTitle%5D)+AND+%22J+Surg+Res%22%5BJournal%5D)">Gene transfer of COX-1 improves lumen size and blood flow in carotid bypass grafts.</a> J Surg Res. 161, 162-167 (2010).</li>
<li>Kritz, A. B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+vivo+modulation+of+Nogo-B+attenuates+neointima+formation%5BTitle%5D)+AND+%22Mol+Ther%22%5BJournal%5D)">In vivo modulation of Nogo-B attenuates neointima formation.</a> Mol Ther. 16 (11), 1798-1804 (2008).</li>
<li>Peroulis, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+role+of+ex-vivo+gene+therapy+of+vein+grafts+with+Egr-1+decoy+in+the+suppression+of+intimal+hyperplasia%5BTitle%5D)+AND+%22Eur+J+Vasc+Endovasc%22%5BJournal%5D)">The role of ex-vivo gene therapy of vein grafts with Egr-1 decoy in the suppression of intimal hyperplasia.</a> Eur J Vasc Endovasc. 40, 216-223 (2010).</li>
<li>Kochanek, S., et al. <a target="_blank" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pmc/articles/PMC39129/">A new adenoviral vector: Replacement of all viral coding sequences with 28 kb of DNA independently expressing both full-length dystrophin and b-galactosidase.</a> Proc Natl Acad Sci U S A. 93, 5731-5736 (1996).</li>
<li>Parks, R. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+helper-dependent+adenovirus+vector+system%3A+Removal+of+helper+virus+by+Cre-mediated+excision+of+the+viral+packaging+signal%5BTitle%5D)+AND+%22P+Natl+Acad+Sci+USA%22%5BJournal%5D)">A helper-dependent adenovirus vector system: Removal of helper virus by Cre-mediated excision of the viral packaging signal.</a> P Natl Acad Sci USA. 93, 13565-13570 (1996).</li>
<li>Chen, H. -H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Persistence+in+muscle+of+an+adenoviral+vector+that+lacks+all+viral+genes%5BTitle%5D)+AND+%22P+Natl+Acad+Sci+USA%22%5BJournal%5D)">Persistence in muscle of an adenoviral vector that lacks all viral genes.</a> P Natl Acad Sci USA. 94, 1645-1650 (1997).</li>
<li>Wen, S., Graf, S., Massey, P. G., Dichek, D. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Improved+vascular+gene+transfer+with+a+helper-dependent+adenoviral+vector%5BTitle%5D)+AND+%22Circulation%22%5BJournal%5D)">Improved vascular gene transfer with a helper-dependent adenoviral vector.</a> Circulation. 110, 1484-1491 (2004).</li>
<li>Du, L., Zhang, J., Clowes, A. W., Dichek, D. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Efficient+gene+transfer+and+durable+transgene+expression+in+grafted+rabbit+veins%5BTitle%5D)+AND+%22Hum+Gene+Ther%22%5BJournal%5D)">Efficient gene transfer and durable transgene expression in grafted rabbit veins.</a> Hum Gene Ther. 26, 47-58 (2015).</li>
<li>Channon, K. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Efficient+adenoviral+gene+transfer+to+early+venous+bypass+grafts%3A+comparison+with+native+vessels%5BTitle%5D)+AND+%22Cardiovasc+Res%22%5BJournal%5D)">Efficient adenoviral gene transfer to early venous bypass grafts: comparison with native vessels.</a> Cardiovasc Res. 35, 505-513 (1997).</li>
<li>Flynn, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Expression+of+apolipoprotein+A-I+in+rabbit+carotid+endothelium+protects+against+atherosclerosis%5BTitle%5D)+AND+%22Mol+Ther%22%5BJournal%5D)">Expression of apolipoprotein A-I in rabbit carotid endothelium protects against atherosclerosis.</a> Mol Ther. 19, 1833-1841 (2011).</li>
<li>George, S. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Sustained+Reduction+of+Vein+Graft+Neointima+Formation+by+Ex+Vivo+TIMP-3+Gene+Therapy%5BTitle%5D)+AND+%22Circulation%22%5BJournal%5D)">Sustained Reduction of Vein Graft Neointima Formation by Ex Vivo TIMP-3 Gene Therapy.</a> Circulation. 124, 11 Suppl 135-142 (2011).</li>
<li>Chiu-Pinheiro, C. K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Gene+transfer+to+coronary+artery+bypass+conduits%5BTitle%5D)+AND+%22Ann+Thorac+Surg%22%5BJournal%5D)">Gene transfer to coronary artery bypass conduits.</a> Ann Thorac Surg. 74, 1161-1166 (2002).</li>
<li>Byrom, M. J., Bannon, P. G., White, G. H., Ng, M. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Animal+models+for+the+assessment+of+novel+vascular+conduits%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vasc+Surg%22%5BJournal%5D)">Animal models for the assessment of novel vascular conduits.</a> J Vasc Surg. 52, 176-195 (2010).</li>
<li>Ribichini, F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effects+of+oral+prednisone+after+stenting+in+a+rabbit+model+of+established+atherosclerosis%5BTitle%5D)+AND+%22J+Am+Coll+Cardiol%22%5BJournal%5D)">Effects of oral prednisone after stenting in a rabbit model of established atherosclerosis.</a> J Am Coll Cardiol. 50, 176-185 (2007).</li>
<li>Langheinrich, A. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Quantification+of+in-stent+restenosis+parameters+in+rabbits+by+Micro-CT%5BTitle%5D)+AND+%22Rofo%22%5BJournal%5D)">Quantification of in-stent restenosis parameters in rabbits by Micro-CT.</a> Rofo. 177 (4), 501-506 (2005).</li>
<li>Wacker, B. K., Dronadula, N., Zhang, J., Dichek, D. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Local+Vascular+Gene+Therapy+With+Apolipoprotein+A-I+to+Promote+Regression+of+Atherosclerosis%5BTitle%5D)+AND+%22Arterioscler+Thromb%22%5BJournal%5D)">Local Vascular Gene Therapy With Apolipoprotein A-I to Promote Regression of Atherosclerosis.</a> Arterioscler Thromb. 37, 316-327 (2017).</li>
<li>Zwolak, R. M., Kirkman, T. R., Clowes, A. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Atherosclerosis+in+rabbit+vein+grafts%5BTitle%5D)+AND+%22Arteriosclerosis%22%5BJournal%5D)">Atherosclerosis in rabbit vein grafts.</a> Arteriosclerosis. 9, 374-379 (1989).</li>
<li>Qiang, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Statin+therapy+prevents+expansive+remodeling+in+venous+bypass+grafts%5BTitle%5D)+AND+%22Atherosclerosis%22%5BJournal%5D)">Statin therapy prevents expansive remodeling in venous bypass grafts.</a> Atherosclerosis. 223, 106-113 (2012).</li>
<li>Casa, L. D. C., Ku, D. N. <a target="_blank" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/28441034">Thrombus Formation at High Shear Rates.</a> Annu Rev Biomed Eng. 19, 415-433 (2017).</li>
<li>Chen, C., Coyle, K. A., Hughes, J. D., Lumsden, A. B., Ku, D. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Reduced+blood+flow+accelerates+intimal+hyperplasia+in+endarterectomized+canine+arteries%5BTitle%5D)+AND+%22Cardiovasc+Surg%22%5BJournal%5D)">Reduced blood flow accelerates intimal hyperplasia in endarterectomized canine arteries.</a> Cardiovasc Surg. 5 (2), 161-168 (1997).</li>
<li>Binns, R. L., Ku, D. N., Stewart, M. T., Ansley, J. P., Coyle, K. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Optimal+graft+diameter%3A+effect+of+wall+shear+stress+on+vascular+healing%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vasc+Surg%22%5BJournal%5D)">Optimal graft diameter: effect of wall shear stress on vascular healing.</a> J Vasc Surg. 10, 326-337 (1989).</li>
<li>Oka, K., Mullins, C. E., Kushwaha, R. S., Leen, A. M., Chan, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Gene+therapy+for+rhesus+monkeys+heterozygous+for+LDL+receptor+deficiency+by+balloon+catheter+hepatic+delivery+of+helper-dependent+adenoviral+vector%5BTitle%5D)+AND+%22Gene+Ther%22%5BJournal%5D)">Gene therapy for rhesus monkeys heterozygous for LDL receptor deficiency by balloon catheter hepatic delivery of helper-dependent adenoviral vector.</a> Gene Ther. 22, 87-95 (2015).</li>
<li>Miyake, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Prevention+of+neointimal+formation+after+angioplasty+using+nuclear+factor-kappaB+decoy+oligodeoxynucleotide-coated+balloon+catheter+in+rabbit+model%5BTitle%5D)+AND+%22Circ+Cardiovasc+Interv%22%5BJournal%5D)">Prevention of neointimal formation after angioplasty using nuclear factor-kappaB decoy oligodeoxynucleotide-coated balloon catheter in rabbit model.</a> Circ Cardiovasc Interv. 7, 787-796 (2014).</li>
<li>Chorny, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Site-specific+gene+delivery+to+stented+arteries+using+magnetically+guided+zinc+oleate-based+nanoparticles+loaded+with+adenoviral+vectors%5BTitle%5D)+AND+%22FASEB+J%22%5BJournal%5D)">Site-specific gene delivery to stented arteries using magnetically guided zinc oleate-based nanoparticles loaded with adenoviral vectors.</a> FASEB J. 27, 2198-2206 (2013).</li>
<li>Hoshino, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Three+catheter-based+strategies+for+cardiac+delivery+of+therapeutic+gelatin+microspheres%5BTitle%5D)+AND+%22Gene+Ther%22%5BJournal%5D)">Three catheter-based strategies for cardiac delivery of therapeutic gelatin microspheres.</a> Gene Ther. 13, 1320-1327 (2006).</li>
<li>Nouri, F., Sadeghpour, H., Heidari, R., Dehshahri, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Preparation%2C+characterization%2C+and+transfection+efficiency+of+low+molecular+weight+polyethylenimine-based+nanoparticles+for+delivery+of+the+plasmid+encoding+CD200+gene%5BTitle%5D)+AND+%22Int+J+Nanomed%22%5BJournal%5D)">Preparation, characterization, and transfection efficiency of low molecular weight polyethylenimine-based nanoparticles for delivery of the plasmid encoding CD200 gene.</a> Int J Nanomed. , 5557-5569 (2017).</li>
<li>Jia, S. F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Eradication+of+osteosarcoma+lung+metastases+following+intranasal+interleukin-12+gene+therapy+using+a+nonviral+polyethylenimine+vector%5BTitle%5D)+AND+%22Cancer+Gene+Ther%22%5BJournal%5D)">Eradication of osteosarcoma lung metastases following intranasal interleukin-12 gene therapy using a nonviral polyethylenimine vector.</a> Cancer Gene Ther. , 260-266 (2002).</li>
<li>Morishita, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intimal+hyperplasia+after+vascular+injury+is+inhibited+by+antisense+cdk+2+kinase+oligonucleotides%5BTitle%5D)+AND+%22J+Clin+Invest%22%5BJournal%5D)">Intimal hyperplasia after vascular injury is inhibited by antisense cdk 2 kinase oligonucleotides.</a> J Clin Invest. 93, 1458-1464 (1994).</li>
</ol>

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Kluczowe kroki w tym protokole obejmują postępowanie ze znieczuleniem, antykoagulację, chirurgiczną manipulację tętnicy/przeszczepionej żyły oraz pomiary hemodynamiczne przeszczepionej żyły. Właściwe postępowanie ze znieczuleniem ma kluczowe znaczenie w tym modelu chirurgii wielokrotnego przeżycia, który obejmuje dwie stosunkowo długie operacje (zwykle 3-3,5 godziny w przypadku obustronnego przeszczepu żyły i 1,5-2,5 godziny w przypadku obustronnej transdukcji przeszczepu). Podaliśmy znieczulenie zarówno przez nos, jak i...

Miażdżyca jest przewlekłą chorobą zapalną, w której nagromadzenie lipidów i stan zapalny w ścianie naczynia krwionośnego prowadzą do zwężenia światła naczynia, zawałów serca, udarów i utraty kończyn1,2. Interwencje przezskórne (np. angioplastyka i stentowanie) oraz terapia medyczna (np. statyny i leki przeciwpłytkowe) są użytecznymi metodami leczenia miażdżycy; Często jednak są nieskuteczne w leczeniu ciężkiej choroby obturacyjnej zarówno w krążeniu wieńcowym, jak i obwodowym. Przeszczep pomostowy, przy użyciu autogennych odcinków żyły, pozostaje powszechną procedurą leczenia pacjentów z ciężką, rozlaną chorobą wieńcową i obwodową chorobą naczyniową3,4. Jednak przeszczepy żył umieszczone zarówno w krążeniu wieńcowym, jak i obwodowym mają słabe wskaźniki drożności długoterminowej. W krążeniu wieńcowym około 10-20% przeszczepów żył jest niedrożnych po 1 roku, a 50% jest niedrożnych po 10 latach5,6. W krążeniu obwodowym odsetek niepowodzeń przeszczepów żył wynosi 30-50% po 5 latach7.
Terapia genowa jest atrakcyjnym podejściem do zapobiegania niewydolności przeszczepu żyły, ponieważ może dostarczyć terapeutyczny produkt genowy dokładnie w miejscu choroby. W związku z tym w licznych badaniach przedklinicznych przetestowano terapię genową przeszczepu żyłowego8,9. Jednak zasadniczo wszystkie te badania badały skuteczność we wczesnych punktach czasowych (2-12 tygodni)10,11,12,13,14,15,16,17. Nie znamy żadnych dowodów na to, że interwencje terapii genowej mogą zapewnić trwałą (wieloletnią) ochronę przed niewydolnością przeszczepu żyły, która zwykle wynika z przerostu neointimy i miażdżycy4. Opracowaliśmy metodę, która pozwala na trwałą ekspresję transgenu w przeszczepionych żyłach, a tym samym umożliwia testowanie interwencji terapii genowej zarówno w późnych, jak i wczesnych punktach czasowych. Aby osiągnąć trwałą ekspresję transgenu, metoda obejmuje wektory HDAd i strategię opóźnionej transdukcji. Wektory HDAd zapewniają przedłużoną ekspresję transgenu, ponieważ brakuje im genów wirusowych, co uniemożliwia rozpoznawanie (i odrzucanie) transdukowanych komórek przez układ odpornościowy18,19,20,21. Opóźniona transdukcja (wykonywana 28 dni po umieszczeniu przeszczepu) zapobiega utracie transdukowanych komórek podczas procesu tętniczenia, który następuje wcześnie po przeszczepie22.
Inne metody, które osiągają terapeutyczną ekspresję transgenu w ścianie przeszczepu żyłowego, polegają na transdukcji przeszczepu żyłowego w momencie wszczepienia przeszczepu10,11,12,15,16,17. Przy pomiarze szeregowym, ekspresja transgenu przy użyciu tego podejścia szybko spada po transdukcji22,23. W związku z tym w badaniach z zastosowaniem tego podejścia nie oceniano skuteczności po upływie 12 tygodni od przeszczepu żyły, przy czym większość z nich nie oceniała skuteczności po upływie 4 tygodni. W przeciwieństwie do tego, nasza metoda osiąga ekspresję transgenu przeszczepu żyłowego, która utrzymuje się stabilnie przez co najmniej 24 tygodnie i - w oparciu o podobne badania przeprowadzone w tętnicach - prawdopodobnie trwa znacznie dłużej22,24. Nie znamy żadnej innej interwencji w terapii genowej przeszczepu żyły, która osiągałaby stabilną ekspresję transgenu w tym czasie.
Użyliśmy modelu królika do opracowania naszej metody. Inni używali gryzoni, królików lub większych zwierząt do testowania terapii genowej przeszczepów żył10,11,12,15,16,17,25,26. W porównaniu z modelami gryzoni króliki są droższe i podlegają bardziej rygorystycznym wymogom regulacyjnym. Jednak w porównaniu z większymi zwierzętami (np. świniami i psami), króliki są znacznie tańsze w zakupie i trzymaniu w domu oraz znacznie łatwiejsze w obsłudze. Co więcej, naczynia królików przypominają fizjologicznie naczynia ludzkie27, są na tyle duże, że mogą być używane do testowania interwencji przezskórnych28,29, i dostarczają wystarczającą ilość tkanki, aby można było zbadać wiele punktów końcowych (np. histologia, białko, RNA) przy użyciu pojedynczej próbki naczynia krwionośnego22,30. Ponadto, gdy króliki z przeszczepami żył są karmione dietą wysokotłuszczową, rozwija się u nich miażdżyca przeszczepów żylnych31,32, co jest częstą przyczyną niewydolności przeszczepu żyły pomostowania tętnic wieńcowych4,5. Te miażdżycowe przeszczepy żył królika mogą służyć jako podłoże do testowania interwencji terapii genowej dostarczanych tą metodą. Dostarczony protokół może pomóc badaczom w opanowaniu umiejętności technicznych wymaganych do osiągnięcia trwałej ekspresji transgenu w przeszczepach żył królika.

<table><tbody><tr><td>Jednorazówki</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>3mL strzykawka z igłą 24G</td><td>Becton Dickinson</td><td>309571</td><td>2x do operacji przeszczepu żyły; 2x do transferu genów&nbsp; chirurgii</td></tr><tr><td>1 ml strzykawka z igłą 27G</td><td>Becton Dickinson</td><td>309623</td><td>2x do operacji przeszczepu żył, 5x do operacji transferu genów</td></tr><tr><td>Igła 19G</td><td>Becton Dickinson</td><td>305187</td><td>Gene chirurgia</td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>transferowa Strzykawka 20 mL, luer lock</td><td>Cewniki Nipro Medical Corp</td><td>JD+20L</td><td></td></tr><tr><td>, 24Ga x 3/4"</td><td>Terumo Medical Products</td><td>SROX2419V</td><td></td></tr><tr><td>igła 21G</td><td>Becton Dickinson</td><td>305165</td><td>Chirurgia transferu genów oraz do strzykawki 20 ml z soli fizjologicznej</td></tr><tr><td>Gaza 4" x 4"</td><td>Dynarex</td><td>3242</td> <td>~ 10-15 na operację</td></tr><tr><td>3-0 jedwabny szew</td><td>Covidien Ltd.</td><td>S-244</td><td></td></tr><tr><td>5-0 szew jedwabny</td><td>Covidien Ltd.</td><td>S-182</td><td></td></tr><tr><td>7-0 szew polipropylenowy</td><td>CP Medical</td><td>8703P</td><td>Chirurgia przeszczepu żył</td></tr><tr><td>7-0 szew polipropylenowy</td><td>CP Medical</td><td>8648P</td><td>Chirurgia transferu genów</td></tr><tr><td>5-0 szew kwasu poliglikolowego</td><td>CP Medical</td><td>421A</td><td></td></tr><tr><td>3-0 szew z kwasem poliglikolowym</td><td>CP Medical</td><td>398A</td><td></td></tr><tr><td>Waciki nasączone alkoholem</td><td>Covidien Ltd.</td><td>6818</td><td>Do umieszczania dożylnie</td></tr><tr><td>zatyczki cewnika</td><td>Vetoquinol</td><td>411498</td><td></td></tr><tr><td>Ketamina HCl, 100 mg / ml</td><td>Vedco Inc.</td><td></td><td></td>5098916106</tr><tr><td>Ksylazyna, 100 mg/ml</td><td>Akorn Inc.</td><td>4821</td><td></td></tr><tr><td>Lidokaina, 20 mg/ml</td><td>Pfizer</td><td>409427702</td><td></td></tr><tr><td>Marcaine 0,5%</td> <td>Pfizer</td><td>409161050</td><td></td></tr><tr><td>Beuthanasia D-Special</td><td>Intervet Inc.</td><td>NDC 00061047305</td><td>Tylko chirurgia Harvest</td></tr><tr><td>Buprenorfina HCl, 0,3 mg/ml</td><td>Patterson Veterinary</td><td>12496075705</td><td></td></tr><tr><td>Sól fizjologiczna dożylna, 0,9% chlorek sodu</td><td>Baxter</td><td>2B1309</td><td></td></tr><tr><td>Heparyna&nbsp; (5000 U/ml)</td><td>APP Pharmaceuticals</td><td>NDC 63323-047-10</td><td></td></tr><tr><td>Papaweryna (3,5 mg / ml)</td> <td>American Reagent Inc.</td><td>NDC 0517-4002-25</td><td>Rozcieńczony z 30 mg/ml zapasu; Stosować maksymalnie 1 ml</td></tr><tr><td>plastra z fentanylem, 25 mcg/h</td><td>Apotex Corp.</td><td>NDC 60505-7006-2</td><td></td></tr><tr><td>Izofluran</td><td>Wielu dostawców</td><td>Numer katalogowy niedostępny</td><td></td></tr><tr><td>&nbsp; Wektor</td><td></td><td></td> wirusowy <td>Tylko chirurgia transferu genów</td></tr><tr><td>< silne>Instrumenty chirurgiczne</mocne></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Metzenbaum uchwyt igły 7" prosty</td><td>Roboz</td><td>RS-7900</td><td></td></tr><tr><td>Nożyczki operacyjne 6,5" proste /</td><td>Roboz</td><td>RS-6828</td><td></td></tr><tr><td>Uchwyt igły / nożyczki do szwów</td><td>Miltex</td><td>8-14-IMC</td><td></td></tr><tr><td>Nożyczki Castroviejo</td><td>Roboz</td><td>RS-5658</td><td></td></tr><tr><td>Uchwyt na igłę Castroviejo, 5,75" prosty z zamkiem</td><td>Nożyczki Roboz</td><td>RS-6412</td><td></td></tr><tr><td>Stevens 4,25" zakrzywione/</td><td>Roboz</td><td>RS-5943</td><td></td></tr><tr><td>Retraktor Alm 4" 4X4 5mm zęby</td><td>Roboz</td><td>RS-6514</td><td>2x</td></tr><tr><td>Zacisk do ręczników Backhaus 3,5"</td><td>Roboz</td><td></td><td>4x</td></tr><tr><td>Kleszczyki do ustawiania mikroklipsów 4,75"</td><td>Roboz</td><td>RS-6496</td><td></td></tr><tr><td>Mikroklipsy naczyniowe, 11 mm</td><td>Roboz</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Surg-I-Loop</td><td>Scanlan International</td><td>1001-81M Kleszcze</td> Bonaccolto <td>o długości 5 cm</td></tr><tr><td>, 4" (10 cm) długie podłużne ząbki, końcówka ząbkowana krzyżowo, szerokość końcówki 1,2 mm</td> Kleszcze <td>Roboz</td><td>RS-5210</td><td></td></tr><tr><td>Dumont #3 Rozmiar końcówki Inox .17 i razy; .10 mm</td><td>Kleszcze</td> Graefe Roboz <td>RS-5042</td><td></td></tr>, <tr><td>4" (10 cm) długości ząbkowane proste, końcówka 0,8 mm</td><td>Roboz</td><td>RS-5280</td><td></td></tr><tr><td>Kleszczyki do komarów Halstead,&nbsp; 5" proste, końcówki 1,3 mm</td><td>Roboz</td><td>RS-7110</td><td>2x</td></tr><tr><td>kleszczyki do komarów Halstead,&nbsp; 5" zakrzywione, końcówki 1,3 mm</td><td>Roboz</td><td>RS-7111</td><td></td></tr><tr><td>Kleszczyki do komarów Jacobson 5" zakrzywione bardzo delikatne, końcówki 0,9 mm</td><td>Roboz</td><td>RS-7117</td><td></td></tr><tr><td>Kleszcze Kantrowitza, 7,25" 90 stopni delikatne, końcówki 1,7 mm</td><td>Roboz</td><td>RS-7305</td><td></td></tr><tr><td>Kleszczyki do tkanek 5", 1X2 zęby, szerokość końcówki 2 mm</td><td>Roboz</td><td>RS-8162</td><td></td></tr><tr><td>Kleszcze Allis-Baby, 12 cm, 4x5 zębów, szerokość końcówki 3 mm</td><td>Fine Science Tools</td><td>11092-12</td><td>2x</td></tr><tr><td>kleszcze Adson, 12 cm, ząbkowane, proste</td><td>Fine Science Tools</td><td>11006-12</td><td></td></tr><tr><td>Rękojeść i elektroda do elektrochirurgii weterynaryjnej</td><td>MACAN Manufacturing</td><td>HPAC-1; R-F11</td><td></td></tr><tr><td>Sprzęt do sali operacyjnej</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Cyrkulacyjny koc i pompa ciepłej wody</td><td>Wielu dostawców</td><td>Numer katalogowy niedostępny</td><td></td></tr><tr><td>Jednostka grzewcza Bair hugger</td> Pompa infuzyjna <td>3M</td><td>Model 505</td><td></td></tr><tr><td>IV</td><td>Heska</td><td>Vet IV 2.2</td><td></td></tr><tr><td>Waporyzator i zmiatacz izofluranu</td><td>Wielu dostawców</td><td>Numer katalogowy niedostępny</td><td></td></tr><tr><td>Wieloparametrowy monitor weterynaryjny</td><td>Surgivet Surgivet</td><td>Advisor</td><td></td></tr><tr><td>Weterynaryjny agregat elektrochirurgiczny</td><td>MACAN Produkcja</td><td>MV-9</td><td></td></tr><tr><td>Mikroskop chirurgiczny</td><td>D.F. Vasconcellos</td><td>M900</td><td>25-krotne powiększenie do chirurgii przeszczepów żył; 16-krotne powiększenie do operacji transferu genów</td></tr></tbody></table>

króliczy model trwałej ekspresji transgenu w przeszczepach interpozycji żyły szyjnej do tętnicy szyjnej wspólnej

A Rabbit Model of Durable Transgene Expression in Jugular Vein to Common Carotid Artery Interposition Grafts

Operacja pomostowania przeszczepu żył jest powszechnym sposobem leczenia choroby tętnic okluzyjnych; jednak długoterminowy sukces jest ograniczony przez niepowodzenie przeszczepu z powodu zakrzepicy, przerostu błony wewnętrznej i miażdżycy. Celem tego artykułu jest zademonstrowanie metody umieszczania obustronnych przeszczepów żylnych u królika, a następnie transdukcji przeszczepów za pomocą wektora transferu genów, który osiąga trwałą ekspresję transgenu. Metoda pozwala na badanie biologicznych ról genów i ich produktów białkowych w prawidłowej homeostazie przeszczepu żyłowego. Pozwala również na testowanie transgenów pod kątem czynności, które mogą zapobiec niewydolności przeszczepu żyły, np. czy ekspresja transgenu zapobiega wzrostowi nowozetówki, zmniejsza stan zapalny naczyń krwionośnych lub zmniejsza miażdżycę u królików karmionych dietą wysokotłuszczową. Podczas początkowej operacji przeżycia odcinki prawej i lewej żyły szyjnej zewnętrznej są wycinane i umieszczane obustronnie jako odwrócone przeszczepy interpozycji tętnicy szyjnej wspólnej od końca do boku. Podczas drugiej operacji przeżycia, wykonywanej 28 dni później, każdy z przeszczepów jest izolowany z krążenia za pomocą klipsów naczyniowych, a światła są wypełniane (poprzez arteritomię) roztworem zawierającym wektor adenowirusowy zależny od pomocnika (HDAd). Po 20-minutowej inkubacji roztwór wektora jest odsysany, arteriotomia jest naprawiana i przywracany jest przepływ. Żyły są pobierane w punktach czasowych podyktowanych indywidualnymi protokołami eksperymentalnymi. 28-dniowe opóźnienie między wszczepieniem przeszczepu a transdukcją jest konieczne, aby zapewnić adaptację przeszczepu żyły do krążenia tętniczego. Ta adaptacja pozwala uniknąć szybkiej utraty ekspresji transgenu, która występuje w przeszczepach żylnych transdukowanych przed lub bezpośrednio po przeszczepie. Wyjątkowość tej metody polega na zdolności do osiągania trwałej, stabilnej ekspresji transgenu w przeszczepionych żyłach. W porównaniu z innymi dużymi modelami przeszczepów żył zwierzęcych, króliki mają zalety niskiego kosztu i łatwej obsługi. W porównaniu z modelami przeszczepów żył gryzoni, króliki mają większe i łatwiejsze do manipulowania naczynia krwionośne, które dostarczają obfitej tkanki do analizy.

Biegłość techniczna nowego operatora musi zostać zweryfikowana, zanim operator będzie mógł wykorzystać tę metodę do generowania danych eksperymentalnych. Pierwszym kamieniem milowym, który nowy operator musi osiągnąć, jest zapewnienie stałej drożności przeszczepów żylnych zarówno po pierwotnej operacji przeszczepienia żyły, jak i po późniejszej operacji transdukcji opóźnionej. Pożądanym i osiągalnym wynikiem jest drożność przekraczająca 90% po każdym z zabiegów chirurgicznych. Drożność mo...

Ta metoda opisuje umieszczanie przeszczepów żył interpozycyjnych u królików, transdukcję przeszczepów i osiągnięcie trwałej ekspresji transgenu. Pozwala to na badanie fizjologicznych i patologicznych ról transgenów i ich produktów białkowych w przeszczepionych żyłach oraz testowanie terapii genowych w chorobach przeszczepów żył.

Króliczy model trwałej ekspresji transgenu w przeszczepach interpozycji żyły szyjnej do tętnicy szyjnej wspólnej

Vein graft bypass surgery is a common treatment for occlusive arterial disease; however, long-term success is limited by graft failure due to thrombosis, ...

Metoda ta może odpowiedzieć na kluczowe pytania dotyczące patogenezy niewydolności przeszczepu żyły. Na przykład może zidentyfikować mediatory niepowodzenia przeszczepu i przetestować strategie mające na celu zapobieganie niepowodzeniu przeszczepu. Główną zaletą tej techniki jest jej zdolność do uzyskania trwałej, stabilnej ekspresji transgenu w śródbłonku przeszczepu żyły.Po znieczuleniu królika zgodnie z protokołem tekstowym należy ogolić zwierzę od wcięcia mostka do krawędzi żuchwy. Po zakończeniu operacji chirurgicznej użyj elektrokoagulacji, aby przeciąć skórę wzdłuż linii środkowej między wcięciem mostka a żuchwą, o długości około siedmiu do dziewięciu centymetrów. Następnie przymocuj zaciski do ręczników, aby utrzymać otwarte nacięcie.Tępo rozetnij pod powięzią wzdłuż całej linii środkowej. Następnie użyj elektrokoagulacji, aby przeciąć rozciętą warstwę powięziową wzdłuż linii środkowej. Następnie, zaczynając od prawej strony, rozkrój mięsień gnykowy mostka pokrywający tchawicę i mięsień mostkowy, aby odsłonić tętnicę szyjną wspólną.Następnie ostrożnie wypreparuj od czterech do pięciu centymetrów odcinek tętnicy szyjnej wspólnej i jej większe odgałęzienia wolne od otaczających tkanek. Użyj szwów jedwabnych 5-0, aby podwiązać większe gałęzie wspólnej tętnicy szyjnej przed przecięciem każdej gałęzi dystalnie do szwu. Po powtórzeniu sekcji na lewej tętnicy szyjnej wspólnej, użyj kleszczy przytrzymujących tkanki, aby tymczasowo zamknąć warstwę tkanki podskórnej.Następnie wypreparuj powięź powierzchowną ze skóry po prawej stronie, aż do odsłonięcia zewnętrznej żyły szyjnej. Wypreparuj od czterech do pięciu centymetrów odcinka żyły szyjnej zewnętrznej i uwolnij jej gałęzie od otaczającej tkanki. Użyj jedwabnych szwów 5-0, aby podwiązać gałęzie, a następnie odetnij gałęzie.Następnie podwiązać izolowaną żyłę na obu końcach, przeciąć koniec czaszki i przepłukać światło heparynizowaną solą fizjologiczną. Aby przeprowadzić przeszczep żyły, użyj klipsa naczyniowego, aby zacisnąć prawą tętnicę szyjną wspólną na końcu czaszki izolowanego segmentu. Następnie umieść klips naczyniowy na końcu ogonowym.Teraz wykonaj arteriotomię ogonową tylko czaszką do zacisku ogonowego o długości równej średnicy czaszkowego końca odcinka żyły. Następnie wprowadzić cewnik dożylny połączony ze strzykawką z heparynizowaną solą fizjologiczną przez tętnicę ogonową i przepłukać światło tętnicy szyjnej. Płyn wydostanie się przez arteriotomię.Wracając do żyły szyjnej, wytnij żyłę i połóż ją obok tętnicy szyjnej. Za pomocą pojedynczych szwów z polipropylenu 7-0 zszyć ogonowy koniec arteriotomii ogonowej do czaszkowego końca odcinka żyły. Następnie umieść drugi ścieg o 180 stopni od pierwszego ściegu, aby zszyć krawędź czaszki tętnicy ogonowej do czaszkowego końca odcinka żyły.Umieść trzeci ścieg w punkcie w równej odległości od pierwszych dwóch ściegów po bocznej stronie zespolenia. Następnie umieść czwarty ścieg po przyśrodkowej stronie zespolenia w równej odległości od pierwszych dwóch ściegów i naprzeciwko trzeciego ściegu. Umieść cztery dodatkowe ściegi między każdym ze ściegów od jednego do czterech.Wykonaj arteriotomię czaszki po ogonowej stronie dystalnego klipsa. Odległość między czaszkowym końcem arteriotomii czaszkowej a ogonowym końcem arteriotomii ogonowej powinna być taka sama jak długość odcinka żyły. Długość arteriotomii czaszki jest równa średnicy ogonowego końca odcinka żyły.Gdy żyła jest przedłużona czaszkowo od zespolenia wzdłuż tętnicy szyjnej, upewnij się, że żyła nie jest skręcona. Następnie użyj heparynizowanego soli fizjologicznej, aby przepłukać tętnicę szyjną i żyłę przez tętnicę czaszkową. Następnie umieść pierwszy ścieg, aby zszyć ogonowy koniec arteriotomii czaszki do ogonowego końca odcinka żyły.Następnie umieść drugi ścieg o 180 stopni od pierwszego ściegu, aby zszyć krawędź czaszki arteriotomii czaszki do ogonowego końca odcinka żyły. Wykonaj zespolenie, jak pokazano wcześniej w filmie. Tymczasowo zwolnij klips czaszkowy, aby przeszczep żyły wypełnił się krwią i delikatnie uciskaj suchą gazą, aby zatrzymać krwawienie.Powtarzaj ten krok, aż zespolenie przestanie krwawić. Następnie usuń zaciski czaszkowe i ogonowe. Użyj gazy, aby zatamować dodatkowe krwawienie w zespoleniach.Użyj jedwabnego szwu 3-0, aby podwiązać oba końce wspólnego odcinka tętnicy szyjnej między zespoleniami. Następnie podziel tętnicę szyjną w połowie między ligatury. W przeszczepie żyły należy zaobserwować energiczne pulsacje.Powtórz umieszczenie przeszczepu żyły po lewej stronie. Za pomocą szwu 5-0 PGA zamknij tkankę podskórną ciągłym wzorem. Następnie użyj szwu 3-0 PGA, aby zamknąć skórę wzorem śródskórnym i zakopać węzły na obu końcach.Przeprowadzić opiekę pooperacyjną i USG przezskórne zgodnie z protokołem tekstowym. Aby przeprowadzić operację transferu genów, należy ostrożnie odizolować prawy przeszczep żyły, w tym 1,5 do dwóch centymetrów tętnicy szyjnej przylegającej do przeszczepu zarówno po stronie czaszki, jak i ogona. Powtórz sekcję po lewej stronie w ten sam sposób.Użyj zwykłej soli fizjologicznej, aby wypełnić jamę rany operacyjnej po prawej stronie, aby umożliwić transmisję fal dźwiękowych. Podłącz dwumilimetrową sondę przepływu okołonaczyniowego do przepływomierza objętościowego i zanurz sondę w soli fizjologicznej w jamie rany. Ustaw natężenie przepływu na zero.Umieść sondę przepływu wokół tętnicy szyjnej, ogonowej lub czaszkowej do przeszczepu żyły. Następnie użyj elektronicznego systemu akwizycji danych, aby zarejestrować dane z sondy przepływu. Po wstrzyknięciu heparyny królikowi przez cewnik dożylny i przepłukaniu go solą fizjologiczną, użyj klipsa naczyniowego, aby zacisnąć tętnicę szyjną wspólną na końcu czaszki przeszczepu żyły.A następnie przyłóż drugi klips do tętnicy szyjnej około 10 milimetrów ogonowo do zespolenia ogonowego, aby pozostawić miejsce na arteriotomię. Następnie umieść luźno dwie jedwabne opaski wokół tętnicy szyjnej tuż doogonowo do przeszczepu żyły. Następnie za pomocą wcześniej przygotowanej igły wygiętej w rozmiarze 21 nakłuć szyję ogonową do przeszczepu i tylko czaszkę do klipsa naczyniowego ogonowego.Przesuń igłę do światła w przód iw tył dwukrotnie, aby upewnić się, że światło jest czyste. Następnie ostrożnie wyjmij igłę. Po przygotowaniu strzykawki i cewnika dożylnego z DMEM zgodnie z protokołem tekstowym, włóż go do arteriotomii tętnicy szyjnej wspólnej do punktu zgięcia i przemyj światło przeszczepu żyły, wypełniając je dwukrotnie 0,5 mililitra DMEM.Usuń DMEM z przeszczepu, używając palca w rękawiczce, aby lekko docisnąć czaszkowy koniec przeszczepu. Następnie ostrożnie przesuń palec wzdłuż przeszczepu w kierunku ogonowego końca przeszczepu, aby wypłukać zawartość światła przez arteriotomię. Wyjąć strzykawkę DMEM z cewnika, pozostawiając cewnik w naczyniu.Podłączyć strzykawkę zawierającą roztwór wirusa, upewniając się, że powietrze nie dostało się do cewnika. Przesuń luźno zawiązane jedwabne opaski w dół tętnicy, aż znajdą się wokół końcówki cewnika, ale nie zaciskaj ich. Wlej 0,03 mililitra roztworu wirusa, aby wypchnąć pozostały DMEM z cewnika.Następnie za pomocą palca usuń cały płyn ze światła przeszczepu żyły, delikatnie naciskając od czaszki do ogona. Zaciśnij dwie opaski wokół tętnicy i końcówki cewnika, aby uszczelnić światło. Następnie wlej roztwór wirusa, aż żyła zostanie rozdęta.Delikatnie położyć strzykawkę na gnieździe z gazy. Po 20 minutach za pomocą pustej strzykawki delikatnie zassać roztwór zawierający wirusa z przeszczepu, aż naczynie się zapadnie. Wyjąć strzykawkę, pozostawiając cewnik na miejscu.Następnie odetnij i rozwiąż jedwabne szwy i wyjmij cewnik z naczynia. Teraz użyj nici polipropylenowej 7-0 we wzorze X, aby zamknąć arteriotomię. Następnie delikatnie pociągnij końce szwów i zwiąż je ze sobą dwoma kwadratowymi węzłami.Po przywróceniu przepływu krwi w przeszczepie żyły prawej zgodnie z opisem w protokole tekstowym, należy powtórzyć wlew wirusa po lewej stronie. Aby pobrać transdukowane przeszczepy, należy wypreparować przeszczepy żył i tętnice szyjne wspólne oraz dokonać pomiarów przepływu zarówno po lewej, jak i prawej stronie, jak pokazano wcześniej. Użyj jedwabnego szwu 3-0, aby podwiązać prawą tętnicę szyjną wspólną czaszki do przeszczepu.Następnie użyj jedwabnego szwu 3-0, aby podwiązać ogon szyjny do przeszczepu. Wyciąć przeszczep żyły prawej, dzieląc sąsiednią tętnicę szyjną między każdym z podwiązaniami i sąsiednim zespoleniem. Następnie usuń przeszczep żyły od królika i użyj soli fizjologicznej, aby przepłukać światło.Pierwszym kamieniem milowym, który musi osiągnąć nowy operator, jest stała drożność przeszczepu żyły zarówno po początkowej operacji przeszczepu żyły, jak i późniejszej operacji opóźnionej transdukcji. Gdy przeszczep żyły jest opatentowany, badanie ultrasonograficzne ujawni duże naczynie krwionośne z energicznym przepływem krwi od ogona do czaszki. Przeszczepy zostały pobrane trzy dni po transdukcji, pocięte na sekcje i wybarwione X-galem.Obrazowanie powierzchni luminalnych typu en-face wykazało przeszczepy żył z wydajną transdukcją i słabą transdukcją. Jak pokazano na tym wykresie, poziomy mRNA beta galaktozydazy w przeszczepach żylnych transdukowanych przez nowego operatora nie różniły się znacząco od poziomów mRNA beta galaktozydazy w przeszczepach żyłowych transdukowanych przez doświadczonego operatora. Podczas wykonywania tego protokołu należy pamiętać o odwróceniu przeszczepu żyły czaszkowej do ogonowej przed zaciągnięciem zespolenia.Jest to konieczne, aby uniknąć utrudnienia przepływu krwi przez bolus żylny. Po opanowaniu operacji tych można wykonać w ciągu około trzech godzin w przypadku procedury przeszczepu żyły, dwóch godzin w przypadku procedury transferu genów przeszczepu żyły i 45 minut w przypadku procedury pobrania. Nie zapominaj, że ponieważ protokół ten wymaga pracy z wektorami wirusowymi i ostrymi przedmiotami, należy przestrzegać odpowiednich procedur bezpieczeństwa biologicznego i ostrych narzędzi.

a-rabbit-model-durable-transgene-expression-jugular-vein-to-common

Research

JoVE Journal

Medicine

Medycyna

Hiperplazja neointimy jest główną przyczyną zwężenia w żyłach arteryalizowanych. Proponujemy nowy protokół, w którym żyła zewnętrzna szyjna prawa jest przeszczepiana z wykorzystaniem techniki mankietowej do tętnicy szyjnej wspólnej u szczurów Sprague Dawley. Przeżywalność w momencie uśmiercenia zwierząt wynosiła 100 %.

Szkolenie z zaawansowanej techniki mikrosurgicalnej: Interpozycja przeszczepu z żyły szyjnej zewnętrznej w tętnicy szyjnej wspólnej u szczurów

W tym filmie demonstrujemy procedurę chirurgicznego pobrania odcinka żyły szyjnej z modelu królika. Wycięty segment może być używany jako autologiczny przeszczep żyły do badania przerostu błony wewnętrznej, który rozwija się z powodu ciśnienia tętniczego krwi.

Pobranie przeszczepu żyły szyjnej od modelu królika: zabieg chirurgiczny polegający na wycięciu odcinka żyły szyjnej królika do badań ex vivo

Ten film pokazuje interpozycję tętnicy szyjnej królika z żyłą szyjną w celu wywołania przerostu żył wewnętrznych poprzez poddanie żył ciśnieniu tętniczemu. Model ten pomoże w badaniu interwencji molekularnych i genetycznych w celu osłabienia progresji przerostu błony wewnętrznej po operacjach rewaskularyzacji.

Interpozycja tętnicy szyjnej i żyły szyjnej: technika wywoływania przerostu żylnej błony wewnętrznej w modelu królika

Ta metoda polega na wprowadzeniu transgenu do śródbłonka tętnic szyjnych królika. Wprowadzenie transgenu pozwala na ocenę biologicznej roli produktu transgenu zarówno w normalnych tętnicach, jak i w modelach chorobowych. Metoda jest również przydatna do pomiaru aktywności sekwencji regulatorowych DNA.

In vivo (in vivo) Transfer genów do śródbłonka tętnicy szyjnej wspólnej królika

Obecny protokół ma na celu eksperymentalne stworzenie przerostu żył wewnętrznych poprzez poddanie żył działaniu ciśnienia krwi tętniczej w celu opracowania strategii osłabienia przerostu żył wewnętrznych po operacji rewaskularyzacji za pomocą przeszczepów żyłowych.

Model wstawiania żył królika naśladujący operację rewaskularyzacji przy użyciu przeszczepów żył do oceny przerostu błony wewnętrznej pod ciśnieniem tętniczym krwi

Odpowiedni model zwierzęcy jest potrzebny do zrozumienia mechanizmów patologicznych leżących u podstaw zwężenia zastawki aortalnej (AVS) i oceny skuteczności interwencji terapeutycznych. Niniejszy protokół opisuje nową procedurę opracowywania modelu królika AVS poprzez bezpośrednie uszkodzenie balonu in vivo.

Model zwężenia zastawki aortalnej królika wywołany bezpośrednim uszkodzeniem balonu

Tutaj przedstawiono protokół implantacji przeszczepu naczyniowego z wykorzystaniem inżynierii tkankowej do tętnicy szyjnej myszy za pomocą techniki mankietowej, dostarczając odpowiedniego modelu zwierzęcego do badania mechanizmów regeneracji tkanki naczyniowej.

Implantacja przeszczepu naczyniowego z wykorzystaniem inżynierii tkankowej w tętnicy szyjnej myszy za pomocą techniki mankietowej

Przybywa dowodów na to, że przeciwwarunkowanie niedokrwienne (PC) – nieuszkadzający bodziec niedokrwienny dla mózgu – zapewnia przejściową ochronę przed następującym po nim uszkadzającym niedokrwieniem. Zastosowaliśmy obustronną okluzję wspólnej tętnicy szyjnej (BCCAO) jako bodziec przeciwwarunkujący w celu wywołania wczesnej tolerancji na niedokrwienie (IT) w odpowiedzi na przejściowe ogniskowe niedokrwienie mózgu (wywołane okluzją środkowej tętnicy mózgowej, MCAO) u myszy C57Bl6/J.

Dwustronne zamknięcie wspólnych tętnic szyjnych jako odpowiedni bodziec prekondycjonujący w celu indukcji wczesnej tolerancji niedokrwiennej na ogniskowe niedokrwienie mózgu

Opisano model implantacji stentu w tętnicy szyjnej myszy. W porównaniu z innymi podobnymi metodami, procedura ta jest bardzo szybka, prosta i dostępna, oferując możliwość zbadania w wygodny sposób reakcji ściany naczyniowej na różne stenty uwalniające leki oraz molekularnych mechanizmów restenozy.

Mysi model implantacji stentu w tętnicy szyjnej do badania restenozy

Opisujemy metodę tworzenia wiarygodnego modelu nadciśnienia żylnego mózgu u dorosłej myszy. Model ten został szeroko opisany i przetestowany na szczurach. Ten nowy odpowiednik u myszy otwiera możliwość wykorzystania genetycznie zmodyfikowanych zwierząt, a tym samym poszerza zastosowania modelu.

Model nadciśnienia żylnego dorosłej myszy: Zespolenie tętnicy szyjnej wspólnej z żyłą szyjną zewnętrzną.

Poznaj metodę przeszczepów żyły szyjnej do tętnicy szyjnej wspólnej u królików w celu uzyskania trwałej ekspresji transgenu. Technika ta umożliwia badanie patogenezy niewydolności przeszczepów żylnych i testowanie strategii terapeutycznych.

Króliczy model trwałej ekspresji transgenu w przeszczepach interpozycji żyły szyjnej do tętnicy szyjnej wspólnej

Przeglądaj więcej filmów