11 listopada 2018
Tutaj opisujemy protokół do badania prenylacji i obciążenia guanozyno-5'-trifosforanu (GTP) GTPazy Rho. Protokół ten składa się z dwóch szczegółowych metod, a mianowicie frakcjonowania błonowego i testu immunoenzymentu sprzężonego z GTPazą. Protokół może być używany do pomiaru prenylacji i obciążenia GTP różnych innych małych GTPaz.
Mała GTPaza Rho jest białkiem z nadrodziny o zróżnicowanych funkcjach komórkowych. Na przykład białka te biorą udział w regulacji losu komórki, odpowiedzi komórkowej na stres, ruchliwości komórek i cyklu komórkowego. Aktywność małego białka Rho GTPazy jest regulowana przez modyfikację potranslacyjną.
Modyfikacje te są zaangażowane w ścisłą regulację ich aktywności. Na przykład prenylacja białek i wiązanie GTP są najważniejszą modyfikacją tych białek po translacji. Moje laboratorium ostatnio zmodyfikowało i opracowało prostą metodę badania potranslacyjnej modyfikacji tych białek z nadrodziny.
W tym celu wykorzystaliśmy 251 linii komórkowych glejaka i celowaliśmy w nie symwastatyną, a także zmierzyliśmy potranslacyjną modyfikację tych białek. Metoda polega na frakcjonowaniu subkomórkowym i wiązaniu białka GTP z tą nadrodziną białek. W tym celu wykorzystaliśmy lokalizację RhoA i GTP związaną z RhoA, aby zmierzyć potranslacyjną modyfikację tego białka.
Usuń komórki z inkubatora pod kątem 37 stopni. Spójrz na komórki pod mikroskopem, aby potwierdzić zbieg. Komórki powinny być w 70 do 80 procentach zlewane.
Umyj komórki raz zimnym PBS. Dodaj pięć mililitrów EDTA i umieść komórki z powrotem w inkubatorze o temperaturze 37 stopni na pięć minut. Po pięciu minutach inkubacji zebrać EDTA z komórkami do probówki o grubości 15 mil.
Umieść probówkę w pojemniku na lód i przejdź do wirówki. Ustaw wirówkę na 1500 g pod czterema stopniami i wiruj komórki przez pięć minut. Po wirowaniu usuń supernat i dodaj jeden mililitr zimnego PBS.
Dobrze rozcieraj komórki. Przenieś mieszaninę komórek do nowej oznakowanej probówki o pojemności 1,5 mililitra. Po przeniesieniu przejdź do wirówki.
Ustaw wirówkę na 1500 g w czterech stopniach i obracaj komórki przez pięć minut. Sprawdź rozmiar granulatu. Umieścić próbki na lodzie.
Całkowicie wyrzuć supernat, nie naruszając osadu. Dodaj bufor pierwszy. Dobrze wymieszaj, pipetując w górę i w dół.
Przejdź do sonikacji. Ustaw sonikator na pięć cykli po pięć sekund każdy i powtórz trzy razy. Sonikacja powinna przebiegać na lodzie, ale nie jest pokazana na filmie, w celach ilustracyjnych.
Przejdź do ultrawirówki. Użyj ultrawirówki, aby rozdzielić homogenaty komórek na frakcje cytoplazmatyczne i błonowe. Ustaw wirówkę na 100 000 g na 35 minut, w czterech stopniach.
Sprawdź rozmiar granulatu. Oddziel supernate. Całkowicie zbierz supernat, uważając, aby nie naruszyć osadu.
Supernatem jest frakcja cytozolowa. Umieść supernate w nowo oznaczonej probówce. Dodaj bufor drugi do osadu.
To jest frakcja membranowa. Dobrze wymieszaj, pipetując w górę i w dół. Przejdź do oznaczania białka i przygotowania próbki Western blot.
Załaduj próbki na SDS-PAGE za pomocą 15% żelu. Potwierdź transfer białka, wizualizując marker masy cząsteczkowej lub używając barwienia Ponceau. Dodaj przeciwciała pierwszorzędowe do analizy immunoblottingu.
Używamy Rac1/2/3, Cdc42 i RhoA. Wyjmij płytki hodowlane z inkubatora. Spójrz na komórki pod mikroskopem, aby potwierdzić zbieg.
Komórki powinny być zlewające się w 70 do 80%. Umieść płytkę hodowlaną na lodzie. Odessać pożywkę i umyć komórki lodowatym PBS o pH 7,2.
Zassać PBS. Przechyl płytki na lodzie na dodatkową minutę, aby usunąć wszystkie pozostałości PBS. Resztkowy PBS niekorzystnie wpływa na ten test.
Poddać komórki lizie w odpowiedniej objętości lodowatego buforu do lizy zawierającego inhibitory proteazy i fosfatazy. Zbierz lizat komórkowy za pomocą skrobaka do komórek. Nachyl płytkę hodowlaną dla tej techniki.
Przenieś lizat do oznakowanej, lodowatej probówki kriogenicznej i trzymaj na lodzie. Dokładnie wymieszaj za pomocą wiru. Zachowaj 10 mikrolitrów lizatu do testu białka.
Zatrzaskowo zamroź pozostały lizat komórkowy w ciekłym azocie. Przenieś zamrożone krioprobówki do zamrażarki minus 80. Przechowuj te próbki.
Należy pamiętać, że próbki nie powinny być przechowywane dłużej niż 14 dni. Przygotuj lizaty komórkowe z innych płytek hodowlanych, powtarzając kroki od jednego do ośmiu, jeden po drugim. Pracuj szybko i nigdy nie pozostawiaj próbek na lodzie dłużej niż 10 minut.
Nigdy nie dotykaj wszystkich płytek hodowlanych jednocześnie. Zmierz stężenie białka. Obliczyć objętość buforu do lizy, aby znormalizować stężenie białka między próbkami.
Uwaga: jeden miligram na mililitr jest zwykle najlepszy, jednak można wykryć od 0,3 do dwóch miligramów na mililitr. Przygotować ślepą próbę, dodając 60 mikrolitrów buforu do lizy i 60 mikrolitrów buforu wiążącego do mikroprobówki. Przygotować kontrolę pozytywną, dodając 12 mikrolitrów białka kontrolnego Rho, 48 mikrolitrów buforu do lizy i 60 mikrolitrów buforu wiążącego.
Wyjmij płytkę powinowactwa Rho z torby i połóż na lodzie. Rozpuść proszek w studzienkach w 100 mikrolitrach lodowatej wody destylowanej. Trzymaj talerz na lodzie.
Rozmrozić zamrożone lizaty komórkowe w łaźni wodnej ustawionej na 25 stopni Celsjusza. Dodaj obliczoną objętość lodowatego buforu do lizy do każdej próbki, aby znormalizować stężenie białka. Przenieś 60 mikrolitrów znormalizowanych lodowatych próbek do mikroprobówek i dodaj 60 mikrolitrów buforu wiążącego.
Dokładnie wymieszaj i trzymaj na lodzie. Całkowicie usuń wodę z mikropłytki energicznym trzepnięciem, a następnie pięcioma do siedmiu mocnych stuknięć w matę laboratoryjną. Dodać 50 mikrolitrów znormalizowanych próbek, ślepą próbę kontrolną i kontrolę pozytywną do studzienek w dwóch egzemplarzach.
Umieść płytkę na wytrząsarce orbitalnej na 30 minut w temperaturze czterech stopni Celsjusza. Uwaga: prędkość wytrząsarki powinna być ustawiona na 300 obr./min. Usunąć próbki z płytki przez strzepnięcie i przemyć dwukrotnie 200 mikrolitrami buforu do przemywania o temperaturze pokojowej.
Po każdym myciu energicznie wyjmij bufor myjący ze studzienek, trzepiąc, a następnie stukając i utrzymuj płytkę na stole w temperaturze pokojowej. Dodać 200 mikrolitrów buforu prezentującego antygen o temperaturze pokojowej do każdej studzienki i inkubować w temperaturze pokojowej przez dwie minuty. Wytrząśnij roztwór ze studzienek i przemyj trzykrotnie 200 mikrolitrami buforu do mycia o temperaturze pokojowej.
Dodaj 50 mikrolitrów świeżo przygotowanego przeciwciała pierwszorzędowego od jednego do 250 przeciwciał pierwszorzędowych anty-RhoA do każdej studzienki. Umieść płytkę na wytrząsarce orbitalnej na 45 minut przy 300 obr./min, ustawionej na 25 stopni Celsjusza. Wytrząśnij roztwór ze studzienek i przemyj trzykrotnie 200 mikrolitrami buforu myjącego o temperaturze pokojowej.
Dodaj 50 mikrolitrów świeżo przygotowanego przeciwciała wtórnego od jednego do 250 przeciwciał drugorzędowych anty-RhoA do każdej studzienki. Umieść płytkę na wytrząsarce orbitalnej na 45 minut, przy 300 obr./min, ustawionej na 25 stopni Celsjusza. Przygotować odczynnik do wykrywania HRP, mieszając równe objętości odczynnika A i odczynnika B. Wytrzepać roztwór z każdej studzienki i przemyć trzykrotnie 200 mikrolitrami buforu do przemywania o temperaturze pokojowej.
Dodaj 50 mikrolitrów świeżo przygotowanego odczynnika do wykrywania HRP do każdej studzienki. Odczytaj sygnał luminescencji w ciągu trzech do pięciu minut, aby uzyskać maksymalny sygnał. Analizuj wyniki za pomocą odpowiedniego pakietu oprogramowania.
Nasze wyniki pokazują, że symwastatyna zmniejszała lokalizację RhoA we frakcji błonowej. To, co wzrosło, to akumulacja we frakcji cytozolowej. Co ciekawe, symwastatyna zwiększała GTP związane z RhoA.Dlaczego?
Spodziewamy się, że symwastatyna zmniejszy tę aktywność. Bardzo ważne jest, aby mierzyli zarówno subkomórkową lokalizację tego białka, jak i mierzyli wiązanie GTP z tym białkiem, aby uzyskać ostateczną ocenę aktywności małych GTPaz Rho.
Wyświetl pełny transkrypt i uzyskaj dostęp do tysięcy filmów naukowych
Niniejszy artykuł przedstawia protokół badania prenylacji oraz ładowania GTP białek Rho GTPazy. Opisane metody obejmują frakcjonowanie błon oraz test immunosorpcyjny powiązany z GTPazą, które można zastosować do różnych małych GTPaz.
Dokładne wykrywanie prenylacji Rho GTPazy oraz wiązania GTP ma kluczowe znaczenie dla minimalizacji ryzyka w programach wczesnego odkrywania leków ukierunkowanych na sygnalizację komórkową i regulację cytoszkieletu. Niniejszy protokół umożliwia ilościową ocenę modyfikacji potranslacyjnych, które bezpośrednio wpływają na walidację celu oraz pewność mechanistyczną w modelach istotnych dla przebiegu chorób. Integracja tych testów wspiera rzetelną selekcję portfolio i dostarcza informacji niezbędnych do podejmowania decyzji o kontynuacji lub przerwaniu badań (go/no-go) w ramach programów onkologicznych i neurobiologicznych.
Metoda ta stanowi pomost między wczesnym etapem odkrywania a badaniami przedklinicznymi, umożliwiając ilościowy i mechanistyczny pomiar aktywności Rho GTPazy. Jest ona przeznaczona do stosowania na etapach od walidacji celu, poprzez identyfikację wiodących związków, aż po badania translacyjne.