Name: Dwuwymiarowa angiografia rentgenowska do badania drobnych struktur naczyniowych przy użyciu mieszanki iniekcyjnej z kauczuku silikonowego (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2019-01-07T14:00:00.000+00:00
Duration: 5 min 26 s
Description: Poznaj dwuwymiarową angiografię rentgenowską do badania drobnych struktur naczyniowych przy użyciu mieszanki iniekcyjnej z kauczuku silikonowego. Metoda umożliwia wizualizację naczyń choke w chirurgii rekonstrukcyjnej.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

playerTrialDesktop

Ta praca (2017R1A2B1006403) była wspierana przez Mid-Career Researcher Program poprzez grant Narodowej Fundacji Badawczej finansowany przez rząd koreański (Ministerstwo Nauki i ICT).

Wszystkie procedury, w tym tematy dotyczące zwierząt, zostały zatwierdzone przez Instytucjonalne Komitety ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt Narodowego Szpitala Uniwersyteckiego w Seulu (IACUC nr 10-0184). Protokół ten jest zoptymalizowany pod kątem badań nad unaczynieniem płatów. Ten przykład jest oparty na modelu klapy z czterema obszarami w naszych poprzednich raportach.
1. Ustalanie warunku klapy
UWAGA: Ważne jest, aby wygenerować zmianę naczyniową w modelu płata szczura na 4 do 5 dni przed widocznym oszacowaniem6,7.
<ol>
	<li>Użyj 7-tygodniowych samców szczurów Sprague-Dawley o wadze 200 - 250 g.</li>
	<li>Znieczulenie szczurów za pomocą izofluranu w dawce 3 - 5% w celu indukcji i 2 - 2,5% w celu podtrzymania. Wykonaj test odbicia odbicia przy odstawieniu szczypania palców u stóp, aby potwierdzić, że głębokość znieczulenia jest wystarczająca. Wstrzyknąć meloksykam 5 mg/kg podskórnie w celu złagodzenia bólu.</li>
	<li>Ogol tułów za pomocą maszynki do strzyżenia włosów i kremu do depilacji (kwas tioglikolowy, 80%). Przygotuj sterylne pole operacyjne z 10% jodowidonem i sterylną serwetą, aby utrzymać sterylny stan przez cały czas trwania zabiegów. Nałóż maść weterynaryjną na oczy, aby zapobiec wysuszeniu. Utrzymuj wszystkie narzędzia w sterylnym stanie.</li>
	<li>Ustalić odpowiedni stan klapy.
	<ol>
		<li>Zaznacz obwodowy płat skóry od dolnej części brzucha do tyłu, o wymiarach 4 x 12 cm. Zlokalizuj środek płata w połowie drogi między wyrostkiem mieczykowatym a prąciem (<silna klasa = "xfig">Ryc. 1).</li>
		<li>Wykonaj nacięcie zgodnie z zaznaczonymi za pomocą ostrza chirurgicznego.</li>
		<li>Wypreparuj płat nożyczkami, w tym skórę i panniculus carnosus.</li>
		<li>Wypreparuj wokół szypułki naczyniowej [obustronne naczynia głęboko okrężne biodrowe (DCI) i obustronne powierzchowne dolne naczynia nadbrzusza (SIE)] w dolnej części brzucha i odsłonić szypułkę naczyniową za pomocą lupy chirurgicznej i narzędzi mikrochirurgicznych.</li>
		<li>Utrzymuj lub podwiązuj naczynia w zależności od pożądanych warunków.</li>
		<li>Podziel płat wzdłuż grzbietowej linii środkowej za pomocą ostrza chirurgicznego lub nożyczek.</li>
		<li>Połóż klapkę w pierwotnej pozycji i przymocuj ją za pomocą zszywacza do skóry.</li>
		<li>Nakładać miejscowo maść na ranę pooperacyjną przez 3 dni i zapewnić znieczulenie pooperacyjne, podając meloksykam w dawce 5 mg/kg doustnie raz dziennie przez 3 dni.</li>
		<li>Upewnij się, że szczur odzyskuje wystarczającą przytomność, aby utrzymać pozycję leżącą mostka. Włóż szczura z powrotem do klatki i przenieś go do pomieszczenia inwentarskiego. Zastosuj obrożę elżbietańską do każdego szczura.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
2. Przygotowanie instrumentów
<ol>
	<li>Przygotuj cewnik 24G i zawór trójdrożny.</li>
	<li>Przygotuj kleszcze do komarów, małe nożyczki, skalpel chirurgiczny i ostrze chirurgiczne.</li>
	<li>Przygotować środek angiograficzny (masa iniekcyjna z kauczuku silikonowego).
	<ol>
		<li>Zmieszać związek środka barwiącego z rozcieńczalnikiem w sterylnym kubku na próbki. Zapewnić równą ilość wagowo: 15 ml związku barwnika i 15 ml rozcieńczalnika MV na jednego szczura (szczur Sprague-Dawley, 200 - 250 g).</li>
		<li>Dodać utwardzacz na 5% masy lub objętości roztworu mieszaniny bezpośrednio przed wstrzyknięciem: 1,5 ml utwardzacza na jednego szczura (szczur Sprague-Dawley, 200 - 250 g).</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
3. Przygotowanie tętnicy szczura
<ol>
	<li>Użyj izofluranu do znieczulenia szczurów (3 - 5% do indukcji i 2 - 2,5% do leczenia podtrzymującego). Wykonaj test odbicia odbicia przy odstawieniu szczypania palców u stóp, aby potwierdzić, że głębokość znieczulenia jest wystarczająca.</li>
	<li>Ogol szyję za pomocą maszynki do strzyżenia włosów i kremu do depilacji (kwas tioglikolowy, 80%). </li>
	<li>Odsłoń tętnicę szyjną wspólną10.
	<ol>
		<li>Wykonaj 2-centymetrowe nacięcie w linii środkowej między łopatkami.</li>
		<li>Analizuj głębiej za pomocą kleszczy do komarów i nożyczek, aż kompleks gruczołów ślinowych zostanie odsłonięty.</li>
		<li>Cofnij gruczoł ślinowy i tępo wypreparuj mięsień omohyoidalny wzdłużnie.</li>
		<li>Przeprowadź sekcję wokół wspólnej tętnicy szyjnej.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Zaczep stronę głowową i ogonową wspólnej tętnicy szyjnej czarnym jedwabiem i przymocuj ją.
	<ol>
		<li>Zawiąż szew proksymalny i utrzymuj przyczepność, aby utrzymać obrzęk tętnicy.</li>
		<li>Przygotuj jeden jedwabny szew po stronie ogonowej do zabezpieczenia cewnika 24G.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
4. Kaniulacja
<ol>
	<li>Kankaluj przygotowaną tętnicę szyjną za pomocą cewnika 24G.</li>
	<li>Zacisnąć wcześniej przygotowaną opaskę po stronie ogonowej i uważać, aby nie usunąć cewnika podczas wstrzykiwania.</li>
	<li>Przygotować utwardzacz (krok 1.3.2).</li>
	<li>Podłącz bezpiecznie trójdrożny kran do wprowadzonego cewnika.
	<ol>
		<li>Potwierdź zwróconą krew do cewnika, dodając podciśnienie za pomocą pustej strzykawki.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
5. Wtrysk
<ol>
	<li>Wstrzykiwać masę wtryskową z kauczuku silikonowego, aż zmieni się kolor oka i stopy. 
	UWAGA: Zmiana koloru powinna pojawić się wraz z postępem wstrzykiwanego płynu (ilość wstrzyknięcia wynosi około 25 - 30 ml dla każdego szczura).</li>
	<li>Zablokować zawór trójdrogowy i poczekać, aż środek zastygnie.
	<ol>
		<li>Należy uważać, aby nie zanieczyścić środkiem, zwłaszcza podczas wyjmowania strzykawki z kranu trójdrożnego. Użyj bariery ochronnej, takiej jak gaza lub winyl, aby oddzielić przestrzeń iniekcji od otoczenia. 
		UWAGA: Wszelkie zanieczyszczenia utrudniają analizę obrazu angiograficznego, ponieważ związek jest nieprzezroczysty dla promieni rentgenowskich.</li>
		<li>Potwierdź ustanie bicia serca i oddychania. Przerwij znieczulenie.</li>
		<li>Obserwuj szybkość twardości z pozostałym środkiem jako odniesieniem (potrzebne około 15 minut).</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
6. Pobieranie próbek
<ol>
	<li>Wykonaj nacięcie za pomocą ostrza chirurgicznego do panniculus carnosus 1 cm na zewnątrz płata, aby zapobiec uszkodzeniu jakiejkolwiek struktury naczyniowej wewnątrz płata.</li>
	<li>Rozciąć wzdłuż wcześniej wypreparowanej płaszczyzny z kroku 1.4 (pod płaszczyzną panniculus carnosus) i pobrać tkankę, w tym płat i szypułkę naczyniową, za pomocą nożyczek (struktura naczyniowa jest zawarta w płatze).</li>
	<li>Podkleić szypułkę płata za pomocą jedwabnego szwu 5-0 i oddzielić klapę od ciała. Uważaj, aby nie uszkodzić struktury naczyniowej.</li>
</ol>
7. Przechwytywanie obrazu angiograficznego
<ol>
	<li>Rozłóż próbkę, upewniając się, że się nie składa, i delikatnie połóż ją na serwety chirurgicznej za pomocą kleszczy.</li>
	<li>Wykonaj zdjęcie radiologiczne.
	<ol>
		<li>Przenieść próbkę leżącą na kasecie z folią do przestrzeni ładowania próbki.</li>
		<li>Ustaw system rentgenowski tkanek miękkich na 60 kVp, 5 mA i 5 s ekspozycji.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Wywołaj film w ciemni za pomocą automatycznej maszyny do wywoływania.</li>
	<li>Zeskanuj film w najwyższej możliwej rozdzielczości.</li>
</ol>
8. Analiza obrazu6,7,11
<ol>
	<li>Rozróżnij tętnice i żyły na podstawie ciągłości przepływu i średnicy.
	<ol>
		<li>Zacznij od dopływu tętnicy przeznasadowej i skup się na badanym naczyniu docelowym.</li>
		<li>Zmierz średnice za pomocą oprogramowania, najpierw otwierając obraz.
		<ol>
			<li>Kliknij przycisk Prosty i narysuj linię na pasku skali o tej samej długości.</li>
			<li>Otwórz punkt menu Analiza | Ustaw menu skali i wprowadź wartość paska skali w polu Znana odległość.</li>
			<li>Kliknij przycisk Prosty i narysuj linię na naczyniu, którego średnicę należy zmierzyć.</li>
			<li>Otwórz punkt menu Analiza | Zmierz menu i potwierdź długość.</li>
		</ol>
		</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Przeanalizuj wzorzec naczyniowy, biorąc pod uwagę obszar przeżycia płata.</li>
</ol>

<ol><li>Taylor, G. I., Minabe, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+Angiosomes+of+the+Mammals+and+Other+Vertebrates%5BTitle%5D)+AND+%22Plastic+and+Reconstructive+Surgery%22%5BJournal%5D)">The Angiosomes of the Mammals and Other Vertebrates.</a> Plastic and Reconstructive Surgery. 89 (2), 181-215 (1992).</li>
<li>Taylor, G. I., Palmer, J. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+vascular+territories+%28angiosomes%29+of+the+body%3A+experimental+study+and+clinical+applications%5BTitle%5D)+AND+%22British+Journal+of+Plastic+Surgery%22%5BJournal%5D)">The vascular territories (angiosomes) of the body: experimental study and clinical applications.</a> British Journal of Plastic Surgery. 40 (2), 113-141 (1987).</li>
<li>Geddes, C. R., Morris, S. F., Neligan, P. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Perforator+flaps%3A+evolution%2C+classification%2C+and+applications%5BTitle%5D)+AND+%22Annals+of+Plastic+Surgery%22%5BJournal%5D)">Perforator flaps: evolution, classification, and applications.</a> Annals of Plastic Surgery. 50 (1), 90-99 (2003).</li>
<li>Saint-Cyr, M., Schaverien, M. V., Rohrich, R. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Perforator+Flaps%3A+History%2C+Controversies%2C+Physiology%2C+Anatomy%2C+and+Use+in+Reconstruction%5BTitle%5D)+AND+%22Plastic+and+Reconstructive+Surgery%22%5BJournal%5D)">Perforator Flaps: History, Controversies, Physiology, Anatomy, and Use in Reconstruction.</a> Plastic and Reconstructive Surgery. 123 (4), 132-145 (2009).</li>
<li>Lie, K. H., Taylor, G. I., Ashton, M. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Hydrogen+peroxide+priming+of+the+venous+architecture%3A+a+new+technique+that+reveals+the+underlying+anatomical+basis+for+venous+complications+of+DIEP%2C+TRAM%2C+and+other+abdominal+flaps%5BTitle%5D)+AND+%22Plastic+and+Reconstructive+Surgery%22%5BJournal%5D)">Hydrogen peroxide priming of the venous architecture: a new technique that reveals the underlying anatomical basis for venous complications of DIEP, TRAM, and other abdominal flaps.</a> Plastic and Reconstructive Surgery. 133 (6), 790-804 (2014).</li>
<li>Chang, H., Nobuaki, I., Minabe, T., Nakajima, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparison+of+Three+Different+Supercharging+Procedures+in+a+Rat+Skin+Flap+Model%5BTitle%5D)+AND+%22Plastic+and+Reconstructive+Surgery%22%5BJournal%5D)">Comparison of Three Different Supercharging Procedures in a Rat Skin Flap Model.</a> Plastic and Reconstructive Surgery. 113 (1), 277-283 (2004).</li>
<li>Chang, H., Minn, K. W., Imanishi, N., Minabe, T., Nakajima, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effect+of+Venous+Superdrainage+on+a+Four-Territory+Skin+Flap+Survival+in+Rats%5BTitle%5D)+AND+%22Plastic+and+Reconstructive+Surgery%22%5BJournal%5D)">Effect of Venous Superdrainage on a Four-Territory Skin Flap Survival in Rats.</a> Plastic and Reconstructive Surgery. 119 (7), 2046-2051 (2007).</li>
<li>Rozen, W. M., Stella, D. L., Ashton, M. W., Phillips, T. J., Taylor, G. I. <a target="_blank" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/17948285">Three-dimensional CT angiography: a new technique for imaging microvascular anatomy.</a> Clinical Anatomy. 20 (8), 1001-1003 (2007).</li>
<li>Taylor, G. I., Chubb, D. P., Ashton, M. W. <a target="_blank" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/24281575">True and "choke" anastomoses between perforator angiosomes: part i. anatomical location.</a> Plastic and Reconstructive Surgery. 132 (6), 1447-1456 (2013).</li>
<li>Feng, J., Fitz, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Catheterization+of+the+carotid+artery+and+jugular+vein+to+perform+hemodynamic+measures%2C+infusions+and+blood+sampling+in+a+conscious+rat+model%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Catheterization of the carotid artery and jugular vein to perform hemodynamic measures, infusions and blood sampling in a conscious rat model.</a> Journal of Visualized Experiments. (95), e51881(2015).</li>
<li>Park, S. O., Cho, J., Imanishi, N., Chang, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effect+of+distal+venous+drainage+on+the+survival+of+four-territory+flaps+with+no+pedicle+vein%3A+Results+from+a+rat+model%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Plastic%2C+Reconstructive+%26+Aesthetic+Surgery%22%5BJournal%5D)">Effect of distal venous drainage on the survival of four-territory flaps with no pedicle vein: Results from a rat model.</a> Journal of Plastic, Reconstructive & Aesthetic Surgery. 71 (3), 410-415 (2018).</li>
<li>Park, S. O., Chang, H., Imanishi, N. <a target="_blank" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/26901798">The free serratus anterior artery perforator flap-A case report and anatomic study.</a> Microsurgery. 36 (4), 339-344 (2016).</li>
<li>Imanishi, N., Nakajima, H., Minabe, T., Chang, H., Aiso, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Anatomical+relationship+between+arteries+and+veins+in+the+paraumbilical+region%5BTitle%5D)+AND+%22British+Journal+of+Plastic+Surgery%22%5BJournal%5D)">Anatomical relationship between arteries and veins in the paraumbilical region.</a> British Journal of Plastic Surgery. 56 (6), 552-556 (2003).</li>
<li>Schaverien, M., Saint-Cyr, M., Arbique, G., Rohrich, R. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Three-+and+four-dimensional+arterial+and+venous+anatomies+of+the+thoracodorsal+artery+perforator+flap%5BTitle%5D)+AND+%22Plastic+and+Reconstructive+Surgery%22%5BJournal%5D)">Three- and four-dimensional arterial and venous anatomies of the thoracodorsal artery perforator flap.</a> Plastic and Reconstructive Surgery. 121 (5), 1578-1587 (2008).</li>
<li>Schaverien, M., Saint-Cyr, M., Arbique, G., Hatef, D., Brown, S. A., Rohrich, R. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Three-+and+Four-Dimensional+Computed+Tomographic+Angiography+and+Venography+of+the+Anterolateral+Thigh+Perforator+Flap%5BTitle%5D)+AND+%22Plastic+and+Reconstructive+Surgery%22%5BJournal%5D)">Three- and Four-Dimensional Computed Tomographic Angiography and Venography of the Anterolateral Thigh Perforator Flap.</a> Plastic and Reconstructive Surgery. 121 (5), 1685-1696 (2008).</li>
</ol>

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Angiografia z użyciem kauczuku silikonowego może być łatwo wykonana, nie wymaga drogiego sprzętu i ma wiele zalet. W przeciwieństwie do przedoperacyjnej i śródoperacyjnej oceny pacjentów, eksperymenty na zwierzętach i zwłokach mogą dostarczyć szczegółowych informacji na temat określonych schorzeń, umożliwiając bardziej zróżnicowane i dogłębne badania. Model płatowy z wykorzystaniem szczurów jest szczególnie cenny dla klinicystów, ponieważ zmiany w różnych kontekstach można zaobserwować przed zastosowaniem klinicznym<sup ...

Badanie struktur naczyniowych, takich jak tętnice i żyły, jest ważnym obszarem zainteresowania, szczególnie w chirurgii rekonstrukcyjnej. W tej dziedzinie szeroko wykonuje się chirurgię płatową. Dlatego obrazowanie angiograficzne jest aktywnie wykorzystywane do badania terytorium płata, angiosomu i naczyniowego zaopatrzenia świeżej tkanki1. W szczególności podjęto ciągłe wysiłki w celu obserwacji cienkiego układu naczyniowego, w tym drobnych naczyń, takich jak perforatory (naczynia wychodzące z głębokich naczyń docierających do skóry) i naczynia dławiące (łączące naczynia między sąsiednimi angiosomiami)2. Te dwa typy naczyń są ważne w dziedzinie rekonstrukcji klap perforatorów i są głównym przedmiotem badań3,4.
W angiografii używane są różne materiały. Po pierwsze, jest atrament indyjski, który jest pomocny w obserwacji ogólnej anatomii naczyń krwionośnych. Jest jednak przezierny dla promieni rentgenowskich, więc nie można uzyskać obrazów angiograficznych. Częściej stosowanymi materiałami nieprzepuszczającymi promieni rentgenowskich są tlenek ołowiu i bar. Jednak toksyczność jest kluczową wadą tlenku ołowiu i jest niewygodny w użyciu po zmieszaniu z wodą ze względu na jego sproszkowaną postać. Bar jest wolny od toksyczności; Nie jest to jednak zbyt wykonalne, ponieważ należy go stosować po rozcieńczeniu. Oba te materiały nieprzepuszczające promieni rentgenowskich nie mogą przenikać przez naczynia włosowate; Dlatego, jeśli konieczna jest analiza całej struktury naczyniowej, konieczne jest wstrzyknięcie ich do tętnicy i żyły oddzielnie<klasa SUP="xref">5. Ponadto oba materiały powodują wyciek barwnika podczas sekcji anatomicznej, dlatego należy je łączyć z żelatyną. Mieszaniny tlenku ołowiu, żelatyny i baru i żelatyny potrzebują co najmniej jednego dnia, aby zestalić się1,6,7.
Angiografia tomografii komputerowej (CT) jest kolejną powszechnie stosowaną metodą i może pomóc w oglądaniu trójwymiarowych (3D) struktur8. Jednak żył nie można skutecznie zwizualizować5. W tej modalności wyraźna wizualizacja drobnych elementów naczyniowych, takich jak żyły dławiące, jest trudna, z wyjątkiem korzystania z określonego sprzętu. Niedogodnością może być konieczność posiadania droższego sprzętu, dlatego angiografia TK nie może być stosowana we wszystkich laboratoriach. Z kolei system rentgenowski tkanek miękkich jest stosunkowo tani i może działać łatwiej. System ten jest optymalny do oglądania tkanek miękkich i może zapewnić wyższą jakość obrazów tkanek miękkich niż prosty system rentgenowski. Chociaż sam system rentgenowski tkanek miękkich nie może wyświetlać obrazów 3D, może pomóc w wyraźniejszej wizualizacji drobnych struktur naczyniowych niż angiografia CT. Dlatego wykorzystaliśmy system rentgenowski tkanek miękkich w wielu eksperymentach, szczególnie w różnych modelach płatów i podstawowej anatomii2,9.
Na koniec, zastosowanie angiografii z mieszanki iniekcyjnej z kauczuku silikonowego ma wiele zalet. Ponieważ przygotowywane są różne środki barwiące, można je wstrzykiwać i wyświetlać charakterystyczne kolory, takie jak atrament indyjski. Dlatego możliwe jest jednoczesne studiowanie anatomii ogólnej i angiografii. Może zarówno przechodzić przez naczynia włosowate, jak i umożliwiać wizualizację żył, umożliwiając badania drobnych struktur naczyniowych. W przeciwieństwie do mieszaniny żelatyny, mieszanka iniekcyjna z kauczuku silikonowego krzepnie w krótkim czasie, około 15 minut, bez żadnych dodatkowych zabiegów. Cały proces jest podsumowany na schemacie w Rysunek 1.

<table><tbody><tr><td>MICROFIL Mieszanki wtryskowe kauczuku silikonowego</td><td>Flow Tech Inc.</td><td>MV-112</td><td>Biały środek barwiący</td></tr><tr><td>MICROFIL Mieszanki iniekcyjne kauczuku silikonowego</td><td>Flow Tech Inc.</td><td>MV-117</td><td>Środek o barwie pomarańczowej</td></tr><tr><td>MICROFIL Mieszanki wtryskowe kauczuku silikonowego</td><td>Flow Tech Inc.</td><td>MV-120</td><td>Niebieski środek barwi</td></tr><tr><td>MICROFIL Mieszanki wtryskowe kauczuku silikonowego</td><td>Flow Tech Inc.</td><td>MV-122</td><td>Żółty środek barwiący</td></tr><tr><td>MICROFIL Mieszanki iniekcyjne kauczuku silikonowego</td><td>Flow Tech Inc.</td><td>MV-130</td><td>Czerwony środek barwiący</td></tr><tr><td>MICROFIL Związki wtryskowe kauczuku silikonowego</td><td>Flow Tech Inc.</td><td>MV-132</td><td>Przezroczysty środek</td></tr><tr><td>MICROFIL Mieszanki iniekcyjne kauczuku silikonowego</td><td>Flow Tech Inc.</td><td>MV-Diluent</td><td>Diluent</td></tr><tr><td>MICROFIL CP-101 do preparatów antykorozyjnych odlewów</td><td>Flow Tech Inc.</td><td>CP-101</td><td>Utwardzacz</td></tr><tr><td>Sprzęt inspekcyjny do fotografowania filmów rentgenowskich SOFTEX</td><td></td><td>CMB-2</td><td>System rentgenowski tkanek miękkich</td></tr><tr><td>Film&nbsp;</td><td></td><td>Przemysłowa klisza rentgenowska Fujifilm (FR 12x16,5cm)</td><td></td></tr><tr><td>Automatyczna maszyna wywoływacza</td><td>Fujifilm</td><td>FPM 2800</td><td></td></tr><tr><td>Rat&nbsp;</td><td></td><td></td><td>Szczur Sprague-Dawley o wadze 200-250 g</td></tr><tr><td>Trójdrożny cewnik</td> z 24-krotnym kranem <td></td><td></td><td></td></tr><tr><td></td> Zdjęcie J National Institutes of Health&nbsp;<td></td><td></td><td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td>https://imagej.nih.gov/ij/</td></tr></tbody></table>

dwuwymiarowa angiografia rentgenowska do badania drobnych struktur naczyniowych przy użyciu mieszanki iniekcyjnej z kauczuku silikonowego

Two-Dimensional X-Ray Angiography to Examine Fine Vascular Structure Using a Silicone Rubber Injection Compound

Angiografia jest niezbędnym narzędziem do badania struktur naczyniowych w różnych dziedzinach badań. Celem pracy jest wprowadzenie prostej metody angiograficznej do badania drobnej struktury naczyniowej nieutrwalonej, świeżej tkanki za pomocą masy iniekcyjnej z kauczuku silikonowego i systemu rentgenowskiego tkanek miękkich. Badanie to koncentruje się w szczególności na obszarach płatów stosowanych w chirurgii rekonstrukcyjnej. W badaniu wykorzystano angiografię z użyciem mieszanki iniekcyjnej z kauczuku silikonowego w różnych warunkach eksperymentalnych na szczurach Sprague-Dawley. Najpierw miesza się 15 ml związku MV i 15 ml rozcieńczalnika. Następnie przygotowuje się 1,5 ml utwardzacza i kaniuluje cewnik 24G w tętnicy szyjnej wspólnej szczura. Trójdrożny kran jest następnie podłączany do cewnika, a środek nieprzepuszczający promieni rentgenowskich, po zmieszaniu z przygotowanym utwardzaczem, jest natychmiast wstrzykiwany bez rozlewania. Na koniec, gdy czynnik zastyga, pobiera się próbkę i uzyskuje się obraz angiograficzny za pomocą systemu rentgenowskiego tkanek miękkich. Metoda ta wskazuje, że wysokiej jakości angiografia pokazująca drobne struktury naczyniowe może być łatwo i prosto uzyskana w krótkim czasie.

Zgodnie z niniejszym protokołem zbadano unaczynienie płata skórnego u szczura rasy Sprague-Dawley. Na podstawie naszych poprzednich raportów wyznaczono obwodowy płat skórny o wymiarach 4 x 12 cm, rozciągający się od dolnej części brzucha do grzbietu. Każdy preparat znajdował się w innym stanie unaczynienia.
Wszystkie płaty uniesiono w oparciu o głęboką tętnicę i żyłę obwodniczą biodrową (DCIA), a następnie zastosowano supercharg...

To badanie przedstawia prostą dwuwymiarową metodę angiograficzną do badania drobnych struktur naczyniowych za pomocą mieszanki do wstrzykiwania kauczuku silikonowego i systemu rentgenowskiego tkanek miękkich.

Dwuwymiarowa angiografia rentgenowska do badania drobnych struktur naczyniowych przy użyciu mieszanki iniekcyjnej z kauczuku silikonowego

Angiography is an essential tool for the study of vascular structures in various research fields. The aim of this study is to introduce a simple ...

Ta metoda może pomóc odpowiedzieć na kluczowe pytania w dziedzinie chirurgii rekonstrukcyjnej dotyczące sposobu wykonywania operacji liftingu perforacyjnego. Główną zaletą tej techniki jest to, że zmienność drobnych struktur naczyniowych, takich jak naczynia dławiące, może być łatwo wykonywana w różnych warunkach płatów naczyniowych. Aby ustalić stan płata, potwierdź odpowiedni poziom sedacji poprzez brak reakcji na uszczypnięcie palca u znieczulonego 200 do 250 gramowego 7-tygodniowego samca szczura Sprague-Dawley i zaznacz obwód płata skóry o wymiarach 4 na 12 centymetrów od dolnej części brzucha do tyłu.Ze środkiem klapki w połowie odległości między wyrostkiem mieczykowatym a prąciem. Użyj ostrza chirurgicznego, aby wykonać nacięcie zgodnie z zaznaczono i użyj nożyczek, aby wyciąć płat, w tym skórę i panniculus carnosus. Wypreparuj wokół szypułki naczyniowej w dolnej części brzucha i użyj mikroskopu lub pętli chirurgicznej, aby odsłonić tkankę naczyniową.Podwiązuj naczynia i podziel klapę wzdłuż grzbietowej linii środkowej. Przywróć klapkę do pierwotnego położenia i zabezpiecz klapkę zszywaczem do skóry. Ważne jest, aby wykonać płaty, które mają oczywiste obszary naczyniowe, aby

two-dimensional-x-ray-angiography-to-examine-fine-vascular-structure

Research

JoVE Journal

Medicine

Medycyna

Obrazowanie naczyń krwionośnych małych zwierząt z kontrastem za pomocą mikrotomografii komputerowej (microCT) jest szybką, kosztowo efektywną i wysokoprzepustową techniką do seryjnych badań in situ rozwoju guzów, analizy sieci naczyń krwionośnych je odżywiających oraz monitorowania odpowiedzi guzów na przedkliniczne interwencje terapeutyczne.

Obrazowanie naczyń z kontrastem przy użyciu mikrotomografii komputerowej (MicroCT)

Ten film opisuje technikę wykonywania angiografii poprzez wstrzykiwanie środka kontrastowego do aorty zstępującej, aby uwidocznić perfuzję naczyń krwionośnych w modelu królika. Ta technika pomaga zrozumieć perfuzję w naczyniach krwionośnych z blokadami i po leczeniu podczas rekonwalescencji.

Ocena perfuzji naczyń za pomocą angiografii: technika wprowadzania środka kontrastowego w aorcie zstępującej w celu wizualizacji perfuzji naczyń krwionośnych w modelu królika

Rentgenowska tomografia komputerowa (HRCT) o wysokiej rozdzielczości to nieniszcząca technika obrazowania diagnostycznego, która może być wykorzystana do badania struktury i funkcji naczyń krwionośnych roślin w 3D. Pokazujemy, w jaki sposób HRCT ułatwia eksplorację sieci ksylemu w szerokim zakresie tkanek i gatunków roślin.

Wykorzystanie tomografii komputerowej o wysokiej rozdzielczości do wizualizacji trójwymiarowej struktury i funkcji naczyń krwionośnych roślin

Opisujemy test czopa matrigelowego, aby zilustrować potencjał angiogenny puli czynników wydzielanych przez komórki nowotworowe za pomocą dwóch uzupełniających się metod obrazowania, ultradźwięków i endomikroskopii. Matrigel, żel naśladujący macierz zewnątrzkomórkową (ECM), jest wykorzystywany do wprowadzenia gospodarza (myszy) z czynnikami angiogennymi wydzielanymi do kondycjonowanego podłoża (CM).

Monitorowanie funkcjonalności i morfologii układu krwionośnego rekrutowanego przez czynniki wydzielane przez szybko rosnące komórki nowotworowe

Narzędzia używane do wizualizacji regeneracji naczyń krwionośnych wymagają metod kontrastowania drzew naczyniowych. Film ten zademonstrował delikatną technikę iniekcji zastosowaną w celu uzyskania optymalnego kontrastu drzew naczyniowych i zilustrował potencjalne korzyści wynikające ze szczegółowej analizy otrzymanej próbki za pomocą μCT i histologicznych odcinków seryjnych.

Wizualizacja regeneracji naczyń krwionośnych i miąższu po 70% częściowej hepatektomii u zdrowych myszy

Ten artykuł opisuje szczegółową metodologię użycia nieprzepuszczającego promieni rentgenowskich kauczuku silikonowego na bazie ołowiu do perfuzji mysiego układu krwionośnego do ilościowego określenia średnicy aorty w mysim modelu tętniaka i rozwarstwienia aorty.

Ilościowa analiza aortapatii metodą mikro-CT w mysim modelu tętniaka i rozwarstwienia aorty wywołanego β-aminopropionitrylem

Celem tego badania było ulepszenie korejestracji do fuzji obrazów (IF) danych przedinterwencyjnej CT z fluoroskopią rentgenowską w czasie rzeczywistym (XR) podczas przezudowej przezcewnikowej implantacji zastawki aortalnej (TAVI).

Ulepszona rejestracja angiografii 3D CT z fluoroskopią rentgenowską w celu fuzji obrazu podczas przezcewnikowej implantacji zastawki aortalnej

Celem tej techniki jest wizualizacja ex vivo sieci tętnic płucnych u myszy wcześnie urodzonych i dorosłych poprzez napompowanie płuc i wstrzyknięcie przez tętnicę płucną nieprzezroczystego związku na bazie polimeru radiologicznego. Omówiono również potencjalne zastosowania tkanek odlewanych.

Odlew naczyniowy płuc myszy dorosłych i wczesnych po urodzeniu do obrazowania mikro-CT

Obrazowanie angiografii dynamicznej tomografii komputerowej (CTA) dostarcza dodatkowej wartości diagnostycznej w charakterystyce przecieków wewnątrzspadowych aorty. Protokół ten opisuje podejście jakościowe i ilościowe wykorzystujące analizę krzywej tłumienia w czasie w celu scharakteryzowania przecieków. Przedstawiono technikę integracji dynamicznego obrazowania CTA z fluoroskopią z wykorzystaniem fuzji obrazów 2D-3D w celu lepszego prowadzenia obrazu podczas leczenia.

Dynamiczna angiografia tomografii komputerowej z rozdzielczością czasową do charakterystyki przecieków wewnątrzaortalnych i wskazówek dotyczących leczenia za pomocą obrazowania fuzyjnego 2D-3D

Tutaj opisujemy metodę wizualizacji i kwantyfikacji naczyń mysich kończyn tylnych za pomocą mikrorentgenowskiej tomografii komputerowej.

Przygotowanie próbki do trójwymiarowej wizualizacji naczyń kończyn tylnych myszy w oparciu o tomografię komputerową

Ten protokół pozwala na ilościowe określenie in vivo podatności i rozciągliwości żył za pomocą cewnikowania i angiografii 3D jako procedury przetrwania, co pozwala na różnorodność potencjalnych zastosowań.

Kwantyfikacja podatności i rozciągliwości żyły głównej dolnej w modelu owiec in vivo przy użyciu angiografii 3D

Poznaj dwuwymiarową angiografię rentgenowską do badania drobnych struktur naczyniowych przy użyciu mieszanki iniekcyjnej z kauczuku silikonowego. Metoda umożliwia wizualizację naczyń choke w chirurgii rekonstrukcyjnej.

Dwuwymiarowa angiografia rentgenowska do badania drobnych struktur naczyniowych przy użyciu mieszanki iniekcyjnej z kauczuku silikonowego (Wideo) | JoVE Journal

Dwuwymiarowa angiografia rentgenowska do badania drobnych struktur naczyniowych przy użyciu mieszanki iniekcyjnej z kauczuku silikonowego

Przeglądaj więcej filmów