Name: Indukowane etanolem aplikacje do blokowania zwojów współczulnych szyjki macicy w celu wspomagania regeneracji dolnego nerwu wyrostka zębodołowego u psów za pomocą sztucznego nerwu (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2018-11-30T13:00:00.000+00:00
Duration: 6 min 48 s
Description: Poznaj metodę blokady zwojów współczulnych szyjki macicy w celu wspomagania regeneracji nerwu wyrostka zębodołowego u psów rasy beagle przy użyciu sztucznego nerwu. Technika ta poprawia unaczynienie i przyspiesza odbudowę włókien nerwowych.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Ta praca była wspierana przez Dział Biosztucznych Organów w Instytucie Nauk Medycznych Uniwersytetu w Kioto. Serdecznie dziękujemy personelowi weterynaryjnemu Instytutu Nauk Medycznych Frontier.

To badanie zostało przeprowadzone zgodnie z Wytycznymi dotyczącymi opieki i użytkowania zwierząt i zatwierdzone przez Komitet Badań nad Zwierzętami Uniwersytetu w Kioto (Kioto, Japonia; numer autoryzacji: R-16-16). Dołożono wszelkich starań, aby zminimalizować cierpienie zwierząt, a wszystkie sekcje tego raportu są zgodne z wytycznymi ARRIVE (Animal Research: Reporting of in Vivo Experiments).
1. Produkcja tuby PGA-C
<ol>
	<li>Aby wytworzyć sztuczny przewód nerwowy za pomocą rurki z wchłanialnym kwasem poliglikolowym (PGA), użyj rurkowej maszyny do oplatania wyposażonej w 48 wrzecion i pięć włókien PGA, składających się z wiązek 26 włókien (<silna klasa="xfig">Rysunek 1)18.</li>
	<li>Aby powierzchnia rurki PGA była hydrofilowa, wystaw ją na wyładowanie plazmowe.</li>
	<li>Użyj 1% v/w atelokolagenu w roztworze chlorowodorku7. 
	UWAGA: Atelokolagen jest ekstrahowany ze skóry świni za pomocą leczenia enzymatycznego i poddawany kontroli pod kątem wirusów. Składa się głównie z kolagenu typu I (70–80%) i typu III, których stosunek jest szczegółowo opisany w innym miejscu7. Przygotować roztwór kolagenu, rozpuszczając 1 g kolagenu w 100 ml roztworu chlorowodorku (pH = 3,0). Ponieważ gęstość roztworu chlorowodorku wynosi około 1,0, stężenie w/w kolagenu wynosi prawie 1%.</li>
	<li>Pokryj probówkę warstwami kolagenu, wielokrotnie zanurzając ją w 1% roztworze chlorowodorku kolagenu na 5 s za każdym razem.
	<ol>
		<li>Po zanurzeniu wysusz probówkę na czystej ławce w temperaturze pokojowej. Następne zanurzanie należy wykonać po upewnieniu się, że probówka jest całkowicie sucha (około 6 godzin w przypadku suszenia na powietrzu).</li>
		<li>Powtórz proces powlekania 10 razy.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Poddaj probówkę PGA-C działaniu temperatury 140 °C przez 24 godziny w próżni (obróbka dehydrotermalna), w celu kontrolowania bioabsorpcji i sieciowania cząsteczek kolagenu. Cały proces należy wykonywać w warunkach aseptycznych. 
	UWAGA: Ta procedura generuje rurkę o końcowej długości 14 mm, średnicy wewnętrznej 3 mm i grubości ścianki 50 μm.</li>
</ol>
2. Przygotowanie do zabiegu chirurgicznego
<ol>
	<li>Używaj dorosłych samców beagle o wadze od 9,0 do 13,0 kg.
	<ol>
		<li>Zwierzęta trzymane są w oddzielnych klatkach, w kontrolowanych warunkach hodowlanych (12-godzinny cykl światła i ciemności).</li>
		<li>Zapewnij stały pokarm i wodę ad libitum.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Zważ beagle.</li>
	<li>Autoklaw wszystkich narzędzi chirurgicznych.</li>
	<li>Załóż wysterylizowane rękawice i zdezynfekuj wszystkie powierzchnie stanowiska pracy roztworem 80% etanolu. Wyrzuć zużyte rękawice.</li>
	<li>Wykonaj chirurgiczne mycie rąk.</li>
	<li>Załóż świeżą maskę, fartuch i sterylne rękawiczki.</li>
</ol>
3. Znieczulenie i przygotowanie skóry
<ol>
	<li>Znieczulić psa mieszaniną 5 mg/kg chlorowodorku ketaminy i 1 mg/kg ksylazyny we wstrzyknięciu domięśniowym.</li>
	<li>Zaintubować za pomocą rurki dotchawiczej o średnicy 7,5 mm i długości 25 cm.</li>
	<li>Ułóż psa w prawej pozycji bocznej. Utrzymać znieczulenie ogólne za pomocą 3,2% sewofluranu z tlenem (1,0 l/min).</li>
	<li>Użyj poduszki grzewczej, aby utrzymać temperaturę ciała na poziomie 37 °C.</li>
	<li>Nałóż żel okulistyczny na przednią powierzchnię oczu, aby uniknąć otarcia rogówki.</li>
	<li>Ostrożnie ogolić pole operacyjne (lewy obszar klatki piersiowej) za pomocą maszynki do strzyżenia chirurgicznego. Rozpyl znaczną ilość roztworu alkoholowego na miejsce operowane. Odczekaj co najmniej 15 sekund. Powtórz aplikację 3 razy.</li>
	<li>Rejestruj tętno i saturację tlenem podczas operacji.</li>
</ol>
4. Rekonstrukcja nerwu zębodołowego dolnego za pomocą rurki PGA-C: Opracowanie modelu wyłącznie rekonstrukcyjnego
<ol>
	<li>Wstrzyknąć 3 ml 1% lidokainy za pomocą igły 27 G w lewe dziąsło żuchwy jako środek znieczulający miejscowo i przeciwbólowy.</li>
	<li>Wykonaj 5-centymetrowe nacięcie poprzeczne ostrzem skalpela numer 15 w lewym dziąśle żuchwy, aby odsłonić żuchwy zwierzęcia.</li>
	<li>Użyj piezoelektrycznych wibracji ultradźwiękowych, aby zmielić bliższą część żuchwy w prostokąt o długości 3 cm × 8 mm przez tylny otwór mentalny. 
	UWAGA: Częstotliwość drgań wynosiła 28 \u2012 32 kHz.</li>
	<li>Usuń przednią część płytki kostnej żuchwy (wymiary, 3 cm × 8 mm), aby odsłonić lewy IAN (<silna klasa="xfig">Rysunek 2A)18. 
	UWAGA: Miejsce rekonstrukcji odpowiada wierzchołkowi korzenia pierwszego zęba trzonowego</li>
	<li>Przeciąć IAN skalpelem, aby usunąć segment o średnicy 10 mm.</li>
	<li>Włóż bliższe i dystalne kikuty odciętego nerwu do rurki nerwowej na głębokość 2 mm.</li>
	<li>Użyj 8-0 nylonowe szwy i mikroskop chirurgiczny przy 8-krotnym powiększeniu do zszycia rurki do bliższych i dalszych końców nerwu (<silna klasa="xfig">Rysunek 2B)<klasa sup="xref">18.</li>
	<li>Przywróć płytkę kostną na jej pierwotne miejsce w żuchwie.</li>
	<li>Zamknij ranę nylonowymi szwami 4-0.</li>
	<li>Dzień po zabiegu należy upewnić się, że płytka kostna żuchwy znajduje się we właściwej pozycji.
	<ol>
		<li>4.10.1 Wykonaj obrazowanie tomografii komputerowej (CT) kości twarzy w znieczuleniu. Ustaw parametry CT w następujący sposób: 120 kVp, 200 mAs, 0,5 mm/s, grubość warstwy 0,5 mm.
		<ol>
			<li>Podawać znieczulenie za pomocą mieszaniny 5 mg/kg chlorowodorku ketaminy i 1 mg/kg ksylazyny (<klasa silna = "xfig">Ryc. 3).</li>
		</ol>
		</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Podawać ampicylinę (100 mg / dobę) jako antybiotyk i paracetamol (100 mg / dobę) jako środek przeciwbólowy przez tydzień po zabiegu.</li>
</ol>
5. CSGB indukowany etanolem: Opracowanie modelu Rekonstrukcji + CSGB
<ol>
	<li>Wykonaj rekonstrukcję IAN zgodnie z opisem w punkcie 4 i odczekaj tydzień na powrót do zdrowia.</li>
	<li>Znieczulić zwierzę 1,5% sewofluranem w tlenie (4 l/min) i powietrzu (6 l/min). Ogolić i oczyścić zamierzone pole operacyjne, jak opisano w punkcie 3.</li>
	<li>Zaznacz linię nacięcia chirurgicznym markerem skóry, rysując linię po lewej stronie klatki piersiowej (<silna klasa = "xfig" >Rysunek 4, linia nacięcia ma 20 cm długości).</li>
	<li>Wstrzyknąć 5 ml 1% lidokainy za pomocą igły 21 G w lewą stronę klatki piersiowej jako środek miejscowo znieczulający i przeciwbólowy.</li>
	<li>Naciąć skórę klatki piersiowej po lewej stronie ostrzem skalpela numer 10.</li>
	<li>Naciąć warstwę tłuszczu skalpelem elektrycznym, aby odsłonić powięź mięśniową.</li>
	<li>Odsłoń mięsień zębaty brzuszny i mięsień porzęsliwy.</li>
	<li>Podnieś mięsień zębaty brzuszny i mięsień poślizgowy od brzusznego do grzbietowego, aby odsłonić drugie i trzecie żebro (<silna klasa = "xfig">Ryc. 5).</li>
	<li>Wykonaj torakotomię lewą boczną w drugiej i trzeciej przestrzeni międzyżebrowej, aby odsłonić lewy zwój współczulny szyjki macicy (<silna klasa = "xfig">Ryc. 6).</li>
	<li>Wstrzyknąć 0,2 ml 99,5% etanolu do zwoju współczulnego szyjki macicy za pomocą igły 30 G pod bezpośrednią wizualizacją (<silna klasa = "xfig">Rysunek 7).</li>
	<li>Zamknij przestrzeń międzyżebrową przerwanymi szwami wchłanialnymi 1-0.</li>
	<li>Zamknij skórę przerwanymi szwami nylonowymi 3-0.</li>
	<li>Podawać ampicylinę (100 mg / dobę) jako antybiotyk i paracetamol (100 mg / dobę) jako środek przeciwbólowy przez tydzień po zabiegu.</li>
	<li>Po 1 tygodniu od CSGB zmierz temperaturę skóry twarzy za pomocą termografii w podczerwieni, aby potwierdzić CSGB.</li>
</ol>
6. Nagrania elektrofizjologiczne
<ol>
	<li>Aby zmierzyć potencjał czynnościowy nerwu czuciowego (SNAP) i prędkość przewodnictwa nerwów czuciowych (SCV) IAN trzy miesiące po rekonstrukcji, należy znieczulić zwierzęta zgodnie z opisem w punkcie 3. 
	UWAGA: SNAP i SCV powinny być mierzone zarówno po stronie doświadczalnej, jak i normalnej grupy kontrolnej dla każdego psa w obu grupach leczenia.</li>
	<li>Wykonaj nacięcie w lewym dziąśle żuchwy za pomocą ostrza skalpela numer 10.</li>
	<li>Ostrożnie usuń płytkę kości żuchwy, aby uniknąć fizycznego uszkodzenia zregenerowanego nerwu.</li>
	<li>Stymuluj IAN za pomocą pary elektrod igłowych, aby zarejestrować SNAP i SCV.
	<ol>
		<li>Wprowadzić elektrody proksymalnie do przewodu nerwowego.</li>
		<li>Zastosuj bodziec elektryczny 10 kHz 20 razy.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Przeanalizuj wyniki.
	<ol>
		<li>Określ SNAP, obliczając średnią amplitudę odpowiedzi na stymulację elektryczną.</li>
		<li>Zmierz szczytowe opóźnienie i amplitudę szczytową na podstawie nagrań wykresów.</li>
		<li>Oblicz wskaźnik odzysku za pomocą następującego równania: amplituda piku lewego IAN tylko rekonstrukcji lub rekonstrukcji + grupa CSGB / amplituda piku normalnej kontroli (środkowy segment prawego IAN w grupie tylko do rekonstrukcji)19,20.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
7. Analiza histologiczna
<ol>
	<li>Przygotowanie sekcji
	<ol>
		<li>Trzy miesiące po rekonstrukcji należy pobrać lewe IAN, w tym 1 cm nerwu po obu stronach zrekonstruowanego miejsca.</li>
		<li>Zbierz prawy IAN na poziomie odpowiadającym miejscu zbioru po lewej stronie.</li>
		<li>Pobrane nerwy należy poprzedzić zanurzeniem w 2,5% aldehydzie glutarowym w 0,1 M roztworze buforowym kakodylanu (pH 7,4, 48 °C, 24 h).</li>
		<li>Postfix z 2% roztworem tetratlenku osmu (48 °C, 4 h) i żelazocyjankiem potasu w 0,1 M roztworze buforowym fosforanu (pH 7,4, 2 h).</li>
		<li>Odwodnić nerwy za pomocą szeregu stopniowanych roztworów etanolu.</li>
		<li>Zanurzyć w żywicy epoksydowej (parafinie).</li>
		<li>Próbki należy przeciąć na sekcje o grubości 0,5 \u2012 1,0 μm.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Barwienie błękitem toluidynowym i analiza morfologiczna
	<ol>
		<li>Skrawki plamy roztworem błękitu toluidynowego.</li>
		<li>Uzyskać obrazy mikroskopowe za pomocą mikroskopu optycznego, w powiększeniu 400x w następujących obszarach wzdłuż próbek: lewy IAN, środek zregenerowanego segmentu i 2 mm dystalnie do pnia; prawy IAN, środek segmentu IAN odpowiadający miejscu zbioru po lewej stronie.</li>
		<li>Wybierz obrazy wszystkich regionów ze zregenerowanymi włóknami nerwowymi.
		<ol>
			<li>Losowo wybierz 8 \u2012 10 obszarów o wielkości 100 μm × 100 μm zawierających zregenerowane włókna nerwowe.</li>
			<li>Wykonaj analizę morfologiczną za pomocą odpowiedniego oprogramowania do pomiaru następujących parametrów: średnica i gęstość mielinizowanych włókien nerwowych (μm) i gęstość (liczba/powierzchnia), procent tkanki nerwowej oraz współczynnik G (zmielinowana średnica aksonu/zmielinizowana średnica włókien nerwowych).</li>
		</ol>
		</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Barwienie immunologiczne
	<ol>
		<li>Postępuj zgodnie ze standardowymi protokołami barwienia sekcji parafinowych.</li>
		<li>Inkubować z przeciwciałami pierwszorzędowymi przez 30 minut w temperaturze 25 °C.</li>
		<li>Przemyć roztworem soli fizjologicznej buforowanym fosforanem 3 razy w temperaturze 25 °C.</li>
		<li>Inkubować z przeciwciałami drugorzędowymi znakowanymi peroksydazą chrzanową przez 30 minut w temperaturze 25 °C.</li>
		<li>Uzyskaj obrazy za pomocą mikroskopu świetlnego.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Transmisyjna mikroskopia elektronowa (TEM) 
	<ol>
		<li>Przygotuj nerwy zgodnie z opisem w kroku 7.1.</li>
		<li>Ciąć nerwy o grubości 70 \u2012 90 μm za pomocą ultramikrotomu.</li>
		<li>Zabarwić skrawki cytrynianem ołowiu Reynoldsa i uranylem.</li>
		<li>Zbadaj i zobrazuj za pomocą transmisyjnej mikroskopii elektronowej.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>

<ol><li>Al-Sabbagh, M., Okeson, J. P., Bertoli, E., Medynski, D. C., Khalaf, M. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Persistent+pain+and+neurosensory+disturbance+after+dental+implant+surgery%3A+prevention+and+treatment%5BTitle%5D)+AND+%22Dental+Clinics+of+North+America%22%5BJournal%5D)">Persistent pain and neurosensory disturbance after dental implant surgery: prevention and treatment.</a> Dental Clinics of North America. 59 (1), 143-156 (2015).</li>
<li>Chaushu, G., Taicher, S., Halamish-Shani, T., Givol, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Medicolegal+aspects+of+altered+sensation+following+implant+placement+in+the+mandible%5BTitle%5D)+AND+%22International+Journal+of+Oral+and+Maxillofacial+Implants%22%5BJournal%5D)">Medicolegal aspects of altered sensation following implant placement in the mandible.</a> International Journal of Oral and Maxillofacial Implants. 17 (3), 413-415 (2002).</li>
<li>Robinson, P. P., Loescher, A. R., Yates, J. M., Smith, K. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Current+management+of+damage+to+the+inferior+alveolar+and+lingual+nerves+as+a+result+of+removal+of+third+molars%5BTitle%5D)+AND+%22British+Journal+of+Oral+and+Maxillofacial+Surgery%22%5BJournal%5D)">Current management of damage to the inferior alveolar and lingual nerves as a result of removal of third molars.</a> British Journal of Oral and Maxillofacial Surgery. 42 (4), 285-292 (2004).</li>
<li>Gregg, J. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Studies+of+traumatic+neuralgia+in+the+maxillofacial+region%3A+symptom+complexes+and+response+to+microsurgery%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Oral+and+Maxillofacial+Surgery%22%5BJournal%5D)">Studies of traumatic neuralgia in the maxillofacial region: symptom complexes and response to microsurgery.</a> Journal of Oral and Maxillofacial Surgery. 48 (2), 135-140 (1990).</li>
<li>Pogre, M. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+results+of+microneurosurgery+of+the+inferior+alveolar+and+lingual+nerve%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Oral+and+Maxillofacial+Sureryg%22%5BJournal%5D)">The results of microneurosurgery of the inferior alveolar and lingual nerve.</a> Journal of Oral and Maxillofacial Sureryg. 60 (5), 485-489 (2002).</li>
<li>Strauss, E. R., Ziccardi, V. B., Janal, M. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Outcome+assessment+of+inferior+alveolar+nerve+microsurgery%3A+a+retrospective+review%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Oral+and+Maxillofacial+Surgery%22%5BJournal%5D)">Outcome assessment of inferior alveolar nerve microsurgery: a retrospective review.</a> Journal of Oral and Maxillofacial Surgery. 64 (12), 1767-1770 (2006).</li>
<li>Nakamura, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Experimental+study+on+the+regeneration+of+peripheral+nerve+gaps+through+a+polyglycolic+acid-collagen+%28PGA-collagen%29+tube%5BTitle%5D)+AND+%22Brain+Research%22%5BJournal%5D)">Experimental study on the regeneration of peripheral nerve gaps through a polyglycolic acid-collagen (PGA-collagen) tube.</a> Brain Research. 1027 (1-2), 18-29 (2004).</li>
<li>Yoshitani, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Experimental+repair+of+phrenic+nerve+using+a+polyglycolic+acid+and+collagen+tube%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Thoracic+and+Cardiovascular+Surgery%22%5BJournal%5D)">Experimental repair of phrenic nerve using a polyglycolic acid and collagen tube.</a> Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 133 (3), 726-732 (2007).</li>
<li>Seo, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((One-year+outcome+of+damaged+lingual+nerve+repair+using+a+PGA-collagen+tube%3A+a+case+report%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Oral+and+Maxillofacial+Surgery%22%5BJournal%5D)">One-year outcome of damaged lingual nerve repair using a PGA-collagen tube: a case report.</a> Journal of Oral and Maxillofacial Surgery. 66 (7), 1481-1484 (2008).</li>
<li>Seo, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Protracted+delay+in+taste+sensation+recovery+after+surgical+lingual+nerve+repair%3A+a+case+report%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Medical+Case+Reports%22%5BJournal%5D)">Protracted delay in taste sensation recovery after surgical lingual nerve repair: a case report.</a> Journal of Medical Case Reports. 7, 77(2013).</li>
<li>Seo, K., Terumitsu, M., Inada, Y., Nakamura, T., Shigeno, K., Tanaka, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Prognosis+after+surgical+treatment+of+trigeminal+neuropathy+with+a+PGA-c+tube%3A+report+of+10+Cases%5BTitle%5D)+AND+%22Pain+Medicine%22%5BJournal%5D)">Prognosis after surgical treatment of trigeminal neuropathy with a PGA-c tube: report of 10 Cases.</a> Pain Medicine. 17 (12), 2360-2368 (2016).</li>
<li>Okuda, Y., Kitajima, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparison+of+stellate+ganglion+block+with+intravascular+infusion+of+prostaglandin+e1+on+brachial+artery+blood+flow+in+dogs%5BTitle%5D)+AND+%22Anesthesia+and+Analgesia%22%5BJournal%5D)">Comparison of stellate ganglion block with intravascular infusion of prostaglandin e1 on brachial artery blood flow in dogs.</a> Anesthesia and Analgesia. 84 (6), 1329-1332 (1997).</li>
<li>Kohjitani, A., Miyawaki, T., Kasuya, K., Shimada, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Sympathetic+activity-mediated+neuropathic+facial+pain+following+simple+tooth+extraction%3A+a+case+report%5BTitle%5D)+AND+%22Cranio%22%5BJournal%5D)">Sympathetic activity-mediated neuropathic facial pain following simple tooth extraction: a case report.</a> Cranio. 20 (2), 135-138 (2002).</li>
<li>Melis, M., Zawawi, K., al-Badawi, E., Lobo Lobo, S., Mehta, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Complex+regional+pain+syndrome+in+the+head+and+neck%3A+a+review+of+the+literature%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Orofacial+Pain%22%5BJournal%5D)">Complex regional pain syndrome in the head and neck: a review of the literature.</a> Journal of Orofacial Pain. 16 (2), 93-104 (2002).</li>
<li>Salvaggio, I., Adducci, E., Dell'Aquila, L., Rinaldi, S., Marini, M., Zappia, L., Mascaro, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Facial+pain%3A+a+possible+therapy+with+stellate+ganglion+block%5BTitle%5D)+AND+%22Pain+Medicine%22%5BJournal%5D)">Facial pain: a possible therapy with stellate ganglion block.</a> Pain Medicine. 9 (7), 958-962 (2008).</li>
<li>Atsumi, M., Sunada, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+effect+of+superior+cervical+ganglion+resection+on+peripheral+facial+palsy+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Anesthesia%22%5BJournal%5D)">The effect of superior cervical ganglion resection on peripheral facial palsy in rats.</a> Journal of Anesthesia. 30 (4), 677-683 (2016).</li>
<li>Hanamatsu, N., Yamashiro, M., Sumitomo, M., Furuya, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effectiveness+of+cervical+sympathetic+ganglia+block+on+regeneration+of+the+trigeminal+nerve+following+transection+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Regional+Anesthesia+and+Pain+Medicine%22%5BJournal%5D)">Effectiveness of cervical sympathetic ganglia block on regeneration of the trigeminal nerve following transection in rats.</a> Regional Anesthesia and Pain Medicine. 27 (3), 268-276 (2002).</li>
<li>Shionoya, Y., Sunada, K., Shigeno, K., Nakada, A., Honda, M., Nakamuram, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Can+nerve+regeneration+on+an+artificial+nerve+conduit+be+enhanced+by+ethanol-induced+cervical+sympathetic+ganglion+block%3F%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">Can nerve regeneration on an artificial nerve conduit be enhanced by ethanol-induced cervical sympathetic ganglion block?</a> PLoS One. 12 (12), e0189297(2017).</li>
<li>Suzuki, Y., Tanihara, M., Ohnishi, K., Suzuki, K., Endo, K., Nishimura, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cat+peripheral+nerve+regeneration+across+50+mm+gap+repaired+with+a+novel+nerve+guide+composed+of+freeze-dried+alginate+gel%5BTitle%5D)+AND+%22Neuroscience+Letters%22%5BJournal%5D)">Cat peripheral nerve regeneration across 50 mm gap repaired with a novel nerve guide composed of freeze-dried alginate gel.</a> Neuroscience Letters. 259 (2), 75-78 (1999).</li>
<li>Ichihara, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Development+of+new+nerve+guide+tube+for+repair+of+long+nerve+defects%5BTitle%5D)+AND+%22Tissue+Engineering%2C+Part+C%2C+Methods%22%5BJournal%5D)">Development of new nerve guide tube for repair of long nerve defects.</a> Tissue Engineering, Part C, Methods. 15 (3), 387-402 (2009).</li>
<li>Grenga, V., Bovi, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Piezoelectric+surgery+for+exposure+of+palatally+impacted+canines%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Clinical+Orthodontics%22%5BJournal%5D)">Piezoelectric surgery for exposure of palatally impacted canines.</a> Journal of Clinical Orthodontics. 38, 446-448 (2004).</li>
<li>Degerliyurt, K., Akar, V., Denizci, S., Yucel, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Bone+lid+technique+with+piezosurgery+to+preserve+inferior+alveolar+nerve%5BTitle%5D)+AND+%22Oral+Surgery%2C+Oral+Medicine%2C+Oral+Pathology%2C+Oral+Radiology%2C+and+Endodontology%22%5BJournal%5D)">Bone lid technique with piezosurgery to preserve inferior alveolar nerve.</a> Oral Surgery, Oral Medicine, Oral Pathology, Oral Radiology, and Endodontology. 108 (6), e1-e5 (2009).</li>
<li>Kotrikova, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Piezosurgery--a+new+safe+technique+in+cranial+osteoplasty%3F%5BTitle%5D)+AND+%22International+Journal+of+Oral+and+Maxillofacial+Surgery%22%5BJournal%5D)">Piezosurgery--a new safe technique in cranial osteoplasty?</a> International Journal of Oral and Maxillofacial Surgery. 35 (5), 461-465 (2006).</li>
<li>Vercellotti, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Piezoelectric+surgery+in+implantology%3A+a+case+report-a+new+piezoelectric+ridge+expansion+technique%5BTitle%5D)+AND+%22International+Journal+of+Periodontics+and+Restorative+Dentistry%22%5BJournal%5D)">Piezoelectric surgery in implantology: a case report-a new piezoelectric ridge expansion technique.</a> International Journal of Periodontics and Restorative Dentistry. 20 (4), 358-365 (2000).</li>
<li>Stübinger, S., Kuttenberger, J., Filippi, A., Sader, R., Zeilhofer, H. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intraoral+piezosurgery%3A+Preliminary+results+of+a+new+technique%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Oral+and+Maxillofacial+Surgery%22%5BJournal%5D)">Intraoral piezosurgery: Preliminary results of a new technique.</a> Journal of Oral and Maxillofacial Surgery. 63 (9), 1283-1287 (2005).</li>
<li>Eggers, G., Klein, J., Blank, J., Hassfeld, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Piezosurgery%3A+an+ultrasound+device+for+cutting+bone+and+its+use+and+limitations+in+maxillofacial+surgery%5BTitle%5D)+AND+%22British+Journal+of+Oral+and+Maxillofacial+Surgery%22%5BJournal%5D)">Piezosurgery: an ultrasound device for cutting bone and its use and limitations in maxillofacial surgery.</a> British Journal of Oral and Maxillofacial Surgery. 42 (5), 451-453 (2004).</li>
<li>Hardy, P. A., Wells, J. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Extent+of+sympathetic+blockade+after+stellate+ganglion+block+with+bupivacaine%5BTitle%5D)+AND+%22Pain%22%5BJournal%5D)">Extent of sympathetic blockade after stellate ganglion block with bupivacaine.</a> Pain. 36 (2), 193-196 (1989).</li>
<li>Hogan, Q. H., Erickson, S. J., Haddox, J. D., Abram, S. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+spread+of+solutions+during+stellate+ganglion+block%5BTitle%5D)+AND+%22Regional+Anesthesia%22%5BJournal%5D)">The spread of solutions during stellate ganglion block.</a> Regional Anesthesia. 17 (2), 78-83 (1992).</li>
<li>Mullenheim, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Left+stellate+ganglion+block+has+only+small+effects+on+left+ventricular+function+in+awake+dogs+before+and+after+induction+of+heart+failure%5BTitle%5D)+AND+%22Anesthesia+and+Analgesia%22%5BJournal%5D)">Left stellate ganglion block has only small effects on left ventricular function in awake dogs before and after induction of heart failure.</a> Anesthesia and Analgesia. 91 (4), 787-792 (2000).</li>
<li>Tsujimoto, G., Sunada, K., Nakamura, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effect+of+cervical+sympathetic+ganglionectomy+on+facial+nerve+reconstruction+using+polyglycolic+acid-collagen+tubes%5BTitle%5D)+AND+%22Brain+Research%22%5BJournal%5D)">Effect of cervical sympathetic ganglionectomy on facial nerve reconstruction using polyglycolic acid-collagen tubes.</a> Brain Research. 1669, 79-88 (2017).</li>
<li>Ghai, A., Kaushik, T., Kumar, R., Wadhera, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Chemical+ablation+of+stellate+ganglion+for+head+and+neck+cancer+pain%5BTitle%5D)+AND+%22Acta+Anaesthesiologica+Belgica%22%5BJournal%5D)">Chemical ablation of stellate ganglion for head and neck cancer pain.</a> Acta Anaesthesiologica Belgica. 67 (1), 6-8 (2016).</li>
<li>Forouzanfar, T., van Kleef, M., Weber, W. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Radiofrequency+lesions+of+the+stellate+ganglion+in+chronic+pain+syndromes%3A+retrospective+analysis+of+clinical+efficacy+in+86+patients%5BTitle%5D)+AND+%22Clinical+Journal+of+Pain%22%5BJournal%5D)">Radiofrequency lesions of the stellate ganglion in chronic pain syndromes: retrospective analysis of clinical efficacy in 86 patients.</a> Clinical Journal of Pain. 16 (2), 164-168 (2000).</li>
<li>Ohno, K., Oshita, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Transdiscal+lumbar+sympathetic+block%3A+a+new+technique+for+a+chemical+sympathectomy%5BTitle%5D)+AND+%22Anesthesia+and+Analgesia%22%5BJournal%5D)">Transdiscal lumbar sympathetic block: a new technique for a chemical sympathectomy.</a> Anesthesia and Analgesia. 85 (6), 1312-1316 (1997).</li>
<li>Slappendel, R., Thijssen, H. O., Crul, B. J., Merx, J. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+stellate+ganglion+in+magnetic+resonance+imaging%3A+a+quantification+of+the+anatomic+variability%5BTitle%5D)+AND+%22Anesthesiology%22%5BJournal%5D)">The stellate ganglion in magnetic resonance imaging: a quantification of the anatomic variability.</a> Anesthesiology. 83 (2), 424-426 (1995).</li>
<li>Wang, Y. C., Wei, S. H., Sun, M. H., Lin, C. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+new+mode+of+percutaneous+upper+thoracic+phenol+sympathicolysis%3A+report+of+50+cases%5BTitle%5D)+AND+%22Neurosurgery%22%5BJournal%5D)">A new mode of percutaneous upper thoracic phenol sympathicolysis: report of 50 cases.</a> Neurosurgery. 49 (3), 628-634 (2001).</li>
</ol>

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Przedstawiamy skuteczną metodę regeneracji IAN poprzez zastosowanie biowchłanialnej rurki nerwowej w połączeniu z CSGB indukowanym etanolem. Do tego badania wykorzystaliśmy psy, ponieważ inne modele zwierzęce, takie jak myszy, szczury i króliki, mają krótką oczekiwaną długość życia i małe rozmiary ciała, a zatem nie mogą być wykorzystywane do wykonywania precyzyjnych zabiegów chirurgicznych. Ponieważ IAN znajduje się w kanale żuchwy otoczonym kością, konieczna jest technika chirurgiczna, aby uniknąć uszkodzenia nerwów i ...

W wielu przypadkach urazowe uszkodzenie dolnego nerwu zębodołowego (IAN) jest jatrogenne, często spowodowane ekstrakcją trzeciego zęba trzonowego lub umieszczeniem implantów dentystycznych1,2,3. Uszkodzenie IAN może prowadzić do deficytów wrażeń termicznych i dotykowych, a także parestezji, dysestezji, niedoczulici i allodynii. Uszkodzenie nerwu leczy się nie tylko za pomocą leczenia zachowawczego, ale także innych metod, w tym szycia i zakładania autoprzeszczepów. Metody te mają jednak wady, do których często zalicza się brak poprawy objawów i defekty neurologiczne w miejscu dawczym4,5,6.
Sztuczny nerw — rurka z kwasem poliglikolowym i kolagenem (PGA-C) została pierwotnie opracowana w Japonii. Jest to biowchłanialna tuba z wewnętrznym światłem wypełnionym gąbczastym kolagenem7. W eksperymentach na zwierzętach rurka ta była używana do poprawy regeneracji nerwów u psów rasy beagle z wadą nerwu strzałkowego i wykazano, że sprzyja wyższemu poziomowi regeneracji niż autologiczny przeszczep nerwu8. Kliniczne zastosowanie rurki PGA-C rozpoczęło się w 2002 roku u pacjentów z uszkodzeniami nerwów obwodowych. Ponadto uzyskano korzystne wyniki kliniczne w leczeniu neuropatii nerwu trójdzielnego (IAN i nerw językowy)9,10,11. Kluczowym czynnikiem dla udanej regeneracji nerwów za pomocą rurek PGA-C jest ukrwienie otaczających tkanek8. Blokada zwoju współczulnego szyjki macicy (CSGB) tworzy blokadę współczulną w okolicy głowy i szyi oraz zwiększa przepływ krwi do odpowiedniego obszaru unerwienia12; W związku z tym jest stosowany w leczeniu złożonego zespołu bólu regionalnego i niewydolności krążenia13,14,15. Jednak przeprowadzono tylko kilka badań eksperymentalnych dotyczących skuteczności CSGB w zwiększaniu przepływu krwi16,17. Aby zapewnić odpowiednią skuteczność CSGB, blokada musi być stosowana razem ze środkami znieczulającymi miejscowo raz lub dwa razy dziennie przez kilka tygodni, co stanowi wyzwanie podczas generowania modeli zwierzęcych w celu zbadania tej techniki. Aby rozwiązać ten problem, w poprzednim badaniu opracowaliśmy psi model długotrwałego zwiększonego przepływu krwi w okolicy ustno-twarzowej18. Model został wygenerowany poprzez wykonanie CSGB poprzez wstrzyknięcie 99,5% etanolu. Oceniliśmy przepływ krwi w błonie śluzowej jamy ustnej i temperaturę skóry nosa za pomocą laserowej przepływomierza dopplerowskiego i termografii w podczerwieni raz w tygodniu przez 12 tygodni. Odkryliśmy, że przepływ krwi w okolicy ustno-twarzowej był zwiększony przez 7 – 10 tygodni w tym modelu.
W obecnym badaniu oceniliśmy wpływ CSGB indukowanego etanolem na regenerację nerwów. 
Rurka PGA-C została wszczepiona psom rasy beagle przez 10-milimetrową szczelinę w lewym IAN. Tydzień później wykonano CSGB poprzez wstrzyknięcie etanolu. Trzy miesiące po operacji przeprowadziliśmy szereg badań elektrofizjologicznych, histologicznych i morfologicznych, aby ocenić wpływ CSGB na regenerację nerwów. Zapewniamy szczegółowy protokół rekonstrukcji IAN przy użyciu rurki PGA-C i CSGB indukowanego etanolem.

<table><tbody><tr><td>NMP Collagen PS</td><td>Nippon Meatpackers</td><td>301-84621</td><td>Atelokolagen ekstrahowany ze skóry młodej świni metodą leczenia enzymatycznego</td></tr><tr><td>Maszynki do strzyżenia chirurgicznego</td><td>Roboz Surgical Instrument Company</td><td>RC-5903</td><td></td></tr><tr><td>Jednorazowy skalpel (nr 15)</td><td>Kai medical</td><td>219ABBZX00073000</td><td></td></tr><tr><td>VarioSurg3</td><td>Nakanishi</td><td>VS3-LED-HPSC, E1133</td><td>Chirurgia piezoelektryczna kości obróbka</td></tr><tr><td>nici nylonowych 4-0</td><td>Nici nylonowe Ethicon</td><td>8881H</td><td></td></tr><tr><td>8-0</td><td>Ethicon</td><td>2775G</td><td></td></tr><tr><td>Siarczan izemamicyny</td><td>Nichi-Iko</td><td>620005641</td><td></td></tr><tr><td>Skalpel jednorazowy (nr 10)</td><td>Kai medical</td><td>219ABBZX00073000</td><td></td></tr><tr><td>Igła o rozmiarze 30 Nipro</td><td></td><td>1134</td><td></td></tr><tr><td>1-0 szwy</td> <td>wchłanialneEthicon</td><td>J347H</td><td></td></tr><tr><td>3-0 Ściegi nylonowe</td><td>Ethicon</td><td>8872H</td><td></td></tr><tr><td>Neo Thermo</td><td>NEC Avio</td><td>TVS-700</td><td>Termografia w podczerwieni&nbsp;</td></tr><tr><td>Neuropack i Sigma;</td><td>NIHON KOHDEN</td><td>MEB-5504</td><td>Rejestrator ortodromiczny, do zapisu elektrofizjologicznego</td></tr>, <tr><td>Toluidyna Blue</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>T3260-5G</td><td></td></tr><tr><td>Mikroskop świetlny</td><td>Keyence</td><td>BZ-9000</td><td></td></tr><tr><td>Mysie przeciwciało monoklonalne przeciwko ludzkiemu białku neurofilamentowemu</td><td>DAKO</td><td>N1591</td><td></td></tr><tr><td>Poliklonalne przeciwciało królika anty-S100</td><td>DAKO</td><td>Z0311</td><td></td></tr><tr><td>Transmisyjna mikroskopia elektronowa</td><td>Hitachi High Technologies</td><td>Hitachi H-7000</td><td></td></tr><tr><td>Dynamiczne zliczanie komórek</td><td>Keyence</td><td>BZ-H1C</td><td>Oprogramowanie do oceny morfologicznej</td></tr></tbody></table>

indukowane etanolem aplikacje do blokowania zwojów współczulnych szyjki macicy w celu wspomagania regeneracji dolnego nerwu wyrostka zębodołowego u psów za pomocą sztucznego nerwu

Ethanol-Induced Cervical Sympathetic Ganglion Block Applications for Promoting Canine Inferior Alveolar Nerve Regeneration Using an Artificial Nerve

Rurki z kolagenem kwasu poliglikolowego (PGA-C) to biowchłanialne rurki nerwowe wypełnione kolagenem o wielokomorowej budowie, które składają się z cienkich warstw kolagenu. Korzystne wyniki kliniczne osiągnięto przy użyciu tych rurek w leczeniu uszkodzonego nerwu pęcherzykowego dolnego (IAN). Kluczowym czynnikiem dla skutecznej regeneracji nerwów za pomocą rurek PGA-C jest ukrwienie otaczających tkanek. Blokada zwoju współczulnego szyjki macicy (CSGB) tworzy blokadę współczulną w okolicy głowy i szyi, zwiększając w ten sposób przepływ krwi w tym obszarze. Aby zapewnić odpowiedni efekt, blokada musi być podawana ze środkami znieczulającymi miejscowo jeden do dwóch razy dziennie przez kilka kolejnych tygodni; Stanowi to wyzwanie podczas tworzenia modeli zwierzęcych do badania tej techniki. Aby rozwiązać to ograniczenie, opracowaliśmy CSGB indukowany etanolem w psim modelu długoterminowego wzrostu przepływu krwi w okolicy ustno-twarzowej. Sprawdziliśmy, czy ten model może usprawnić regenerację IAN za pomocą implantacji rurki PGA-C. Czternaście psów rasy beagle zostało wszczepionych z rurką PGA-C przez 10-milimetrową szczelinę w lewym IAN. IAN znajduje się w kanale żuchwy otoczonym kością, dlatego do obróbki kości wybraliśmy chirurgię piezoelektryczną, składającą się z fal ultradźwiękowych, aby zminimalizować ryzyko uszkodzenia nerwów i naczyń. Dzięki takiemu podejściu uzyskano dobry wynik chirurgiczny. Tydzień po operacji siedem z tych psów zostało poddanych leczeniu mięśni brzucha brzucha przez wstrzyknięcie etanolu. CSGB indukowany etanolem spowodował poprawę regeneracji nerwów, co sugeruje, że zwiększony przepływ krwi skutecznie wspomaga regenerację nerwów w ubytkach IAN. Ten psi model może przyczynić się do dalszych badań nad długoterminowymi skutkami CSGB.

Zaobserwowaliśmy wzrost temperatury skóry twarzy po stronie blokady 1 tydzień po lewostronnej blokadzie zwoju szyjnego górnego (CSGB) (Rycina 8).
W 3. miesiącu po rekonstrukcji rurka PGA-C w obszarze rekonstrukcji uległa wchłonięciu i zaobserwowano regenerację nerwu zębodołowego dolnego w grupach z samą rekonstrukcją oraz rekonstrukcją + CSGB (Rysunek 9A, B</str...

Oceniliśmy wpływ blokady zwoju współczulnego szyjki macicy na naprawę nerwów za pomocą sztucznych kanałów nerwowych. Każdemu z samców psów rasy beagle wszczepiono sztuczny nerw przez 10-milimetrową szczelinę w lewym dolnym nerwie pęcherzykowym; Lewy zwój współczulny szyjki macicy został zablokowany przez wstrzyknięcie 99,5% etanolu przez torakotomię boczną.

Indukowane etanolem aplikacje do blokowania zwojów współczulnych szyjki macicy w celu wspomagania regeneracji dolnego nerwu wyrostka zębodołowego u psów za pomocą sztucznego nerwu

Polyglycolic acid collagen (PGA-C) tubes are bio-absorbable nerve tubes filled with collagen of multi-chamber structure, which consist of thin collagen ...

Metoda ta może pomóc odpowiedzieć na kluczowe pytania dotyczące regeneracji nerwów w polu sztucznych narządów za pomocą sztucznego przewodu nerwowego. Główną zaletą tej techniki jest to, że chirurgia piezoelektryczna może być stosowana do rekonstrukcji nerwu zębodołowego dolnego, aby uniknąć uszkodzenia nerwów i naczyń krwionośnych. Implikacje tej techniki rozciągają się na leczenie neuropatii ustno-twarzowej, ponieważ ma ona potencjał do wspomagania regeneracji nerwów.Po potwierdzeniu znieczulenia przez brak reakcji na odruch pedałowania, nałóż żel na przednią powierzchnię oczu, aby uniknąć otarcia rogówki. Ustaw psa we właściwej pozycji bocznej. Użyj igły o rozmiarze 27, aby wstrzyknąć trzy mililitry 1% lidokainy do dziąsła lewej żuchwy.Następnie za pomocą ostrza skalpela numer 15 wykonaj pięciocentymetrowe poprzeczne nacięcie w lewym dziąśle żuchwy, aby odsłonić żuchwy. Użyj piezoelektrycznych wibracji ultradźwiękowych o częstotliwości od 28 do 32 kiloherców, aby zmielić bliższą część żuchwy w prostokąt o wymiarach trzy centymetry na osiem milimetrów przez tylny otwór umysłowy. Ponieważ nerw wyrostka zębodołowego dolnego znajduje się w kanale żuchwy i jest otoczony kością, stosujemy chirurgię piezoelektryczną, która składa się z fal ultradźwiękowych do obróbki kości, aby zminimalizować ryzyko uszkodzenia nerwów i naczyń.Usuń przednią część płytki kostnej żuchwy, aby odsłonić lewy dolny nerw zębodołowy. Użyj skalpela, aby przeciąć dolny nerw wyrostka zębodołowego, aby umożliwić usunięcie 10-milimetrowego segmentu. Włóż bliższe i dystalne kikuty odciętego nerwu do rurki nerwowej na głębokość dwóch milimetrów.Użyj 8-0 nylonowe szwy i mikroskop chirurgiczny w 8-krotnym powiększeniu do zszycia rurki do bliższych i dalszych końców nerwów. Następnie przywróć płytkę kostną do jej pierwotnego miejsca w żuchwie i zamknij ranę nylonowymi szwami 4-0. Dzień po zabiegu należy wykonać tomografię komputerową kości twarzy w znieczuleniu, aby potwierdzić, że płytka kości żuchwy znajduje się we właściwej pozycji.Tydzień po zabiegu rekonstrukcji należy ogolić pole operacyjne. Następnie narysuj linię nacięcia po lewej stronie pola operacyjnego i za pomocą igły o rozmiarze 21 wstrzyknij pięć mililitrów 1% lidokainy w ogoloną klatkę piersiową jako środek znieczulający miejscowo i przeciwbólowy. Używając ostrza skalpela numer 10, wykonaj nacięcie nad zaznaczoną linią i użyj skalpela elektrycznego, aby naciąć warstwę tłuszczu, aby odsłonić powięź mięśniową.Odsłoń mięśnie zębate brzuszne i scalenus. Podnieś mięśnie od brzusznej do grzbietowej, aby odsłonić drugie i trzecie żebro. Wykonaj torakotomię boczną lewą w drugiej i trzeciej przestrzeni międzyżebrowej, aby odsłonić lewy zwój współczulny szyjki macicy.Użyj igły o rozmiarze 30, aby wstrzyknąć 2 mililitry 99,5% etanolu do zwoju współczulnego szyjki macicy. Zwój współczulny szyjki macicy jest zwyrodnieniowo zmieniany przez etanol. Następnie zamknij przestrzeń międzyżebrową przerwanymi szwami wchłanialnymi 1-0.Zamknij skórę przerwanymi szwami nylonowymi 3-0 i zmierz temperaturę skóry twarzy za pomocą termografii w podczerwieni tydzień po blokadzie zwoju współczulnego szyjki macicy lub CSGB. Po trzech miesiącach od rekonstrukcji rurka kwasu poliglikolowego z kolagenem w obszarze rekonstrukcji jest wchłaniana, a regenerację nerwu zębodołowego dolnego obserwuje się zarówno w grupie tylko rekonstrukcji, jak i rekonstrukcji plus CSGB. Potencjał czynnościowy nerwu czuciowego jest również mierzalny zarówno po stronie rekonstrukcji w grupie rekonstrukcji plus CSGB, jak i w grupie rekonstrukcji nerwów, przy czym znacznie wyższy wskaźnik regeneracji i prędkość przewodnictwa nerwów czuciowych obserwuje się u zwierząt z rekonstrukcją i CSGB niż w grupie tylko z rekonstrukcją.Mielinizowane włókna nerwowe obserwuje się w centralnym i dystalnym segmencie zregenerowanego dolnego nerwu pęcherzykowego w grupach tylko rekonstrukcji i rekonstrukcji plus CSGB, chociaż obie grupy wykazały mniejsze zregenerowane średnice nerwów mielinizowanych w porównaniu z normalną grupą kontrolną. Obecność zregenerowanych aksonów i komórek Schwanna jest dodatkowo potwierdzona w centralnym i dystalnym segmencie grup rekonstrukcji-plus-CSGB poprzez barwienie odpowiednio przeciwciałami anty-neurofilamentowymi i anty-S100. Analiza morfologiczna ujawnia znacznie wyższą gęstość mielinizowanych włókien nerwowych i procent tkanki nerwowej zarówno w środkowym, jak i dystalnym segmencie zregenerowanego lewego dolnego nerwu pęcherzykowego w grupie CSGB w porównaniu ze zwierzętami z samą rekonstrukcją, przy znacznie mniejszym współczynniku G obserwowanym przy procedurze CSGB.Blokada zwoju współczulnego szyjki macicy powoduje poprawę regeneracji nerwów, co sugeruje, że zwiększony przepływ krwi skutecznie wspomaga regenerację nerwów. Technika ta przyczynia się do rozwoju badań w dziedzinie inżynierii tkankowej in situ w celu zbadania chirurgicznego leczenia neuropatii ustno-twarzowej z wykorzystaniem sztucznego nerwu.

ethanol-induced-cervical-sympathetic-ganglion-block-applications-for

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Neuronauka

Źródło: Shionoya, Y., et al. Indukowane etanolem blokowanie zwojów współczulnych szyjki macicy w celu wspomagania regeneracji dolnego nerwu zębodołowego psów za pomocą sztucznego nerwu. J. Vis. Exp. (2018)Ten film przedstawia psi model regeneracji dolnego nerwu pęcherzykowego (IAN) przy użyciu biodegradowalnego rusztowania i blokady współczulnej indukowanej etanolem. Zabieg polega na chirurgicznym dostępie do zwoju współczulnego szyjki macicy i wstrzyknięciu etanolu w celu wywołania...

Wpływ indukowanej etanolem blokady zwoju współczulnego na regenerację nerwów w modelu psa

Komórki otoczki węchowej (OEC) to komórki grzebienia nerwowego, które umożliwiają wzrost pierwotnych neuronów węchowych. Ta specyficzna właściwość może być wykorzystana do przeszczepu komórkowego. Przedstawiamy w niniejszej pracy model transplantacji komórkowej oparty na zastosowaniu OEC w modelu uszkodzenia nerwu krtaniowego.

Przeszczep komórek osłonki węchowej w celu oceny powrotu do sprawności funkcjonalnej po uszkodzeniu nerwów obwodowych

Aferentna sygnalizacja błędna przekazuje ważne informacje do ośrodkowego układu nerwowego z receptorów znajdujących się w narządach brzucha i klatki piersiowej. Zwoje nerwu błędnego bez dawki zawierają wiele rodzajów receptorów, które modulują aktywność nerwu błędnego. Protokół ten opisuje metodę miejscowych wstrzykiwań neurochemikaliów do zwojów nerwowych bez dawki.

Metoda wstrzykiwania zwojów nerwowych bez dawki u szczura Sprague-Dawley

Ten protokół przedstawia użycie iniekcji do zwoju korzenia grzbietowego (DRG) z wektorem wirusowym i równoczesnym uszkodzeniem zmiażdżenia korzenia grzbietowego u dorosłego szczura jako model do badania regeneracji aksonów czuciowych. Model ten nadaje się do badania zastosowania terapii genowej w celu promowania regeneracji aksonów czuciowych.

Iniekcja zwoju korzenia grzbietowego i uraz zmiażdżenia korzenia grzbietowego jako model regeneracji aksonów czuciowych

Ta praca przedstawia metodologię stosowania ultradźwięków o wysokiej intensywności do blokowania potencjałów czynnościowych cukrzycowych nerwów neuropatycznych.

Narzędzie ultradźwiękowe do blokowania przewodnictwa nerwowego w modelach szczurów z cukrzycą

Opisujemy metodę laminotomii u świń, która zapewnia dostęp do zwojów korzenia grzbietowego lędźwiowego (DRG) do iniekcji wewnątrzzwojowej. Postęp iniekcji jest monitorowany śródoperacyjnie i potwierdzany histologicznie do 21 dni po zabiegu. Protokół ten może być wykorzystany w przyszłych badaniach przedklinicznych obejmujących wstrzyknięcie DRG.

Laminotomia w celu uzyskania dostępu do ganglionu korzenia grzbietowego lędźwiowego i wstrzyknięcia u świń

Tutaj prezentujemy protokół wstrzykiwania autologicznych komórek macierzystych pochodzących z mięśni w pobliżu nawrotnego nerwu krtaniowego za pomocą elektrycznego stymulatora nerwów. Ta nowatorska technika może stać się przydatna w leczeniu nawracającej neuropatii krtani koni.

Wstrzyknięcie autologicznych komórek macierzystych pod sterowaniem stymulatorem nerwów w pobliżu lewego nerwu krtaniowego wstecznego konia

Ten protokół opisuje powtarzalne podejście do chirurgii nerwu twarzowego w modelu szczurzym, w tym opisy różnych indukowalnych wzorców urazów.

Chirurgia nerwu twarzowego w modelu szczurzym w celu zbadania hamowania i regeneracji aksonów

Obecny protokół opisuje mysi model ablacji unerwienia adrenergicznego poprzez identyfikację i resekcję górnego zwoju szyjnego.

Technika chirurgiczna dla górnej ganglionektomii szyjki macicy w modelu mysim

Ten protokół przedstawia instrukcję krok po kroku, jak pobrać powierzchowny płat powięzi tętnicy nadbrzusza dolnej (SIEF) i owinąć go wokół zrekonstruowanego ubytku nerwu strzałkowego u królików. To chirurgiczne dodanie unaczynienia do łożyska tkankowego przeszczepów nerwowych służy do poprawy wyników regeneracji.

Powierzchowny dolny płat powięzi tętnicy nadbrzusznej do rekonstrukcji nerwów u królików

Przedstawiamy protokół bezpośredniego wstrzykiwania nerwu błędnego u szczurów, umożliwiający dostarczanie leku bezpośrednio do nerwu bez powikłań po wstrzyknięciu. Metoda ta ma zastosowanie w przedklinicznych badaniach neurologicznych obejmujących manipulację autonomicznego układu nerwowego. Może być stosowany do bezpośredniego wstrzykiwania nerwów dla innych nerwów u szczurów i innych gatunków, z niezbędnymi modyfikacjami.

Protokół bezpośredniego wstrzykiwania nerwu błędnego dla szczurów

Poznaj metodę blokady zwojów współczulnych szyjki macicy w celu wspomagania regeneracji nerwu wyrostka zębodołowego u psów rasy beagle przy użyciu sztucznego nerwu. Technika ta poprawia unaczynienie i przyspiesza odbudowę włókien nerwowych.

Indukowane etanolem aplikacje do blokowania zwojów współczulnych szyjki macicy w celu wspomagania regeneracji dolnego nerwu wyrostka zębodołowego u psów za pomocą sztucznego nerwu (Wideo) | JoVE Journal

Indukowane etanolem aplikacje do blokowania zwojów współczulnych szyjki macicy w celu wspomagania regeneracji dolnego nerwu wyrostka zębodołowego u psów za pomocą sztucznego nerwu

Przeglądaj więcej filmów