Name: Świnia jako moduł treningowy do rekonstrukcji mikrokrążenia głowy i szyi (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2018-09-29T13:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 43 s
Description: Poznaj protokół treningowy w mikrochirurgii rekonstrukcyjnej głowy i szyi z wykorzystaniem modelu świńskiego. Metoda umożliwia początkującym chirurgom rozwój umiejętności anastomozy naczyniowej w realistycznych warunkach.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Ta praca była finansowana i wspierana przez Program Badań Podstawowych za pośrednictwem Narodowej Fundacji Badawczej Korei (NRF) finansowany przez Ministerstwo Nauki, ICT i Planowania Przyszłości (2015R1C1A1A01051907). Prace te były również wspierane przez Program Badań Podstawowych za pośrednictwem Narodowej Fundacji Badawczej Korei (NRF) finansowany przez Ministerstwo Nauki, ICT i Planowania Przyszłości (NRF-2016M3A9E9941746).

To badanie zostało przeprowadzone i zatwierdzone przez Departament Zasobów Zwierząt Laboratoryjnych, Instytut Badań Biomedycznych Yonsei, Yonsei University College of Medicine, akredytowany przez Association for Assessment and Accreditation of Laboratory Animal Care International. Badanie to było zgodne z wytycznymi dotyczącymi opieki i wykorzystywania zwierząt laboratoryjnych Instytutu Zasobów Zwierząt Laboratoryjnych Komisji Nauk Przyrodniczych Narodowej Rady ds. Badań Naukowych. Wszystkie świnie były aklimatyzowane przez tydzień przed operacją.
1. Przygotowanie
<ol>
	<li>Trzymaj świnie bez jedzenia przez ponad 12 godzin przed znieczuleniem ogólnym ze swobodnym dostępem do wody. 
	Uwaga: Wykorzystano sześć samic świń rasy Yorkshire o wadze 25–30 kg każda.</li>
	<li>Użyj igły o rozmiarze 16 G o długości 1 cm, aby wstrzyknąć domięśniowo alfaksan (1 mg/kg), ksylazynę (2 mg/kg) i azaperon (2 mg/kg) za i poniżej ucha, aby rozpocząć znieczulenie.</li>
	<li>Ogol przednią linię środkową szyi i ścianę brzucha świni za pomocą golarki do chirurgicznej depilacji.</li>
	<li>Zabezpiecz drogę dożylną (IV) przez centralną lub brzeżną żyłę uszną po tylnej stronie małżowiny usznej za pomocą igły 22-G. Wstrzyknąć Ketorolac (1 mg/kg) przez linię dożylną.</li>
	<li>Następnie wstrzyknąć domięśniowo atropinę (0,04 mg/kg) zgodnie z opisem w 1.2. Wstrzyknąć cefazolinę (30 mg/kg) domięśniowo, jak opisano w punkcie 1.2.</li>
	<li>Połóż świnię w pozycji leżącej na wznak nad stołem sali operacyjnej.</li>
	<li>Pozwól świni spontanicznie wdychać 2 litry tlenu z 5% izofluranem przez maskę anestezjologiczną dla świń.</li>
	<li>Odsłoń struny głosowe przez usta za pomocą laryngoskopu i spryskaj je dwoma wdechami 2% roztworu miejscowego lidokainy, aby zapobiec skurczowi krtani wywołanemu intubacją.</li>
	<li>Zaintubować rurką 6,5 mm, napompować mankiet rurki 3-5 ml powietrza za pomocą strzykawki bez dołączonej do niej igły. 
	Uwaga: Wykonaj kapnometrię, aby upewnić się, że rurka dotchawicza, która jest częścią aparatu do znieczulenia, znajduje się we właściwej pozycji i CO2 wraca do urządzenia jako wskaźnik prawidłowego natlenienia.</li>
	<li>Utrzymać znieczulenie po intubacji 2% izofluranem.</li>
	<li>Użyj maści weterynaryjnej na oczy świni i zamknij ją plastrem na oko.</li>
</ol>
2. Procedura: Recepcja
<ol>
	<li>Zdezynfekuj szyję i ściany brzucha roztworem peelingu na bazie jodu 1%.</li>
	<li>Rozpocznij pionowe nacięcie linii środkowej w przedniej części szyi za pomocą ostrza nr 23 aż do mostka.</li>
	<li>Wypreparuj mięśnie paska i wsuń go na boki za pomocą nożyczek do tkanek Kelly i retraktora Lahey.</li>
	<li>Odsłoń tchawicę od pierwszego pierścienia do wlotu klatki piersiowej.</li>
	<li>Następnie należy odsłonić tętnicę szyjną wspólną i żyłę szyjną wewnętrzną w celu zespolenia.</li>
	<li>Za pomocą ostrza nr 11 utworzyć okienko w drugiej lub trzeciej chrząstce tchawicy o szerokości ~1 cm.</li>
	<li>Poszukaj rurki dotchawiczej przez utworzoną wadę tchawicy i upewnij się, że napowietrzanie przez rurkę jest kontynuowane przy użyciu respiratora bez wycieku.</li>
</ol>
3. Procedura: Miejsce klapy
Uwaga: Pobieranie płatów z perforatora tętnicy nadbrzusza (SEAP) może być przeprowadzone zgodnie z metodą opisaną przez Frederica Bodin7.
<ol>
	<li>Zaprojektuj płat na górnej części brzucha za pomocą markera chirurgicznego (<silna klasa="xfig">Rysunek 1A).</li>
	<li>Wykonaj eliptyczne nacięcie skóry o wymiarach 4 x 3 cm za pomocą skalpela nr 23 do przedniej osłonki ściany brzucha po przyśrodkowej stronie narysowanego płata (<silna klasa = "xfig">Ryc. 1B).</li>
	<li>Podnieś (złuszcz) płat z pochewki mięśnia prostego brzucha, szukając perforatorów prowadzących do płata skóry, jednocześnie trzymając powięź za allis.</li>
	<li>Wykonaj sekcję domięśniową i podążaj za perforatorami do górnych naczyń nadbrzusza (<silna klasa="xfig">Rysunek 1B)</li>
	<li>Teraz wykonaj boczne nacięcie skóry na zaprojektowanym płatze (<klasa silna="xfig">Ryc. 1A) za pomocą skalpela nr 23 (<klasa silna="xfig">Ryc. 1C)</li>
	<li>Ścisnąć górne naczynia nadbrzusza i żyły komitacyjne hemostatem i użyć nożyczek do tkanek Kelly'ego, aby przeciąć poniżej hemostatu i podwiązać naczynie powyżej hemostatu za pomocą szwu 3-0. Następnie zdejmij hemostat.</li>
</ol>
4. Zespolenie i zamknięcie
<ol>
	<li>Załóż lupę chirurgiczną.</li>
	<li>Zacisnąć tętnicę szyjną za pomocą dwóch hemostatów w odległości 1-2 cm między nimi.</li>
	<li>Użyj mikronożyczek, aby przeciąć tętnicę szyjną i zawiązać górną część podwójnym szwem, aby upewnić się, że nie ma wycieku.</li>
	<li>Użyj podwójnego zacisku bez ramy między tętnicą szyjną a tętnicą płatową.</li>
	<li>Rozpocznij zespolenie od użycia prostego szwu 10-0 zinterpretowanego na całej grubości.</li>
	<li>Umieść pierwsze dwa szwy rozciągowe w odległości około 120 stopni od siebie na obwodzie naczynia, a następnie pomiędzy nimi umieść 2-3 szwy.</li>
	<li>Zwolnij zacisk. Jeśli sączy się krew, wykonaj podobny szew w miejscu sączenia.</li>
	<li>Poszukaj żylnego przepływu wstecznego z venae comitantes.</li>
	<li>Wykonaj zespolenie zgodnie z opisem w krokach od 4.1 do 4.7 dla żyły szyjnej wewnętrznej i żył krwionośnych (<silna klasa="xfig">Rysunek 1D).</li>
	<li>Użyj igły strzykawki o rozmiarze 18, aby nakłuć skórę, aby zapewnić żywotność płata, widząc kroplę krwi.</li>
	<li>Zamknij okienko tchawicy i zszyj je z powięzią mięśniową płata SEAP za pomocą szwu 3-0.</li>
	<li>Zewnętrznie i zszyć łopatkę skórną płata SEAP do nacięcia skóry w linii środkowej szyjki macicy (<silna klasa = "xfig">Rysunek 2A).</li>
	<li>Zamknij nacięcie skóry brzucha (<silna klasa="xfig">Rysunek 2B).</li>
</ol>
5. Opieka pooperacyjna
<ol>
	<li>Ustaw świnię z powrotem w pozycji leżącej.</li>
	<li>Odstaw izofluran i odstaw świnię od respiratora.</li>
	<li>Pozwolić świni dojść do siebie w klatce dla zwierząt i ściśle ją monitorować, aby zapewnić jej płynny powrót do zdrowia po zabiegu.</li>
	<li>Poszukaj płata w miejscu rekonstrukcji po zagojeniu (<silna klasa="xfig">Rysunek 2C).</li>
	<li>Przyjrzyj się miejscu dawczemu u zwierzęcia po wygojeniu (<silna klasa="xfig">Rysunek 2D).</li>
	<li>Rozpocząć podawanie mleczanu Ringera w dawce 150 ml/h aż do całkowitego wyzdrowienia i podać 0,3 mg buprenorfiny w celu znieczulenia.</li>
	<li>Po ekstubacji należy uważnie obserwować świnię, aż odzyska ona przytomność na tyle, aby utrzymać pozycję i oddychać oraz będzie w stanie spontanicznie pić.</li>
	<li>Świnie po operacji należy trzymać w odseparowanym miejscu od zwierząt, które nie są operowane.</li>
	<li>Rozpocząć domięśniowe podawanie amoksycyliny-klawulanianu (14 mg/kg) przez 1 tydzień.</li>
	<li>Rozpocząć domięśniowe podawanie meloksykamu (0,2 mg/kg) przez 1 tydzień.</li>
</ol>
6. Eutanazja
<ol>
	<li>Znieczulenie świni należy rozpocząć od wstrzyknięcia propofolu przez dożylne (5-10 ml) i utrzymywać go za pomocą izofluranu 5%.</li>
	<li>Zaintubować świnię zgodnie z opisem w kroku (1.1, 1.2, 1.6-1.10).</li>
	<li>Wywołać zatrzymanie krążenia przez dożylne wstrzyknięcie 40 mmol KCl.</li>
</ol>

<ol><li>Chen, C. L., Zenga, J., Roland, L. T., Pipkorn, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Complications+of+double+free+flap+and+free+flap+combined+with+locoregional+flap+in+head+and+neck+reconstruction%3A+A+systematic+review%5BTitle%5D)+AND+%22Head+%26+Neck+journal+of+the+Science+and+Specialties+of+the+Head+and+Neck%22%5BJournal%5D)">Complications of double free flap and free flap combined with locoregional flap in head and neck reconstruction: A systematic review.</a> Head & Neck journal of the Science and Specialties of the Head and Neck. 40 (3), 632-646 (2018).</li>
<li>Smith, R. K., Wykes, J., Martin, D. T., Niles, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Perforator+variability+in+the+anterolateral+thigh+free+flap%3A+a+systematic+review%5BTitle%5D)+AND+%22Surgical+and+Radiologic+Anatomy%22%5BJournal%5D)">Perforator variability in the anterolateral thigh free flap: a systematic review.</a> Surgical and Radiologic Anatomy. 39 (7), 779-789 (2017).</li>
<li>Bauer, F., Koerdt, S., Hölzle, F., Mitchell, D. A., Wolff, K. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Eight+free+flaps+in+24+hours%3A+a+training+concept+for+postgraduate+teaching+of+how+to+raise+microvascular+free+flaps%5BTitle%5D)+AND+%22British+Journal+of+Oral+and+Maxillofacial%22%5BJournal%5D)">Eight free flaps in 24 hours: a training concept for postgraduate teaching of how to raise microvascular free flaps.</a> British Journal of Oral and Maxillofacial. 54 (1), 35-39 (2016).</li>
<li>Schoeff, S., Hernandez, B., Robinson, D. J., Jameson, M. J., Shonka, D. C. Jr <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microvascular+Anastomosis+Simulation+Using+a+Chicken+Thigh+Model%3A+Interval+Versus+Massed+Training%5BTitle%5D)+AND+%22The+Laryngoscope%22%5BJournal%5D)">Microvascular Anastomosis Simulation Using a Chicken Thigh Model: Interval Versus Massed Training.</a> The Laryngoscope. 127 (11), 2490-2494 (2017).</li>
<li>Bodin, F., Diana, M., Koutsomanis, A., Robert, E., Marescaux, J., Bruant-Rodier, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Porcine+model+for+free-flap+breast+reconstruction+training%5BTitle%5D)+AND+%22Plastic+and+Reconstructive+Surgery+Journal%22%5BJournal%5D)">Porcine model for free-flap breast reconstruction training.</a> Plastic and Reconstructive Surgery Journal. 68 (10), 1402-1409 (2015).</li>
<li>Rodriguez, J. R., Yañez, R., Cifuentes, I., Varas, J., Dagnino, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microsurgery+Workout%3A+A+Novel+Simulation+Training+Curriculum+Based+on+Nonliving+Models%5BTitle%5D)+AND+%22Plastic+and+Reconstructive+Surgery+Journal%22%5BJournal%5D)">Microsurgery Workout: A Novel Simulation Training Curriculum Based on Nonliving Models.</a> Plastic and Reconstructive Surgery Journal. 138 (4), 739e-747e (2016).</li>
<li>Carey, J. N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Simulation+of+plastic+surgery+and+microvascular+procedures+using+perfused+fresh+human+cadavers%5BTitle%5D)+AND+%22Plastic+and+Reconstructive+Surgery+journal%22%5BJournal%5D)">Simulation of plastic surgery and microvascular procedures using perfused fresh human cadavers.</a> Plastic and Reconstructive Surgery journal. 67 (2), e42-e48 (2014).</li>
<li>Chan, W., Niranjan, N., Ramakrishnan, V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Structured+assessment+of+microsurgery+skills+in+the+clinical+setting%5BTitle%5D)+AND+%22Plastic+and+Reconstructive+Surgery+Journal%22%5BJournal%5D)">Structured assessment of microsurgery skills in the clinical setting.</a> Plastic and Reconstructive Surgery Journal. 63 (8), 1329-1334 (2010).</li>
<li>Matsumura, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+newly+designed+training+tool+for+microvascular+anastomosis+techniques%3A+Microvascular+Practice+Card%5BTitle%5D)+AND+%22Surgical+Neurology+Journal%22%5BJournal%5D)">A newly designed training tool for microvascular anastomosis techniques: Microvascular Practice Card.</a> Surgical Neurology Journal. 71 (5), 616-620 (2010).</li>
<li>Kim, W. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Tracheal+reconstruction+with+a+free+vascularized+myofascial+flap%3A+preclinical+investigation+in+a+porcine+model+to+human+clinical+application%5BTitle%5D)+AND+%22Scientific+Reports%22%5BJournal%5D)">Tracheal reconstruction with a free vascularized myofascial flap: preclinical investigation in a porcine model to human clinical application.</a> Scientific Reports. 7 (1), 10022(2017).</li>
</ol>

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Znaczna zachorowalność i wady mogą wystąpić u pacjentów z nowotworami złośliwymi głowy i szyi podczas leczenia chirurgicznego. Transfer tkanek wolnych od mikronaczyniowości stał się w większości przypadków niezbędny do rekonstrukcji. Żywotność płata jest krytyczną kwestią, wymagającą stabilności, precyzyjnego obchodzenia się z szypułką, czucia dotykowego, zdolności wzrokowo-przestrzennej i doskonałego przepływu operacyjnego ze strony chirurga8. Aby rozwinąć te umiejętności, potrzebna jest rozległa...

Rekonstrukcja po operacji chorób nowotworowych głowy i szyi jest trudną procedurą związaną ze znaczną zachorowalnością. Rekonstrukcja mikronaczyniowa z wolnym płatem od ponad 20 lat jest powszechnie uznawana za standardowe podejście do rekonstrukcji1,2,3. Swobodny transfer płata odgrywa znaczącą rolę w poprawie zarządzania głową i szyją u pacjentów z rakiem oraz w urazach pourazowych, przesuwając w ten sposób granice chirurgicznego wycinania choroby poza poprzednie techniki, co skutkuje wyższą jakością życia pacjenta i dłuższymi wskaźnikami przeżycia1,2,3. Różne płaty do rekonstrukcji obejmują klapy obrotowe, przeszczepowe i wolne.
Rola wolnych płatów w rekonstrukcji głowy i szyi wzrosła. Jest to klapa najtrudniejsza w obsłudze, wymagająca wprawnego i delikatnego obchodzenia się z nią. Awaria klapy jest katastrofalnym zdarzeniem, ze znaczną zachorowalnością4,5. W związku z tym potrzeba dużo czasu na szkolenie, aby rozwinąć precyzję niezbędną do pomyślnych wyników operacji3,4,5,6,7,8,9. Stroma krzywa uczenia się związana z taką operacją może mieć wpływ na wynik dla pacjentów i wpływać na zarządzanie leczeniem3,4,5,6,7,8,9. Aby skrócić czas szkolenia i skrócić krzywą uczenia się dla nowych chirurgów, potrzebny jest model szkoleniowy, który naśladuje biologię człowieka i zapewnia podobne warunki w polu chirurgicznym8.
Celem tego badania jest pokazanie widoczności świni jako dobrego modułu treningowego do rekonstrukcji mikrokrążenia głowy i szyi, przypominającego przypadek człowieka z ulepszonymi umiejętnościami w aktywny sposób.
To badanie badało wykorzystanie modelu świni do szkolenia nowych kolegów w zakresie rekonstrukcji mikronaczyniowej głowy i szyi w celu przeniesienia swobodnego płata, aby zapewnić opłacalne i mniej stresujące uzupełnienie szkolenia klinicznego z niezawodnie podobnymi funkcjami dla procedur z wolnym płatem. Świnie były wykorzystywane do wielu badań i jako modele dydaktyczne do różnych rekonstrukcji chirurgicznych, np. rekonstrukcji piersi; 5 Jednak świnie nigdy nie były wykorzystywane do rekonstrukcji głowy i szyi, z wyjątkiem naszego badania dotyczącego rekonstrukcji tchawicy z powodu zwężenia tchawicy10.
Pomysł został zapoczątkowany po Frederic Bodin7, którzy opisują podobny płat do rekonstrukcji piersi. Główną zaletą badania w porównaniu z innym modułem treningu mikrokrążenia jest moduł aktywnego ożywiania z realnym natychmiastowym rezultatem zabiegu.

<table><tbody><tr><td>Pigs XP Bio, Seul, Korea</td><td></td><td></td><td></td>Południowa</tr><tr><td>Golarka do chirurgicznego usuwania włosów</td><td>Cewnik 3M</td><td></td><td></td></tr><tr><td>22 Gage</td> Strzykawka <td>B.BRAUN</td><td></td><td></td></tr><tr><td>z igłą o rozmiarze 18</td><td>Jung Rim Medical</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Domięśniowy alfaxan</td><td>Careside</td><td></td><td>10ml / VAL</td></tr><tr><td>Domięśniowo ksylazyna</td><td>Bayer</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Domięśniowy azaperon</td><td>Sigma-aldrich</td><td></td><td>34223</td></tr><tr><td>Domięśniowa atropina</td><td>Daewon</td><td></td><td>0,5 mg / A</td></tr><tr><td>Domięśniowa cefazolina</td><td>Yuhan</td><td></td><td>1g</td></tr><tr><td>dożylnie Ketorolac</td><td>Hana Pharm</td><td></td><td>30 mg</td></tr><tr><td>Maska do znieczulenia świń</td><td>DRE</td><td></td><td>1392</td></tr><tr><td>rurka mankietu dotchawiczego 6,5 mm</td><td>SMITH medyczny</td><td></td><td>100/150/065</td></tr><tr><td>Maszyna do znieczulenia</td><td>Drä ger</td><td></td><td>PRIMUS IE</td></tr><tr><td>2% lidokaina roztwór do stosowania miejscowego</td><td>Maść weterynaryjna Taejoon</td><td></td><td></td></tr><tr><td></td><td>Pfizer</td><td></td><td>terramycyna <img alt="Misc" src="/files/ftp_upload/58104/58104misc1.jpg"></td></tr> <tr><td>Eye cover patch</td><td>Innomed</td><td></td><td>S-universal010S</td></tr><tr><td>roztwór betadyny 1%.</td><td>Gaza Korea Pharma</td> 4 * 4 Pierwsze medyczne <td></td><td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td>22 * 30 CM Ostrze 320S</td></tr><tr><td>nr 23</td> Retraktor <td>Lahey Paragon</td><td></td><td>23</td></tr> Nożyce do tkanek <tr><td></td><td>V.Mueller</td><td></td><td>SU3960</td></tr><tr><td>Kelly</td><td>SOLCO</td><td></td><td>05-1990</td></tr><tr><td>ostrze nr 11</td> Pióro chirurgiczne <td>Paragon</td><td></td><td>11</td></tr><tr><td></td><td>Aspen Surgical</td><td></td><td>Regularny #2750</td></tr><tr><td>allis</td><td>V.Mueller</td><td></td><td>SU4055</td></tr><tr><td>szew krawatowy</td><td>Covidein</td><td></td><td>bez igły</td></tr><tr><td>3,5 i razy; lupa chirurgiczna Podwójny</td> zacisk <td>zeiss</td><td></td><td>eyemag smart</td></tr><tr><td>bez ramy</td> Nożyczki <td>V.Mueller</td><td></td><td>CH7155</td></tr><tr><td></td><td>AESCULAP</td><td></td><td>FD038R</td></tr><tr><td>Mleczan Ringera</td><td>Daehan</td><td></td><td>500ml/1 torebka</td></tr><tr><td>amoksycyliny– clavulanate</td><td>Ilsung</td><td></td><td>0,6 g / V</td></tr><tr><td>Meloksykam</td><td>Samil</td><td></td><td>7,5 mg</td></tr><tr><td>propofol</td><td>Dong Kook</td><td></td><td>120 mg / V</td></tr><tr><td>dożylny roztwór KCl</td><td>Daehan</td><td></td><td>20ml/50P</td></tr><tr><td>zakrzywiony na komary</td><td>SOLCO</td><td></td><td>013-0111</td></tr><tr><td>komar prosty</td><td>SOLCO</td><td></td><td>05-1050</td></tr><tr><td>etylonu 10-0 szew</td><td>etykon</td><td></td><td>10/0W1756</td></tr><tr><td>Vicryl 3-0.</td><td>etykon</td><td></td><td>3/0W9890</td></tr><tr><td>buprenorfina</td><td>Hanlim</td><td></td><td>0,3mg</td></tr></tbody></table>

Świnia jako moduł treningowy do rekonstrukcji mikrokrążenia głowy i szyi

Porcine As a Training Module for Head and Neck Microvascular Reconstruction

Żywe modele, które przypominają warunki chirurgiczne ludzi, są potrzebne do treningu swobodnego pobierania klap i zespolenia. Modele zwierzęce do celów szkoleniowych są dostępne od lat w wielu dziedzinach chirurgii. Użyliśmy samic (ponieważ są one łatwe w obsłudze do zabiegu) świń Yorkshire do rekonstrukcji głowy i szyi poprzez pobranie głębokiego dolnego perforatora tętnicy nadbrzusza lub płata perforatora tętnicy nadbrzusza górnej. Miejsce zespolenia (ubytek skóry szyi lub ubytek ściany tchawicy) opracowano poprzez rozwarstwienie tętnicy szyjnej wspólnej i żyły szyjnej wewnętrznej, w którym do zespolenia zastosowano powiększenie lupy 3,5×, tak jak używamy go w rzeczywistych przypadkach u ludzi. Ta procedura demonstruje nową metodę trenowania przy użyciu niezawodnego modelu uczenia się i zapewnia szczegółową anatomię w rzeczywistym scenariuszu. Skupiliśmy się na czasie niedokrwienia, pobraniu, zespoleniu naczyń i zaprojektowaniu płata dopasowanego do miejsca ubytku. Model ten usprawnia operację tkanek i przy użyciu odpowiednich narzędzi może być wielokrotnie powtarzany, dzięki czemu chirurg jest w pełni pewny siebie przed rozpoczęciem operacji na ludziach.

Procedurę przeprowadzono na sześciu świniach: u dwóch zwierząt wykonano rekonstrukcję ubytku skóry szyjnej, u dwóch rekonstrukcję tchawicy, a u dwóch zastosowano płat wolny w celu przetestowania urządzenia do anastomozy naczyniowej. Świnie monitorowano przez 3 miesiące i nie stwierdzono klinicznych oznak deficytów neurologicznych.
Średni czas niedokrwienia wynosił 50 min (zakres 35-80 min); czas ten ulegał skróceniu wraz z powta...

Tutaj prezentujemy protokół użycia płata perforatora tętnicy nadbrzusza świni jako modułu uczenia się do rekonstrukcji mikrokrążenia głowy i szyi.

Live models that resemble surgical conditions of humans are needed for training free-flap harvesting and anastomosis. Animal models for training purposes ...

Ta metoda może pomóc odpowiedzieć na kluczowe pytania dotyczące tego, jak skonfigurować moduł treningu życia do mikronaczyniowej rekonstrukcji głowy i szyi. Główną zaletą tej techniki jest to, że ułatwia początkującym chirurgom rozwijanie umiejętności w zakresie chirurgii rekonstrukcyjnej mikronaczyniowej. Zacznij od użycia laryngoskopu, aby odsłonić struny głosowe przez usta 25 do 30 gramowej samicy świni Yorkshire i spryskać struny dwoma wdechami 2% roztworu miejscowego lidokainy, aby zapobiec skurczowi krtani wywołanemu intubacją.Zaintubuj rurką o średnicy 6,5 milimetra. I użyj strzykawki, aby napompować mankiet rurki trzema do pięciu mililitrami powietrza. Po upewnieniu się, że rurka dotchawicza znajduje się we właściwej pozycji, nałóż maść na oczy zwierzęcia.I chroń oczy za pomocą plastra zakrywającego. Następnie użyj 1% roztworu peelingującego na bazie jodu, aby zdezynfekować szyję i ściany brzucha. I użyj ostrza numer 23, aby wykonać pionowe nacięcie przedniej szyi w linii środkowej do mostka.Rozetnij mięśnie paska. I użyj nożyczek do tkanek Kelly'ego i retraktora Lahey, aby odciągnąć mięśnie na boki, aby odsłonić tchawicę od pierwszego pierścienia do wlotu klatki piersiowej. Odsłoń tętnicę szyjną wspólną w żyle szyjnej wewnętrznej do zespolenia i użyj ostrza numer 11, aby utworzyć jednocentymetrowe okno w drugiej lub trzeciej chrząstce.Następnie poszukaj rurki dotchawiczej przez ubytek tchawicy i potwierdź obecność ciągłego napowietrzania przez rurkę. Aby wykonać doskonałe pobranie płata perforatora tętnicy nadbrzusza, użyj pisaka chirurgicznego, aby zaprojektować płat na górnej części brzucha i użyj skalpela numer 23, aby utworzyć eliptyczne nacięcie skóry o wymiarach cztery na trzy centymetry przez przednią osłonkę ściany brzucha po przyśrodkowej stronie płata. Trzymając powięź za Allis, podnieś płat z pochewki mięśnia prostego brzucha, aby zlokalizować perforatory prowadzące do płata skóry.Tępo wypreparuj odsłoniętą tkankę mięśniową. I podążaj za perforatorami do górnych naczyń nadbrzusza. Użyj skalpela numer 23, aby wykonać boczne nacięcie skóry w klapie.I lepiej zacisnąć górne naczynia nadbrzusza i żyły komitantów za pomocą hemostatu. Następnie użyj nożyczek do tkanek Kelly'ego, aby przeciąć powyżej hemostatu i podwiązać naczynie poniżej hemostatu za pomocą szwu 3-oh, aby umożliwić usunięcie hemostatu. Do zespolenia naczynia należy użyć lupy chirurgicznej, aby zacisnąć tętnicę szyjną za pomocą dwóch hemostatów oddalonych od siebie o jeden do dwóch centymetrów.Użyj mikronożyczek, aby przeciąć między hemostatami. I zawiąż górną część naczynia podwójnym szwem, aby zapobiec wyciekowi. Używając podwójnego zacisku bez ramy między tętnicami szyjnymi a płatowymi, użyj prostego szwu interpretowanego o pełnej grubości 10 oh, aby umieścić pierwsze dwa szwy podciągowe w odległości około 120 stopni od siebie na obwodzie naczynia i dwa do trzech szwów między szwami podwórkowymi.Zwolnij zacisk i sprawdź, czy nie ma wycieków. Jeśli nie ma odpływu wstecznego z venae comitantes, należy utworzyć kolejne zespolenie dla żyły szyjnej wewnętrznej i żył przymętnych, jak właśnie pokazano. Za pomocą strzykawki wyposażonej w igłę o rozmiarze 18 nakłuć skórę, aby potwierdzić żywotność płata.Jeśli pojawi się kropla krwi, użyj szwu three-oh, aby zamknąć okienko tchawicy z powięzią mięśniową płata perforatora tętnicy nadbrzusza górnego. Następnie zewnętrznie zewnętrznij i zszyj panel skóry płata do nacięcia skóry linii środkowej szyjki macicy i zamknij nacięcie skóry brzucha. Pod koniec zabiegu należy przywrócić świnię do pozycji leżącej i pozwolić zwierzęciu dojść do siebie bez innych zwierząt.Podawaj mleczan Ringera w ilości 150 mililitrów na godzinę, aż zwierzę w pełni wyzdrowieje, i podawaj 0,3 miligrama buprenorfiny w celu znieczulenia. Gdy zwierzę jest w pozycji leżącej, rozpocznij domięśniowe podawanie amoksycyliny, klawulanianu i meloksykamu przez tydzień, codziennie sprawdzając miejsce dawcze i płat w miejscu rekonstrukcji pod kątem postępu gojenia. W tych reprezentatywnych badaniach średni czas niedokrwienia wynosił 50 minut, przy czym czas zabiegu skracał się wraz z powtarzaniem modelu.Średni czas zbioru sześciu świń wynosił 55 minut i w tym module nie zaobserwowano zachorowalności w miejscu dawstwa. Średni rozmiar szypułki płatów wynosił 10 centymetrów, podobnie jak w ludzkiej głowie i szyi. Średnia średnica tętnicy wynosiła 4,4 milimetra, a średnia średnica żyły 5,75 milimetra, przy czym obie te średnice były większe niż średnia dla obu naczyń wynosząca dwa milimetry, a jednocześnie były w stanie symulować ludzką anatomię.Rozmiar łopatki z poszycia wahał się od 25 do 40 centymetrów kwadratowych bez znaczącego wpływu na awarię klapy. Podczas wykonywania tej procedury należy pamiętać o ostrożnym podejściu do perforatorów i zapewnieniu dobrego przepływu zwrotnego żylnego. Po jej opracowaniu technika ta utorowała drogę naukowcom zajmującym się rekonstrukcją tchawicy do zbadania możliwości zastosowania powięzi w przypadku wad tchawicy oraz do określenia odpowiedniego bezpiecznego rozmiaru płata bez zapadania się dróg oddechowych.Nie zapominaj, że wykonanie rekonstrukcji tchawicy może być niezwykle niebezpieczne i że podczas wykonywania tej procedury należy zawsze podejmować środki ostrożności, takie jak upewnienie się, że drogi oddechowe są drożne i nienaruszone.

porcine-as-training-module-for-head-neck-microvascular

Research

JoVE Journal

Medicine

Medycyna

Tutaj opisujemy, jak założyć małą stację do ćwiczeń mikrochirurgicznych oraz prostą i tanią metodę szkolenia mikrochirurgii z wykorzystaniem nieożywionych modeli zwierzęcych.

Krok po kroku: Metoda treningu z mikrosurgicalnego łącząca dwa modele zwierzęce nieżyjące

Obecnie każdy rodzaj unaczynionej allotransplantacji kompozytowej zależy od długotrwałej immunosupresji, co jest trudne do wsparcia w przypadku wskazań niekrytycznych dla życia. Przedstawiamy nowy model VCA kości piszczelowej świni, który można wykorzystać do badania VCA kości i zademonstrowania zastosowania angiogenezy chirurgicznej w celu utrzymania żywotności kości bez konieczności długotrwałej modulacji immunologicznej.

Angiogeneza chirurgiczna w allotransplantacji kości piszczelowej świń: nowy model allotransplantacji kompozytowej z unaczynionymi kośćmi dużych zwierząt

To badanie ma na celu opracowanie standardowego protokołu śródoperacyjnego monitorowania neuronalnego operacji tarczycy na modelu świniowym. W tym miejscu przedstawiamy protokół demonstracji znieczulenia ogólnego, porównania różnych typów elektrod oraz zbadania charakterystyki elektrofizjologicznej prawidłowych i uszkodzonych nerwów krtaniowych wstecznych.

Śródoperacyjne monitorowanie neuronalne operacji tarczycy w modelu świni

Obecny protokół opisuje model płata powięziowo-skórnego świń i jego potencjalne zastosowanie w badaniach nad unaczynionymi tkankami kompozytowymi.

Niezawodny model płata powięziowo-skórnego świni do badań bioinżynieryjnych unaczynionych kompozytowych przeszczepów allogenicznych

W tym protokole, nowatorskie obejście żył świni zostało przeprowadzone przez małe nacięcie w lewej ścianie klatki piersiowej bez krążenia pozaustrojowego. Wykonano pooperacyjne badanie patomorfologiczne, które wykazało pogrubienie błony wewnętrznej.

Opracowanie i ocena modelu choroby przeszczepu żyły świni

Ten protokół opisuje wykonanie kraniektomii przy użyciu szybkoobrotowej wiertarki pneumatycznej na 3-miesięcznej duńskiej świni rasy Landrace. Dostęp odbywa się przez kość czołową i odsłania brzuszną oponę twardą i leżące poniżej półkule mózgowe. Procedura ta pozwala na dostęp do dużej części mózgu świni.

Dostęp do mózgu świni za pomocą szybkoobrotowej wiertarki pneumatycznej Kraniektomia

W pracy przedstawiono model świni do oceny przeszczepów o małej średnicy w tętnicach udowych. Model naśladuje dynamikę naczyń krwionośnych człowieka i kompleksowo ocenia drożność przeszczepów, hemodynamikę i przebudowę naczyń. Stanowi cenną platformę do badania przeszczepów naczyniowych i monitorowania ich za pomocą ultrasonografii dopplerowskiej i angiografii.

Implantacja przeszczepu naczyniowego kości udowej w modelu trzody chlewnej w celu przetestowania przeszczepów naczyniowych o małej średnicy

Przedstawiamy powtarzalny model myszy heterotopowej allotransplantacji naczyń tylnych kończyn do szyi, unaczynionej allotransplantacji. Ten protokół supermikrochirurgiczny, obejmujący anastomozę naczyń o średnicy 0,3-0,5 mm, integruje naprowadzanie z włókna nylonowego oraz mankietowanie żylne. Stanowi wiarygodną platformę do badań translacyjnych nad tolerancją, uszkodzeniem niedokrwienia i reperfuzją oraz mechanizmami immunologicznymi w naczyniowej allotransplantacji złożonej.

Heterotopowa transplantacja kończyny tylnej do szyi u myszy: supermikrochirurgiczny model unaczynionej alotransplantacji kompozytowej

Istnieją różne metody wprowadzania czynników ototoksycznych do ślimaków modeli zwierzęcych. Przedstawiono protokół chirurgiczny dostarczania środków ototoksycznych do wnęki okrągłego okna. Procedura jest niezawodna, tworzy ukierunkowane zmiany wewnątrzślimakowe i pozwala uniknąć mechanicznych uszkodzeń mikroarchitektury. Możliwe jest badanie samonaprawy/regeneracji ślimaka.

Mysie podejście oparte na okrągłym oknie do dostarczania czynników ototoksycznych: szybka i niezawodna technika indukowania zwyrodnienia komórek ślimakowych

Celem tego artykułu jest opisanie metodologii wyłącznie endoskopowego wycinka ucha środkowego ze zwłok. Ponadto naszym celem jest dostarczenie kompleksowego przewodnika po endoskopowej anatomii ucha środkowego.

Odkrywanie anatomii ucha środkowego za pomocą transkanałowej endoskopowej chirurgii ucha: podręcznik preparacji

Poznaj protokół treningowy w mikrochirurgii rekonstrukcyjnej głowy i szyi z wykorzystaniem modelu świńskiego. Metoda umożliwia początkującym chirurgom rozwój umiejętności anastomozy naczyniowej w realistycznych warunkach.

Świnia jako moduł treningowy do rekonstrukcji mikrokrążenia głowy i szyi

Przeglądaj więcej filmów