24 sierpnia 2018
Ten protokół opisuje metodę uprawy Caenorhabditis elegans na dużą skalę na stałych podłożach. Jako alternatywa dla hodowli płynnej, protokół ten pozwala na uzyskanie parametrów o różnych skalach pod uprawą płytkową. Zwiększa to porównywalność wyników poprzez pominięcie różnic morfologicznych i metabolicznych między hodowlą pożywek płynnych i stałych.
W dziedzinie C. elegans metoda ta może pomóc odpowiedzieć na kluczowe pytania, które wymagają produkcji dużych populacji i próbek nicieni przy użyciu hodowli płytkowej. Głównymi zaletami tego protokołu są jego łatwe ustanowienie i łatwość opisania, w tym pułapek i zastosowań. Po uzyskaniu zsynchronizowanej populacji nicieni dodaj około jednego mililitra buforu M nine do płytek i ostrożnie rozprowadź bufor, kołysząc płytki.
Następnie zbierz nicienie w 15-mililitrowej tubce. Teraz odwróć rurkę i użyj mikroskopu, aby ocenić gęstość nicieni. W razie potrzeby dostosuj gęstość zawiesiny i kontynuuj jej ocenę pod mikroskopem.
Nanieść 150 mikrolitrów zawiesiny bezpośrednio na płytki ze zmodyfikowanymi końcówkami do pipet. Aby zapewnić równomierne rozprowadzenie nicieni między płytkami, należy odwracać rurkę zawiesiny w regularnych odstępach czasu. Najpierw umyj nicienie za pomocą zmodyfikowanej końcówki pipety z około 500 mikrolitrami buforu M 9.
Korzystając z tego samego buforu, kontynuuj odłączanie nicieni do momentu, gdy większość zwierząt zostanie zebrana w zawiesinie. Następnie zbierz nicienie za pomocą zmodyfikowanej końcówki pipety i przenieś je na płytkę z OP50. Zmodyfikowane końcówki pipet zmniejszają naprężenia ścinające i uszkodzenia nicieni ze względu na większą średnicę.
Następnie pozostaw płytkę do wyschnięcia. Przed pobraniem próbek należy przygotować ciekły azot, aby zatrzasnąć zebrane nicienie. Następnie umieść bufor M nine na lodzie.
Nałóż jeden mililitr buforu M nine na każdą płytkę i delikatnie obracaj, aby umyć każdą płytkę. Następnie należy pobrać objętość buforu M nine i przenieść go do nowych 15-mililitrowych probówek. Odwirować probówkę na krótko w temperaturze 800 razy g, przed usunięciem większości buforu M 9.
Następnie umyj próbki trzykrotnie 10 mililitrami buforu M nine, aby usunąć wszelkie bakterie. Za pomocą szklanej pipety przenieś każdą granulkę do pustej probówki o pojemności 1,5 mililitra. Za pomocą szklanej pipety pobrać jeden mililitr buforu M nine z drugiej probówki o pojemności 1,5 mililitra, aby wypłukać nicienie ze ścianki pipety.
Następnie umyj pozostałe nicienie z 15-mililitrowych probówek i przenieś je do probówek z próbkami. Następnie odwirować probówki z próbkami o masie 19 000 g przez jedną minutę i usunąć jak najwięcej supernatantu. Następnie uszczelnij każdą probówkę folią parafinową i natychmiast zamroź je w ciekłym azocie.
Przechowuj probówki w temperaturze minus 80 stopni Celsjusza do czasu przygotowania lizatu. Do każdej zamrożonej próbki dodać te same objętości kulek tlenku cyrkonu o grubości 0,5 milimetra i dwukrotność objętości buforu lizatu z koktajlem inhibitorów proteinazy. Następnie umieść probówki w homogenizatorze na jedną minutę z prędkością dziewięć.
Odwirować próbki przez 30 minut w temperaturze czterech stopni Celsjusza i 19 000 razy g. Na koniec przenieś supernatant do nowej probówki na lodzie i przechowuj go w temperaturze minus 80 stopni Celsjusza do przyszłych eksperymentów. W tym protokole wyhodowano duże ilości C. elegans do zastosowań w badaniach nad cukrzycą.
Liczba pobranych nicieni korelowała z wydajnością białka w lizacie, co pokazuje, że przy użyciu tego protokołu można osiągnąć odtwarzalną ilościową izolację białka. Przedstawiono tutaj analizy spektrometryczne reaktywnego metabolitu methylglyoxalu oraz zaawansowane produkty końcowe glikacji powstałe w wyniku ekspozycji na methylglyoxal. Porównano nicienie poddane działaniu glukozy i grupy kontrolne.
Przenoszenie nicieni za pomocą pipety może powodować naprężenia ścinające, potencjalnie uszkadzając nicienie. Poziomy stresu oksydacyjnego u nicieni pipetowanych i nicieni przenoszonych za pomocą metalowego drutu nie różniły się przy użyciu tego protokołu. Po tej procedurze można wykonać inne metody, takie jak western blot, aby odpowiedzieć na dodatkowe pytania z zakresu proteomiki.
Protokół ten ułatwia również eksperymenty, które odnoszą wiele parametrów do tej samej populacji.
Wyświetl pełny transkrypt i uzyskaj dostęp do tysięcy filmów naukowych
Niniejszy protokół opisuje metodę wielkoskalowej hodowli Caenorhabditis elegans na podłożach stałych. Podejście to ułatwia otrzymywanie dużych populacji i próbek nicieni, co zwiększa porównywalność wyników.
Wielkoskalowa hodowla C. elegans umożliwia powtarzalną ilościową izolację białek w celu odkrywania biomarkerów związanych z cukrzycą, wspierając walidację celów w przypadku powikłań neurodegeneracyjnych. Metoda ta zapewnia skalowalny przepływ pracy z minimalnym naprężeniem ścinającym dla analizy proteomicznej AGEs i ROS, co znajduje bezpośrednie zastosowanie w ograniczaniu ryzyka mechanistycznego we wczesnych etapach odkrywania leków. Dzięki ułatwieniu przygotowania zsynchronizowanej populacji w kontrolowanych warunkach, zwiększa ona pewność prognostyczną w przedklinicznych modelach patologii cukrzycy.
Metoda ta znajduje zastosowanie w całym kontinuum badawczym – od testowania hipotez, przez identyfikację związków wiodących, aż po walidację przedkliniczną, ze szczególnym uwzględnieniem badań nad neurodegeneracją związaną z cukrzycą.