Name: Techniki biopsji gruczołu sutkowego bydła (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2018-12-23T13:00:00.000+00:00
Duration: 14 min 53 s
Description: Naucz się technik biopsji gruczołu sutkowego u bydła, w tym biopsji rdzeniowej i igłowej, aby badać fizjologię i metabolizm tkanek. Metoda umożliwia analizę ekspresji genów oraz hodowlę komórek nabłonkowych.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

To badanie było wspierane przez National Animal Nutrition Program i Virginia Tech. Podziękowania za pomoc techniczną ze strony Pani Tary Pilonero, dr Julie Settlage i dr Izabelle Teixeira są bardzo wdzięczne.

Wszystkie opisane metody zostały zatwierdzone przez Instytucjonalny Komitet ds. Opieki i Wykorzystania Zwierząt (IACUC) Virginia Tech.
1. Personel
<ol>
	<li>Zapewnij obecność co najmniej dwóch asystentów z doświadczeniem w chirurgii i obchodzeniu się z bydłem.</li>
	<li>Przeszkol wszystkich asystentów co najmniej trzykrotnie, jeśli to możliwe z wykorzystaniem materiału kadawerycznego, przed wykonaniem procedur związanych z niniejszym protokołem na żywych zwierzętach. 
	UWAGA: Szkolenie powinno być prowadzone przez instruktora, który został wcześniej przeszkolony i wykonał tę technikę.</li>
	<li>Zapewnij obecność lekarza weterynarii specjalizującego się w dużych zwierzętach w celu podania leków oraz na wypadek konieczności przeprowadzenia zabiegów ratunkowych podczas procedury. Do sytuacji awaryjnych, które mogą wystąpić podczas tej procedury, należą między innymi: krwotok, przedawkowanie agonistów α-2 i obrzęk płuc, cofnięcie treści pokarmowej i aspiracja treści pokarmowej, ból oraz opór pacjenta wymagający dodatkowej sedacji.</li>
</ol>
2. Przygotowanie instrumentów chirurgicznych, materiałów i pomieszczenia
<ol>
	<li>Spis i zakup całego sprzętu oraz materiałów (patrz Tabela materiałów).</li>
	<li>Oczyszczenie i autoklawowanie obłożenia chirurgicznego, instrumentów do biopsji, uchwytów do skalpela, ręczników chirurgicznych i kleszczyków.</li>
	<li>Przygotowanie odpowiednio rozmiarowego boksu ograniczającego (squeeze chute) i klapki czołowej do unieruchomienia krów.</li>
	<li>Utworzenie stanowiska pracy z odpowiednim stołem w pobliżu boksu ograniczającego.</li>
	<li>Upewnienie się, że obszar roboczy jest czysty i ograniczony jest ruch krów przez ten obszar.</li>
	<li>Uporządkowanie sprzętu i materiałów w przestrzeni roboczej w celu zapewnienia łatwego dostępu.</li>
	<li>Zapewnienie odpowiedniego oświetlenia w obrębie stanowiska pracy.</li>
</ol>
3. Przygotowanie zwierząt
<ol>
	<li>Na dzień przed planowaną biopsją umyj i wyszoruj zwierzę, szczególnie wymię, aby usunąć odchody i zanieczyszczenia.</li>
	<li>Postępuj zgodnie z procedurami bezpiecznego i humanitarnego unieruchamiania bydła.</li>
	<li>Przed biopsją oraz ponownie w trakcie jej wykonywania oceń stan zdrowia, kondycję fizyczną i zachowanie zwierzęcia. 
	UWAGA: Badanie minimalne obejmuje pomiar temperatury, tętna i częstotliwości oddechów, a także kontrolę pod kątem zapalenia skóry w miejscu planowanego zabiegu chirurgicznego lub w innych obszarach zakażenia bakteryjnego. Pobierz próbki mleka z każdego ćwiartki wymienia i sprawdź, czy nie występuje zapalenie wymienia.</li>
	<li>Używaj wyłącznie zdrowych krów.</li>
	<li>Dokładnie wydój krowę.</li>
	<li>Wprowadź zwierzę do klapki ograniczającej, najlepiej w ciągu 2 h od udoju, aby zminimalizować obecność mleka w gruczołach.</li>
	<li>Unieruchom zwierzę za pomocą bramki głowowej.</li>
</ol>
4. Analgezja i sedacja
<ol>
	<li>Załóż krowie na głowę ogłowie z liny, aby zapobiec ruchom w przód i w tył.</li>
	<li>Odciągnij głowę zwierzęcia na bok i przywiąż linę do klatki ograniczającej za pomocą węzła szybkowypustowego, aby unieruchomić głowę.</li>
	<li>Oczyść miejsce wstrzyknięcia wacikiem z 70% izopropylowego alkoholu i podaj fluniksyny megluminę (1,1 do 2,2 mg/kg masy ciała) dożylnie przez żyłę szyjną na 15-20 min przed biopsją. 
	UWAGA: W niektórych protokołach niesteroidowe leki przeciwzapalne podaje się po biopsji, jeżeli leki przeciwzapalne nie wpłyną na wyniki badań.
	<ol>
		<li>Zlokalizuj żyłę szyjną.</li>
		<li>Wypchnij żyłę szyjną, wywierając nacisk u podstawy bruzdy szyjnej.</li>
		<li>Upewnij się, że w strzykawce nie ma pęcherzyków powietrza.</li>
		<li>Wprowadź igłę do wypchniętej żyły szyjnej, dwukrotnie pobierz 0,5 mL krwi do strzykawki i wymieszaj z zawartością. Jeśli w strzykawce nie pojawi się krew, zmień położenie igły. Jeśli igła znajduje się w żyle, wstrzyknij zawartość.</li>
		<li>Ostrożnie wyjmij igłę.</li>
		<li>Przyciśnij gazę do miejsca wstrzyknięcia, aby zapobiec krwawieniu.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Podaj ksylazyne chlorowodorek dożylnie (0,01 do 0,05 mg/kg masy ciała) w naczynie ogonowe około 5-10 min przed biopsją, aby zapewnić wystarczający czas na wystąpienie sedacji. 
	OSTRZEŻENIE: Sprawdź, czy u zwierzęcia nie występują objawy obrzęku płuc. Kliniczne objawy obrzęku płuc obejmują ucisk w klatce piersiowej, silną duszność, trudności w oddychaniu, kaszel, pienistą plwocinę oraz sinicę języka. W przypadku zaobserwowania objawów obrzęku płuc zaleca się podanie tolazyny (2 do 4 mg/kg masy ciała) w celu odwrócenia działania ksylazyny.
	<ol>
		<li>Podnieś ogon i oczyść miejsce wstrzyknięcia wacikiem z 70% izopropylowego alkoholu.</li>
		<li>Upewnij się, że w strzykawce nie ma pęcherzyków powietrza.</li>
		<li>Wprowadź igłę do naczynia ogonowego, pobierz 0,2 mL krwi do strzykawki i wymieszaj z zawartością, aby upewnić się, że igła znajduje się w naczyniu. Jeśli igła znajduje się w naczyniu, wstrzyknij zawartość strzykawki.</li>
		<li>Ostrożnie wyjmij igłę.</li>
		<li>Przyciśnij gazę do miejsca wstrzyknięcia.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
5. Przygotowanie miejsca biopsji
<ol>
	<li>Poproś asystenta o związanie ogona na czas procedury.</li>
	<li>Wybierz miejsce biopsji na wymieniu (zazwyczaj w górnej części, aby zminimalizować pobranie tkanki łącznej i uniknąć penetracji do cysterny gruczołu, Rysunek 1), a następnie usuń wszelkie zanieczyszczenia lub odchody z wybranego miejsca biopsji.</li>
</ol>
<img alt="Opuchnięty wymię bydlęce z wyraźnym stanem zapalnym, uwidaczniającym objawy zapalenia wymienia u krów mlecznych." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/58602/58602fig1v2.jpg" data-altupdatedat="1788250015000" data-alt="Rysunek 1"> 
Rysunek 1. Zdjęcie wymienia bydlęcego z zaznaczonym miejscem pobrania biopsji. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/58602/58602fig1large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.</a>
<ol start="3">
	<li>Obejrzyj i zbadaj skórę palpacyjnie, zwracając szczególną uwagę na identyfikację dużych naczyń krwionośnych podskórnych, aby uniknąć ich uszkodzenia podczas biopsji.</li>
	<li>Wystrzyż włosy z obszaru o wymiarach 15 cm x 15 cm wokół miejsca biopsji.</li>
	<li>Przygotuj obszar biopsji za pomocą roztworu povidone-iodine (0,75% dostępnego jodu) lub glukonianu chlorheksydyny. Na zmianę stosuj 70% isopropyl alcohol przynajmniej trzy razy, aby usunąć wszelkie widoczne i niewidoczne zanieczyszczenia. Nakładaj roztwór antyseptyczny oraz isopropyl alcohol kolistymi ruchami, kierując się od środka na zewnątrz. Upewnij się, że antyseptyczny roztwór do mycia pozostaje w kontakcie ze skórą przez co najmniej 5 min.</li>
	<li>Użyj kaniuli motylkowej z igłą 18 G, aby wstrzyknąć 6 mL 2% lidocaine hydrochloride podskórnie w miejscu nacięcia w celu wykonania blokady liniowej. Nie wprowadzaj igły w głębsze tkanki. 
	UWAGA: Dawka lidokainy wynosi od 3 do 8 mL.</li>
	<li>Odczekaj od 3 do 5 min, aby znieczulenie miejscowe rozprzestrzeniło się w tkankach. Przed wykonaniem nacięcia powtórz przemywanie roztworem antyseptycznym i alkoholem. W czasie oczekiwania przygotuj narzędzia do biopsji.</li>
</ol>
6. Procedura biopsji
<ol>
	<li>Podczas posługiwania się narzędziami do biopsji oraz przy wykonywaniu nacięcia należy stosować techniki aseptyczne.</li>
	<li>Umyć ręce, aby usunąć wszelkie widoczne zanieczyszczenia, a następnie założyć sterylne rękawiczki chirurgiczne.</li>
	<li>Rozłożyć instrumenty chirurgiczne w sterylnym obszarze w kolejności ich użycia. Przygotować skalpel nr 10, sterylną gazę, złożone narzędzie do biopsji oraz sterylny ręcznik do hemostazy. 
	UWAGA: Aby wykonać biopsję gruboigłową, należy postępować zgodnie z procedurą 1, a aby wykonać biopsję cienkoigłową – zgodnie z procedurą 2.</li>
</ol>
<img alt="Schemat montażu sprzętu naukowego przedstawiający opisane metalowe części do zestawu eksperymentalnego." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/58602/58602fig2.jpg" data-altupdatedat="1788250015000" data-alt="Rycina 2"> 
Rycina 2. Schematyczny rysunek montażu i konfiguracji narzędzia do biopsji rdzeniowej opisanego przez V. C. Farr i wsp.9 Pasek skali wynosi 1 cm. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/58602/58602fig2large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić większą wersję tej ryciny.</a>
<ol start="4">
	<li>Instrument do biopsji gruboigłowej (Farr et al.9)
	<ol>
		<li>Zmontuj instrument do biopsji gruboigłowej, używając sterylnych rękawiczek (Rysunek 2).
		<ol>
			<li>Umieść 7 sterylnych elementów na sterylnym podkładzie (Rysunek 2A).</li>
			<li>Wsuń ostrze (element 1) do systemu mocowania w elemencie 2 (Rysunek 2B). 
			OSTRZEŻENIE: Nie kładź palców bezpośrednio na linii ostrza.</li>
			<li>Wsuń element 3 na górę elementu 2 (Rysunek 2C), upewniając się, że stacja dokująca jest wyrównana. 
			UWAGA: Zwróć uwagę na system mocowania w ścianie wewnętrznej elementu 4 (Rysunek 2D).</li>
			<li>Zablokuj końcową krawędź ostrza (element 1) w systemie mocowania elementu 4 (Rysunek 2D).</li>
			<li>Przesuń element 4 do przodu i sprawdź, czy element 4 przylega do elementu 3 (Rysunek 2E).</li>
			<li>Nałóż element 5 na urządzenie (ostrze + element 2) (Rysunek 2F).</li>
			<li>Upewnij się, że stacja dokująca jest wyrównana (Rysunek 2G).</li>
			<li>Wsuń element 6 do górnej części elementu 2 (po stronie przeciwnej do ostrza) (Rysunek 2H).</li>
			<li>Upewnij się, że stacja dokująca jest wyrównana (Rysunek 2H).</li>
			<li>Wkręć śrubę blokującą (element 7) do stacji dokującej (Rysunek 2I).</li>
			<li>Przesuń element 3 (czarny) do przodu, aby zakryć śrubę blokującą. 
			OSTRZEŻENIE: Nie kładź palców w miejscu wyjścia ostrza.</li>
			<li>Uruchom narzędzie, przesuwając element 4 do przodu i sprawdź, czy ostrze wysunęło się z narzędzia.</li>
			<li>Cofnij element 4, aby schować ostrze do wnętrza narzędzia (stan gotowości do użycia). 
			UWAGA: Ostrze należy uruchomić dopiero wtedy, gdy narzędzie wniknie na pożądaną głębokość do tkanki poddawanej biopsji.</li>
		</ol>
		</li>
		<li>Upewnij się, że krowa jest odpowiednio uspokojona, a miejsce biopsji należycie znieczulone. Uszczypnij skórę, aby sprawdzić brak reakcji.</li>
		<li>Wykonaj nacięcie pionowe o długości od 2 do 3 cm przez skórę i tkanki podskórne w kierunku od proksymalnego do dystalnego, używając skalpela nr 10.</li>
		<li>Zamocuj instrument do biopsji do wiertarki akumulatorowej, stosując technikę sterylną.</li>
		<li>Przyłóż wiertarkę do narzędzia do biopsji i sprawdź, czy narzędzie jest mocno przymocowane do wiertarki.</li>
		<li>Zapewnij odpowiednią unieruchomienie zwierzęcia, prosząc osobę pomocniczą o uniesienie ogona przez cały czas trwania procedury.</li>
		<li>Włącz wiertarkę, ustawiając obroty zgodnie z ruchem wskazówek zegara oraz niską prędkość. 
		UWAGA: Wiertarka nie jest sterylna i operator traci sterylność podczas jej obsługi.</li>
		<li>Wprowadź cały instrument do biopsji (na głębokość około 7,5 cm) do wymienia przez nacięcie, podczas gdy wiertarka obraca narzędzie.</li>
		<li>Wyłącz wiertarkę i ręcznie wysuń element 4 narzędzia.</li>
		<li>Włącz wiertarkę, ustawiając obroty zgodnie z ruchem wskazówek zegara oraz niską prędkość.</li>
		<li>Wyjmij instrument zawierający rdzeń tkankowy z wymienia.</li>
		<li>Natychmiast wyryj silny ucisk na ranę za pomocą sterylnego ręcznika przez co najmniej 20 min. 
		UWAGA: Zadanie to powinien wykonać asystent, używając pięści, aby zapewnić odpowiedni nacisk.</li>
		<li>Wyjmij tkankę z narzędzia do biopsji za pomocą pęsety.</li>
		<li>Przechowuj próbkę w 1x soli fizjologicznej buforowanej fosforanem (PBS) i oceń ilość tkanki.</li>
		<li>Mierz parametry życiowe krowy co 10 min po biopsji przez co najmniej 30 min.</li>
		<li>Sprawdź, czy nie występuje krwawienie po 20 min ucisku w miejscu biopsji. Jeśli pojawią się krople krwi, kontynuuj ucisk przez kolejne 5-10 min.</li>
		<li>Zamknij nacięcia za pomocą zszywek ze stali nierdzewnej w odstępach 5 mm po całkowitym ustąpieniu krwawienia. Użyj od 5 do 8 zszywek.</li>
		<li>Nałóż opatrunek w sprayu na obszar biopsji.</li>
		<li>Obserwuj zwierzę przez 50 min po procedurze.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Instrument do biopsji cienkoigłowej
	<ol>
		<li>Postępuj zgodnie z instrukcjami producenta urządzenia.</li>
		<li>Wyjmij igłę do biopsji z opakowania, stosując technikę sterylną.</li>
		<li>Wyrzuć igłę, jeśli zauważysz jakiekolwiek uszkodzenia.</li>
		<li>Zamocuj igłę do urządzenia.</li>
		<li>Zamknij osłonę i zarygluj urządzenie.</li>
		<li>Upewnij się, że krowa jest odpowiednio uspokojona, a miejsce biopsji należycie znieczulone. Uszczypnij skórę, aby sprawdzić brak reakcji.</li>
		<li>Wykonaj nacięcie pionowe o długości od 1 do 2 cm przez skórę i tkanki podskórne w kierunku od proksymalnego do dystalnego, używając skalpela nr 10. 
		UWAGA: Nacięcie dla instrumentu do biopsji cienkoigłowej może być mniejsze (1-2 cm) niż dla instrumentu do biopsji gruboigłowej.</li>
		<li>Wprowadź igłę do biopsji w miejsce nacięcia (na głębokość około 10 do 13 cm od skóry).</li>
		<li>Uruchom urządzenie do biopsji cienkoigłowej, aby pobrać tkankę.</li>
		<li>Wyjmij igłę z wymienia.</li>
		<li>Natychmiast wyryj silny ucisk na ranę za pomocą sterylnego ręcznika przez co najmniej 20 min.</li>
		<li>Wyjmij tkankę z igły do biopsji za pomocą pęsety.</li>
		<li>Przechowuj próbkę w 1x soli fizjologicznej buforowanej fosforanem (PBS) i oceń ilość tkanki.</li>
		<li>Mierz parametry życiowe co 10 min po biopsji przez co najmniej 30 min.</li>
		<li>Sprawdź, czy nie występuje krwawienie po 20 min ucisku w miejscu biopsji.</li>
		<li>Zamknij nacięcia za pomocą zszywek ze stali nierdzewnej po całkowitym ustąpieniu krwawienia.</li>
		<li>Nałóż opatrunek w sprayu na obszar biopsji.</li>
		<li>Obserwuj zwierzę przez 50 min po procedurze.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
7. Opieka nad zwierzętami po biopsji
<ol>
	<li>Dokumentuj wszystkie leki podawane zwierzętom. 
	UWAGA: Mleko było odrzucane przez okres 36 h po zabiegu; okres karencji dla mięsa wynosił 4 d. Okresy karencji dla mleka i mięsa mogą się różnić w zależności od kraju lub jurysdykcji oraz stosowanych leków. Prosimy o sprawdzenie lokalnych zasad i przepisów.</li>
	<li>Przez 7 do 10 d po biopsji sprawdzaj obecność krwi w mleku.</li>
	<li>Podczas kolejnych udojów ręcznie usuwaj skrzepy krwi z biopsyjnej ćwiartki i upewnij się, że mleko zostało całkowicie usunięte. 
	UWAGA: Obecność skrzepów krwi z biopsyjnej ćwiartki podczas 1-3 udojów po zabiegu jest spodziewana. Krew w mleku może być obserwowana od 1 do 6 d po biopsji.</li>
	<li>Obserwuj wydajność mleczną, a jeśli to możliwe, indywidualne dzienne spożycie paszy do czasu usunięcia zszywek chirurgicznych.</li>
	<li>Dwa razy dziennie monitoruj temperaturę ciała, częstotliwość oddechów i tętno oraz ogólny stan zwierzęcia aż do usunięcia zszywek chirurgicznych.</li>
	<li>Dwa razy dziennie sprawdzaj miejsce biopsji pod kątem obrzęku, tkliwości i wszelkich oznak wydzieliny aż do usunięcia zszywek chirurgicznych. W przypadku zaobserwowania takich objawów skonsultuj się z lekarzem weterynarii. 
	UWAGA: Utrzymuj miejsce biopsji w czystości i w razie potrzeby ponownie nakładaj aerozolowy opatrunek co jeden do trzech dni.</li>
	<li>Usuń zszywki z miejsca nacięcia od 10 do 14 d po biopsji, w zależności od tempa gojenia.</li>
	<li>Skonsultuj się z lekarzem weterynarii, jeśli zostaną zaobserwowane jakiekolwiek oznaki infekcji miejscowej lub ogólnoustrojowej.</li>
</ol>

<ol><li>Khatun, M., Sorensen, P., Ingvartsen, K. L., Bjerring, M., Rontved, C. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effects+of+combined+liver+and+udder+biopsying+on+the+acute+phase+response+of+dairy+cows+with+experimentally+induced+E.+coli+mastitis%5BTitle%5D)+AND+%22Animal%22%5BJournal%5D)">Effects of combined liver and udder biopsying on the acute phase response of dairy cows with experimentally induced E. coli mastitis.</a> Animal. 7 (10), 1721-1730 (2013).</li>
<li>Buitenhuis, B., Rontved, C. M., Edwards, S. M., Ingvartsen, K. L., Sorensen, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+depth+analysis+of+genes+and+pathways+of+the+mammary+gland+involved+in+the+pathogenesis+of+bovine+Escherichia+coli-mastitis%5BTitle%5D)+AND+%22BMC+Genomics%22%5BJournal%5D)">In depth analysis of genes and pathways of the mammary gland involved in the pathogenesis of bovine Escherichia coli-mastitis.</a> BMC Genomics. 12, 130(2011).</li>
<li>Nickerson, S. C., Akers, R. M. Mammary Gland | Anatomy. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aNickerson%2C+SC+%22Fuquay+JW%2C+Fox+PF+and+McSweeney+PLH+%28eds.%29%2C+Encyclopedia+of+Dairy+Sciences%2C+Second+Edition%22">Fuquay JW, Fox PF and McSweeney PLH (eds.), Encyclopedia of Dairy Sciences, Second Edition</a>. 3, Academic Press. San Diego. 328-337 (2011).</li>
<li>Akers, R. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+100-Year+Review%3A+Mammary+development+and+lactation%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Dairy+Science%22%5BJournal%5D)">A 100-Year Review: Mammary development and lactation.</a> Journal of Dairy Science. 100 (12), 10332-10352 (2017).</li>
<li>Ruegg, P. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+100-Year+Review%3A+Mastitis+detection%2C+management%2C+and+prevention1%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Dairy+Science%22%5BJournal%5D)">A 100-Year Review: Mastitis detection, management, and prevention1.</a> Journal of Dairy Science. 100 (12), 10381-10397 (2017).</li>
<li>Zhao, X., Lacasse, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mammary+tissue+damage+during+bovine+mastitis%3A+Causes+and+control%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Animal+Science%22%5BJournal%5D)">Mammary tissue damage during bovine mastitis: Causes and control.</a> Journal of Animal Science. 86 (13), 57-65 (2008).</li>
<li>Knight, C. H., Hillerton, J. E., Teverson, R. M., Winter, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Biopsy+of+the+bovine+mammary+gland%5BTitle%5D)+AND+%22British+Veterinary+Journal%22%5BJournal%5D)">Biopsy of the bovine mammary gland.</a> British Veterinary Journal. 148 (2), 129-132 (1992).</li>
<li>Lima, J. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effects+of+bovine+mammary+gland+biopsy+and+increased+milking+frequency+on+post-procedure+udder+health%2C+histology%2C+and+milk+yield%5BTitle%5D)+AND+%22Animal%22%5BJournal%5D)">Effects of bovine mammary gland biopsy and increased milking frequency on post-procedure udder health, histology, and milk yield.</a> Animal. 10 (5), 838-846 (2016).</li>
<li>Farr, V. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+improved+method+for+the+routine+biopsy+of+bovine+mammary+tissue%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Dairy+Science%22%5BJournal%5D)">An improved method for the routine biopsy of bovine mammary tissue.</a> Journal of Dairy Science. 79 (4), 543-549 (1996).</li>
<li>Weng, X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Short+communication%3A+Repeated+mammary+tissue+collections+during+lactation+do+not+alter+subsequent+milk+yield+or+composition%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Dairy+Science%22%5BJournal%5D)">Short communication: Repeated mammary tissue collections during lactation do not alter subsequent milk yield or composition.</a> Journal of Dairy Science. 100 (10), 8422-8425 (2017).</li>
<li>Peterson, D. G., Matitashvili, E. A., Bauman, D. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Diet-induced+milk+fat+depression+in+dairy+cows+results+in+increased+trans-10%2C+cis-12+CLA+in+milk+fat+and+coordinate+suppression+of+mRNA+abundance+for+mammary+enzymes+involved+in+milk+fat+synthesis%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Nutrition%22%5BJournal%5D)">Diet-induced milk fat depression in dairy cows results in increased trans-10, cis-12 CLA in milk fat and coordinate suppression of mRNA abundance for mammary enzymes involved in milk fat synthesis.</a> Journal of Nutrition. 133 (10), 3098-3102 (2003).</li>
<li>Baumgard, L. H., Matitashvili, E., Corl, B. A., Dwyer, D. A., Bauman, D. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((trans-10%2C+cis-12+conjugated+linoleic+acid+decreases+lipogenic+rates+and+expression+of+genes+involved+in+milk+lipid+synthesis+in+dairy+cows%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Dairy+Science%22%5BJournal%5D)">trans-10, cis-12 conjugated linoleic acid decreases lipogenic rates and expression of genes involved in milk lipid synthesis in dairy cows.</a> Journal of Dairy Science. 85 (9), 2155-2163 (2002).</li>
<li>Kasraeian, S., Allison, D. C., Ahlmann, E. R., Fedenko, A. N., Menendez, L. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+comparison+of+fine-needle+aspiration%2C+core+biopsy%2C+and+surgical+biopsy+in+the+diagnosis+of+extremity+soft+tissue+masses%5BTitle%5D)+AND+%22Clinical+Orthopaedics+and+Related+Research%22%5BJournal%5D)">A comparison of fine-needle aspiration, core biopsy, and surgical biopsy in the diagnosis of extremity soft tissue masses.</a> Clinical Orthopaedics and Related Research. 468 (11), 2992-3002 (2010).</li>
<li>de Lima, L. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+new+technique+for+repeated+biopsies+of+the+mammary+gland+in+dairy+cows+allotted+to+Latin-square+design+studies%5BTitle%5D)+AND+%22Canadian+Journal+of+Veterinary+Research-Revue+Canadienne+De+Recherche+Veterinaire%22%5BJournal%5D)">A new technique for repeated biopsies of the mammary gland in dairy cows allotted to Latin-square design studies.</a> Canadian Journal of Veterinary Research-Revue Canadienne De Recherche Veterinaire. 80 (3), 225-229 (2016).</li>
<li>Ollier, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Whole+intact+rapeseeds+or+sunflower+oil+in+high-forage+or+high-concentrate+diets+affects+milk+yield%2C+milk+composition%2C+and+mammary+gene+expression+profile+in+goats%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Dairy+Science%22%5BJournal%5D)">Whole intact rapeseeds or sunflower oil in high-forage or high-concentrate diets affects milk yield, milk composition, and mammary gene expression profile in goats.</a> Journal of Dairy Science. 92 (11), 5544-5560 (2009).</li>
<li>Soberon, F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effects+of+increased+milking+frequency+on+metabolism+and+mammary+cell+proliferation+in+Holstein+dairy+cows%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Dairy+Science%22%5BJournal%5D)">Effects of increased milking frequency on metabolism and mammary cell proliferation in Holstein dairy cows.</a> Journal of Dairy Science. 93 (2), 565-573 (2010).</li>
</ol>

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Metody biopsji gruboigłowej i igłowej opisano w niniejszym protokole 9,16. W przypadku obu procedur wymagana jest szczegółowa ocena stanu zdrowia zwierząt i częstości występowania mastitis14 przed biopsją. Do celów badawczych należy unikać wykonywania tej techniki u zwierząt z oczywistymi objawami stanu zapalnego lub chorób zakaźnych. Zmniejszy to ryzyko powikłań w trakcie i po biopsji. Wszystkie instrumenty i urządzenia do biopsji powinny być czyste, zdezynfekowane i wysterylizowane, aby uniknąć zanieczyszczenia miejsca biopsji. Przed zabiegiem konieczne jest zminimalizowanie zakażeń miejsca operowanego (SSI). Ogólnie rzecz biorąc, SSI wiąże się z zachorowalnością zwierząt, utratą wydajności i wyższymi kosztami produkcji krów mlecznych. Wcześniejsze badania opisywały metody zapobiegania SSI z powodu biopsji, w tym przycinanie włosów wokół miejsca nacięcia, mycie obszaru biopsji w celu usunięcia zanieczyszczenia 9,14 oraz stosowanie środków antyseptycznych (70% alkoholu, jodowy peeling chirurgiczny9, 2% roztwór octanu chlorheksydyny14, 10% powidon-jod8) do przygotowania skóry. W niektórych badaniach antybiotyki podawano w ciągu7 dni lub bezpośrednio po biopsji9; W niniejszej pracy nie zastosowano jednak profilaktyki antybiotykowej i nie zaobserwowano zakażeń miejsca biopsji. Aby zapobiec zanieczyszczeniu rany po biopsji, ogon powinien być zabezpieczony tak, aby zapobiec kontaktowi z miejscem biopsji do momentu nałożenia bandaża aerozolowego. W tym protokole zszywki są usuwane około 10 do 14 dni po biopsji.
Przed biopsją gruboigłową ważne jest, aby prawidłowo ustawić narzędzie i przymocować je do wiertła; Wybierz niską prędkość obrotową, wybierz obrót do przodu i nie używaj trybu wstecznego wiertła. Podczas zabiegu ważne jest, aby stosować cyfrowy nacisk po obu stronach nacięcia, aby krawędzie skóry były rozsunięte i mieć wystarczająco długie nacięcie, aby umożliwić wprowadzenie narzędzia bez kontaktu ze skórą lub tkanką łączną. Jeśli ta procedura nie zostanie wykonana, może dojść do przeciągnięcia krawędzi nacięcia podczas obracania narzędzia do biopsji gruboiodlikowej i spowodować dodatkowy uraz tkanki skórnej, który zwiększy ryzyko infekcji i może opóźnić gojenie się rany. Obecne procedury biopsji opisane w tym protokole zostały przeprowadzone przez certyfikowanego chirurga dużych zwierząt. Zabiegi przebiegły pomyślnie (ryc. 5). Obie techniki są stosunkowo łatwe i szybkie do wykonania w porównaniu z procedurą wycięcia chirurgicznego.
Krwawienie z miejsca biopsji jest częste po biopsji MG u krów mlecznych 8,9,10,14. W niniejszym protokole obserwowane krwawienie było minimalne (ryc. 4), co może być spowodowane zastosowaniem odpowiedniego (silnego) ucisku na ranę bezpośrednio po zabiegu. Wymagany jest silny nacisk przez co najmniej 20 minut, a w niektórych przypadkach może być wymagany przez ponad 30 minut. Jeśli po przyłożeniu ucisku na miejsce biopsji obserwuje się umiarkowane do ciężkiego krwawienia, zaleca się kontynuowanie ucisku i natychmiastowy kontakt z weterynarzem.
Ponieważ hemostaza jest ważnym czynnikiem zmniejszającym zachorowalność krów, w jednym z badań umieszczono wkładki hemostatyczne w miejscu biopsji, aby opanować krwawienie9. Jednak stosowanie podpasek hemostatycznych w taki sposób wiąże się z wysokim potencjalnym ryzykiem zanieczyszczenia mikrobiologicznego w środowisku gospodarstwa mlecznego. W innym badaniu14 zastosowano ręczny ucisk na miejsce biopsji między powtórzonymi biopsjami oraz po biopsji i zamknięciu skóry, a następnie przyłożono lód do miejsca biopsji przez co najmniej 2 godziny po biopsji. W niniejszym protokole silny ucisk wywierany na miejsce biopsji przez 20 do 25 minut był wystarczający do opanowania krwawienia.
Skuteczna technika biopsji powinna skutkować minimalną ilością krwi w mleku, która utrzymuje się przez krótki czas po zabiegu. Aby uniknąć przerwania wydzielania mleka podczas wypływu mleka i zakażeń mastitis, skrzepy krwi śródsutkowej należy usunąć poprzez ręczne usuwanie zakrzepów z ćwiartki poddanej biopsji10,14. W niniejszym protokole krew obserwowano w mleku do 48 godzin po biopsji. Jednak w badaniu, w którym wykorzystano większą liczbę zwierząt, krew w mleku obserwowano u większości krów przez mniej niż 6 dni. U niewielu zwierząt krew w mleku pojawiła się po 6 dniach8. Z tego powodu codzienna obserwacja wyglądu mleka jest konieczna przez 6 dni po zabiegu. Zwierzęta nie wykazywały żadnych oznak zakażenia zapaleniem wymienia, gdy pobrano dużą próbkę tkanki14. Jednak wcześniejsze badania, w których wykonywano wielokrotne biopsje na tym samym zwierzęciu przy użyciu igły, wykazały, że częstość występowania zakażenia mastitis wynosiła około 12% po zabiegu8. W niniejszym protokole żadne ze zwierząt nie miało wizualnych objawów klinicznego zakażenia mastitis po zabiegu. Istnieje również niewielka szansa, że miejsce nacięcia może ulec zakażeniu po biopsji.
Chlorowodorek tolazoliny, lek odwracający skutki uspokojenia, powinien być dostępny w przypadku przedawkowania ksylazyny. Nadmierna dawka ksylazyny może powodować obrzęk płuc. Objawy kliniczne obrzęku płuc obejmują niewydolność oddechową, ciężką duszność, trudności w oddychaniu, kaszel i pieniącą się plwocinę. W przypadku zaobserwowania objawów obrzęku płuc zaleca się stosowanie tolazyny (2 do 4 mg/kg masy ciała) w celu odwrócenia działania ksylazyny.
Niniejszy protokół opisuje technikę wykonywania zarówno biopsji igłowej, jak i biopsji gruboigłowej. Ogólnie rzecz biorąc, zaletą biopsji gruboigłowej w porównaniu z biopsją igłową jest większa próbka tkanki (od 0,75 do 1 g)9 przy minimalnym negatywnym wpływie na zdrowie wymion. Biopsja igłowa jest metodą mniej inwazyjną niż biopsja gruboigłowa. Jednak próby biopsji wielokrotnej w celu uzyskania większej ilości tkanki za pomocą procedury biopsji igłowej mogą zwiększyć ryzyko poważnego krwawienia po zabiegu, a także zakrzepów krwi w mleku. Obie techniki powodowały minimalną zachorowalność krów i były łatwe do osiągnięcia przy minimalnym przeszkoleniu personelu chirurgicznego. Oczekuje się, że po biopsji gruboigłowej i igłowej nastąpi krótkotrwała zmiana dziennej wydajności mlecznej (spadek o 8 do 10 %) i jejskładu9 oraz zmniejszenie pobrania paszy14 . Ograniczeniem procedury biopsji igłowej jest mała objętość tkanki usuniętej za pomocą igły. Przyrząd musi być aktywowany tylko wtedy, gdy igła znajduje się w tkance, która ma być poddana biopsji i często konieczne są wielokrotne próby w celu uzyskania odpowiedniej ilości tkanki, co zwiększa ryzyko krwi w mleku i zapalenia wymienia po zabiegu. Do ograniczeń biopsji gruboigłowej należy większe ryzyko krwawienia po zabiegu w przypadku uzyskania dużej ilości tkanki (>200 mg). Ponadto narzędzie do biopsji jest trudniejsze w montażu, co wymaga odpowiedniego przeszkolenia przed użyciem.

Biopsja to procedura polegająca na pobraniu od osób badanych wycinka tkanki do celów medycznych lub badawczych. Jest to minimalnie inwazyjna i szeroko stosowana technika pobierania tkanek jako alternatywa dla eutanazji1, aby umożliwić analizę odpowiedzi tkanek na leczenie lub inne czynniki będące przedmiotem zainteresowania. Próbki tkanek gruczołu sutkowego bydła (MG) są niezbędne w badaniach mleczarskich w celu zbadania ekspresji genów i białek, histologii, organizacji organelli komórkowych, szlaków sygnałowych i procesów metabolicznych w odpowiedzi na zmiany w zarządzaniu lub środowisku. Dodatkowo, tkanka MG jest potrzebna do diagnozowania i badania niektórych chorób zakaźnych, takich jak zapalenie wymienia u bydła spowodowane infekcjami bakteryjnymi2.
Wymię bydła zawiera cztery oddzielne gruczoły, a każdy gruczoł zawiera niezależny system wydzielania mleka, zbiorczo nazywany miąższem. Pęcherzyki płucne, przewody i tkanka łączna są obecne w miąższu sutka. Pęcherzyki płucne to mikroskopijne kuliste puste struktury, które składają się z komórek nabłonka na powierzchni wewnętrznej (luminal) i wyspecjalizowanych komórek mioepitelialnych na powierzchni zewnętrznej (podstawnej). Pęcherzyki płucne są odpowiedzialne za syntezę i wydzielanie mleka. Włóknista tkanka łączna obecna w miąższu może oddzielić grupę pęcherzyków płucnych od innych grup pęcherzyków płucnych, a każda grupa nazywana jest zrazikiem3. Na rozwój i funkcjonowanie MG może wpływać kilka czynników, w tym fizjologia zwierząt, żywienie, zarządzanie, genetyka i środowisko4. Zapalenie wymienia jest również krytycznym czynnikiem, który negatywnie wpływa na funkcję MG i jakość mleka5. Toksyny uwalniane przez patogeny mastyksa mogą powodować uszkodzenia pęcherzyków płucnych i indukować martwicę, powodując zmiany biochemiczne i histologiczne w tkance MG6. Tak więc histologia i procesy metaboliczne każdego pęcherzyka płucnego lub zrazika w MG mogą znacznie różnić się od innych. W związku z tym pożądane są biopsje, które są reprezentatywnymi próbkami całego gruczołu sutkowego. Małe biopsje mogą uchwycić tylko pojedynczy płatek lub pojedynczy pęcherzyk zębodołowy, co ogranicza uzyskane informacje naukowe lub diagnostyczne. Do celów badawczych należy mieć świadomość, że biopsja sutka dostarcza "migawki" charakterystyki tkanki, ale biopsja nie może odpowiednio scharakteryzować całkowitej funkcji sutka przy braku szacunków całkowitej masy gruczołu sutkowego.
W ciągu ostatnich 30 lat opracowano kilka narzędzi do biopsji do użytku u ludzi. Obecnie dostępne są adaptacje tych instrumentów do użytku ze zwierzętami. W przypadku bydła mlecznego próbki tkanki MG zostały uzyskane przy użyciu różnych technik, w tym chirurgicznego wycięcia (rozwarstwienia)7, igieł do biopsji1,8 i instrumentów do biopsji podstawowej9,10. W związku z tym techniki biopsji MG u krów mlecznych w okresie laktacji przeszły od procedur wykorzystujących sedację leżącą z chirurgicznym rozwarstwieniem za pomocą hemostazy elektrokoagulacyjnej w 1992 roku7 do zbierania biopsji gruboigłowych w sedacji stojącej9,10,11,12. Biopsja chirurgiczna jest metodą inwazyjną, która może być kosztowna i powodować większą częstość występowania powikłań, takich jak krwiak, problemy z ranami i rozprzestrzenianie się guza13. Obecnie biopsja gruboigłowa i biopsja igłowa (znana również jako biopsja tru-cut) są szeroko stosowane jako alternatywa dla biopsji chirurgicznej. Zalety biopsji gruboigłowej i igłowej w porównaniu z biopsją chirurgiczną obejmują: procedura jest minimalnie inwazyjna; poważne powikłania są rzadkie; znieczulenie ogólne nie jest wymagane; Procedura jest relatywnie szybka; czas rekonwalescencji jest krótki; negatywny wpływ na zdrowie wymion jest minimalny, a jedynie krótkotrwały wpływ na wydajność i skład mleka8,9,10; a koszt jest niższy niż biopsja chirurgiczna<klasa SUP="xref">13.
Jedna procedura biopsji rdzeniowej opisana w 1996 roku używała sterylnej, stalowej kaniuli z wyjmowanym wysuwanym ostrzem do usunięcia reprezentatywnej ilości tkanki z bydlęcego MG bez znieczulenia ogólnego9,10,11,12. Podczas zabiegu instrument został przymocowany do wiertarki akumulatorowej, aby wytworzyć ruch obrotowy o niskiej prędkości, który czysto przecinał rdzeń tkanki, gdy narzędzie było wprowadzane w tkankę. Korzyścią była większa próbka tkanki (70 mm x 4 mm średnicy, około 0,75 do 1 g) 9. Niedawne badanie10 wykazało, że procedura biopsji opisana przez V. C. Farret al.9 może być używany do wykonywania powtarzających się pobrań tkanek MG bez negatywnego wpływu na wydajność i zdrowie wymion krów mlecznych w okresie laktacji. Ostatnio przeprowadzono badanie14 u krów mlecznych w celu oceny powtarzających się biopsji MG przy użyciu większego trokaru (31 cm długości, średnica zewnętrzna 9,5 mm, średnica wewnętrzna 8 mm) z podciśnieniem zastosowanym do wewnętrznej kaniuli ze stali nierdzewnej w celu pobrania biopsji. W tej metodzie stosowano sedację (ksylazyna) i znieczulenie miejscowe (2% chlorowodorek lidokainy).
Biopsja igłowa to kolejna technika pobierania tkanki sutka. W kilku badaniach zastosowano tę technikę. W jednym z badań1 zastosowano sedację (detomidynę) i znieczulenie miejscowe (1% lidokainy) w procedurze. Po biopsji krowy otrzymały profilaktyczną antybiotykoterapię. Gruczoł sutkowy był ręcznie masowany przed i po udoju. Krew w mleku obserwowano do 84 godzin po biopsji. Ilość i skład mleka uległy zmianie przez krótki okres czasu. Niedawno w badaniu użyto igły do biopsji do wykonywania powtarzających się biopsji MG u krów mlecznych8. Zwierzętom podawano sedację (1% acepromazyna, domięśniowo) i znieczulenie miejscowe (2% chlorowodorek lidokainy, podskórnie). Zwierzęta nie otrzymywały leków dosutkowych ani antybiotyków przed lub po zabiegu, a w okresie pooperacyjnym nie było żadnych oznak infekcji w miejscu biopsji. W tym badaniu powtarzające się biopsje MG bydła przy użyciu igły miały niewielki negatywny wpływ na produkcję mleka i zdrowie wymion krów mlecznych. Ogólnie rzecz biorąc, biopsja igłowa wydaje się być mniej inwazyjną metodą niż instrument do biopsji gruboigłowej. Jednak, jak wspomniano wcześniej, w technice biopsji niezbędne jest pobranie reprezentatywnej próbki tkanki MG. Ograniczeniem biopsji igłowej jest to, że uzyskuje się niewielką ilość bydlęcej tkanki MG (około 20 do 25 mg)8,15.
Prawie wszystkie badania stosowały kombinację sedacji agonistycznej α-2 i znieczulenia miejscowego8,9,10, niezależnie od tego, czy biopsja została wykonana za pomocą igły, czy większego rdzenia. U MG bydlęcego większość zakończeń nerwowych jest związana ze skórą. Unerwienie tkanki miąższowej odbywa się w dużej mierze za pośrednictwem receptorów rozciągania z rzadkimi włóknami nerwowymi typu A w celu wykrycia ostrego bólu chirurgicznego. W rezultacie, fizjologiczne mechanizmy bólu spowodowanego chirurgiczną manipulacją MG przebiegają przez skórę i tkanki podskórne3, a nie przez tkanki głębokie, takie jak tkanka miękiszowa. Dlatego w przypadku zabiegów biopsyjnych konieczne jest jedynie miejscowe znieczulenie skóry i tkanek podskórnych, ponieważ infiltracja środka znieczulającego miejscowo do głębszych tkanek nie zmniejsza znacząco bólu chirurgicznego. Po odpowiednim przygotowaniu obszaru biopsji, dyskomfort zwierząt wiąże się przede wszystkim z powściągliwością.
Pobieranie większych próbek rdzenia może zwiększyć tworzenie się krwiaków i zwiększyć ryzyko infekcji w miąższu MG. Dlatego protokoły okołooperacyjne często obejmują podawanie antybiotyków pozajelitowych7, chociaż nie jest to universals8. Osiągnięcie hemostazy jest również ważnym czynnikiem zmniejszającym zachorowalność krów. We wspomnianym wyżej badaniu z użyciem dużego instrumentu do biopsji gruboigłowej 14, zastosowano ręczny nacisk na miejsce biopsji i użyto biustonosza krowiego do nakładania lodu na rany przez co najmniej 2 godziny po zabiegu. Pomimo dużej ilości pobranych tkanek zaobserwowano jedynie niewielkie zmniejszenie pobrania paszy i wydajności mlecznej, a zabieg powtarzano co trzy tygodnie bez negatywnego wpływu na zdrowie krów.
Badacze wykonujący biopsję MG u krów mlecznych muszą wziąć pod uwagę jakość diagnostyczną lub analityczną wynikającej biopsji, łatwość techniki i zachorowalność krów. Dokładne i wcześniej zaplanowane techniki chirurgiczne są niezbędne do osiągnięcia tych celów. Do tej pory badania nad biopsją MG koncentrowały się na opisie wyników biopsji, a nie na opisie samej techniki biopsji, a opisy krów mlecznych w okresie laktacji nie są wystarczająco szczegółowe, aby umożliwić replikację. W związku z tym celem niniejszej pracy było opisanie zarówno technik biopsji igłowej, jak i większej biopsji gruboigłowej na tyle szczegółowo, aby umożliwić bezpieczną i humanitarną replikację biopsji gruboigłowej bydła.

<table><tbody><tr><td>70% Alkohol izopropylowy&nbsp;</td><td>Walmart&nbsp;</td><td>565106257</td><td>1 L</td></tr><tr><td>Aerozol w aerozolu do zabijania i odstraszania much</td><td>MWI</td><td>14339</td><td>1 butelka (w razie potrzeby)</td></tr><tr><td>Igły do biopsji, 12 G i razy; 16 cm</td><td>C. R. Bard</td><td>MN1216</td><td>2</td></tr><tr><td>Zestaw do infuzji motylkowych (igła 18 G)</td><td>Fisher</td><td>22-258087</td><td>1</td></tr><tr><td>Naczynia do hodowli komórkowych</td><td>Fisher</td><td>08-772E</td><td>4</td></tr><tr><td>Wiertarko-wkrętarka akumulatorowa (niska prędkość)</td><td>Hitachi& nbsp;</td><td>&nbsp; DS10DFL&nbsp;</td><td>1</td></tr><tr><td>Przyrząd do biopsji gruboigłowej, Farr i in. (1996)</td><td></td><td></td><td>2, niestandardowa produkcja metalu. Aby zamówić narzędzie, skontaktuj się z autorami.</td></tr><tr><td>Krowy</td><td></td><td></td><td>bydło zdrowe</td></tr><tr><td>Flunixin meglumine</td><td>MWI/VetOne</td><td>501018</td><td>1,1 do 2,2 mg/kg masy ciała</td></tr><tr><td>Stół składany&nbsp; &nbsp;</td><td>Amazon</td><td></td><td>1</td></tr><tr><td>Kleszcze</td><td>Fisher</td><td>09-753-50</td><td>1</td></tr><tr><td>Rękawiczki niesterylne&nbsp;</td><td>Fisher</td><td>17-200-845</td><td>9, w zależności od rozmiaru</td></tr><tr><td>Twarda szczotka&nbsp;</td><td>Sullivan Supply</td><td>18270</td><td>1, do mycia krów Brama</td></tr><tr><td>główna&nbsp;</td><td></td><td></td><td>1, dostosowany do krów mlecznych</td></tr><tr><td>Chlorowodorek lidokainy 2% do wstrzykiwań&nbsp;</td>Do mycia krów użyto <td>MWI/VetOne</td><td>510212</td><td>6 ml,&nbsp; od 3 do 8 ml</td></tr><tr><td>Płyn do mycia ciała zwierząt gospodarskich</td><td>eZall Technologies</td><td>39384</td><td>1,</td></tr><tr><td>Igła 18 G&nbsp; (od 1 do 1/5")</td><td>Fisher</td><td>14-821-15A</td><td></td></tr><tr><td>6 igł 20 g (1 do 1/5")</td><td>Fisher</td><td>14-815-526</td><td>6</td></tr><tr><td>Sól fizjologiczna buforowana fosforanami (0,9%)</td><td>Fisher</td><td>20-012-043</td><td>1 L</td></tr><tr><td>Maść jodowa powidonu</td><td>Jeffers</td><td>#VED1A</td><td>500 g (w razie potrzeby)</td></tr><tr><td>Roztwór peelingu jodowego powidonu (0,75% jodu)</td><td>MWI/VetOne</td><td>510094</td><td>1 l</td></tr><tr><td>Instrument do biopsji wielokrotnego użytku&nbsp;</td><td>C. R. Bard</td><td>MG1522</td><td>1</td></tr><tr><td>Kantar linowy</td><td>Nasco farma i ranczo</td><td>C10852</td><td>2, rozmiar krowy</td></tr><tr><td>Ostrza skalpela (#10)</td><td>MWI</td><td>033870</td><td>2</td></tr><tr><td>Uchwyty na skalpele</td> <td>MWI</td><td>602008</td><td>1</td></tr><tr><td>Samozamykająca się torebka na autoklaw 10 x 5,5 cala.</td><td>Fisher</td><td>19-130-0038</td><td>1 opakowanie 800</td></tr><tr><td>Sterylne bawełniane gąbki z gazy</td><td>Fisher</td><td>22-037-986</td><td>4</td></tr><tr><td>Sterylne gaziki</td><td>Fisher</td><td>19-090-735</td><td>4</td></tr><tr><td>Sterylne rękawice chirurgiczne&nbsp;</td><td>Rękawice chirurgiczne</td><td>19-166-679</td><td>3,&nbsp; w zależności od rozmiaru</td></tr><tr><td>Sterylne ręczniki chirurgiczne</td><td>Fisher</td><td>50-118-0339</td><td>6</td></tr><tr><td>Stetoskop</td><td>Littmann Master Classic II</td><td>1392</td><td>1</td></tr><tr><td>Maszynka do strzyżenia</td><td>chirurgicznego Oster A5</td><td>078005-010-003</td><td>1, przygotowanie zwierzęcia do biopsji</td></tr><tr><td>Ostrza maszynki do strzyżenia chirurgicznego (#40 )</td><td>Oster&nbsp;</td><td>78919-016</td><td>1, przygotowanie zwierzęcia do biopsji</td></tr><tr><td>Chirurgiczny ściągacz do zszywek</td><td>MWI</td><td>541</td><td>1</td></tr><tr><td>Zszywacz chirurgiczny z fabrycznie</td><td>załadowanym MWI</td><td>17713</td><td>5</td></tr><tr><td>Strzykawki 10 ml</td><td>Fisher</td><td>14-823-224</td><td>3</td></tr><tr><td>Strzykawki 2 ml</td><td>Fisher</td><td>22-028854</td><td>3</td></tr><tr><td>Strzykawki 20 ml</td><td>Fisher</td><td>22-034507</td><td>3</td></tr><tr><td>Strzykawki 5 ml</td><td>Fisher</td><td>22-028855</td><td>3</td></tr><tr><td>Termometr</td><td>Agri-Pro Enterprises Inc</td><td>72000</td><td>1</td></tr><tr><td>Chlorowodorek tolazyny</td><td>Akorn Animal Health</td><td>61311-486-10</td><td>2 do 4 mg/kg masy ciała (w razie potrzeby)</td></tr><tr><td>Pęseta&nbsp;</td><td>Fisher</td><td>14-955-025</td><td>1, do obsługi próbki tkanki</td></tr><tr><td>Wąż wodny</td><td>Miracle-Gro, Walmart</td><td>554990501</td><td>1, do mycia krów Wodoodporny</td></tr><tr><td>bandaż aerozolowy (proszek aluminiowy 40 mg)</td><td>MWI</td><td>010728</td><td>1 butelka&nbsp;</td></tr><tr><td>Chlorowodorek ksylazyny</td><td>MWI/VetOne</td><td>510650</td><td>0,01 do 0,05 mg/kg masy ciała</td></tr></tbody></table>

techniki biopsji gruczołu sutkowego bydła

Bovine Mammary Gland Biopsy Techniques

Biopsje gruczołu sutkowego bydła pozwalają badaczom na pobieranie próbek tkanek do badania biologii komórki, w tym ekspresji genów, analizy histologicznej, szlaków sygnałowych i translacji białek. W artykule opisano dwie techniki biopsji gruczołu sutkowego bydła (MG). Badaniem objęto trzy zdrowe krowy mleczne rasy holsztyńskiej. Przed biopsjami krowy były dojone, a następnie trzymane w rynnie dla bydła. Lek przeciwbólowy (meglumina fluniksyny, 1,1 do 2,2 mg/kg masy ciała) podawano w postaci iniekcji dożylnej [IV] szyjnej 15-20 minut przed biopsją. W sedacji stojącej chlorowodorek ksylazyny (0,01-0,05 mg/kg m.c.) wstrzykiwano przez naczynia ogonowe na 5-10 minut przed zabiegiem. Po odpowiednim uspokojeniu miejsce biopsji zostało aseptycznie przygotowane i znieczulone miejscowo 6 ml 2% chlorowodorku lidokainy we wstrzyknięciu podskórnym. Stosując technikę aseptyczną, wykonano pionowe nacięcie o długości od 2 do 3 cm przy użyciu skalpela numer 10. Użyto narzędzi do biopsji gruboigłowej i igłowej. Narzędzie do biopsji gruboigłowej zostało przymocowane do wiertarki akumulatorowej i wprowadzone do tkanki MG przez nacięcie za pomocą wiertła zgodnego z ruchem wskazówek zegara. Narzędzie do biopsji igłowej zostało ręcznie wprowadzone w miejsce nacięcia. Bezpośrednio po zabiegu asystent uciskał miejsce nacięcia przez 20 do 25 minut za pomocą sterylnego ręcznika w celu uzyskania hemostazy. Zszywki chirurgiczne ze stali nierdzewnej zostały użyte, aby przeciwdziałać nacięciu skóry. Zszywki zostały usunięte 10 dni po zabiegu. Główną zaletą biopsji gruboigłowej i igłowej jest to, że obie metody są procedurami minimalnie inwazyjnymi, które można bezpiecznie wykonywać u zdrowych krów. Wydajność mleczna po biopsji pozostała niezmieniona. Zabiegi te wymagają krótkiego czasu rekonwalescencji i skutkują mniejszym ryzykiem powikłań. Do szczególnych ograniczeń może należeć krwawienie po biopsji i zakażenie w miejscu biopsji. Zastosowania tych technik obejmują pobieranie tkanek do diagnozy klinicznej i celów badawczych, takich jak pierwotna hodowla komórek.

W niniejszym protokole technika biopsji rdzeniowej pozwoliła na uzyskanie próbek tkanki o masie od 200 do 600 mg, natomiast biopsja igłowa pozwoliła na pobranie próbek o masie od 10 do 30 mg na każdą biopsję. Zwierzęta były obserwowane dwa razy dziennie przez 10 d po zabiegu. Podczas procedury oraz w okresie pooperacyjnym nie wystąpiły żadne powikłania, a parametry życiowe krów pozostały w granicach normy (średnia częstość oddechów = 31,4 ± 7,04 (SD) oddechów na min, średnia częstość akcji serca = 75,9 ± 8,9 uderzeń na min oraz średnia temperatura rektała = 38,2 ± 0,68 °C, Rysunek 3).
Po zastosowaniu ucisku manualnego w miejscu biopsji w celu uzyskania hemostazy (około 25 min), otwarta rana wykazywała minimalne krwawienie (Rysunek 4). Krowy otrzymywały tę samą dietę ad libitum, a zwierzęta przebywały w tym samym obiekcie inwentarskim w okresie pooperacyjnym. U zwierząt nie wystąpiły objawy infekcji w miejscu biopsji; nie odnotowano bólu, krwawienia, obrzęku, wycieku ani podwyższonej temperatury (Rysunek 5). Rana zagoiła się w ciągu 8 do 10 d od wykonania biopsji (Rysunek 5C).
U jednego zwierzęcia wystąpiło niewielkie podrażnienie skóry spowodowane pocieraniem rany w 8. dniu po zabiegu. Krowa ta była leczona poprzez oczyszczenie miejsca biopsji roztworem jodopowidonem oraz 70% alkoholem izopropylowym. Usunięto zszywki ze stali nierdzewnej, aby umożliwić drenaż, a w miejscu biopsji dwa razy dziennie przez 2 do 3 d nakładano maść z jodopowidonem (1%). Podrażnienie skóry ustąpiło 2 d po zastosowaniu maści z jodopowidonem, a rana zagoiła się bez dalszych powikłań.
Skrzepy krwi usuwano poprzez ręczne wydojenie mleka z biopsjowanego ćwierci przed udojem maszynowym. W niniejszym protokole obecność skrzepów krwi w mleku obserwowano do trzech udojów (około 36 h) po biopsji. Zanieczyszczenie mleka krwią obserwowano do 48 h po biopsji. Nie zaobserwowano wizualnych różnic między biopsją rdzeniową a igłową w odniesieniu do ilości krwi w mleku. U zwierząt nie stwierdzono istotnego spadku wydajności mleka po zabiegu (Rycina 6). Średni skład mleka wynosił 4,37% tłuszczu, 3,34% białka i 4,64% laktozy. Średnia liczba komórek somatycznych (SCC) w mleku była mniejsza niż 200 000 komórek na mL.
Uzyskaną tkankę MG można wykorzystać do różnych celów badawczych, takich jak pierwotne hodowle komórkowe (Rysunek 7).
<img alt="Parametry życiowe po biopsji: wykresy danych dotyczących oddechów, tętna i temperatury w ciągu 10 dni, biopsja rdzeniowa vs. grubo-igłowa." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/58602/58602fig3.jpg" data-altupdatedat="1788250015000" data-alt="Rycina 3"> 
Rycina 3. Ocena wskaźników stanu zdrowia zwierząt po biopsji gruczołu mlekowego krów. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/58602/58602fig3large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby zobaczyć powiększoną wersję tej ryciny.</a>
<img alt="Anatomia wymienia krowiego, analiza stanu weterynaryjnego, ocena zdrowia zwierząt hodowlanych, zarządzanie gospodarstwem." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/58602/58602fig4v2.jpg" data-altupdatedat="1788250015000" data-alt="Rycina 4"> 
Rycina 4. Wygląd miejsca biopsji po zastosowaniu ucisku manualnego w obszarze biopsji w celu uzyskania hemostazy. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/58602/58602fig4large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby zobaczyć powiększoną wersję tej ryciny.</a>
<img alt="Schemat gojenia po biopsji igłowej i rdzeniowej, 3-10 dni, badanie medyczne, porównanie regeneracji rany." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/58602/58602fig5.jpg" data-altupdatedat="1788250015000" data-alt="Rycina 5"> 
Rycina 5. Fotografie miejsca biopsji. (A) Miejsce biopsji 3 d po zabiegu. (B) Miejsce biopsji 6 d po zabiegu. (C) Miejsce biopsji 10 d po zabiegu, ilustrujące prawidłowe zagojenie się rany. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/58602/58602fig5large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.</a>
<img alt="Analiza wydajności mleka; wykres rozrzutu z regresją; czas pobrania biopsji; porównanie statystyczne." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/58602/58602fig6.jpg" data-altupdatedat="1788250015000" data-alt="Rycina 6"> 
Rysunek 6. Dobowa produkcja mleka przed i po biopsji gruczołu mlekowego krów (n = 3 krowy). Model liniowy wykazał, że na 10 dni przed biopsją zwierzęta produkowały 23,35 kg mleka dziennie. Wydajność mleczna nie uległa istotnej zmianie (P &gt; 0,05) od 10 dni przed do 10 dni po biopsji, choć zaobserwowano niewielki wzrost wydajności mlecznej (wzrost o 0,0005 kg/d mleka dla każdego dnia od 10 dni przed biopsją). W protokole wykorzystano trzy zwierzęta; u jednego zwierzęcia wykonano dwie biopsje (Zwierzę 1: biopsja gruboigłowa po lewej stronie wymienia i biopsja cienkoigłowa po prawej stronie wymienia), a u dwóch zwierząt wykonano jedną biopsję (Zwierzę 2 i 3: tylko po prawej stronie wymienia przy użyciu procedury gruboigłowej lub cienkoigłowej). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/58602/58602fig6large.jpg" target="_blank">Aby wyświetlić powiększoną wersję tej figury, kliknij tutaj.</a>
<img alt="Obraz mikroskopowy hodowli komórkowej przedstawiający gęstą warstwę jednowarstwową komórek w skali 100 µm, badanie podziału komórek." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/58602/58602fig7.jpg" data-altupdatedat="1788250015000" data-alt="Rysunek 7"> 
Rysunek 7. Reprezentatywne obrazy hodowli pierwotnych komórek nabłonka gruczołu mlekowego bydła. Pasek skali wynosi 100 µm. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/58602/58602fig7large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.</a>

Ten artykuł przedstawia biopsję gruczołu sutkowego bydła przy użyciu narzędzi do biopsji gruboigłowej i igłowej. Pobraną tkankę można wykorzystać do hodowli komórkowej lub do oceny fizjologii i metabolizmu sutka, w tym ekspresji genów, ekspresji białek, modyfikacji białek, immunohistochemii i stężeń metabolitów.

Techniki biopsji gruczołu sutkowego bydła

Bovine mammary gland biopsies allow researchers to collect tissue samples to study cell biology including gene expression, histological analysis, ...

Biopsja, jak myślę, że większość z was wie, polega na usunięciu kawałka tkanki z interesującego nas narządu, a w tym przypadku jest to gruczoł sutkowy. Próbka z biopsji jest bardzo przydatna, jeśli zamierzasz zrobić takie rzeczy, jak analiza ekspresji genów, jeśli zamierzasz zrobić takie rzeczy, jak pobranie części tkanki i przeprowadzenie analizy histologicznej, aby przyjrzeć się strukturze na mikroskopijnym poziomie gruczołu sutkowego, również bardzo przydatne do określenia takich rzeczy, jak szlaki sygnałowe związane z działaniem hormonów, Na przykład, jedną z przestróg, o których musisz pamiętać podczas pobierania jakichkolwiek próbek tkanki sutka, jest to, czy pobrałeś próbkę, która jest naprawdę reprezentatywna? Ponieważ możesz uchwycić zrazik, który byłby jak kiść winogron, lub możesz uchwycić pojedyncze pęcherzyki płucne, które tak naprawdę nie reprezentują normalności, więc nadzieja, którą masz, kiedy wykonujesz biopsję sutka, polega na tym, że zbierasz tkankę miąższową, co jest tylko fantazyjnym słowem na określenie funkcjonalnej tkanki odpowiedzialnej za produkcję mleka. Próbka, która jest reprezentatywna.Większość zakończeń nerwów czuciowych w gruczole sutkowym jest związana ze skórą, dlatego ważne jest, aby zdać sobie sprawę i docenić, że po odpowiednim przygotowaniu obszaru, w którym zamierzasz wykonać pierwsze nacięcie, aby znieczulić skórę, nie ma zbyt wielu zakończeń nerwów czuciowych związanych z samą tkanką miąższową, I tak dyskomfort, który odczuwałoby zwierzę, jest głównie związany ze skórą. Jest więc wiele rzeczy, które można zrobić z tą tkanką, a to faktycznie pozwala zebrać więcej informacji o tym, jak działa to zwierzę, w porównaniu z tym, co można uzyskać, obserwując po prostu to, co zostało podane zwierzęciu i reakcje na produkcję białka mleka lub składnika mleka. Wszystkie opisane metody zostały zatwierdzone przez Virginia Tech Institutional Animal Care and Use Committee.Na dzień przed planowaną biopsją umyj i wyszoruj zwierzę, w szczególności wymię, w celu usunięcia obornika i zabrudzonego materiału. Oceń zdrowie, kondycję fizyczną i zachowanie zwierzęcia. Używaj tylko zdrowych krów.Całkowicie wydoić krowę. Przenieś zwierzę do rynny wyciskającej, najlepiej w ciągu dwóch godzin od doju, aby zminimalizować obecność mleka w gruczołach. Skrępuj zwierzę za pomocą bramki na głowę.Umieść kantar linowy na głowie krowy, aby zapobiec ruchom do tyłu i do przodu. Pociągnij głowę zwierzęcia na bok i przywiąż linę do zsypu do wyciskania za pomocą węzła szybkiego zwalniania, aby utrzymać głowę na miejscu. Oczyść miejsce wstrzyknięcia wacikiem nasączonym 70% alkoholem izopropylowym i podaj megluminę fluniksyny w ilości od 1,1 do 2,2 miligrama na kilogram masy ciała dożylnie, przez żyłę szyjną, 15 do 20 minut przed biopsją.Zlokalizuj żyłę szyjną. Podnieś żyłę szyjną, wywierając nacisk na podstawę rowka szyjnego. Sprawdzić, czy w strzykawce nie ma pęcherzyków powietrza.Wbić igłę do uniesionej żyły szyjnej i dwukrotnie pobrać 0,5 mililitra krwi do strzykawki i wymieszać z zawartością. Jeśli w strzykawce nie pojawi się krew, należy zmienić położenie igły. Jeśli igła znajduje się w żyle, wstrzyknąć jej zawartość.Delikatnie wyjąć igłę, delikatnie przyłożyć gazę do miejsca wstrzyknięcia, aby zapobiec krwawieniu. Chlorowodorek ksylazyny należy podawać dożylnie w ilości od 0,01 do 0,05 miligrama na kilogram masy ciała do naczynia ogonowego na około pięć do 10 minut przed biopsją, aby zapewnić wystarczający czas na ustalenie sedacji. Podnieś ogon i oczyść miejsce wstrzyknięcia wacikiem nasączonym 70% alkoholem izopropylowym.Sprawdzić, czy w strzykawce nie ma pęcherzyków powietrza. Wprowadzić igłę do naczynia ogonowego, pobrać 0,2 mililitra krwi do strzykawki i wymieszać z zawartością, aby upewnić się, że igła znajduje się w naczyniu. Jeśli igła znajduje się w miejscu, należy wstrzyknąć zawartość strzykawki.Delikatnie wyjąć igłę. Delikatnie przyłożyć gazę do miejsca wstrzyknięcia. Bardzo ważne jest, aby mieć pod ręką odwrócenie alfa dwa, takie jak tolazolina, ponieważ krowy mleczne są wrażliwe na działanie ksylazyny, a przedawkowanie ksylazyny może spowodować obrzęk płuc, który może być potencjalnie śmiertelny dla krowy mlecznej, więc obserwuj swoją krowę pod kątem oznak nadmiernego uspokojenia, a jeśli takie wystąpią, można podać odpowiednią ilość tolazoliny.Chcemy, aby nasze krowy stały podczas zabiegu. Zbyt duża ilość ksylazyny może spowodować, że usiądą. Poproś asystenta, aby związał ogon do zabiegu, wybrał miejsce biopsji na wymieniu, zwykle w górnej części, aby zminimalizować gromadzenie się tkanki łącznej i uniknąć przenikania do spłuczki gruczołu.Obserwuj i dotykaj skóry ze szczególną uwagą, aby zidentyfikować wszelkie duże podskórne naczynia krwionośne, aby uniknąć tych naczyń podczas biopsji. Przytnij włosy z obszaru kwadratowego o wymiarach 15 na 15 centymetrów wokół miejsca biopsji, przygotuj obszar biopsji za pomocą peelingu z jodonem powidonu, 0,75 procent dostępnego jodu lub glukonianu chlorheksydyny. Naprzemiennie 70% alkohol izopropylowy co najmniej trzy razy, aby usunąć wszystkie widoczne i niewidoczne zanieczyszczenia.Nakładaj aseptyczny roztwór do szorowania i alkohol izopropylowy okrężnymi ruchami, stosując podejście wywrócone na lewą stronę. Upewnij się, że antyseptyczny roztwór peelingujący pozostaje w kontakcie ze skórą przez co najmniej pięć minut. Użyj zestawu do naparu motylkowego z igłą 18 G, aby umieścić sześć mililitrów dwuprocentowego chlorowodorku lidokainy podskórnie w miejscu nacięcia, aby utworzyć blok linii.Nie wnikać w głębsze tkanki. Pozwól, aby znieczulenie miejscowe rozlało się na trzy do pięciu minut, przed nacięciem wykonaj kolejne powtórzenie roztworu do peelingu i alkoholu. W oczekiwaniu przygotuj instrumenty do biopsji.To, co chcesz zrobić, jeśli chodzi o zapewnienie znieczulenia, to znieczulić skórę. Dzieje się tak dlatego, że mamy większe unerwienie nerwowe skóry i tkanek podskórnych, a w miąższu mówimy tak naprawdę tylko o receptorach rozciągania, a te nie odczuwają bólu chirurgicznego tak samo jak skóra i tkanki podskórne. W rzeczywistości, jeśli w końcu wprowadzisz znieczulenie miejscowe do miąższu, możesz zwiększyć ryzyko krwawienia podczas zabiegu.Stosuj techniki aseptyczne podczas obchodzenia się z narzędziami do biopsji i do nacięcia. Umyj ręce, aby usunąć wszelkie widoczne zanieczyszczenia i załóż sterylne rękawice chirurgiczne. Ułóż narzędzia chirurgiczne w sterylnym miejscu w kolejności użycia.Weź skalpel numer 10, sterylną gazę i złóż narzędzie do biopsji oraz sterylny ręcznik do homeostazy. Procedura pierwsza, instrument do biopsji gruboigłowej. Zmontuj instrument do biopsji grubiogłowej za pomocą rękawic chirurgicznych.Umieść siedem sterylnych kawałków na sterylnym serwecie. Włóż ostrze do systemu dokowania na drugim elemencie. Włóż trzeci element na drugi element, upewniając się, że stacja dokująca wyrówna się.Zaangażuj ostatnią krawędź ostrza w systemie dokowania elementu czwartego. Wypchnij czwartą część do przodu i obserwuj, czy czwarta część znajduje się obok trzeciej części. Włóż piąty element do urządzenia.Upewnij się, że stacja dokująca jest wyrównana. Włóż kawałek szósty do góry elementu drugiego. Upewnij się, że stacja dokująca jest wyrównana.Włóż blokującą do stacji dokującej. Popchnij do przodu element trzeci, aby zakryć blokującą. Aktywuj narzędzie, popychając do przodu czwartą część i obserwuj ostrze na zewnątrz narzędzia.Pociągnij czwarty element do tyłu, aby schować ostrze do narzędzia. Upewnij się, że krowa jest odpowiednio uspokojona, a miejsce biopsji jest wystarczająco znieczulone, uszczypnij skórę, aby upewnić się, że nie ma reakcji. Wykonaj dwu- lub trzycentymetrowe pionowe nacięcie w skórze i tkankach podskórnych od bliższego do dystalnego za pomocą skalpela numer 10.Przymocuj instrument do biopsji do wiertarki akumulatorowej przy użyciu sterylnych technik. Przyłóż wiertło do narzędzia do biopsji i sprawdź, czy narzędzie jest dobrze przymocowane do wiertła. Zapewnij odpowiednie unieruchomienie, zmuszając osobę do podnoszenia ogona podczas wszystkich zabiegów.Włącz wiertło, obracając zgodnie z ruchem wskazówek zegara i zmniejszając prędkość. Przesuń całe narzędzie do biopsji o około 7,5 centymetra w głąb wymienia przez nacięcie, podczas gdy narzędzie się obraca. Wyłącz wiertło i ręcznie wysuń czwartą część narzędzia, włącz wiertło, obracając zgodnie z ruchem wskazówek zegara i zmniejszając prędkość, wyjmij instrument zawierający rdzeń tkankowy z wymienia.Natychmiast mocno uciskaj ranę sterylnym ręcznikiem przez co najmniej 20 minut. Włóż kaniulę do tkanki. Popchnij element do przodu, aby aktywować narzędzie.Obracaj powoli, zgodnie z ruchem wskazówek zegara. Próbka tkanki znajduje się teraz wewnątrz kaniuli. Usuń tkankę z narzędzia do biopsji za pomocą pęsety.Przechowywać próbkę w roztworze soli fizjologicznej buforowanym fosforanem X i ocenić ilość tkanki. Mierz parametry życiowe krowy co 10 minut po biopsji przez co najmniej 30 minut. Sprawdź, czy nie ma krwawienia po 20 minutach ucisku na miejsce biopsji.Jeśli pojawią się krople krwi, kontynuuj uciskanie przez dodatkowe pięć do 10 minut. Zamknij nacięcia za pomocą zszywek ze stali nierdzewnej w odstępach pięciu milimetrów po ustaniu krwawienia. Nałóż bandaż aerozolowy na obszar biopsji.Obserwuj zwierzę przez 50 minut po zabiegu. Procedura druga, instrument do biopsji igłowej. Postępuj zgodnie z instrukcjami producenta urządzenia.Wyjąć igłę do biopsji z opakowania przy użyciu sterylnych technik. Wyrzucić igłę, jeśli zauważy się jakiekolwiek uszkodzenie. Przymocuj igłę do urządzenia.Zamknij pokrywę i napnij urządzenie. Upewnij się, że krowa jest odpowiednio uspokojona, a miejsce biopsji jest wystarczająco znieczulone, uszczypnij skórę, aby upewnić się, że nie ma reakcji. Wykonaj pionowe nacięcie o długości od jednego do dwóch centymetrów w skórze i tkankach podskórnych od bliższego do dystalnego za pomocą skalpela numer 10.Włóż igłę do biopsji w miejsce nacięcia, około 10 do 13 centymetrów od skóry. Aktywuj igłę do biopsji, aby pobrać tkankę. Usuń igłę z wymienia.Natychmiast mocno uciskaj ranę sterylnym ręcznikiem przez co najmniej 20 minut. Po wyjęciu tkanki z igły należy postępować zgodnie z procedurą opisaną wcześniej, aby zamknąć nacięcie. Cała procedura trwa około 45 minut na zwierzę.Skrzepy krwi muszą zostać usunięte z ćwiartki, w której wykonano biopsję. Konieczne jest również obserwowanie wydajności mlecznej i spożycia pokarmu, jeśli to możliwe. Zawsze należy dbać o zdrowie i dobre samopoczucie zwierzęcia przed, w trakcie i po zabiegu.Należy udokumentować wszystkie leki podawane zwierzętom. Sprawdzaj obecność krwi w mleku przez siedem do 10 dni po biopsji. Podczas kolejnych dojów należy ręcznie usunąć skrzepy krwi z ćwiartki poddanej biopsji i upewnić się, że nastąpiło całkowite usunięcie mleka.Obserwuj wydajność mleczną i, jeśli to możliwe, indywidualne dzienne pobranie paszy, aż do usunięcia zszywek chirurgicznych. Monitoruj zwierzę dwa razy dziennie pod kątem temperatury ciała, oddechu i tętna oraz zachowania, dopóki nie zostaną usunięte zszywki chirurgiczne. Sprawdzaj miejsce biopsji dwa razy dziennie pod kątem obrzęku, tkliwości i wszelkich oznak drenażu, dopóki zszywki chirurgiczne nie zostaną usunięte.Jeśli zostaną one zaobserwowane, skonsultuj się z weterynarzem. Usuń zszywki z miejsca nacięcia 10 do 14 dni po biopsji, w zależności od szybkości gojenia. Skonsultuj się z weterynarzem, jeśli zaobserwuje się jakiekolwiek oznaki infekcji miejscowej lub ogólnoustrojowej.Tak więc, gdy tylko biopsja zostanie wykonana, przerwałeś dopływ krwi, a tym samym składników odżywczych i tlenu do tej tkanki, więc jeśli nie jesteś zbyt szybki w usuwaniu tego rdzenia tkanki i w jakiś sposób zatrzymujesz aktywność tkanki, stężenia, które możesz zmierzyć w późniejszym czasie w laboratorium, mogą nie odzwierciedlać tego, co działo się w tym zwierzęciu w czasie biopsji. Zazwyczaj szybko usuwamy tkankę i zamrażamy ją w ciekłym azocie, aby spróbować zachować tę aktywność. Inną rzeczą, którą można zrobić z tą tkanką, a to jest właściwie coś, co zrobiliśmy z tkanką, którą zebraliśmy, było wyizolowanie i wyhodowanie komórek, które są obecne w tej tkance w systemie hodowlanym.W naszym przypadku interesują nas komórki nabłonkowe, które znajdują się w tej tkance, ponieważ są to komórki, które faktycznie syntetyzują i wydzielają składniki mleka, a więc te komórki z tych fragmentów tkanki zostały umieszczone w hodowli i właściwie nadal rosną. Zwierzęta obserwowano dwa razy dziennie przez 10 dni po zabiegu. W trakcie zabiegu ani w okresie pooperacyjnym nie wystąpiły żadne powikłania, a parametry życiowe krów pozostały w granicach normy.Modele liniowe pokazują, że 10 dni przed biopsją zwierzęta produkowały 23,35 kg mleka dziennie. Zwierzęta nie wykazały istotnych zmian w wydajności mlecznej od 10 dni przed biopsją do 10 dni po biopsji. Biopsja gruczołu sutkowego bydła jest zabiegiem małoinwazyjnym, pozwalającym zwierzęciu na krótki czas rekonwalescencji.Dlatego ta procedura biopsji może być stosowana w wielu badaniach żywieniowych i innych rodzajach badań, w których możemy stosować powtarzające się pomiary na zwierzętach, więc na przykład, jeśli mamy cztery okresy z czterema różnymi metodami żywieniowymi, możemy z łatwością wykonać biopsję tych krów cztery różne razy pod koniec każdej miesiączki, pozwalając na przykład tydzień odpoczynku pomiędzy każdą miesiączką. w celu zapewnienia, że zwierzęta powrócą do normalnej produkcji.

Research

JoVE Journal

Biology

Biologia

Nasz protokół opisuje sposób wycinania brzusznego gruczołu mlekowego szczura oraz przygotowywania preparatów całych gruczołów mlekowych. Opisuje on również analizę morfologii gruczołu mlekowego z wykorzystaniem trzech punktów końcowych (liczba pąków końcowych, elongacja nabłonka i różnicowanie) oraz wykorzystanie tych wyników do przewidywania ryzyka raka piersi u szczurów poddanych modyfikacjom diety in utero lub w okresie przedpokwitaniowym.

Zmiany w morfologii gruczołów mlekowych a ryzyko raka piersi u szczurów

Obrazowanie poklatkowe służy do oceny zachowania pierwotnych komórek nabłonka sutka preneoplastycznego pochodzących z genetycznie modyfikowanych mysich modeli ryzyka raka piersi w celu określenia, czy istnieją korelacje między określonymi parametrami behawioralnymi a odrębnymi zmianami genetycznymi.

Obrazowanie poklatkowe pierwotnych przednowotworowych komórek nabłonka sutka pochodzących z genetycznie zmodyfikowanych mysich modeli raka piersi

Ten artykuł opisuje techniki bronchoskopowe w płucach bydlęcych w warunkach eksperymentalnych, tj. inokulację pod kontrolą bronchoskopową, płukanie oskrzelowo-pęcherzykowe, szczotkowanie oskrzeli i przezoskrzelową biopsję płuc.

Płuca bydlęce w badaniach biomedycznych: bronchoskopia sterowana wizualnie, inokulacja dooskrzelowa i techniki pobierania próbek in vivo

Tutaj opisujemy technikę miejscowego dostarczania odczynników do gruczołu sutkowego królika poprzez wstrzyknięcie doprzewodowe. Dodatkowo opisujemy protokół wizualizacji i potwierdzenia porodu za pomocą wysokorozdzielczego obrazowania ultrasonograficznego środków kontrastowych.

Dostarczanie wewnątrzprzewodowe do gruczołu sutkowego królika

Ten protokół opisuje metody oczyszczania, ilościowego i charakteryzowania pęcherzyków zewnątrzkomórkowych (EV)/egzosomów z nieprzylegających/mezenchymalnych komórek nabłonka sutka oraz ich wykorzystania do transferu zdolności tworzenia gruczołów sutkowych do komórek nabłonka sutka świetlnego. EV / egzosomy pochodzące z komórek nabłonka sutka podobnych do łodyg mogą przenosić tę właściwość komórek do komórek, które spożywają EV / egzosomy.

Przenoszenie zdolności tworzenia gruczołu sutkowego między komórkami podstawnego nabłonka sutka a komórkami luminalnymi sutka za pośrednictwem pęcherzyków zewnątrzkomórkowych/egzosomów

Rozwój gruczołu sutkowego u gryzonia był zazwyczaj oceniany za pomocą ocen opisowych lub poprzez pomiar podstawowych cech fizycznych. Gęstość rozgałęzień jest wskaźnikiem rozwoju sutka, który jest trudny do obiektywnego oszacowania. Protokół ten opisuje wiarygodną metodę ilościowej oceny charakterystyki rozgałęzień gruczołu mlekowego.

Kwantyfikacja gęstości rozgałęzień w całych wierzchowcach gruczołu sutkowego szczura przy użyciu metody analizy Sholla

Opracowaliśmy metodę skutecznego usuwania, przetwarzania, cięcia i barwienia, w celu oceny histopatologicznej, tkanki sutka, która pierwotnie była utrwalona na szkiełkach jako całe wierzchowce. Metoda ta może sprzyjać gromadzeniu i ocenie całych wierzchowców gruczołu mlekowego w badaniach wytycznych dotyczących badań reprodukcyjnych i rozwojowych.

Cięcie gruczołu sutkowego w całości w celu identyfikacji zmian chorobowych

Tutaj prezentujemy protokół izolacji całych, nienaruszonych gruczołów sutkowych myszy w celu zbadania ekspresji macierzy zewnątrzkomórkowej (ECM) i morfologii przewodowej. Gruczoły brzuszne myszy #4 wyekstrahowano od 8-10 tygodniowych samic myszy nieródek, utrwalono w neutralnej buforowanej formalinie, pocięto i wybarwiono przy użyciu immunohistochemii białek ECM.

Izolacja nienaruszonych, całych gruczołów sutkowych myszy w celu analizy ekspresji macierzy zewnątrzkomórkowej i morfologii gruczołów

Tutaj dzielimy się metodami pomiaru zużycia tlenu w mitochondriach, definiującym pojęciem energetyki odżywczej oraz wyciekiem protonów, główną przyczyną nieefektywności w mitochondrialnym wytwarzaniu ATP. Wyniki te mogą odpowiadać za 30% energii utraconej podczas wykorzystania składników odżywczych, aby pomóc w ocenie funkcji mitochondriów.

Pomiar zużycia tlenu przez mitochondria wątroby i kinetyki wycieku protonów w celu oszacowania oddychania mitochondrialnego u bydła mlecznego rasy holsztyńskiej

Ten protokół opisuje nowatorskie okno obrazowania sutka z wymienną pokrywą (R.MIW). Mikroskopia przyżyciowa po wszczepieniu R.MIW pozwala na podłużne i wielodniowe obrazowanie zdrowego i chorego gruczołu sutkowego z rozdzielczością komórkową na różnych etapach rozwoju.

Podłużna mikroskopia przyżyciowa z wykorzystaniem okienka do obrazowania sutkowego z wymienną pokrywą

Niniejszy protokół opisuje łatwą technikę obrazowania gruczołu sutkowego myszy w okresie laktacji za pomocą skaningu laserowego, mikroskopii konfokalnej i wielofotonowej.

Mikroskopia subkomórkowa przyżyciowych gruczołu sutkowego

Naucz się technik biopsji gruczołu sutkowego u bydła, w tym biopsji rdzeniowej i igłowej, aby badać fizjologię i metabolizm tkanek. Metoda umożliwia analizę ekspresji genów oraz hodowlę komórek nabłonkowych.

Techniki biopsji gruczołu sutkowego bydła

Przeglądaj więcej filmów