Name: Ultrasonografia wysokiej częstotliwości do analizy rozwoju płodu i łożyska in vivo (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2018-11-08T14:30:00.000+00:00
Duration: 6 min 43 s
Description: Poznaj ultrasonografię wysokiej częstotliwości do analizy rozwoju płodu i łożyska u myszy. Ta nieinwazyjna metoda umożliwia monitorowanie przepływu krwi matczyno-płodowej przez całą ciążę.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Wielkie podziękowania dla firmy Imaging Instrument (szczególnie dla Magdaleny Steiner, Katrin Suppelt i Sandry Meyer) za ich miłe i szybkie wsparcie oraz za szybkie i wyczerpujące odpowiedzi na wszystkie nasze pytania dotyczące systemu obrazowania i jego użytkowania. Jesteśmy wdzięczni prof. Hansowi-Reimerowi Rodewaldowi i dr. Thorstenowi Feyerabendowi (DKFZ Heidelberg, Niemcy) za udostępnienie kolonii Cpa3. Dodatkowo dziękujemy Stefanie Langwisch, która była odpowiedzialna za kolonie myszy i która wygenerowała zdjęcia na rysunku 1.
Praca i System Obrazowania zostały sfinansowane z grantów od Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) dla A.C.Z. (ZE526/6-1 i AZ526/6-2), które były projektami osadzonymi w programie priorytetowym DFG 1394 "Komórki tuczne w zdrowiu i chorobie."

Wszystkie opisane tutaj metody zostały zatwierdzone przez "Landesverwaltungsamt Sachsen Anhalt: 42502-2-1296UniMD."
1. Procedura eksperymentalna
<ol>
	<li>Kojarzenie 6 do 8-tygodniowych samic myszy C57BL / 6J-Cpa3Cre / + (Cpa3Cre / +) i myszy C57BL / 6J-Cpa3 +/+ z niedoborem MC (kontrole kolonii; Cpa3+/+) z samcami BALB/c.</li>
	<li>Określ dzień ciąży (gd) 0 po potwierdzeniu czopa dopochwowego i potraktuj samice natychmiast po potwierdzeniu czopa dopochwowego. 
	UWAGA: Zatyczka to plemnik mężczyzny w otworze pochwy samicy.
	<ol>
		<li>Wstrzyknąć 250 μl PBS dootrzewnowo u kontrolnych samic Cpa3+/+.</li>
		<li>Wstrzyknąć 250 μl anty-CD122 (0,25 mg) dootrzewnowo kobietom z niedoborem MC Cpa3Cre/+. 
		Uwaga: Wstrzyknięcie 0,25 mg anty-CD122 wyczerpuje obwodowe NK i uNK u samic Cpa3Cre/+ z niedoborem MC, jak opisano wcześniej22.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Poczekaj, aż gd5. 
	UWAGA: W gd5 istnieje najwcześniejsza możliwość analizy implantacji.
	<ol>
		<li>Wykonaj kroki 2-5 w celu przeprowadzenia analizy ultrasonograficznej.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Wykonaj obrazowanie ultrasonograficzne w gd5, 8, 10, 12 i 14.</li>
</ol>
2. Przygotowanie systemu ultrasonograficznego
<ol>
	<li>Włącz system (<silna klasa="xfig">Rysunek 1A; główne zasilanie z tyłu i tryb gotowości komputera po lewej stronie), podgrzewaną platformę (<silna klasa="xfig">Rysunek 1B; na panelu sterowania) i podgrzewacz do żelu (<silna klasa="xfig">Rysunek 1C). 
	UWAGA: Żel do ultradźwięków musi się nagrzewać przez około 0,5 godziny.</li>
	<li>Upewnij się, że jednostka izofluranu jest wystarczająco napełniona (<silna klasa = "xfig" > Rysunek 1D).</li>
	<li>Otwórz nowe badanie lub nową serię w istniejącym badaniu w przeglądarce. Wypełnij wszystkie wymagane informacje (właściciel, nazwa badania, nazwa serii, dane zwierzęcia) w oknie Informacje o badaniu. Kliknij przycisk OK.</li>
	<li>Po kliknięciu przycisku OK upewnij się, że pojawi się okno obrazowania w trybie B, a obrazowanie w trybie B rozpocznie się automatycznie.</li>
</ol>
3. Obsługa myszy
<ol>
	<li>Znieczulenie myszy
	<ol>
		<li>Umieść mysz w pudełku do powalania (<silna klasa="xfig">Rysunek 1E), zamknij pudełko, otwórz probówkę z izofluranem do pudełka do knockdown i włącz izofluran (stężenie 3,5%).</li>
		<li>Gdy mysz jest znieczulona, obniż (do stężenia 1,5%) i przekieruj przepływ izofluranu, otwierając rurkę w kierunku platformy grzewczej i zamykając przepływ do skrzynki do wybijania. 
		UWAGA: Aby osiągnąć wystarczające znieczulenie, odczekaj dodatkowe 10 sekund, aż mysz przestanie się poruszać.</li>
		<li>Przenieś szybko mysz z pudełka do wybijania na platformę grzewczą (<silna klasa="xfig">Rysunek 1F) w pozycji grzbietowej i delikatnie umieść jej nos w rurki do znieczulenia znajdującej się na górze platformy.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Utrwalenie, depilacja i przygotowanie myszy do pomiaru
	<ol>
		<li>Umieść krem ochronny pod oczami w każdym oku myszy, aby zapobiec wysuszeniu oczu.</li>
		<li>Umieść jedną kroplę żelu elektrodowego na każdym z czterech miedzianych obszarów na podgrzewanej platformie (<silna klasa="xfig">Rysunek 1F).</li>
		<li>Postukaj w łapy taśmą chirurgiczną w pokryte żelem elektrody obszary platformy grzewczej.</li>
		<li>Zawsze sprawdzaj EKG [optymalna wartość = 450-550 uderzeń/min (BPM)] i fizjologię układu oddechowego. 
		UWAGA: Za pomocą sondy doodbytniczej pomiar temperatury ciała jest możliwy, ale nie jest to konieczne.</li>
		<li>Krem do depilacji nanieść na brzuch myszy, krem przetrzeć wacikiem i odczekać około 1 min. Krem usunąć kompresem nasączonym wodą. Powtórz ten krok, jeśli nie wszystkie włosy zniknęły.</li>
		<li>Nałóż podgrzany żel ultradźwiękowy na depilowaną skórę.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
4. Pomiary i akwizycja obrazów i filmów
<ol>
	<li>Trzymaj przetwornik (<silna klasa="xfig">Rysunek 1G) w dłoni lub zaciśnij go w urządzeniu trzymającym (<silna klasa="xfig">Rysunek 1H; zalecane jest urządzenie trzymające).</li>
	<li>Zidentyfikuj pęcherz moczowy za pomocą przetwornika i użyj go jako punktu odniesienia. Przesuń głowicę do lewej i prawej części brzucha, aby prześledzić implantacje.</li>
	<li>Tryb B do wizualizacji struktur anatomicznych na obrazie 2D w skali szarości
	<ol>
		<li>Przesuwaj stół przetwornika lub platformy grzewczej, na której unieruchomiona jest mysz, aż pierwsza implantacja będzie widoczna na ekranie w największym rozmiarze.
		<ol>
			<li>Wybierz opcję Image Label (Etykieta obrazu) i wprowadź nazwę lub Frame Store (pamięć bez nazwy), aby przechowywać pojedyncze klatki, lub Cine Store, aby przechowywać cineloop dla całych pomiarów implantacji.</li>
		</ol>
		</li>
		<li>Przesuń głowicę lub stół, aby ustawić łożysko w pozycji, w której widoczny jest przepływ krwi w UmA. Przechowuj pojedynczą klatkę lub cineloop (patrz krok 4.3.1.1) do pomiarów łożyska. 
		UWAGA: Pomiary łożyska są możliwe od gd10 wzwyż.</li>
		<li>Kontynuuj wszystkie implantacje przy użyciu tej samej metody.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Tryb kolorowego dopplera do wizualizacji i określenia kierunku przepływu krwi
	<ol>
		<li>Naciśnij przycisk Kolor.</li>
		<li>Przesuń kolorowe pole (w tym obszarze sygnał jest widoczny) do wymaganej pozycji za pomocą trackballa. W razie potrzeby zmień rozmiar pola, naciskając Aktualizuj i przesuń trackball (w prawą stronę/w górę = większy; w lewą stronę/w dół = mniejszy). Gdy pole będzie miało odpowiedni rozmiar, naciśnij przycisk Wybierz.</li>
		<li>Przechowuj pojedyncze klatki lub pętle cineloop zgodnie z opisem w kroku 4.3.1.1.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Tryb dopplerowski fali tętna (PW) do ilościowego określania przepływu krwi przez naczynia w tętnicy uterina (tętnica maciczna, UA) i UmA
	<ol>
		<li>Zlokalizuj obszar zainteresowania w akwizycji kolorowego Dopplera. 
		UWAGA: UA znajduje się ogonowo do pęcherza moczowego, a UmA znajduje się między płodem a łożyskiem.</li>
		<li>Naciśnij PW, a pojawi się przerywana linia. Przesuń tę linię do interesującego Cię naczynia krwionośnego i wyreguluj kąt linii za pomocą pokrętła "Kąt Dopplera" zgodnie z przepływem krwi. Naciśnij przycisk Update. 
		UWAGA: Kąt między kierunkiem przepływu krwi a przetwornikiem musi być stały u wszystkich zwierząt, zwłaszcza przy użyciu kątów większych niż 60° (tutaj zastosowano 70° dla UA i 45° dla Umas).</li>
		<li>Przechowuj cineloop pojawiających się linii dopplerowskich w oknie akwizycji dopplerowskiej PW.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
5. Przeglądanie i kończenie pozyskiwania danych oraz zapisywanie serii
<ol>
	<li>Aby przejrzeć dane, naciśnij Study Management. Przewiń do interesującego Cię obrazu miniatury i kliknij dwukrotnie przycisk Aktualizuj.</li>
	<li>Naciśnij najpierw Zarządzanie badaniem, a następnie Zamknij w oknie przeglądarki, aby zakończyć pobieranie danych i zapisać nagraną serię. 
	UWAGA: Po zamknięciu serii nie jest już możliwe przechowywanie klatek lub pętli cineloop w tej serii.</li>
</ol>
6. Obsługa myszy po pobraniu danych
<ol>
	<li>Usuń żel ze znieczulonego zwierzęcia za pomocą suchych okładów.</li>
	<li>Ostrożnie usuń taśmę chirurgiczną z łap.</li>
	<li>Zamknąć probówkę z izofluranem (stężenie 0%).</li>
	<li>Kontynuuj analizę ultrasonograficzną w gd5, 8, 10 i 12.
	<ol>
		<li>Umieść zwierzę samo w klatce na co najmniej 5 minut, aby miało czas na obudzenie się i orientację.</li>
		<li>Umieść mysz z powrotem w oryginalnej klatce. 
		UWAGA: Nie wyłączaj izofluranu przed usunięciem żelu i taśmy chirurgicznej, ponieważ myszy budzą się bardzo szybko (około 20 s) po wyłączeniu izofluranu.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Kontynuuj następującą analizę ultrasonograficzną w gd14.
	<ol>
		<li>Poświęć samicę, zanim obudzi się z powodu zwichnięcia szyjki macicy. Otwórz zwierzę, wyjmij macicę, oddziel płody i łożyska, a następnie zmierz masę płodu i łożyska.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
7. Kopiowanie i importowanie danych
<ol>
	<li>Zaznacz jedną lub więcej serii, klikając przycisk Eksportuj do, a następnie wybierz miejsce do skopiowania danych na dysk twardy.</li>
	<li>Otwórz oprogramowanie na komputerze i kliknij przycisk Kopiuj z, a następnie wybierz badanie/serię z dysku twardego, aby zaimportować badanie/serię do oprogramowania.</li>
	<li>Analizuj dane za pomocą oprogramowania.</li>
</ol>

<ol><li>Abramowicz, J. S., Kremkau, F. W., Merz, E. <a target="_blank" href="https://www.thieme-connect.com/products/ejournals/abstract/10.1055/s-0032-1312759">Ultraschall in der Geburtshilfe: Kann der Fötus die Ultraschallwelle hören und die Hitze spüren?</a> Ultraschall in der Medizin. 33 (3), Stuttgart, Germany. 215-217 (1980).</li>
<li>Jones, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Echolocation%5BTitle%5D)+AND+%22Current+Biology%22%5BJournal%5D)">Echolocation.</a> Current Biology. 15 (13), R484-R488 (2005).</li>
<li>Simmons, J. A. <a target="_blank" href="https://nyaspubs.onlinelibrary.wiley.com/doi/pdf/10.1111/j.1749-6632.1971.tb13095.x">The sonar receiver of the bat.</a> Annals of the New York Academy of Sciences. 188, 161-174 (1971).</li>
<li>Zala, S. M., Reitschmidt, D., Noll, A., Balazs, P., Penn, D. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Sex-dependent+modulation+of+ultrasonic+vocalizations+in+house+mice+%28Mus+musculus+musculus%29%5BTitle%5D)+AND+%22Public+Library+of+Science+ONE%22%5BJournal%5D)">Sex-dependent modulation of ultrasonic vocalizations in house mice (Mus musculus musculus).</a> Public Library of Science ONE. 12 (12), e0188647(2017).</li>
<li>Wöhr, M., Seffer, D., Schwarting, R. K. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Studying+Socio-Affective+Communication+in+Rats+through+Playback+of+Ultrasonic+Vocalizations%5BTitle%5D)+AND+%22Current+Protocols+in+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Studying Socio-Affective Communication in Rats through Playback of Ultrasonic Vocalizations.</a> Current Protocols in Neuroscience. 75, 1-8 (2016).</li>
<li>Hasiniaina, A. F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((High+frequency%2Fultrasonic+communication+in+a+critically+endangered+nocturnal+primate%2C+Claire%27s+mouse+lemur+%28Microcebus+mamiratra%29%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Primatology%22%5BJournal%5D)">High frequency/ultrasonic communication in a critically endangered nocturnal primate, Claire's mouse lemur (Microcebus mamiratra).</a> American Journal of Primatology. , e22866(2018).</li>
<li>Yeo, L., Romero, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Color+and+power+Doppler+combined+with+Fetal+Intelligent+Navigation+Echocardiography+%28FINE%29+to+evaluate+the+fetal+heart%5BTitle%5D)+AND+%22Ultrasound+in+Obstetrics+%26+Gynecology%22%5BJournal%5D)">Color and power Doppler combined with Fetal Intelligent Navigation Echocardiography (FINE) to evaluate the fetal heart.</a> Ultrasound in Obstetrics & Gynecology. 50 (4), 476-491 (2017).</li>
<li>Teichholz, L. E. <a target="_blank" href="https://www.sciencedirect.com/science/article/pii/S0033062075800193">Echocardiography in valvular heart disease.</a> Progress in Cardiovascular Diseases. 17 (4), 283-302 (1975).</li>
<li>Zechner, P. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.springerlink.com/index/570nn04566572457.pdf">Lungensonographie in der Akut- und Intensivmedizin.</a> Der Anaesthesist. 61 (7), 608-617 (2012).</li>
<li>Blank, W., Schuler, A. <a target="_blank" href="https://econtent.hogrefe.com/doi/full/10.1024/1661-8157/a002703">Sonografie der Schilddrüse - Update 2017.</a> Praxis. 106 (12), 631-640 (2017).</li>
<li>Hansen, K. L., Nielsen, M. B., Ewertsen, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ultrasonography+of+the+Kidney%3A+A+Pictorial+Review%5BTitle%5D)+AND+%22Diagnostics%22%5BJournal%5D)">Ultrasonography of the Kidney: A Pictorial Review.</a> Diagnostics. 6 (1), Basel, Switzerland. (2015).</li>
<li>Older, R. A., Watson, L. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ultrasound+anatomy+of+the+normal+male+reproductive+tract%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Clinical+Ultrasound%22%5BJournal%5D)">Ultrasound anatomy of the normal male reproductive tract.</a> Journal of Clinical Ultrasound. 24 (8), 389-404 (1996).</li>
<li>Reeves, J. J., Rantanen, N. W., Hauser, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Transrectal+real-time+ultrasound+scanning+of+the+cow+reproductive+tract%5BTitle%5D)+AND+%22Theriogenology%22%5BJournal%5D)">Transrectal real-time ultrasound scanning of the cow reproductive tract.</a> Theriogenology. 21 (3), 485-494 (1984).</li>
<li>Sharma, M., Somani, P., Sunkara, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Imaging+of+gall+bladder+by+endoscopic+ultrasound%5BTitle%5D)+AND+%22World+Journal+of+Gastrointestinal+Endoscopy%22%5BJournal%5D)">Imaging of gall bladder by endoscopic ultrasound.</a> World Journal of Gastrointestinal Endoscopy. 10 (1), 10-15 (2018).</li>
<li>Weskott, H. -P. <a target="_blank" href="https://link.springer.com/article/10.1007/s00117-011-2254-3">Ultraschall in der Diagnostik maligner Lymphome.</a> Der Radiologe. 52 (4), 347-359 (2012).</li>
<li>Shirinifard, A., Thiagarajan, S., Johnson, M. D., Calabrese, C., Sablauer, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Measuring+Absolute+Blood+Perfusion+in+Mice+Using+Dynamic+Contrast-Enhanced+Ultrasound%5BTitle%5D)+AND+%22Ultrasound+in+Medicine+%26+Biology%22%5BJournal%5D)">Measuring Absolute Blood Perfusion in Mice Using Dynamic Contrast-Enhanced Ultrasound.</a> Ultrasound in Medicine & Biology. 43 (8), 1628-1638 (2017).</li>
<li>Quaia, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Assessment+of+tissue+perfusion+by+contrast-enhanced+ultrasound%5BTitle%5D)+AND+%22European+Radiology%22%5BJournal%5D)">Assessment of tissue perfusion by contrast-enhanced ultrasound.</a> European Radiology. 21 (3), 604-615 (2011).</li>
<li>Saw, S. N., Poh, Y. W., Chia, D., Biswas, A., Zaini Mattar, C. N., Yap, C. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Characterization+of+the+hemodynamic+wall+shear+stresses+in+human+umbilical+vessels+from+normal+and+intrauterine+growth+restricted+pregnancies%5BTitle%5D)+AND+%22Biomechanics+and+Modeling+in+Mechanobiology%22%5BJournal%5D)">Characterization of the hemodynamic wall shear stresses in human umbilical vessels from normal and intrauterine growth restricted pregnancies.</a> Biomechanics and Modeling in Mechanobiology. , (2018).</li>
<li>Kessler, J., Rasmussen, S., Godfrey, K., Hanson, M., Kiserud, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fetal+growth+restriction+is+associated+with+prioritization+of+umbilical+blood+flow+to+the+left+hepatic+lobe+at+the+expense+of+the+right+lobe%5BTitle%5D)+AND+%22Pediatric+Research%22%5BJournal%5D)">Fetal growth restriction is associated with prioritization of umbilical blood flow to the left hepatic lobe at the expense of the right lobe.</a> Pediatric Research. 66 (1), 113-117 (2009).</li>
<li>Laurin, J., Lingman, G., Marsál, K., Persson, P. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fetal+blood+flow+in+pregnancies+complicated+by+intrauterine+growth+retardation%5BTitle%5D)+AND+%22Obstetrics+and+Gynecology%22%5BJournal%5D)">Fetal blood flow in pregnancies complicated by intrauterine growth retardation.</a> Obstetrics and Gynecology. 69 (6), 895-902 (1987).</li>
<li>Arduini, D., Rizzo, G., Romanini, C., Mancuso, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fetal+blood+flow+velocity+waveforms+as+predictors+of+growth+retardation%5BTitle%5D)+AND+%22Obstetrics+and+Gynecology%22%5BJournal%5D)">Fetal blood flow velocity waveforms as predictors of growth retardation.</a> Obstetrics and Gynecology. 70 (1), 7-10 (1987).</li>
<li>Meyer, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Chymase-producing+cells+of+the+innate+immune+system+are+required+for+decidual+vascular+remodeling+and+fetal+growth%5BTitle%5D)+AND+%22Scientific+Reports%22%5BJournal%5D)">Chymase-producing cells of the innate immune system are required for decidual vascular remodeling and fetal growth.</a> Scientific Reports. 7, 45106(2017).</li>
<li>Meyer, N., Schüler, T., Zenclussen, A. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Simultaneous+Ablation+of+Uterine+Natural+Killer+Cells+and+Uterine+Mast+Cells+in+Mice+Leads+to+Poor+Vascularization+and+Abnormal+Doppler+Measurements+That+Compromise+Fetal+Well-being%5BTitle%5D)+AND+%22Frontiers+in+Immunology%22%5BJournal%5D)">Simultaneous Ablation of Uterine Natural Killer Cells and Uterine Mast Cells in Mice Leads to Poor Vascularization and Abnormal Doppler Measurements That Compromise Fetal Well-being.</a> Frontiers in Immunology. 8, 1913(2017).</li>
<li>Evans, D. H., Jensen, J. A., Nielsen, M. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ultrasonic+color+Doppler+imaging%5BTitle%5D)+AND+%22Interface+Focus%22%5BJournal%5D)">Ultrasonic color Doppler imaging.</a> Interface Focus. 1 (4), 490-502 (2011).</li>
</ol>

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Za pomocą naszego systemu ultrasonograficznego wykazaliśmy ograniczenie wzrostu płodu u matek z niedoborem MC/NK od gd10. Ponadto w gd10 i 12 zaobserwowaliśmy zmniejszone wymiary łożyska, a w gd14 brak lub odwrócenie końcowego przepływu rozkurczowego w UmAs niektórych płodów myszy z niedoborem uMC / uNK. Ten objaw słabego unaczynienia był związany ze znacznym wskaźnikiem oporu tętnic wskazującym na IUGR. Wyniki potwierdzają istotną rolę uMC i uNK w ciąży i dobrostanie płodu oraz w zrozumieniu przebiegu IUGR.
<p class...

Ultradźwięki to fale dźwiękowe o częstotliwościach przekraczających zakres słyszalny ludzkiego ucha, wyższych niż około 20 kHz1. Zwierzęta takie jak nietoperze, walie, delfiny2,3, myszy4, szczury5 i lemury myszy6 używają ultradźwięków do orientacji lub komunikacji. Ludzie wykorzystują ultradźwięki do wielu zastosowań technicznych i medycznych. Urządzenie ultradźwiękowe jest w stanie wytworzyć falę dźwiękową oraz rozprowadzić i przedstawić sygnał. Jeśli ultradźwięki napotkają przeszkodę, dźwięk jest odbijany, pochłaniany lub może przez nią przejść. Zastosowanie ultradźwięków jako metody obrazowania, zwanej ultrasonografią, jest wykorzystywane do analizy tkanek organicznych w medycynie ludzkiej lub weterynaryjnej, takich jak serce (echokardiografia)7,8, lung9, tarczyca10, nerki11, oraz drogi moczowe i rozrodcze12,13; Wykrywanie kamieni żółciowych14 i nowotwory15; oraz ocena perfuzji naczyń krwionośnych lub narządów16,17. Ultrasonografia jest standardową metodą w opiece prenatalnej w czasie ciąży, a niepełnosprawność lub upośledzenie rozwoju płodu można wcześnie rozpoznać. W szczególności wzrost płodu jest ściśle monitorowany w regularnych odstępach czasu w celu rozpoznania możliwej IUGR. Wreszcie, przepływ krwi w płodzie może być monitorowany, ponieważ może to wskazywać na ograniczenia wzrostu18,19,20,21.
Główną zaletą obrazowania ultradźwiękowego w porównaniu z innymi metodami, takimi jak radiografia, jest nieszkodliwość dźwięku dla analizowanych tkanek. Ta łatwa i szybka metoda jest nieinwazyjna, bezbolesna i może być stosowana wiele razy. Początkowy wydatek na aparat ultrasonograficzny jest kosztowny; Jednak potrzebne materiały eksploatacyjne są tanie. System ultrasonograficzny zastosowany w tym manuskrypcie jest odpowiedni dla wielu modeli zwierzęcych (tj. myszy i ryb) Podczas gdy dla ludzi urządzenie ultrasonograficzne wymaga częstotliwości 3-15 mHz, częstotliwość 15-70 mHz jest wymagana dla myszy.
Niniejszy manuskrypt opisuje protokół do korzystania z trybu B, trybu kolorowego Dopplera i trybu dopplerowskiego fali pulsacyjnej. Opis obejmuje przygotowanie myszy, a także wydajność, akwizycję i przechowywanie danych. Metoda ta została z powodzeniem zastosowana do różnych szczepów myszy we wszystkich dniach ciąży i może być stosowana do badania rozwoju płodu i łożyska, a także parametrów krwi matki i płodu. Tutaj wszystkie zastosowania są wyjaśnione w oparciu o nasze badania z udziałem ciężarnych myszy z niedoborem MC/NK i kontrolnych.

<table><tbody><tr><td>LEAF anty-Maus CD122 (IL-2Rb)</td><td>BioLegend</td><td>123204</td><td>Klon TM-&beta; 1; 500 i mikro; </td></tr><tr><td>g System Vevo 2100</td><td>&nbsp; FujiFilm VisualSonics Inc.</td><td></td><td>Przetwornik&nbsp; MS550D-0421</td></tr><tr><td>Oprogramowanie Vevo LAB</td><td>&nbsp; FujiFilm VisualSonics Inc.</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Isoflurane</td><td>Baxter</td><td>PZN: 6497131</td><td></td></tr><tr><td>Żel elektrody</td><td>Parker</td><td>12_8</td><td></td></tr><tr><td>Taśma chirurgiczna</td><td>3M Transpore</td><td>1527-1</td><td></td></tr><tr><td>Krem pod oczy</td><td>Bayer</td><td>PZN: 1578675</td><td></td></tr><tr><td>Aplikatory z bawełnianą końcówką</td><td>Raucotupf</td><td>11969</td><td>100 sztuk</td></tr><tr><td>Krem do depilacji</td><td>Reckitt Benckiser</td><td></td><td></td>2077626</tr><tr><td>Kompresy</td><td>Nobamed Paul Danz AG</td><td>856110</td><td>10 x 10 cm</td></tr><tr><td>Żel do ultradźwięków</td><td>Gello GmbH</td><td>246000</td><td></td></tr></tbody></table>

ultrasonografia wysokiej częstotliwości do analizy rozwoju płodu i łożyska in vivo

High Frequency Ultrasound for the Analysis of Fetal and Placental Development In Vivo

Obrazowanie ultradźwiękowe jest szeroko rozpowszechnioną metodą używaną do wykrywania anomalii narządowych i nowotworów w tkankach ludzkich i zwierzęcych. Metoda jest nieinwazyjna, nieszkodliwa i bezbolesna, a aplikacja jest łatwa, szybka i można ją wykonać w dowolnym miejscu, nawet za pomocą urządzeń mobilnych. W czasie ciąży obrazowanie ultrasonograficzne jest standardowo stosowane w celu ścisłego monitorowania rozwoju płodu. Technika ta jest ważna dla oceny wewnątrzmacicznego ograniczenia wzrostu (IUGR), powikłania ciąży o krótko- i długoterminowych konsekwencjach zdrowotnych zarówno dla matki, jak i płodu. Zrozumienie procesu IUGR jest niezbędne do opracowania skutecznych strategii terapeutycznych. 
System ultrasonograficzny używany w tym manuskrypcie to urządzenie ultrasonograficzne przeznaczone do analizy małych zwierząt i może być używane w różnych dziedzinach badawczych, w tym w badaniach nad ciążą. W tym miejscu opisano zastosowanie systemu do analizy in vivo płodów matek z niedoborem komórek NK / komórek tucznych (MC), które rodzą młode z ograniczeniami wzrostu. Protokół obejmuje przygotowanie systemu, postępowanie z myszami przed i w trakcie pomiarów oraz korzystanie z trybu B, trybu kolorowego Dopplera i trybu Dopplera fali pulsacyjnej. Analizowano wielkość płodu, wielkość łożyska i dopływ krwi do płodu. Znaleźliśmy zmniejszone rozmiary implantacji i mniejsze łożyska u myszy z niedoborem NK / MC od połowy ciąży. Ponadto niedobór MC / NK był związany z brakiem i odwróconym końcowym przepływem rozkurczowym w tętnicy pępowinowej płodu (UmA) i podwyższonym wskaźnikiem oporu. Metody opisane w protokole mogą być z łatwością wykorzystane do pokrewnych i niepokrewnych tematów badawczych.

Poszczególne komponenty systemu ultradźwiękowego wykorzystanego w niniejszym manuskrypcie przedstawiono w Rysunek 1. Rysunek 2 przedstawia reprezentatywne obrazy ultrasonograficzne uzyskane w trybie B w dniach gd5, 8, 10 i 12 (B) or odpowiadające im wyniki pomiaru obszaru implantacji (A)wykazując znacząco zmniejszony obszar implantacji komórek Cpa3 leczonych przeciwciałem anty-CD12Cre/+ </su...

Tutaj opisujemy technikę ultradźwięków o wysokiej częstotliwości do analizy in vivo płodów u myszy. Metoda ta pozwala na obserwację płodów i analizę parametrów łożyska, a także przepływu krwi przez matkę i płód przez cały okres ciąży.

Ultrasonografia wysokiej częstotliwości do analizy rozwoju płodu i łożyska in vivo

Ultrasound imaging is a widespread method used to detect organ anomalies and tumors in human and animal tissues. The method is non-invasive, harmless, and ...

Metoda ta jest bardzo ważna, aby odpowiedzieć na kluczowe pytania w dziedzinie onkologii, neurobiologii, kardiologii i rozwoju płodu, a także oczywiście w obszarze badań nad rozrodem. Głównymi zaletami tej techniki jest to, że jest nieinwazyjna, bezbolesna, łatwa, szybka i umożliwia obserwację płodu w odpowiednich momentach ciąży przez cały okres ciąży. Co najmniej pół godziny przed zabiegiem obrazowania włącz system ultrasonograficzny, podgrzewaną platformę i podgrzewacz do żelu.Otwórz nowe badanie lub nową serię w istniejącym badaniu w przeglądarce. Wprowadź wszystkie wymagane informacje w oknie informacyjnym badania. Kliknij przycisk OK i potwierdź, że pojawi się okno obrazowania w trybie B.Gdy USG jest gotowe, potwierdź brak reakcji na uszczypnięcie palca u znieczulonej myszy i nałóż maść na oczy zwierzęcia. Umieść jedną kroplę elektrożelu na każdej z 4 miedzianych sekcji podgrzewanej platformy i przymocuj łapy do części platformy pokrytej elektrożelem. Usuń sierść z brzucha zwierzęcia za pomocą kremu do depilacji i bawełnianego wacika, zmywając krem z depilowanej skóry po minucie kompresem nasączonym wodą.Następnie nałóż wstępnie podgrzany żel ultradźwiękowy na odsłonięty obszar. Jedną z przyczyn niskiej intensywności sygnału może być niewielka ilość żelu umieszczonego między myszą a wiązką ultradźwięków. Z naszego doświadczenia wynika, że dla dobrej jakości sygnału potrzebna jest dość duża ilość żelu.Kiedy zwierzę jest gotowe, umieść przetwornik nad pęcherzem, aby użyć go jako punktu odniesienia, i przesuń stół platformy grzewczej na lewą i prawą stronę brzucha, aby śledzić implantacje płodu w trybie 2D B, dostosowując głowicę lub platformę w razie potrzeby, aż pierwsza implantacja będzie widoczna na ekranie, w największym rozmiarze. Wybierz opcję Etykieta obrazu i wprowadź nazwę pliku obrazu. Dostosuj położenie obrazu, aż przepływ krwi w tętnicy pępkowej łożyska będzie widoczny, i zapisz pojedynczą klatkę lub cineloop do pomiarów łożyska.Aby obrazowanie metodą kolorowego Dopplera określiło kierunek przepływu krwi, naciśnij przycisk Kolor i użyj trackballa, aby przesunąć kolorowe pole do odpowiedniej pozycji, klikając przycisk Aktualizuj, aby dostosować rozmiar pola zgodnie z potrzebami. Jeśli pole ma prawidłowy rozmiar, kliknij przycisk Wybierz i zapisz obraz zgodnie z eksperymentalnymi potrzebami. Aby określić ilościowo przepływ krwi przez naczynia za pomocą dopplerowskiej fali pulsacyjnej, zlokalizuj obszar zainteresowania w trybie akwizycji kolorowego Dopplera i kliknij przycisk Fala tętna.Pojawi się przerywana linia. Przesuń linię do interesującego Cię naczynia krwionośnego i użyj pokrętła kąta Dopplera, aby dostosować kąt linii, aby wyrównać się z przepływem krwi. W przypadku pomiarów dopplerowskich fal pulsacyjnych ważne jest, aby obserwować kąt między kierunkiem przepływu krwi a wiązką ultradźwięków.Zbyt duże kąty lub różne kąty między zwierzętami w tym samym eksperymencie mogą prowadzić do niedokładnych pomiarów prędkości. Następnie kliknij Aktualizuj i zapisz cineloop pojawiających się linii Dopplera w oknie akwizycji Dopplera falami pulsacyjnymi. Aby przejrzeć dane, kliknij opcję Zarządzanie badaniem, przewiń do interesującego Cię obrazu miniatury i kliknij dwukrotnie przycisk Aktualizuj, a następnie ponownie kliknij przycisk Zarządzanie badaniem, a następnie kliknij przycisk Zamknij, aby zamknąć okno przeglądarki, aby zakończyć pobieranie danych i zapisać nagraną serię.Aby wyeksportować dane, podłącz dysk twardy, kliknij przycisk Eksportuj do, aby oznaczyć jedną lub więcej serii danych, a następnie wybierz miejsce do skopiowania danych na dysk twardy. Tutaj pokazano reprezentatywne obrazy ultrasonograficzne uzyskane w trybie B w 5, 8, 10 i 12 dniu ciąży oraz odpowiadające im wyniki pomiaru obszaru implantacji, ujawniające znaczne zmniejszenie obszaru implantacji u myszy z niedoborem komórek tucznych leczonych anty-CD122 od 10 dnia ciąży. Obrazowanie w trybie B ułatwia obrazowanie i pomiar poszczególnych części implantacji.Na przykład zwierzęta z niedoborem komórek tucznych leczone anty-CD122 wykazują znaczne zmniejszenie obszaru, grubości i średnicy łożyska w porównaniu z nieleczonymi myszami w 10. i 12. dniu ciąży. W przeciwieństwie do tego, obszar i średnica łożyska są podobne między grupami w 14. dniu ciąży, a grubość łożyska, co stanowi znaczny wzrost u zwierząt transgenicznych leczonych anty-CD122 w porównaniu z nieleczonymi myszami w 14. dniu ciąży. Obrazowanie dopplerowskie tętnicy za pomocą fali pulsacyjnej w celu pomiaru szczytowej prędkości skurczowej i prędkości rozkurczowej oraz obliczonego wskaźnika oporu ujawnia podobne wartości między zwierzętami leczonymi i nieleczonymi.Wskaźnik oporności tętnicy pępowikowej u zwierząt z niedoborem komórek tucznych leczonych anty-CD122 jest jednak znacznie zwiększony w porównaniu z myszami nieleczonymi. Próbując tej procedury, ważne jest, aby pamiętać, że należy to robić co drugi dzień, a nie codziennie, aby uniknąć stresu i ryzyka powtarzającej się narkotyzacji zwierząt. Po tej procedurze można wykonać inne pomiary, takie jak pomiar 3D, wizualizacja i kwantyfikacja ruchu tkanek w czasie, pomiary ciśnienia krwi, a także zastrzyki pod kontrolą USG.Po jej opracowaniu, metoda ta utorowała drogę lekarzom i badaczom w dziedzinie opieki położniczej i prenatalnej, ponieważ możliwe jest śledzenie rozwoju płodu i rozpoznawanie ewentualnych nieprawidłowości w czasie ciąży.

high-frequency-ultrasound-for-analysis-fetal-placental-development

Research

JoVE Journal

Developmental Biology

Biologia rozwojowa

Śmierć płodowa i okołoporodowa jest częstym zjawiskiem podczas badania zmian genetycznych wpływających na rozwój serca. Obrazowanie za pomocą ultradźwięków o wysokiej częstotliwości poprawiło rozdzielczość 2-D i może dostarczyć doskonałych informacji na temat wczesnego rozwoju serca, stanowiąc idealną metodę wykrywania wpływu na strukturę i funkcję serca przed śmiercią.

Echokardiografia płodowa myszy

W tym filmie demonstrujemy ultrasonografię o wysokiej częstotliwości do obrazowania miejsc implantacji zarodków u ciężarnej mysiej modelki. Ta technika obrazowania z powodzeniem wykrywa zdolną do życia ciążę i charakteryzuje miejsca implantacji zarodka we wczesnej ciąży mysiej.

Charakterystyka wczesnej ciąży oparta na ultrasonografii wysokiej częstotliwości: technika badania implantacji zarodka i progresji ciąży w ciężarnym modelu mysim

Opisujemy badanie funkcji serca płodu za pomocą współczesnej funkcjonalnej echokardiografii płodu i ultrasonografii dopplerowskiej płodu za pomocą mikroultrasonografii VisualSonics VEVO 2100 w chirurgicznie indukowanym modelu wewnątrzmacicznego ograniczenia wzrostu płodu u królika.

Echokardiografia płodu i USG Dopplera falami pulsacyjnymi w króliczym modelu wewnątrzmacicznego ograniczenia wzrostu

Ultra-wysokiej częstotliwości ultrasonografia to potężne narzędzie do obrazowania na żywo do badania nieprawidłowości w pracy serca u małych zwierząt. Jego nieinwazyjność pozwala na utrzymanie stanu fizjologicznego zarodków. W tym artykule pokazujemy zastosowanie ultrasonografii w trybie M do pomiaru częstości akcji serca zarodków przy E18,5 w macicy.

W macicy Pomiar tętna u myszy za pomocą nieinwazyjnej echokardiografii w trybie m

Ultrasonografia czaszki (CUS) jest cennym narzędziem do obrazowania mózgu u krytycznie chorych noworodków. Ten film przedstawia kompleksowe podejście do CUS u noworodków (dopplerowskich) zarówno do celów klinicznych, jak i badawczych, w tym demonstrację techniki przy łóżku pacjenta.

Najnowocześniejsze obrazowanie ultrasonograficzne czaszki u noworodków

Tutaj prezentujemy protokół wstrzykiwania ultradźwiękowych mikropęcherzykowych środków kontrastowych do żywych, izolowanych mysich zarodków w późnym stadium ciąży. Metoda ta umożliwia badanie parametrów perfuzji i naczyniowych markerów molekularnych w obrębie zarodka za pomocą obrazowania ultrasonograficznego o wysokiej częstotliwości ze wzmocnieniem kontrastowym.

Obrazowanie kontrastowe w zarodkach myszy za pomocą ultradźwięków o wysokiej częstotliwości

Myszy są powszechnie używane do badania biologii ciąży. W przypadku takich badań wymagane jest jednak przerwanie ciąży, co wyklucza badania podłużne i wymaga wykorzystania dużej liczby zwierząt. Dlatego opisujemy nieinwazyjną technikę ultrasonografii o wysokiej częstotliwości do wczesnego wykrywania i monitorowania zdarzeń poimplantacyjnych u ciężarnej myszy.

Nowatorskie zastosowanie trójwymiarowej ultrasonografii o wysokiej częstotliwości do charakteryzowania wczesnej ciąży u myszy

Obrazowanie ultrasonograficzne o wysokiej częstotliwości u płodu myszy poprawiło rozdzielczość obrazowania i może zapewnić precyzyjną, nieinwazyjną charakterystykę rozwoju serca i wad strukturalnych. Opisany w niniejszym dokumencie protokół jest przeznaczony do wykonywania echokardiografii płodu u myszy w czasie rzeczywistym in vivo.

Obrazowanie układu sercowo-naczyniowego u płodu myszy za pomocą systemu ultrasonograficznego o wysokiej częstotliwości (30/45 MHZ)

Opisujemy system, który wykorzystuje trzy metody do oceny bezpieczeństwa i skuteczności dostarczania leków ukierunkowanych na łożysko: obrazowanie in vivo do monitorowania akumulacji nanocząstek, ultradźwięki o wysokiej częstotliwości do monitorowania rozwoju łożyska i płodu oraz HPLC do ilościowego określania dostarczania leków do tkanek.

Kompleksowa ocena skuteczności i bezpieczeństwa podawania leków ukierunkowanych na łożysko przy użyciu trzech uzupełniających się metod

W tym badaniu opisujemy prostą metodę przeprowadzania analizy Evans Blue Dye (EBD) na larwach danio pręgowanego.  Technika ta jest potężnym narzędziem do charakteryzowania integralności mięśni szkieletowych i wyznaczania modeli dystrofii mięśniowej danio pręgowanego, a także jest cenną metodą opracowywania nowych metod terapeutycznych.

Analiza integralności mięśni szkieletowych larw danio pręgowanego za pomocą niebieskiego barwnika Evansa

Poznaj ultrasonografię wysokiej częstotliwości do analizy rozwoju płodu i łożyska u myszy. Ta nieinwazyjna metoda umożliwia monitorowanie przepływu krwi matczyno-płodowej przez całą ciążę.

Ultrasonografia wysokiej częstotliwości do analizy rozwoju płodu i łożyska in vivo

Przeglądaj więcej filmów