Name: Opracowanie podwójnego humanizowanego modelu myszy TK-NOG dla patogenezy wątroby związanej z HIV (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2019-09-11T12:30:00.000+00:00
Duration: 10 s
Description: Poznaj metodę tworzenia humanizowanych myszy z ludzkim układem odpornościowym i wątrobą przy użyciu komórek macierzystych krwi pępowinowej. Model ten umożliwia badanie immunopatologii wywołanej zakażeniem HIV-1.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Ta praca była wspierana przez R24OD018546 grantowe Narodowego Instytutu Zdrowia (dla L.Y.P. i S.G.). Autorzy pragną podziękować dr Weizhe Li za pomoc w zabiegach chirurgicznych, Amandze Branch Woods, B.S., Yan Cheng za immunohistologię, członkom ośrodka badawczego cytometrii przepływowej UNMC dyrektorowi dr Phillipowi Hexleyowi, Victorii B. Smith i Samanthy Wall, B.S., CZŁONKOM GŁÓWNEGO OŚRODKA ZAAWANSOWANEJ MIKROSKOPII UNMC Janice A. Taylor, B.S. i Jamesowi R. Talasce, B.S., za wsparcie techniczne. Autorzy dziękują dr Mamoru Ito i Hiroshi Suemizu z CIEA za dostarczenie myszy TK-NOG oraz dr Joachimowi Baumgartowi za dostarczenie treosulfanu. Autorzy dziękują dr Adrian Koesters z UNMC za jej wkład redakcyjny w powstanie manuskryptu.

Ten protokół został zatwierdzony przez Instytucjonalny Komitet ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt (IACUC) w Centrum Medycznym Uniwersytetu w Nebrasce.
UWAGA: Uzyskaj zgodę lokalnego IACUC przed przeprowadzeniem eksperymentów na zwierzętach.
1. Przetwarzanie krwi pępowinowej i izolacja ludzkich HSPC
<ol>
	<li>Wykonaj wszystkie kroki protokołu w sterylnych warunkach w komorach z przepływem laminarnym.</li>
	<li>Pobrać krew pępowinową (CB) zebraną w probówkach z heparyną i zwiększyć objętość do 35 ml, dodając sól fizjologiczną buforowaną fosforanami (PBS). Ułóż próbkę na pożywce do separacji limfocytów (LSM), jak pokazano na <silna klasa="xfig">Rysunek 1 i odwiruj LSM z warstwowym CB o wymiarach 400 x g przez 35 minut w temperaturze 4 °C bez hamulców. 
	UWAGA: Rozcieńczyć krew ostrożnie i delikatnie, aby uniknąć mieszania na granicy faz. </li>
	<li>Ostrożnie usuń górną warstwę LSM i plazmy i przenieś interfejs białego kożucha do nowej probówki za pomocą pipety transferowej.</li>
	<li>Zawiesić kożuchę w 30 - 40 ml lodowatego buforu (PBS + 0,5% albuminy surowicy bydlęcej [BSA] + 2 mM kwas etylenodiaminotetraoctowy [EDTA]). Za pomocą pipety połączyć 20 μl zawiesiny komórek z 20 μl 0,4% błękitu trypanowego i odpipetować 10 μl mieszaniny do zewnętrznego otworu jednej z dwóch komór szkiełka liczącego i włożyć szkiełko do automatycznego licznika komórek w celu zliczenia komórek. 
	nuta: Używaj lodowatego bufora na wszystkich etapach, ponieważ pomaga on utrzymać komórki przy życiu.</li>
	<li>Odwirować komórki przy sile 300 x g przez 10 minut w temperaturze 4 °C i ostrożnie odessać supernatant. Następnie dodaj 300 μl lodowatego buforu.</li>
	<li>Dodać 100 μl ludzkiego odczynnika blokującego receptor Fc i 100 μl monoklonalnych mysich mikrogranulek sprzężonych z przeciwciałami anty-ludzkimi CD34 dla maksymalnie 1 x10 8 komórek (patrz tabela materiałów). Inkubować przez 30 minut w temperaturze 4 °C, dodać 10 ml lodowatego buforu w celu przepłukania komórek i odwirować przy 300 x g przez 10 minut w temperaturze 4 °C. 
	nuta: Przeskaluj to w górę zgodnie z numerem komórki, jeśli obecnych jest więcej niż 1 x 108 komórek.</li>
	<li>Ostrożnie usunąć supernatant, ponownie zawiesić osad w 500 μl buforu i kontynuować etap separacji magnetycznej w celu wzbogacenia HSPC.</li>
	<li>Umieść kolumnę LS o pozytywnej selekcji (patrz Tabela materiałów) w polu sortowania komórek aktywowanych magnetycznie i przepuść ją przez 3 ml buforu.</li>
	<li>Załaduj próbkę do kolumny LS, która może uwięzić mikrogranulki związane z ludzkim CD34+ w próbkach i pozwolić im przepływać pod wpływem grawitacji do probówki zbiorczej.</li>
	<li>Przemyć kolumnę 3x buforem i zebrać elucję w tej samej probówce zbiorczej frakcji CD34- komórek.</li>
	<li>Zanurz kolumnę z 5 ml buforu, aby wymyć komórki CD34 + do nowej probówki zbiorczej. Powtórz procedurę, aby uzyskać czystość >90%.</li>
	<li>Policz eluowane komórki CD34 + za pomocą barwnika błękitu trypanowego w hemocytometrze. Po zliczeniu odwirować komórki CD34+ o masie 300 x g przez 5 minut i odrzucić supernatant.</li>
	<li>Ponownie zawiesić komórki CD34+ w 25 μl PBS w celu wstrzyknięcia do natychmiastowego użycia w przeszczepie lub kriokonserwować komórki w stężeniu 1-2 milionów/ml w pożywce do zamrażania (pożywka Roswell Park Memorial Institute [pożywka RPMI 1640] + 50% płodowej surowicy bydlęcej (FBS) + 10% dimetylosulfotlenku [DMSO]) do dalszego wykorzystania w transplantacji. 
	nuta: Zawsze przeliczaj żywe komórki przed użyciem ich w przeszczepie.</li>
	<li>Aby sprawdzić czystość elucji CD34+, należy pobrać 50 μl zawiesiny i inkubować ją z 10 μl przeciwciała anty-ludzkiego CD34 sprzężonego z PE przez 30 minut w temperaturze 4 °C. Po inkubacji przeciwciał przemyć wybarwione komórki PBS, ponownie zawiesić je w 100 μl PBS, a następnie przystąpić do wykonania cytometrii przepływowej. Dodaj dodatkową rurkę z komórkami bez przeciwciał, aby zaprojektować bramkę w cytometrze przepływowym.</li>
	<li>Po akwizycji przeanalizuj dane, wybierając obszar zainteresowania na wykresie rozproszenia do przodu (FSC) i rozrzutu bocznego (SSC), a następnie bramkowanie dla pojedynczych komórek na wykresach obszaru FSC i wysokości FSC. Bramka CD34-dodatnich komórek na pojedynczych komórkach w kanale PE i wykresie obszaru SSC.</li>
</ol>
2. Przygotowanie ludzkich hepatocytów do przeszczepu
<ol>
	<li>Usuń kriokonserwowane hepatocyty z ciekłego azotu, szybko zanurz fiolkę w łaźni wodnej i rozmrażaj przez około 90 - 120 s.</li>
	<li>Zdjąć nakrętkę fiolki i wlać rozmrożone hepatocyty do stożkowej probówki o pojemności 50 ml z podgrzanym podłożem do rozmrażania.</li>
	<li>Zawieś komórki, kołysząc ręcznie probówką o pojemności 50 ml przez kilka sekund. 
	nuta: Nie obracaj rurki.</li>
	<li>Granulować komórki w temperaturze 100 x g przez 8 minut w temperaturze pokojowej. Umyć granulowane komórki w PBS 0,1% BSA i połączyć je ze świeżymi lub rozmrożonymi HSPC (stosunek 10:1) w PBS w końcowej objętości 80 μl/mysz.</li>
</ol>
3. Postępowanie ze zwierzętami, badania przesiewowe, genotypowanie i leczenie przeszczepu ludzkich HSPC i hepatocytów
<ol>
	<li>Postępowanie ze zwierzętami
	<ol>
		<li>W wyniku ciężkiego niedoboru odporności myszy TK-NOG należy hodować, trzymać i obchodzić się z nimi w warunkach aseptycznych.</li>
		<li>Zawsze noś fartuch laboratoryjny, rękawice, ochraniacze na buty i maskę na twarz, aby zapobiec zakażeniu potencjalnie chorobotwórczymi mikroorganizmami.</li>
		<li>Do operacji należy używać sterylnych rękawic i narzędzi oraz obchodzić się ze zwierzętami w sposób aseptyczny przez cały czas trwania zabiegu.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Wybór myszy TK-NOG do eksperymentu
	<ol>
		<li>Utrzymuj kolonię szczepu TK-NOG poprzez hodowlę samic myszy TK-NOG z samcami rodzeństwa z miotu innych niż TK-NOG i wybierz transgeniczne potomstwo przez genotypowanie. 
		nuta: Przeprowadzić genotypowanie (patrz krok 3.3) w celu określenia obecności lub braku transgenu u nowonarodzonych samców i samic myszy w momencie odsadzenia.</li>
		<li>Wybieraj samców w wieku 6-8 tygodni do przeszczepu ze względu na ich wysoką wrażliwość na niedobór hepatocytów eksprymujących transgen HSV-TK za pośrednictwem GCV21.</li>
		<li>Zakolczykuj uszy myszy w momencie odsadzenia od piersi lub operacji, aby ułatwić identyfikację. Zanotuj wagę i stan zdrowia zwierząt.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Genotypowanie na obecność transgenu HSV-TK przy użyciu ilościowej reakcji łańcuchowej polimerazy w czasie rzeczywistym
	<ol>
		<li>Genotypowanie należy wykonać w momencie odsadzenia (zwykle w wieku 3-4 tygodni). W celu genotypowania wytnij kawałek ucha myszy w komorze bezpieczeństwa biologicznego z przepływem laminarnym, aby zachować sterylność i wyodrębnić genomowe DNA za pomocą zestawu do izolacji genomowego DNA.</li>
		<li>Amplifikować genomowe DNA wyekstrahowane z słuchawki w mieszaninie reakcyjnej o stężeniu 20 μl w celu przeprowadzenia badania przesiewowego transgenu HSV-TK pod kontrolą ludzkiego promotora albuminy poprzez dodanie 1 μl startera do przodu 5'-CCATGCACGTCTTTATCCTGG-3', 1 μL startera odwrotnego 5'-TAAGTTGCAGCAGGGCGTC-3', 0,5 μL sondy FAM 5′-FAM-AATCGCCCGCCGGCTGC-MGB-3', i 10 μl mieszanki wzorcowej na urządzeniu do reakcji łańcuchowej polimerazy (PCR) w czasie rzeczywistym22.</li>
		<li>Ustaw ustawienia PCR w czasie rzeczywistym w następujący sposób: 60 °C przez 30 s (etap odczytu), 95 °C przez 10 minut (etap wstrzymania), 40 cykli po 95 °C przez 15 s i 60 °C przez 1 minutę (etap PCR) i 60 °C przez 30 s (etap po odczytie). 
		nuta: Cykl progu (Ct) poniżej 22 jest uważany za dodatni dla transgenu HSV-TK.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Leczenie z użyciem gancyklowiru i treosulfanu
	<ol>
		<li>Za pomocą igły 27 G wstrzyknij myszom TK-NOG dootrzewnowe zastrzyki GCV (6 mg / kg) 2 razy dziennie w 7 dniu i w dniu 5 w 100 μl soli fizjologicznej przed operacją w celu wyczerpania transgenicznych komórek miąższowych myszy (jak pokazano w strategii eksperymentalnej w <silna klasa = "xfig">Rysunek 2)23.</li>
		<li>W dniach 3, 2 i 1 przed operacją należy wstępnie przygotować myszy za pomocą niemieloablacyjnych dootrzewnowych dawek treosulfanu (1,5 g / kg / dzień) w 100 μl soli fizjologicznej, używając igły 27 G.</li>
		<li>Na dzień przed zabiegiem należy pobrać dwie do trzech kropli (~100 μl) krwi z żyły podżuchwowej, nakłuwając ją lancetem o średnicy 5 mm, i wyizolować surowicę przez odwirowanie (1500 x g przez 10 minut w temperaturze 4 °C) do testu aminotransferazy alaninowej (ALT) w celu oceny stopnia uszkodzenia wątroby.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Przygotowanie do zabiegu
	<ol>
		<li>Użyj maszynki do strzyżenia, aby ogolić sierść myszy otaczającą miejsce nacięcia (po lewej stronie ściany otrzewnej) przed zabiegiem.</li>
		<li>Dostosuj przepływ tlenu do 1 l/min, a przepływ izofluranu do 3% - 5% w komorze indukcyjnej za pomocą urządzenia do znieczulania myszy. Umieszczaj jedną mysz na raz w komorze indukcyjnej w celu znieczulenia.</li>
		<li>Podłączyć jeden koniec sterylnej probówki przedłużającej (o pojemności 550 μl zawiesiny; specyfikacje znajdują się w Tabeli Materiałów) do igły 30 G, a drugi koniec do strzykawki o pojemności 1 ml.</li>
		<li>Napełnić strzykawkę zawiesiną (80 μl/mysz) połączonych HEP i HSPC (patrz punkt 2), umieścić strzykawkę w nacięciu powtarzalnej pipety dozującej i wyregulować dozownik tak, aby dozował 10 μl w każdym naciśnięciu.</li>
		<li>Po znieczuleniu myszy (zwykle po 3 - 4 minutach) przełącz przepływ izofluranu na stożek nosowy i zmniejsz szybkość przepływu izofluranu do 2% - 3%.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Przeszczepienie do śledziony ludzkich HSPC i hepatocytów u myszy
	<ol>
		<li>Wszystkie etapy operacji należy wykonać w komorze z przepływem laminarnym w sterylnych warunkach.</li>
		<li>Umieścić czystą, sterylną serwetę na powierzchni roboczej i wyszorować lewą stronę ciała każdej myszy 10 % jodowidonu, a następnie 70 % alkoholu izopropylowego, przed wykonaniem nacięcia.</li>
		<li>Wykonaj małe nacięcie (~1 - 1,5 cm długości i 5 mm głębokości) w skórze, mięśniach i otrzewnej po lewej stronie ściany otrzewnej nożyczkami typu Vanna, aby wejść do jamy otrzewnej około 5 mm poniżej dolnej krawędzi klatki piersiowej.</li>
		<li>Zlokalizuj śledzionę, pociągnij ją lekko kleszczami do obszaru operacyjnego, aby uzyskać łatwy dostęp, i włóż igłę 30 G w dolny biegun śledziony.</li>
		<li>Odblokuj tłok pipety dozującej i dozuj jednorazowo 10 μl objętości, z ograniczeniem do 60 - 80 μl na śledzionę. Powoli cofnąć igłę i przyciąć śledzionę klipsami do podwiązywania za pomocą aplikatora do podwiązywania.</li>
		<li>Wepchnij śledzionę z powrotem do jamy ciała za pomocą aplikatorów z bawełnianą końcówką zwilżonych sterylnym PBS. </li>
		<li>Zamknij warstwę mięśniową ściany brzucha za pomocą wchłanialnego szwu przerywanego wzoru szwów (nie ciągłego). Osiągnij zamknięcie skóry za pomocą przerwanego wzoru szwów za pomocą szwów niewchłanialnych.</li>
		<li>Używaj wkładek cyrkulacyjnych z ciepłą wodą, aby chronić myszy przed hipotermią po operacji.</li>
		<li>Niewchłanialne szwy należy usunąć 10-14 dni po zabiegu.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Opieka pooperacyjna
	<ol>
		<li>Kiedy przeszczepione zwierzę się obudzi, należy wstrzyknąć przeciwbólową buprenorfinę (0,1 mg/kg) dootrzewnowo, 2 razy dziennie przez kolejne 3 dni.</li>
		<li>Obserwuj zwierzęta co najmniej 1 raz dziennie, aż powrócą do normalnych warunków fizycznych. 
		nuta: Sprawdź masę ciała każdego zwierzęcia, ponieważ niektóre myszy mogą schudnąć po operacji. Myszy zazwyczaj odzyskują swoją pierwotną wagę w ciągu 1 do 2 tygodni.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
4. Walidacja wszczepienia ludzkiej wątroby za pomocą testu ELISA i ludzkiego układu odpornościowego za pomocą cytometrii przepływowej
UWAGA: Oceniaj rekonstytucję ludzkiej wątroby i układu odpornościowego co miesiąc, zaczynając 1 miesiąc po przeszczepie, odpowiednio za pomocą testu immunoenzymatycznego (ELISA) i cytometrii przepływowej.
<ol>
	<li>Pobrać próbki krwi z żyły podżuchwowej za pomocą lancetów w probówkach EDTA i odwirować przy 1 500 x g przez 10 minut w temperaturze 4 °C. Wyizolować surowicę w celu sprawdzenia poziomu albuminy ludzkiej w celu oceny skuteczności wszczepienia wątroby myszy dla przeszczepionych ludzkich hepatocytów, używając zestawu do oznaczania ilościowego ELISA albuminy ludzkiej (patrz Tabela materiałów), postępując zgodnie z instrukcjami producenta. 
	nuta: Nie należy wyrzucać osadu i używać granulowanych komórek do analizy cytometrii przepływowej w celu oceny rekonstytucji układu odpornościowego człowieka.</li>
	<li>Zawiesić osad komórkowy bez surowicy w 35 μl buforu FACS (PBS + 2% FBS) i wybarwić 5 μl specyficznego dla myszy CD45 (stężenie 0,5 mg/ml), po 5 μl przeciwciał swoistych dla człowieka CD45 (0,1 mg/ml), CD3 (0,2 mg/ml), CD8 (0,1 mg/mL) i CD19 (0,5 mg/ml) oraz 20 μl CD4 (0,25 mg/mL) i CD14 (0,25 mg/ml) każdy przez 30 min w temperaturze 4 °C, w celu sprawdzenia rozwoju funkcjonalnego układu odpornościowego z CD34+ HSPCs. 
	nuta: Rozważ dodanie jednej dodatkowej rurki z niebarwionymi komórkami, aby określić bramkowanie barwionych komórek.</li>
	<li>Po inkubacji przenieść zabarwioną zawiesinę (~100 μl) do probówki do cytometrii przepływowej z polistyrenu i użyć 2 ml 1x buforu do lizy (patrz tabela materiałów), rozcieńczając 1 część 10x buforu do lizy z 9 częściami wody destylowanej i inkubując 10 - 15 minut w celu lizy czerwonych krwinek. 
	UWAGA: Obserwuj zmętnienie, aby ocenić lizę czerwonych krwinek. Gdy próbka stanie się klarowna, liza jest zakończona.</li>
	<li>Po lizie dodać 3 ml buforu FACS do probówki i odwirować przy 300 x g w temperaturze 4 °C przez 5 minut, aby uzyskać osad. Powtórzyć mycie, dodając 3 ml buforu FACS do osadu i odwirować przy 300 x g w temperaturze 4 °C przez 5 minut.</li>
	<li>Utrwal komórki w świeżo przygotowanym 1% paraformaldehydzie (PFA) i uzyskaj wybarwione komórki na cytometrze przepływowym, przeanalizowane za pomocą oprogramowania do przepływu.</li>
	<li>Do analizy wybierz limfocyty bramkujące na powierzchni FSC/SSC, a następnie bramkowanie jednokomórkowe na obszarze FSC/wysokości FSC.</li>
	<li>Ponadto bramka dla CD45 specyficznego dla człowieka (hCD45) w populacji pojedynczych komórek i uwzględnij specyficzny dla myszy CD45 (mCD45) w celu wykluczenia komórek pochodzenia mysiego. Opracuj strategię bramkowania barwionej populacji w oparciu o bramkowanie niebarwionych komórek.</li>
	<li>Bramka komórek hCD45 + w celu określenia częstotliwości limfocytów T CD3 + i limfocytów B CD19 +. Limfocyty T bramki w celu określenia podzbiorów CD4 i CD8. Aby ocenić monocyty, włącz hCD45 w celu określenia monocytów CD14 +.</li>
</ol>
5. Zakażenie wirusem HIV myszy TK-NOG i jego wpływ na ludzką wątrobę i układ odpornościowy
<ol>
	<li>Z wirusem HIV-1 i wszystkimi zakażonymi myszami należy obchodzić się w wyznaczonym obiekcie o poziomie bezpieczeństwa biologicznego 2. 
	ostrożność: Autoklaw i wyrzuć wszystkie odpady zakażone wirusem HIV do podwójnych worków na zagrożenia biologiczne. Ze względów bezpieczeństwa należy nosić rękawice odporne na przecięcia podczas trzymania myszy zakażonych wirusem HIV.</li>
	<li>Podczas pracy z wirusem należy nosić środki ochrony osobistej (PPE), w tym jednorazowy fartuch na kombinezon, ochraniacze na buty, maskę na twarz i podwójne rękawice.</li>
	<li>Wybierz myszy z odtworzeniem więcej niż 15% ludzkich komórek CD45+ (testowane w kroku 4.7) i z obecnością albuminy ludzkiej w surowicy pod kątem zakażenia HIV-1 (testowane w kroku 4.1).</li>
	<li>Wstrzyknąć myszom 1 x 103 do 1 x 104 dawki zakaźne w kulturze tkankowej 50 (TCID50) HIV-1ADA w objętości 100 - 200 μl na mysz, dootrzewnowo.</li>
	<li>Myszy zakażone wirusem HIV należy poddać eutanazji 5 tygodni po zakażeniu za pomocą izofluranu (o stężeniu par izofluranu >5%).</li>
	<li>Po eutanazji myszy należy zebrać krew w probówkach EDTA przez nakłucie serca w celu wyizolowania surowicy, aby zobaczyć wpływ HIV-1 na wątrobę poprzez ocenę specyficznych dla człowieka poziomów albuminy za pomocą testu ELISA (patrz krok 4.1) i komórek krwi w celu sprawdzenia zmian w ludzkich komórkach odpornościowych za pomocą cytometrii przepływowej (patrz kroki 4.2 - 4.8). 
	nuta: Oceń wiremię obwodową 5 tygodni po zakażeniu na bioanalizatorze, aby potwierdzić, czy myszy są zakażone.</li>
	<li>Po pobraniu krwi należy wyciąć wątrobę od myszy poddanych eutanazji.</li>
	<li>W celu wycięcia wątroby należy odsłonić jamę brzuszną, wykonując nacięcie o długości 1,5 - 2 cm i głębokości 0,5 cm w skórze, mięśniach i otrzewnej od ksyloidu. Wykonaj cięcie prostopadłe do kręgosłupa między wątrobą a przeponą. Podnieś wątrobę i odetnij wszelkie błony łączące ją z żołądkiem i jelitami.</li>
	<li>Zbierz i utrwal wątrobę w 4% paraformaldehydzie przez noc i postępuj zgodnie ze standardowym protokołem immunohistochemicznym, aby ocenić wpływ HIV na hepatocyty CK18 + przy użyciu swoistego dla człowieka przeciwciała CK18 8.</li>
</ol>

<ol><li>Smith, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Factors+associated+with+specific+causes+of+death+amongst+HIV-positive+individuals+in+the+D%3AA%3AD+Study%5BTitle%5D)+AND+%22AIDS%22%5BJournal%5D)">Factors associated with specific causes of death amongst HIV-positive individuals in the D:A:D Study.</a> AIDS. 24 (10), 1537-1548 (2010).</li>
<li>Puoti, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mortality+for+liver+disease+in+patients+with+HIV+infection%3A+a+cohort+study%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Acquired+Immune+Deficiency+Syndromes%22%5BJournal%5D)">Mortality for liver disease in patients with HIV infection: a cohort study.</a> Journal of Acquired Immune Deficiency Syndromes. 24 (3), 211-217 (2000).</li>
<li>Rodriguez-Mendez, M. L., Gonzalez-Quintela, A., Aguilera, A., Barrio, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Prevalence%2C+patterns%2C+and+course+of+past+hepatitis+B+virus+infection+in+intravenous+drug+users+with+HIV-1+infection%5BTitle%5D)+AND+%22The+American+Journal+of+Gastroenterology%22%5BJournal%5D)">Prevalence, patterns, and course of past hepatitis B virus infection in intravenous drug users with HIV-1 infection.</a> The American Journal of Gastroenterology. 95 (5), 1316-1322 (2000).</li>
<li>Scharschmidt, B. F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Hepatitis+B+in+patients+with+HIV+infection%3A+relationship+to+AIDS+and+patient+survival%5BTitle%5D)+AND+%22Annals+of+Internal+Medicine%22%5BJournal%5D)">Hepatitis B in patients with HIV infection: relationship to AIDS and patient survival.</a> Annals of Internal Medicine. 117 (10), 837-838 (1992).</li>
<li>Lacombe, K., Rockstroh, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((HIV+and+viral+hepatitis+coinfections%3A+advances+and+challenges%5BTitle%5D)+AND+%22Gut%22%5BJournal%5D)">HIV and viral hepatitis coinfections: advances and challenges.</a> Gut. 61, Suppl 1 47-58 (2012).</li>
<li>Brehm, M. A., Jouvet, N., Greiner, D. L., Shultz, L. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Humanized+mice+for+the+study+of+infectious+diseases%5BTitle%5D)+AND+%22Current+Opinion+in+Immunology%22%5BJournal%5D)">Humanized mice for the study of infectious diseases.</a> Current Opinion in Immunology. 25 (4), 428-435 (2013).</li>
<li>Billerbeck, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Humanized+mice+efficiently+engrafted+with+fetal+hepatoblasts+and+syngeneic+immune+cells+develop+human+monocytes+and+NK+cells%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+Hepatology%22%5BJournal%5D)">Humanized mice efficiently engrafted with fetal hepatoblasts and syngeneic immune cells develop human monocytes and NK cells.</a> The Journal of Hepatology. 65 (2), 334-343 (2016).</li>
<li>Dagur, R. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Human+hepatocyte+depletion+in+the+presence+of+HIV-1+infection+in+dual+reconstituted+humanized+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Biology+Open%22%5BJournal%5D)">Human hepatocyte depletion in the presence of HIV-1 infection in dual reconstituted humanized mice.</a> Biology Open. 7 (2), (2018).</li>
<li>Gaska, J. M., Ploss, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Study+of+viral+pathogenesis+in+humanized+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Current+Opinion+in+Virology%22%5BJournal%5D)">Study of viral pathogenesis in humanized mice.</a> Current Opinion in Virology. 11, 14-20 (2015).</li>
<li>Gorantla, S., Poluektova, L., Gendelman, H. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rodent+models+for+HIV-associated+neurocognitive+disorders%5BTitle%5D)+AND+%22Trends+in+Neurosciences%22%5BJournal%5D)">Rodent models for HIV-associated neurocognitive disorders.</a> Trends in Neurosciences. 35 (3), 197-208 (2012).</li>
<li>Xu, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Chimeric+TK-NOG+mice%3A+a+predictive+model+for+cholestatic+human+liver+toxicity%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+Pharmacology+and+Experimental+Therapeutics%22%5BJournal%5D)">Chimeric TK-NOG mice: a predictive model for cholestatic human liver toxicity.</a> The Journal of Pharmacology and Experimental Therapeutics. 352 (2), 274-280 (2015).</li>
<li>Washburn, M. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+humanized+mouse+model+to+study+hepatitis+C+virus+infection%2C+immune+response%2C+and+liver+disease%5BTitle%5D)+AND+%22Gastroenterology%22%5BJournal%5D)">A humanized mouse model to study hepatitis C virus infection, immune response, and liver disease.</a> Gastroenterology. 140 (4), 1334-1344 (2011).</li>
<li>Gutti, T. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Human+hepatocytes+and+hematolymphoid+dual+reconstitution+in+treosulfan-conditioned+uPA-NOG+mice%5BTitle%5D)+AND+%22The+American+Journal+of+Pathology%22%5BJournal%5D)">Human hepatocytes and hematolymphoid dual reconstitution in treosulfan-conditioned uPA-NOG mice.</a> The American Journal of Pathology. 184 (1), 101-109 (2014).</li>
<li>Strick-Marchand, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+novel+mouse+model+for+stable+engraftment+of+a+human+immune+system+and+human+hepatocytes%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">A novel mouse model for stable engraftment of a human immune system and human hepatocytes.</a> PLoS One. 10 (3), 0119820(2015).</li>
<li>Keng, C. T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Characterisation+of+liver+pathogenesis%2C+human+immune+responses+and+drug+testing+in+a+humanised+mouse+model+of+HCV+infection%5BTitle%5D)+AND+%22Gut%22%5BJournal%5D)">Characterisation of liver pathogenesis, human immune responses and drug testing in a humanised mouse model of HCV infection.</a> Gut. 65 (10), 1744-1753 (2016).</li>
<li>Li, F., Nio, K., Yasui, F., Murphy, C. M., Su, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Studying+HBV+Infection+and+Therapy+in+Immune-Deficient+NOD-Rag1-%2F-IL2RgammaC-null+%28NRG%29+Fumarylacetoacetate+Hydrolase+%28Fah%29+Knockout+Mice+Transplanted+with+Human+Hepatocytes%5BTitle%5D)+AND+%22Methods+in+Molecular+Biology%22%5BJournal%5D)">Studying HBV Infection and Therapy in Immune-Deficient NOD-Rag1-/-IL2RgammaC-null (NRG) Fumarylacetoacetate Hydrolase (Fah) Knockout Mice Transplanted with Human Hepatocytes.</a> Methods in Molecular Biology. 1540, 267-276 (2017).</li>
<li>Poluektova, L. Y., Garcia, J. V., Koyanagi, Y., Manz, M. G., Tager, A. M. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aPoluektova%2C+LY+%22Humanized+Mice+for+HIV+Research%22">Humanized Mice for HIV Research</a>. , Springer-Verlag New York. New York, NY. (2014).</li>
<li>Cheng, L., Ma, J., Li, G., Su, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Humanized+Mice+Engrafted+With+Human+HSC+Only+or+HSC+and+Thymus+Support+Comparable+HIV-1+Replication%2C+Immunopathology%2C+and+Responses+to+ART+and+Immune+Therapy%5BTitle%5D)+AND+%22Frontiers+in+Immunology%22%5BJournal%5D)">Humanized Mice Engrafted With Human HSC Only or HSC and Thymus Support Comparable HIV-1 Replication, Immunopathology, and Responses to ART and Immune Therapy.</a> Frontiers in Immunology. 9, 817(2018).</li>
<li>Zhang, L., Su, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((HIV-1+immunopathogenesis+in+humanized+mouse+models%5BTitle%5D)+AND+%22Cellular+%26+Molecular+Immunology%22%5BJournal%5D)">HIV-1 immunopathogenesis in humanized mouse models.</a> Cellular & Molecular Immunology. 9 (3), 237-244 (2012).</li>
<li>Nunoya, J., Washburn, M. L., Kovalev, G. I., Su, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Regulatory+T+cells+prevent+liver+fibrosis+during+HIV+type+1+infection+in+a+humanized+mouse+model%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+Infectious+Diseases%22%5BJournal%5D)">Regulatory T cells prevent liver fibrosis during HIV type 1 infection in a humanized mouse model.</a> The Journal of Infectious Diseases. 209 (7), 1039-1044 (2014).</li>
<li>Hasegawa, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+reconstituted+%27humanized+liver%27+in+TK-NOG+mice+is+mature+and+functional%5BTitle%5D)+AND+%22Biochemical+and+Biophysical+Research+Communications%22%5BJournal%5D)">The reconstituted 'humanized liver' in TK-NOG mice is mature and functional.</a> Biochemical and Biophysical Research Communications. 405 (3), 405-410 (2011).</li>
<li>Higuchi, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+human+hepatic+cell+line+HepaRG+as+a+possible+cell+source+for+the+generation+of+humanized+liver+TK-NOG+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Xenobiotica%22%5BJournal%5D)">The human hepatic cell line HepaRG as a possible cell source for the generation of humanized liver TK-NOG mice.</a> Xenobiotica. 44 (2), 146-153 (2014).</li>
<li>Kosaka, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+novel+TK-NOG+based+humanized+mouse+model+for+the+study+of+HBV+and+HCV+infections%5BTitle%5D)+AND+%22Biochemical+and+Biophysical+Research+Communications%22%5BJournal%5D)">A novel TK-NOG based humanized mouse model for the study of HBV and HCV infections.</a> Biochemical and Biophysical Research Communications. 441 (1), 230-235 (2013).</li>
<li>Crane, M., Iser, D., Lewin, S. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Human+immunodeficiency+virus+infection+and+the+liver%5BTitle%5D)+AND+%22World+Journal+of+Hepatology%22%5BJournal%5D)">Human immunodeficiency virus infection and the liver.</a> World Journal of Hepatology. 4 (3), 91-98 (2012).</li>
<li>Bility, M. T., Li, F., Cheng, L., Su, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Liver+immune-pathogenesis+and+therapy+of+human+liver+tropic+virus+infection+in+humanized+mouse+models%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Gastroenterology+and+Hepatology%22%5BJournal%5D)">Liver immune-pathogenesis and therapy of human liver tropic virus infection in humanized mouse models.</a> Journal of Gastroenterology and Hepatology. 28, Suppl 1 120-124 (2013).</li>
<li>Kong, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Low-level+HIV+infection+of+hepatocytes%5BTitle%5D)+AND+%22Virology+Journal%22%5BJournal%5D)">Low-level HIV infection of hepatocytes.</a> Virology Journal. 9, 1-7 (2012).</li>
<li>Dash, P. K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Long-acting+nanoformulated+antiretroviral+therapy+elicits+potent+antiretroviral+and+neuroprotective+responses+in+HIV-1-infected+humanized+mice%5BTitle%5D)+AND+%22AIDS%22%5BJournal%5D)">Long-acting nanoformulated antiretroviral therapy elicits potent antiretroviral and neuroprotective responses in HIV-1-infected humanized mice.</a> AIDS. 26 (17), 2135-2144 (2012).</li>
<li>Sun, S., Li, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Humanized+chimeric+mouse+models+of+hepatitis+B+virus+infection%5BTitle%5D)+AND+%22International+Journal+of+Infectious+Diseases%22%5BJournal%5D)">Humanized chimeric mouse models of hepatitis B virus infection.</a> International Journal of Infectious Diseases. 59, 131-136 (2017).</li>
<li>Shafritz, D. A., Oertel, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Model+systems+and+experimental+conditions+that+lead+to+effective+repopulation+of+the+liver+by+transplanted+cells%5BTitle%5D)+AND+%22The+International+Journal+of+Biochemistry+%26+Cell+Biology%22%5BJournal%5D)">Model systems and experimental conditions that lead to effective repopulation of the liver by transplanted cells.</a> The International Journal of Biochemistry & Cell Biology. 43 (2), 198-213 (2011).</li>
<li>Almeida-Porada, G., Porada, C. D., Chamberlain, J., Torabi, A., Zanjani, E. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Formation+of+human+hepatocytes+by+human+hematopoietic+stem+cells+in+sheep%5BTitle%5D)+AND+%22Blood%22%5BJournal%5D)">Formation of human hepatocytes by human hematopoietic stem cells in sheep.</a> Blood. 104 (8), 2582-2590 (2004).</li>
<li>Streetz, K. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Hepatic+parenchymal+replacement+in+mice+by+transplanted+allogeneic+hepatocytes+is+facilitated+by+bone+marrow+transplantation+and+mediated+by+CD4+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Hepatology%22%5BJournal%5D)">Hepatic parenchymal replacement in mice by transplanted allogeneic hepatocytes is facilitated by bone marrow transplantation and mediated by CD4 cells.</a> Hepatology. 47 (2), 706-718 (2008).</li>
</ol>

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Wątroba jest uszkodzona i uszkodzona u pacjentów zakażonych wirusem HIV24. Eksperymentalne modele na małych zwierzętach do badania chorób wątroby u ludzi w obecności HIV-1 są niezwykle ograniczone, pomimo dostępności kilku kotransplantowanych modeli zwierzęcych z HSPC CD34 + i hepatocytami 7,12,25. W eksperymentach in vitro wykazano, że hepatocyty mają niski poziom zakażenia HIV-1<sup class="xr...

Od czasu pojawienia się terapii antyretrowirusowej, nastąpił znaczny spadek liczby zgonów związanych z monoinfekcją HIV-1. Jednak choroby wątroby stały się częstą przyczyną zachorowalności u pacjentów zakażonych wirusem HIV1,2. Koinfekcje wirusami zapalenia wątroby z zakażeniem HIV-1 są bardziej powszechne i stanowią 10% - 30% osób zakażonych wirusem HIV w Stanach Zjednoczonych3,4,5.
Specyficzność wirusów HIV-1 i zapalenia wątroby ogranicza użyteczność małych modeli zwierzęcych do badania chorób zakaźnych specyficznych dla człowieka lub do badania wielu aspektów patogenezy wątroby związanej z HIV-1. Myszy z niedoborem odporności, które pozwalają na wszczepienie ludzkich komórek i/lub tkanek (określane jako humanizowane modele myszy) są dopuszczalnymi modelami zwierzęcymi do badań przedklinicznych6,7,8. Od czasu wprowadzenia humanizowanych myszy na początku 2000 roku, wiele badań przedklinicznych nad cholestatycznym ludzkim toksycznym działaniem na wątrobę, patogenami specyficznymi dla człowieka, w tym HIV-1 i zaburzeniami neurokognitywnymi związanymi z HIV, wirusem Epsteina-Barra, zapaleniem wątroby i innymi chorobami zakaźnymi, badano na tych myszach6,9,10,11. Wiele mysich modeli HSPC CD34+ i/lub przeszczepu ludzkich hepatocytów zostało opracowanych od dawna i z czasem uległo poprawie w celu zbadania patogenezy choroby wątroby związanej z wirusem zapalenia wątroby typu B (HBV)12,13,14. Kilka modeli do przeszczepu HSPC i ludzkich hepatocytów (HEP) opiera się na szczepach, znanych jako NOG (NOD.Cg-Prkdcscid Il2rgtm1Sug/JicTac)8,13, NSG (NOD.Cg-Prkdc scid Il2rgtm1Wjl/SzJ)15, Balb/C-Rag2-/- γc-/- (Rag2tm1.1Flv Il2rgtm1.1Flv/J)12, oraz fah-/- NOD rag1-/-il2rγnull mouse16. Jednak każdy model ma swoje zalety i ograniczenia; na przykład podwójnie humanizowane myszy AFC8 dla HEP i ludzkich komórek macierzystych (HSC) na tle Balb/C-Rag2-/- γc-/- umożliwia pomyślne wszczepienie komórek odpornościowych i HSC, ale w tym modelu nie ma odpowiedzi komórek T i B specyficznej dla antygenu12. Główne problemy związane z odtworzeniem podwójnie humanizowanych myszy obejmują nieoptymalne wszczepienie, brak odpowiednich modeli do wspierania różnych tkanek, niedopasowane warunki, odrzucenie immunologiczne lub chorobę przeszczep przeciwko gospodarzowi (GVHD) oraz trudności techniczne, takie jak ryzykowne manipulacje noworodkami i wysoka śmiertelność z powodu nieprawidłowości metabolicznych13.
Chociaż humanizowane myszy są wykorzystywane do badań nad HIV od wielu lat17,18,19, wykorzystanie humanizowanych myszy do badania uszkodzeń wątroby spowodowanych przez HIV-1 zostało ograniczone20. Wcześniej informowaliśmy o stworzeniu podwójnie humanizowanego modelu myszy TK-NOG i jego zastosowaniu w chorobach wątroby związanych z HIV8. Model ten pokazuje silne wszczepienie wątroby i komórek odpornościowych oraz podsumowuje patogenezę zakażenia wirusem HIV. W tej dyskusji przedstawiono szczegółowy protokół, w tym najważniejsze etapy przeszczepiania ludzkich hepatocytów. Przedstawiono również opis HSPC wymaganych do pomyślnego wszczepienia HEP i ustanowienia funkcjonalnego układu odpornościowego u myszy TK-NOG. Szczegółowo opisano zastosowanie tych myszy do badania immunopatogenezy wątroby związanej z HIV. Wykorzystuje się samce myszy TK-NOG z transgenem kinazy tymidynowej wirusa opryszczki pospolitej typu 1 specyficznym dla wątroby (HSV-TK). Komórki wątroby myszy wykazujące ekspresję tego transgenu można łatwo usunąć po krótkiej ekspozycji na nietoksyczną dawkę GCV. Przeszczepione ludzkie komórki wątroby są stabilnie utrzymywane w wątrobie myszy bez leków egzogennych21. Myszy są również wstępnie kondycjonowane niemieloablacyjnymi dawkami treosulfanu, aby stworzyć niszę w szpiku kostnym myszy dla komórek ludzkich8. Myszom TK-NOG z niedoborem odporności wstrzykuje się doplenionowo HEP i multipotencjalne HSPC. Myszy są następnie regularnie monitorowane pod kątem rekonstytucji krwi i wątroby poprzez immunofenotypowanie krwi i pomiary poziomu albuminy ludzkiej w surowicy. Myszy, u których udało się odtworzyć więcej niż 15% zarówno ludzkich komórek odpornościowych, jak i HEP, są wstrzykiwane dootrzewnowo z HIV-1. Wpływ wirusa HIV na wątrobę można ocenić już po 4-5 tygodniach od zakażenia. Należy zauważyć, że ze względu na stosowanie wirusa HIV-1 należy podjąć wszelkie niezbędne środki ostrożności podczas obchodzenia się z wirusem i wstrzykiwania go myszom.

<table><tbody><tr><td>Igły 27 G1/2"</td><td>BD biosciences</td><td>305109</td><td></td></tr><tr><td>30 igieł G1/2"</td><td>BD biosciences</td><td>305106</td><td></td></tr><tr><td>5 ml polistyrenu&nbsp; probówka okrągłodenna 12 mm x 75 mm styl</td><td>Corning</td><td>352054</td><td></td></tr><tr><td>BD 1 mL strzykawka tuberkulinowa bez igły</td><td>BD biosciences</td><td>309659</td><td></td></tr><tr><td>Bioanalizator matrycowy BD FACS&nbsp;</td><td>BD Biosciences</td><td></td><td>Do kontroli czystości eluowanych komórek CD34+&nbsp;</td></tr><tr><td>Oprogramowanie macierzy BD FACS</td> Oprogramowanie <td>BD Biosciences</td><td></td><td>do analizy nabytej komórki CD34+ na macierzy FACS</td></tr><tr><td>Roztwór lizujący BD FACS Roztwór do lizy</td><td>BD Biosciences</td><td>349202</td><td>Do lizy czerwonych krwinek</td></tr><tr><td>BD LSR II</td><td>BD Biosciences</td><td>Instrument do pozyskiwania próbek cytometrii</td><td></td> przepływowej</tr><tr><td>BD&nbsp; Vacutainer Plastikowa probówka do pobierania krwi</td><td>BD biosciences</td><td>BD 367874</td><td>Do pobierania krwi pępowinowej</td></tr><tr><td>Albumina surowicy bydlęcej&nbsp;</td><td>Sigma-aldrich</td><td>A9576</td><td></td></tr><tr><td>Buprenorfina</td><td></td><td></td><td>Substancja kontrolowana i środek przeciwbólowy</td></tr><tr><td>CD14-PE</td><td>BD Biosciences</td><td>555398</td><td>Specyficzny dla człowieka</td></tr><tr><td>CD19-BV605</td><td>BD Biosciences</td><td>562653</td><td>Specyficzny dla człowieka</td></tr><tr><td>CD34 MicroBead Kit, ludzki</td><td>Miltenyi Biotec</td><td>130-046-702</td><td>Do izolacji&nbsp; &nbsp; CD34+ HSPC</td></tr><tr><td>CD34-PE, ludzki</td><td>Miltenyi Biotec</td><td>130-081-002</td><td>Przeciwciało stosowane do kontroli czystości eluowanych komórek CD34+&nbsp;</td></tr><tr><td>CD3-AF700</td><td>BD Biosciences</td><td>557943</td><td>Specyficzny dla człowieka</td></tr><tr><td>CD45-PerCPCy5.5</td><td>BD Biosciences</td><td>564105</td><td>Specyficzny dla człowieka</td></tr><tr><td>CD4-APC</td><td>BD Biosciences</td><td>555349</td><td>Specyficzny dla człowieka</td></tr><tr><td>CD8-BV421</td><td>BD Biosciences</td><td>562428</td><td>Specyficzny dla człowieka</td></tr><tr><td>Szkiełka do liczenia komórek</td><td>Bio-rad</td><td>1450015</td><td></td></tr><tr><td>Zestaw tkanek ChargeSwitch gDNA Mini</td><td>Thermofisher</td><td>CS11204</td><td>naukowy do ekstrakcji genomowego DNA z wkładki dousznej</td></tr><tr><td>System Cobas Amplicor v1.5&nbsp;</td>Bioanalizator <td>Roche Molecular Diagnostics</td><td></td><td>do pomiaru wiremii</td></tr><tr><td>Aplikatory z bawełnianą końcówką&nbsp;</td><td>&nbsp; McKesson</td><td>24-106-2S</td><td></td></tr><tr><td>Cytokeratin-18 (CK18)</td><td>DAKO</td><td>M7010</td><td>Specyficzny dla człowieka</td></tr><tr><td>DMSO (dimetylosulfotlenek)</td><td>Sigma-aldrich</td><td>D2650-5X5ML</td><td></td></tr><tr><td>Zestaw przedłużający Microbore Slide Clamp(s) Naprawiono męski Luer Lock. L: 60 cali L: 152 cm PV: 0,55 ml Ścieżka płynu Sterylne</td><td>BD biosciences</td><td>30914</td><td>Dołączony do pipety dozującej i do załadowania z HSPC i HEP Zawiesina</td></tr><tr><td>FACS Diva wersja 6</td> Oprogramowanie cytometru przepływowego <td>BD Biosciences</td><td></td><td>wymagane do&nbsp; pobrania próbki</td></tr><tr><td>Płodowa surowica bydlęca (FBS)</td>Oprogramowanie do analizy <td>Gibco</td><td>10438026</td><td></td></tr><tr><td>FLOWJO v10.2</td><td>FLOWJO, </td><td></td> LLC <td>oprogramowanie do analizy cytometrii przepływowej</td></tr><tr><td>Ganciclovir</td><td>APP Pharmaceuticals, Inc.</td><td>315110</td><td>Lek recepturowy</td></tr><tr><td>Greiner MiniCollect Probówki EDTA</td><td>Greiner bio-one</td><td>450475</td><td></td></tr><tr><td>Pożywka do rozmrażania hepatocytów&nbsp;</td><td>Laboratoria Badawcze Trójkąta&nbsp;</td><td>MCHT50</td><td></td></tr><tr><td>Horizon Open Ligating Clip Appliers</td><td>Teleflex</td><td>537061</td><td>Do trzymania klipsów ligujących</td></tr><tr><td>Hospira Sterylna woda do wstrzykiwań</td><td>ACE surgical supply co., Inc.</td><td>001-1187</td><td>Do rozcieńczania buprenorfiny (środka przeciwbólowego)</td></tr> <tr><td>Zestaw do oznaczania ilościowego ELISA albuminy ludzkiej</td><td>Laboratoria Bethyl</td><td>E80-129</td><td>Do oceny poziomu albuminy ludzkiej w surowicy</td></tr><tr><td>myszy Ludzkie hepatocyty</td><td>Triangle Research Labs&nbsp;</td><td>HUCP1</td><td>&nbsp; Kriokonserwowane hepatocyty ludzkie, kwalifikowane do indukcji&nbsp;</td></tr><tr><td>Nożyczki do irysa, proste</td><td>Ted Pella, Inc.</td><td>13295</td><td></td></tr><tr><td>Lancet</td><td>MEDIpoint</td><td>Nawłoć 5 mm</td><td></td></tr><tr><td>Kolumny LS&nbsp;</td><td>Miltenyi Biotec</td><td>130-042-401</td><td>Służy do wychwytywania mikrogranulek CD34+ (selekcja pozytywna)</td></tr><tr><td>Pożywka do separacji limfocytów (LSM)</td><td>MP Biomedicals</td><td>50494</td><td>Do izolacji&nbsp; &nbsp; limfocyty z krwi obwodowej</td></tr><tr><td>MACS MultiStand</td><td>Miltenyi Biotec</td><td>130-042-303</td><td>zawiera separator Qudro MACS i kolumny LS</td></tr><tr><td>McPherson-Vannas Micro Dissecting Spring Scissors</td><td>Roboz Surgical Instrument Co.</td><td>RS-5605</td><td>Służy do wykonywania nacięcia na skórze w celu odsłonięcia śledziony</td></tr><tr><td>Mikro kleszcze preparacyjne</td><td>Roboz Surgical Instrument Co.</td><td>Złącze RS-5157&nbsp;</td><td>do trzymania i wyciągania śledziony z jamy otrzewnej</td></tr><tr><td>mysz CD45-FITC</td><td>BD Biosciences</td><td>553080</td><td></td></tr><tr>specyficzny dla myszy<td>PBS (sól fizjologiczna buforowana fosforanem)</td><td>Hyclon</td><td>SH30256.02</td><td></td></tr><tr><td>Separator Qudro MACS&nbsp;</td><td>Miltenyi Biotec</td><td>130-090-976</td><td>mieści cztery kolumny LS</td></tr><tr><td>RPMI 1640 medium</td><td>Gibco</td><td>11875093</td><td></td></tr><tr><td>StepOne Plus Real Time PCR&nbsp;</td><td>Applied Biosystems</td><td></td><td>Instrument używany&nbsp; do&nbsp; genotyp</td></tr><tr><td>Pipeta dozująca powtarzalne z serii stepper 1ml</td><td>DYMAX CORP</td><td>T15469</td><td>Używany do&nbsp; dozowania&nbsp; Wspomaganie HSPC i HEP w sposób kontrolowany</td></tr><tr><td>Suturevet PGA syntetyczny szew absorbale</td><td>Henry Schein Animal Health</td><td>41178</td><td>Szycie skóry i otrzewnej</td></tr><tr><td>TaqMan Gene Expression Master Mix</td><td>Thermofisher 4369016</td><td></td><td></td></tr><tr><td>naukowy Automatyczny licznik komórek TC20</td><td>Myszy Bio-rad</td><td>1450102</td><td></td></tr><tr><td>TK-NOG&nbsp;</td><td></td><td></td><td>Dostarczone przez Centralny Instytut Zwierząt Doświadczalnych (CIEA, Japonia; dr Mamoru Ito i dr Hiroshi Suemizu)</td></tr><tr><td>Treosulfan</td><td>Medac GmbH</td><td></td><td>Dostarczone przez &nbsp;Dr. Joachim Baumgart (medac GmbH)&nbsp;</td></tr><tr><td>Trypan Blue</td><td>Bio-rad</td><td>1450022</td><td></td></tr><tr><td>Micro Nożyczki typu Vannas, proste, 80mm L</td><td>Ted Pella, Inc.</td><td>1346</td><td>Służy do wykonywania nacięcia na skórze w celu odsłonięcia śledziony</td></tr><tr><td>Hemoclip Weck tradycyjne tytanowe klipsy do podwiązywania</td><td>Esutures</td><td>523700</td><td>Do podwiązania śledziony po wstrzyknięciu</td></tr></tbody></table>

opracowanie podwójnego humanizowanego modelu myszy tk-nog dla patogenezy wątroby związanej z hiv

Establishment of the Dual Humanized TK-NOG Mouse Model for HIV-associated Liver Pathogenesis

Pomimo zwiększonej średniej długości życia pacjentów zakażonych ludzkim wirusem niedoboru odporności-1 (HIV-1), choroby wątroby stały się częstą przyczyną ich zachorowalności. Immunopatologia wątroby wywołana przez HIV-1 pozostaje nieuchwytna. Małe modele zwierzęce ksenoprzeszczepów z ludzkimi hepatocytami i ludzkim układem odpornościowym mogą podsumować ludzką biologię patogenezy choroby. W niniejszym dokumencie opisano protokół mający na celu ustanowienie podwójnego humanizowanego modelu myszy za pomocą ludzkich hepatocytów i przeszczepu hematopoetycznych komórek macierzystych / progenitorowych CD34 + (HSPC), w celu zbadania immunopatologii wątroby obserwowanej u pacjentów zakażonych wirusem HIV. Aby osiągnąć podwójną rekonstytucję, samcom myszy TK-NOG (NOD.Cg-Prkdcscid Il2rgtm1Sug Tg(Alb-TK)7-2 / ShiJic) wstrzykuje się dootrzewnowo dawki gancyklowiru (GCV) w celu wyeliminowania transgenicznych komórek wątroby myszy oraz treosulfanu w celu kondycjonowania niemieloablalacyjnego, z których oba ułatwiają wszczepienie ludzkich hepatocytów (HEP) i rozwój ludzkiego układu odpornościowego (HIS). Poziomy albuminy ludzkiej (ALB) są oceniane pod kątem wszczepienia wątroby, a obecność ludzkich komórek odpornościowych we krwi wykryta za pomocą cytometrii przepływowej potwierdza powstanie ludzkiego układu odpornościowego. Model opracowany przy użyciu opisanego tutaj protokołu przypomina wiele składowych uszkodzenia wątroby w wyniku zakażenia wirusem HIV-1. Jego ustanowienie może okazać się niezbędne dla badań nad jednoczesnym zakażeniem wirusem zapalenia wątroby oraz dla oceny leków przeciwwirusowych i antyretrowirusowych.

Ustanowienie podwójnego ludzkiego modelu mysiego z ludzkimi komórkami wątroby i komórkami odpornościowymi można łatwo monitorować na każdym etapie, odpowiednio za pomocą prostego testu ELISA i cytometrii przepływowej. Cytometria przepływowa jest regularnie wykonywana w celu oceny rozwoju funkcjonalnego układu odpornościowego oraz zbadania wpływu infekcji HIV na komórki odpornościowe. W myszach z podwójną ludzką chimerą rozwój funkcjonalnych komórek odpornościowych może wynosić od 15% do 9...

Ten protokół zapewnia niezawodną metodę tworzenia humanizowanych myszy z ludzkim układem odpornościowym i komórkami wątroby. Podwójnie odtworzone myszy z niedoborem odporności uzyskane przez wstrzyknięcie dośledzionowe ludzkich hepatocytów i hematopoetycznych komórek macierzystych CD34 + są podatne na zakażenie ludzkim wirusem niedoboru odporności-1 i rekapitulują uszkodzenie wątroby, jak obserwowano u pacjentów zakażonych wirusem HIV.

Opracowanie podwójnego humanizowanego modelu myszy TK-NOG dla patogenezy wątroby związanej z HIV

Despite the increased life expectancy of patients infected with human immunodeficiency virus-1 (HIV-1), liver disease has emerged as a common cause of ...

Ogólnym celem protokołu jest wygenerowanie humanizowanego modelu myszy z funkcjonalnym ludzkim układem odpornościowym i wątrobą przy użyciu ludzkich hematopoetycznych komórek macierzystych i wątroby. Ta metoda może pomóc odpowiedzieć na kluczowe pytania u genetycznych humanizowanych myszy wątroby. Metoda ta stanowi potężne narzędzie do badania immunopatologii wywołanej przez HIV obserwowanej u ludzi.Proces ten zostanie zademonstrowany przez Yimin Suna, kierownika z wydziału patologii i mikrobiologii, wraz z Weiminem Wangiem i Edwrdem Makarovem, technologiem badawczym. Na początek przenieś krew pępowinową zebraną w heparynizowanych probówkach do sterylnej komory laminarnej. Dodawaj PBS, aż objętość zostanie zwiększona do 35 mililitrów.Ułóż próbkę na pożywce do separacji limfocytów i odwiruj ją 400 razy G i w temperaturze czterech stopni Celsjusza przez 35 minut bez przerw. Następnie ostrożnie usuń górną warstwę osocza i użyj pipety transferowej, aby przenieść interfejs białego kożucha do nowej probówki. Ponownie zawieś kożuszek w 30 do 40 mililitrach lodowatego buforu.Za pomocą pipety połącz 20 mikrolitrów zawiesiny komórek z 20 mikrolitrami 0,4% błękitu trypanowego. Odpipetować 10 mikrolitrów tej mieszaniny do zewnętrznego otworu jednej z dwóch komór szkiełka liczącego i włożyć szkiełko do automatycznego licznika komórek w celu policzenia komórek. Odwiruj komórki w temperaturze 300 razy G i w czterech stopniach Celsjusza przez 10 minut.Ostrożnie odessać supernatant i dodać 300 mikrolitrów lodowatego buforu. Dodaj 100 mikrolitrów ludzkiego odczynnika blokującego receptor FC i 100 mikrolitrów monoklonalnych mysich mikrokulek sprzężonych z przeciwciałami anty-ludzkimi CD34 dla maksymalnie 100 milionów komórek. Inkubować przez 30 minut w temperaturze czterech stopni Celsjusza.Dodaj 10 mililitrów lodowatego buforu, aby umyć komórki i odwirować go 300 razy G i cztery stopnie Celsjusza przez 10 minut. Ostrożnie usunąć supernatant i ponownie zawiesić osad w 500 mikrolitrach lodowatego buforu. Następnie umieść kolumnę LS o pozytywnej selekcji w polu sortowania komórek aktywowanych magnetycznie i przepuść ją za pomocą trzech mililitrów lodowatego buforu.Załaduj próbkę do kolumny LS, która może uwięzić mikrokulki związane z ludzkimi komórkami dodatnimi CD34 w próbkach i pozwolić im przepływać pod wpływem grawitacji do probówki zbiorczej. Przemyć kolumnę trzykrotnie lodowatym buforem i zebrać eluent do tej samej probówki zbiorczej. Następnie zanurz kolumnę z pięcioma mililitrami lodowatego buforu, aby nawiązywać do dodatnich komórek CD34 w nowej probówce zbiorczej.Powtórz procedurę, aby osiągnąć czystość ponad 90%Następnie użyj barwnika błękitu trypanowego i hemocytometru, aby policzyć wymykane komórki CD34-dodatnie. Po odliczeniu odwirować komórki w temperaturze 300 razy G przez pięć minut. Odrzucić supernatant i ponownie zawiesić komórki w 125 mikrolitrach PBS w celu wstrzyknięcia, które należy zastosować natychmiast po przeszczepie.Aby sprawdzić czystość dodatniego eluentu CD34, należy pobrać 50 mikrolitrów zawiesiny i inkubować ją z 10 mikrolitrami sprzężonego z PE przeciwciała anty-ludzkiego CD34 w temperaturze czterech stopni Celsjusza przez 30 minut. Następnie umyj i ponownie zawiesić komórki w PBS i przystąp do wykonania cytometrii przepływowej. Po pozyskaniu przeanalizuj dane zgodnie z opisem w protokole tekstowym.Najpierw należy pobrać i rozmrozić kriokonserwowane hepatocyty zgodnie z opisem w protokole tekstowym. Następnie zdejmij bio nakrętkę i wlej rozmrożone hepatocyty do 50-mililitrowej stożkowej rurki zawierającej podgrzane podłoże do rozmrażania. Kołysz rurką ręcznie przez kilka sekund, aby zawiesić komórki.Osadzaj komórki w temperaturze 100 razy G i w temperaturze pokojowej przez osiem minut. Umyj granulowane komórki w PBS za pomocą 0,1% BSA i połącz je ze świeżymi lub rozmrożonymi HSPC w PBS do końcowej objętości 80 mikrolitrów na mysz. Najpierw przymocuj jeden koniec sterylnej rurki przedłużającej do igły o rozmiarze 30, a drugi koniec do strzykawki o średnicy jednego mililitra.Napełnić strzykawkę zawiesiną połączonych HEP i HSPC. Umieścić strzykawkę w nacięciu powtarzalnej pipety dozującej i wyregulować dozownik tak, aby dozował 10 mikrolitrów w każdym naciśnięciu. Ogol każdą mysz zgodnie z opisem w protokole tekstowym i wyszoruj lewą stronę ciała każdej myszy 10% jodowidonem, a następnie 70% alkoholem izopropylowym.Za pomocą nożyczek typu Vannas wykonaj małe nacięcie w skórze, mięśniu i otrzewnej po lewej stronie ściany otrzewnej, aby wejść do jamy otrzewnej około 5 milimetrów poniżej dolnej krawędzi klatki piersiowej. Zlokalizuj śledzionę i użyj kleszczy, aby lekko przyciągnąć ją do obszaru operacyjnego, aby uzyskać łatwy dostęp, i włóż igłę o rozmiarze 30 w dolny biegun śledziony. Następnie odblokuj tłok pipety dozującej i dozuj jednorazowo 10 mikrolitrów objętości, z ograniczeniem od 60 do 80 mikrolitrów na śledzionę.Powoli cofnąć igłę i przyciąć śledzionę klipsami do podwiązywania za pomocą aplikatora do podwiązywania. Następnie użyj aplikatorów z bawełnianą końcówką zwilżonych sterylnym PBS, aby wepchnąć śledzionę z powrotem do jamy ciała. Użyj przerwanego wzoru szwów, aby zamknąć warstwę mięśniową ściany brzucha.Osiągnij zamknięcie skóry za pomocą przerwanego wzoru szwów za pomocą szwów niewchłanialnych. Przenieś wszystkie potrzebne materiały do wyznaczonego obiektu poziomu bezpieczeństwa biologicznego Two Plus. Podczas pracy z wirusem należy nosić środki ochrony osobistej, w tym jednorazowy pokrowiec na cały fartuch, ochraniacze na buty, maskę na twarz i podwójne rękawice, w tym rękawice odporne na przecięcia.Wybierz myszy z odtworzeniem ponad 15% ludzkich komórek CD45 dodatnich i z obecnością ludzkiej albuminy w surowicy pod kątem zakażenia HIV-1. Dootrzewnowo wstrzyknąć myszom od 1 000 do 10 000 zakaźnych dawek 50 HIV-1 ADA w objętości od 100 do 200 mikrolitrów na mysz. Po eutanazji myszy należy wyciąć wątrobę każdej myszy, zgodnie z opisem w protokole tekstowym.Zbierz i utrwal wątroby w 4% paraformaldehydzie przez noc. Stworzenie podwójnie humanizowanego modelu myszy z ludzką wątrobą i komórkami odpornościowymi może być łatwo monitorowane na każdym etapie za pomocą bardzo prostej ELIZA i cytometrii przepływowej. Cytometria przepływowa jest regularnie wykonywana w celu oceny rozwoju funkcjonalnego układu odpornościowego i zobaczenia wpływu zakażenia wirusem HIV na komórki odpornościowe.U podwójnie humanizowanych myszy rozwój funkcjonalnych komórek odpornościowych może wynosić od 15 do 90% bramy limfocytów. W celu oceny wszczepienia ludzkich hepatocytów, test ELIZA dla stężenia albuminy specyficznej dla człowieka wykonuje się co miesiąc w surowicy myszy. Myszy wszczepione zarówno HSPC, jak i HEP wykazują specyficzny dla człowieka poziom albuminy w zakresie od około siedmiu mikrogramów na mililitr do 377 mikrogramów na mililitr po jednym miesiącu, kontynuując wzrost w czasie obserwacji.Wpływ zakażenia wirusem HIV na ludzkie komórki odpornościowe we krwi podwójnie humanizowanych myszy jest monitorowany za pomocą cytometrii przepływowej, a na HEP w wątrobie za pomocą albuminy specyficznej dla człowieka ELIZA. Po pięciu tygodniach HIV-1 powoduje spadek poziomu ludzkiej albuminy w surowicy i dochodzi do wyczerpania ludzkich hepatocytów CK18 dodatnich w odcinkach wątroby podwójnie humanizowanych myszy. Niższy stosunek CD4 do CD8 jest zwykle obserwowany we krwi i wątrobie myszy zakażonych wirusem HIV, w porównaniu z poziomami odnotowanymi u tej samej myszy przed zakażeniem.Krew należy ostrożnie ułożyć warstwami na pożywce do separacji limfocytów w celu wyizolowania kożuchowca. Przed operacją delikatnie przytrzymaj śledzionę i wbij igłę w dolny biegun śledziony. Po wyizolowaniu hematopoetycznych komórek macierzystych kluczowe jest sprawdzenie czystości krwiotwórczych komórek macierzystych CD34-dodatnich, aby uniknąć komórek CD3-dodatnich i ostrych wstrzyknięć hepatocytów od różnych dawców.Ponieważ humanizowane myszy wykazują fizjologiczny aspekt ludzkiego układu odpornościowego i wątroby, rozwinięte myszy można wykorzystać do badania fizjopatogenezy HIV oraz infekcji fizycznych i marskości wątroby.

establishment-dual-humanized-tk-nog-mouse-model-for-hiv-associated

Research

JoVE Journal

Immunology and Infection

Immunologia i infekcje

W niniejszym opracowaniu opisano generowanie i charakterystykę limfocytów T specyficznych dla nowotworu z wykorzystaniem myszy humanizowanych. Tkanka grasicy człowieka oraz genetycznie zmodyfikowane ludzkie komórki macierzyste krwi są przeszczepiane myszom z niedoborem odporności. Prowadzi to do rekonstrukcji zmodyfikowanego ludzkiego układu odpornościowego, co umożliwia badanie odpowiedzi immunologicznej przeciwnowotworowej in vivo.

Wykorzystanie humanizowanych myszy BLT jako modelu nowotworowego w genoterapii opartej na komórkach macierzystych

Ten film demonstruje test oceniający skuteczność doustnej terapii antyretrowirusowej (oral cART) w humanizowanym modelu myszy zakażonym ludzkim wirusem niedoboru odporności-1 (HIV-1). Kombinacja leków ukierunkowanych na HIV-1, w tym nukleozydowe inhibitory odwrotnej transkryptazy i inhibitory transferu nici integrazy, jest podawana wraz z suplementem diety i antybiotykami. Po spożyciu tej mieszaniny przez humanizowane myszy zakażone wirusem HIV-1, skuteczne tłumienie replikacji wirusa ocenia...

Doustna skojarzona terapia przeciwretrowirusowa w leczeniu zakażenia HIV-1 w humanizowanym modelu myszy

Ten film demonstruje metodę generowania podwójnie humanizowanego modelu myszy z ludzkim układem odpornościowym i komórkami wątroby. Polega na przeszczepieniu ludzkich komórek wątroby oraz hematopoetycznych komórek macierzystych i progenitorowych transgenicznej myszy z niedoborem odporności poprzez wstrzyknięcie dośledzionowe, co prowadzi do wszczepienia komórek wątroby i rozwoju ludzkich komórek odpornościowych.

Opracowanie humanizowanego modelu myszy z ludzkimi komórkami wątroby i komórkami odpornościowymi

Wideo demonstruje technikę generowania humanizowanego modelu myszy z opartą na komórkach macierzystych odpornością przeciwko ludzkiemu wirusowi niedoboru odporności (HIV). Ludzka tkanka grasicy płodu i zmodyfikowane hematopoetyczne komórki macierzyste (HSC) są wszczepiane do torebki nerkowej myszy z poważnie obniżoną odpornością. HSC, które wyrażają chimeryczne receptory antygenowe (CAR) przeciwko wirusowi HIV, są mieszane w galaretowatej mieszaninie białek, która sprzyja ich kolokalizacji z...

Budowa humanizowanego modelu myszy z inżynieryjną odpornością na HIV

Ten protokół opisuje metody konstruowania humanizowanego modelu myszy szpiku kostnego/wątroby/grasicy z opartą na komórkach macierzystych odpornością na zakażenie wirusem HIV.

Zmodyfikowana odporność na zakażenie wirusem HIV oparta na komórkach macierzystych w humanizowanym modelu myszy

Ten protokół zapewnia metodę tworzenia humanizowanych myszy (hu-NSG) poprzez dowątrobowe wstrzykiwanie ludzkich hematopoetycznych komórek macierzystych do kondycjonowanych promieniowaniem noworodków NSG. Mysz hu-NSG jest podatna na zakażenie wirusem HIV i skojarzoną terapię antyretrowirusową (cART) i służy jako odpowiedni model patofizjologiczny do badań replikacji i latencji HIV.

Humanizowany mysi modelNOD/SCID/IL2rγ null (hu-NSG) do badań replikacji i latencji HIV

Opisane tutaj są trzy eksperymentalne podejścia do badania dynamiki infekcji HIV u humanizowanych myszy. Pierwsza z nich pozwala na badanie przewlekłych zdarzeń infekcyjnych, podczas gdy dwie ostatnie pozwalają na badanie ostrych zdarzeń po pierwotnym zakażeniu lub reaktywacji wirusa.

Przewlekłe, ostre i reaktywowane zakażenie wirusem HIV w humanizowanych modelach myszy z niedoborem odporności

Opracowaliśmy protokół do generowania i oceny humanizowanego i ludzkiego modelu myszy NOG zakażonego wirusem niedoboru odporności na podstawie przeszczepu komórek macierzystych, dopochwowej ekspozycji na ludzkiego wirusa niedoboru odporności i kropelkowej cyfrowej kwantyfikacji RNA PCR.

Humanizowane myszy NOG do dopochwowej ekspozycji na HIV i leczenia zakażenia HIV

Tutaj prezentujemy protokół do stworzenia nowego szczurzego modelu aktywnego zakażenia wirusem HIV za pomocą chimerycznego HIV (EcoHIV), który jest kluczowy dla zwiększenia naszego zrozumienia rezerwuarów wirusa HIV-1 w mózgu i oferuje system do badania zaburzeń neurokognitywnych związanych z HIV i związanych z nimi chorób współistniejących (np. nadużywania narkotyków).

Szczurzy model infekcji mózgu EcoHIV

Ten protokół opisuje nowatorską metodę dostarczania doustnych leków antyretrowirusowych, które skutecznie hamują replikację RNA HIV-1 u humanizowanych myszy.

Doustne skojarzone leczenie przeciwretrowirusowe u humanizowanych myszy zakażonych wirusem HIV-1

Poznaj metodę tworzenia humanizowanych myszy z ludzkim układem odpornościowym i wątrobą przy użyciu komórek macierzystych krwi pępowinowej. Model ten umożliwia badanie immunopatologii wywołanej zakażeniem HIV-1.

Opracowanie podwójnego humanizowanego modelu myszy TK-NOG dla patogenezy wątroby związanej z HIV

Przeglądaj więcej filmów