RESEARCH
Peer reviewed scientific video journal
Video encyclopedia of advanced research methods
Visualizing science through experiment videos
EDUCATION
Video textbooks for undergraduate courses
Visual demonstrations of key scientific experiments
BUSINESS
Video textbooks for business education
OTHERS
Interactive video based quizzes for formative assessments
Products
RESEARCH
JoVE Journal
Peer reviewed scientific video journal
JoVE Encyclopedia of Experiments
Video encyclopedia of advanced research methods
EDUCATION
JoVE Core
Video textbooks for undergraduates
JoVE Science Education
Visual demonstrations of key scientific experiments
JoVE Lab Manual
Videos of experiments for undergraduate lab courses
BUSINESS
JoVE Business
Video textbooks for business education
Solutions
Language
pl_PL
Menu
Menu
Menu
Menu
DOI: 10.3791/58696-v
Frederico Gerlinger-Romero1, Alex B. Addinsall2, Richard M. Lovering3, Victoria C. Foletta4, Chris van der Poel5, Paul A. Della-Gatta4, Aaron P. Russell4
1School of Exercise and Nutrition Sciences,Deakin University, 2Centre for Molecular and Medical Research, School of Medicine,Deakin University, 3Department of Orthopaedics, School of Medicine,University of Maryland, 4Institute for Physical Activity and Nutrition (IPAN), School of Exercise and Nutrition Sciences,Deakin University, 5Department of Physiology, Anatomy and Microbiology,La Trobe University
Please note that some of the translations on this page are AI generated. Click here for the English version.
Pomiar funkcji kurczliwości mięśni szkieletowych gryzoni jest użytecznym narzędziem, które może być używane do śledzenia postępu choroby, jak również skuteczności interwencji terapeutycznej. Opisujemy tutaj nieinwazyjną ocenę in vivo mięśni zginaczy grzbietowych, która może być powtarzana w czasie u tej samej myszy.
Model ten może pomóc odpowiedzieć na kluczowe pytania w dziedzinie funkcji skurczu mięśni. Takich jak mechanizm wytwarzania siły, podczas progresji choroby. Główną zaletą tej techniki jest to, że procedura ta jest nieinwazyjna, którą można wykonać na tym samym zwierzęciu w różnych punktach czasowych, w celu monitorowania postępu choroby i leczenia.
Wizualna demonstracja tej metody ma kluczowe znaczenie, ponieważ zmiana któregokolwiek z tych kroków może prowadzić do zwiększenia zmienności wyników. Dlatego praktyka może pozwolić Ci uzyskać bardziej spójne wyniki. Aby rozpocząć tę procedurę, ustaw zacisk kolanowy myszy na platformie, a także stopkę myszy na przetworniku.
Następnie włącz platformę grzewczą do 37 stopni Celsjusza. Otwórz oprogramowanie do dynamicznej kontroli mięśni na pulpicie. Z listy rozwijanej konfiguracji wybierz pozycję Trzpień natychmiastowy i zmień parametry czasu pracy na 120 sekund.
W oknie oznaczonym baza autozapisu wprowadź nazwę lokalizacji pliku autozapisu. Kliknij pole wyboru po lewej stronie okna bazy automatycznego zapisywania i zmień je, aby włączyć automatyczne zapisywanie. W górnej części ekranu sterowania DMC kliknij sekwencer, co spowoduje otwarcie nowego wyskakującego okienka.
Wybierz otwartą sekwencję i wybierz protokół, który ma być używany. Następnie kliknij załaduj sekwencję i zamknij okno. Aby przygotować zwierzę do eksperymentu, usuń włosy z prawej nogi myszy za pomocą elektrycznych maszynek do strzyżenia włosów.
Ułóż zwierzę w pozycji leżącej na podgrzewanej platformie i wyczyść prawą nogę 70% alkoholem i jodem. W tym momencie dostosuj izofluran do 2% z przepływem tlenu na poziomie jednego litra na minutę. Umieść stopę na podnóżku i zabezpiecz ją taśmą medyczną.
Następnie nałóż żel przewodzący na skórę, na którą zostaną umieszczone elektrody. Następnie zaciśnij kolano, aby ustabilizować nogę podczas zabiegu. Użyj pokręteł na platformie, aby ustawić tylną kończynę tak, aby utworzyć kąt 90 stopni w kostce.
Gdy mysz zostanie zamocowana na platformie, umieść elektrody pod skórą prawej nogi, jedną w pobliżu głowy kości strzałkowej, a drugą elektrodę bardziej dystalnie po bocznej stronie nogi. Elektrody są ustawione ostrożnie, aby uzyskać wystarczającą stymulację nerwu strzałkowego. Również tę pozycję można dostosować, aby osiągnąć stabilny szczyt, wizualizowany na ekranie.
Po wykonaniu tych kroków wyreguluj dwufazowy stymulator o dużej mocy, aby uzyskać stymulację nerwu strzałkowego, która skutkuje maksymalnym momentem zgięcia grzbietowego. Podczas stymulacji obróć przetwornik zgodnie z ruchem wskazówek zegara, aby uzyskać wartości ujemne, które są ważne, aby upewnić się, że elektrody stymulują tylko mięśnie zginaczy grzbietu przez nerw strzałkowy. Po wykonaniu tego kroku należy ustabilizować elektrody za pomocą zacisku, aby zapobiec wszelkim ruchom podczas zabiegu.
Osiąganie ujemnego piku powoli i stopniowo jest ważne, aby sprawdzić, czy elektrody są umieszczone we właściwej pozycji, a napięcie jest wystarczające do osiągnięcia maksymalnej siły. Następnie zatrzymaj natychmiastowy trzpień w oprogramowaniu. Na ekranie głównym włącz przycisk oznaczony sekwencją startową", aby rozpocząć poprzednią sekwencję konfiguracji.
Po zakończeniu pomiarów siły wyjmij elektrody, usuń taśmę na stopę i zwolnij zacisk kolanowy. Wyłącz izofluran i utrzymuj dopływ tlenu przez kilka minut, aby wspomóc powrót zwierzęcia do zdrowia. Gdy mysz zacznie się poruszać i odzyska przytomność, załóż ją z powrotem do klatki.
Ten wykres przedstawia reprezentatywne dane krzywej częstotliwości siły z myszy w czasie, gdzie procedura była powtarzana raz w tygodniu, aż do zakończenia pięciu punktów czasowych. Obserwacje te wykazały stałe wartości wytwarzania siły we wszystkich punktach czasowych. Procedura ta wykazała również, że jest spójna między różnymi myszami, jak wskazano w reprezentatywnym obszarze, pod krzywą stymulacji FFC, w ciągu pięciu różnych obserwacji u sześciu myszy testowanych raz w tygodniu.
Po opracowaniu, technika ta pozwala naukowcom zajmującym się chorobami nerwowo-mięśniowymi badać czasowe zmiany w funkcjonowaniu mięśni w lustrzanych modelach choroby.
View the full transcript and gain access to thousands of scientific videos
Related Videos
08:08
Related Videos
14.2K Views
14:10
Related Videos
33.6K Views
14:36
Related Videos
43.3K Views
10:32
Related Videos
33.4K Views
09:48
Related Videos
14.3K Views
06:35
Related Videos
20.3K Views
08:29
Related Videos
5.4K Views
09:41
Related Videos
4.2K Views
05:38
Related Videos
6.1K Views
06:20
Related Videos
1.5K Views