Name: Zmodyfikowane pobieranie krwi z żył ogonowych myszy nieznieczulonych za pomocą próżniowego systemu pobierania krwi i lupy okularowej (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2019-02-02T14:30:00.000+00:00
Duration: 7 min 42 s
Description: Naucz się pobierać krew z żyły ogonowej myszy za pomocą systemu próżniowego i lupy okularowej. Ta metoda umożliwia wielokrotne pobieranie próbek przy minimalnym urazie zwierząt.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Ta praca była wspierana przez grant Fundacji Nauki o Naturze z prowincji Hubei, Chiny [Grant nr 2018CFB761].

1. Hodowla
<ol>
	<li>Użyj 12-tygodniowych myszy Kunming. 
	UWAGA: Użyliśmy myszy (n = 40, 20 samców, 37-46 g, średnio 42,38 ± 2,39 g) z Centrum Zwierząt Doświadczalnych Tongji Medical College.</li>
	<li>Trzymaj myszy w standardowych warunkach ze swobodnym dostępem do jedzenia i wody pitnej. Trzymaj dwie myszy w klatce o długości 530cm2 z drewnianą ściółką do golenia.</li>
	<li>Utrzymuj temperaturę w pomieszczeniu w zakresie 21–23 °C.</li>
	<li>Karm myszy normalną dietą solną (0,3% NaCl) przez cały czas trwania badania.</li>
</ol>
2. Pobieranie próbek krwi
<ol>
	<li>Przygotuj następujący sprzęt: rurkę próżniową (1 ml), igłę motylkową, lupę do okularów i plastikowy uchwyt przytrzymujący. Umieść je na sterylnej powierzchni (<silna klasa="xfig">Rysunek 1).</li>
	<li>Umieść mysz w plastikowym uchwycie przytrzymującym i umyj jej ogon ciepłą wodą (20–30 °C). Przetrzyj ogon wacikami nasyconymi 70% etanolem, aby rozszerzyć żyłę. Wybierz prawą lub lewą żyłę ogonową do pobrania krwi. Delikatnie chwyć dolną część ogona i trzymaj ogon prosto podczas pobierania próbki krwi.</li>
	<li>Zbierz krew. W przypadku porównywania metod należy pobrać krew w dwóch grupach: grupie "eksperymentalnej" za pomocą opracowanej przez nas procedury, przedstawionej poniżej, oraz grupie "konwencjonalnej" przy użyciu metody konwencjonalnej, również przedstawionej poniżej.
	<ol>
		<li>Kolekcja eksperymentalna:
		<ol>
			<li>Noś lupę okularową, aby poprawić widoczność pod kątem przebicia żyły ogonowej. Wprowadzić końcówkę igły motylkowej 22 G do jednej z bocznych żył ogonowych w miejscu mniej więcej w połowie odległości dystalnie od końca ogona pod kątem około 10°, przesuwając się w kierunku podstawy ogona w przypadku wielu próbek.</li>
			<li>Włóż gumową końcówkę igły motylkowej do probówki próżniowej do pobierania krwi, aby pobrać krew (<silna klasa = "xfig" > Rysunek 2). 
			UWAGA: Jeśli krew przestanie wypływać podczas pobierania krwi, należy szybko wyregulować kąt igły. Aby uniknąć krzepnięcia krwi w igle, należy wybrać inną pozycję nakłucia, jeśli krew przestaje wypływać po 15 sekundach.</li>
		</ol>
		</li>
		<li>Metoda konwencjonalna:
		<ol>
			<li>Wprowadzić igłę połączoną ze strzykawką do jednej z żył bocznych w odległości około jednej trzeciej odległości dystalnie od końca ogona.</li>
			<li>Gdy w piaście pojawi się krew, powoli odciągnij tłok, aby zebrać krew (Rysunek 3)7. 
			UWAGA: Aby dokładniej wyjaśnić skutki różnych doświadczeń z pobieraniem krwi, wybrano początkującego i eksperta, którzy pobierali próbki krwi jednocześnie metodami eksperymentalnymi i konwencjonalnymi.</li>
		</ol>
		</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Po pobraniu krwi wyjmij igłę i naciśnij punkt nakłucia, aby zatrzymać krwawienie. Następnie zwolnij mysz z plastikowego uchwytu przytrzymującego i umieść mysz z powrotem w klatce. 
	UWAGA: Doniesiono, że do 10% całkowitej objętości krwi może być bezpiecznie pobrane od zdrowego zwierzęcia w odstępach 2-tygodniowych8, więc za każdym razem pobierano około 175 μL krwi zgodnie z zasadami etycznymi.</li>
	<li>Do pobrania osocza należy użyć probówek z EDTA, a do pobrania surowicy należy użyć probówek bez antykoagulantów. Delikatnie odwróć rurkę kilka razy i połóż je pionowo na lodzie.</li>
	<li>Odwirować probówki do pobierania próbek krwi w wirówce z chłodzeniem o sile 1 000 x g przez 10 minut w celu oddzielenia osocza i surowicy. 
	UWAGA: Za udane pobranie krwi uznaje się uzyskanie za każdym razem objętości 175 μL. Nie należy podejmować więcej niż trzech prób nakłucia, a nieudane pobranie krwi definiuje się jako całkowitą objętość krwi mniejszą niż 175 μl po trzecim nakłuciu. Czas pobierania próbek określa się jako czas od nakłucia żyły ogonowej do wyjęcia igły po pobraniu krwi.</li>
	<li>Pobieraj krew dwa razy w odstępach 2 tygodni8.</li>
</ol>
3. Analiza statystyczna
<ol>
	<li>Korzystaj z dostępnego na rynku oprogramowania statystycznego do analizy. Przedstaw dane jako wartość średnią ± odchylenie standardowe, przyjmując p < 0,05 jako punkt odcięcia dla istotności statystycznej.</li>
</ol>

<ol><li>Grouzmann, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Blood+sampling+methodology+is+crucial+for+precise+measurement+of+plasma+catecholamines+concentrations+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22European+Journal+of+Physiology%22%5BJournal%5D)">Blood sampling methodology is crucial for precise measurement of plasma catecholamines concentrations in mice.</a> European Journal of Physiology. 447 (2), 254-258 (2003).</li>
<li>Heimann, M., Roth, D. R., Ledieu, D., Pfister, R., Classen, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Sublingual+and+submandibular+blood+collection+in+mice%3A+a+comparison+of+effects+on+body+weight%2C+food+consumption+and+tissue+damage%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+Animal%22%5BJournal%5D)">Sublingual and submandibular blood collection in mice: a comparison of effects on body weight, food consumption and tissue damage.</a> Lab Animal. 44 (4), 352-358 (2010).</li>
<li>Heimann, M., Kasermann, H. P., Pfister, R., Roth, D. R., Burki, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Blood+collection+from+the+sublingual+vein+in+mice+and+hamsters%3A+a+suitable+alternative+to+retrobulbar+technique+that+provides+large+volumes+and+minimizes+tissue+damage%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+Animal%22%5BJournal%5D)">Blood collection from the sublingual vein in mice and hamsters: a suitable alternative to retrobulbar technique that provides large volumes and minimizes tissue damage.</a> Lab Animal. 43 (3), 255-260 (2009).</li>
<li>Hoff, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Methods+of+blood+collection+in+the+mouse%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+Animal%22%5BJournal%5D)">Methods of blood collection in the mouse.</a> Lab Animal. 29 (10), 47-53 (2000).</li>
<li>Zou, W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Repeated+Blood+Collection+from+Tail+Vein+of+Non-Anesthetized+Rats+with+a+Vacuum+Blood+Collection+System%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Repeated Blood Collection from Tail Vein of Non-Anesthetized Rats with a Vacuum Blood Collection System.</a> Journal of Visualized Experiments. (130), (2017).</li>
<li>Kilkenny, C., Altman, D. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Improving+bioscience+research+reporting%3A+ARRIVE-ing+at+a+solution%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+Animal%22%5BJournal%5D)">Improving bioscience research reporting: ARRIVE-ing at a solution.</a> Lab Animal. 44 (4), 377-378 (2010).</li>
<li>Parasuraman, S., Raveendran, R., Kesavan, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Blood+sample+collection+in+small+laboratory+animals%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Pharmacology+and+Pharmacotherapeutics%22%5BJournal%5D)">Blood sample collection in small laboratory animals.</a> Journal of Pharmacology and Pharmacotherapeutics. 1 (2), 87-93 (2010).</li>
<li>Diehl, K. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+good+practice+guide+to+the+administration+of+substances+and+removal+of+blood%2C+including+routes+and+volumes%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Applied+Toxicology%22%5BJournal%5D)">A good practice guide to the administration of substances and removal of blood, including routes and volumes.</a> Journal of Applied Toxicology. 21 (1), 15-23 (2001).</li>
<li>Wollowitz, A., Bijur, P. E., Esses, D., John Gallagher, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Use+of+butterfly+needles+to+draw+blood+is+independently+associated+with+marked+reduction+in+hemolysis+compared+to+intravenous+catheter%5BTitle%5D)+AND+%22Academic+Emergency+Medicine%22%5BJournal%5D)">Use of butterfly needles to draw blood is independently associated with marked reduction in hemolysis compared to intravenous catheter.</a> Academic Emergency Medicine. 20 (11), 1151-1155 (2013).</li>
<li>Eder, J. M., Cutter, G. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+new+device+for+collecting+cord+blood%5BTitle%5D)+AND+%22Obstetrics+and+Gynecology%22%5BJournal%5D)">A new device for collecting cord blood.</a> Obstetrics and Gynecology. 86 (5), 850-852 (1995).</li>
</ol>

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Niniejsze badanie opisuje łatwą do nauczenia się metodę pobierania krwi u myszy, która jest lepsza od konwencjonalnych technik. Po pierwsze, metodę można łatwo opanować z wysokim wskaźnikiem sukcesu. Po drugie, opiera się na zasadzie podciśnienia próżniowego i pozwala na ciągłe pobieranie krwi przy zmniejszonym ryzyku bezpośredniej ekspozycji na krew, co również zmniejsza ryzyko zanieczyszczenia i hemolizy9. Po trzecie, metoda ta jest możliwa do częstego pobierania próbek krwi o odpowiedniej objętości od myszy w krótkim okresie czasu do różnych celów badawczych. Co więcej, procedura wyrządza myszom tylko minimalne obrażenia, a pobieranie krwi można przeprowadzić bez użycia środków znieczulających; W ten sposób można uniknąć wpływu reakcji na stres i środków znieczulających na próbki krwi.
Żyła ogonowa jest lepszym miejscem do pobierania próbek krwi zgodnie z zatwierdzonym protokołem7. Jednak nie zawsze łatwo jest uzyskać wystarczającą objętość krwi z cienkich żył ogonowych o niskim przepływie krwi. W takim przypadku skóra jest zwykle rozcinana, a żyła jest penetrowana lancetem lub koniec ogona jest szybko usuwany za pomocą brzytwy.
Protokół ten ma na celu ulepszenie metodologii pobierania krwi od myszy za pomocą próżniowego systemu pobierania krwi, który wymaga próżniowej probówki do pobierania próbek krwi, igły motylkowej i lupy okularowej. Ten próżniowy system pobierania próbek krwi jest zwykle używany do pobierania próbek krwi od pacjentów w codziennej praktyce klinicznej10. Za pomocą lupy okularowej łatwiej jest zlokalizować idealny punkt nakłucia żyły ogonowej. Gdy końcówka igły zostanie wprowadzona do żyły ogonowej, krew automatycznie wpłynie do rurki próżniowej z powodu podciśnienia. Po wyjęciu igły z żyły ogonowej krew, która jest zablokowana w cewniku, wpłynie do rurki próżniowej z powodu podciśnienia.
Poniższe wskazówki są ważne dla pomyślnego zastosowania tej metody. Po pierwsze, masa ciała każdej myszy powinna wynosić 40 g lub więcej, aby zmniejszyć trudności w nakłuwaniu i pozyskiwaniu wystarczającej ilości krwi. Po drugie, w przypadku nieudanego pobrania krwi, eksperymentatorzy powinni starać się powoli wycofywać igłę, aż krew będzie nadal wypływać. Po trzecie, ważne jest, aby wyprostować ogon, aby uniknąć jakiegokolwiek ruchu podczas pobierania krwi. Delikatne trzymanie igły może pomóc w utrzymaniu końcówki igły w żyle podczas ruchu ogona myszy. Po czwarte, jeśli krew przestanie wypływać podczas pobierania krwi, kąt igły należy wyregulować w odpowiednim czasie. Aby uniknąć krzepnięcia krwi w igle, należy wybrać inną pozycję nakłucia, jeśli krew przestaje wypływać po 15 sekundach. Wreszcie, przy użyciu tej techniki do pobierania krwi od myszy zalecana jest współpraca dwóch operatorów.
Krótko mówiąc, przyjęta metoda próżniowego pobierania krwi do stosowania u myszy jest bezpieczna, wykonalna i łatwa do przećwiczenia. Metoda ta umożliwia częste pobieranie próbek krwi o odpowiedniej objętości krwi od myszy nieznieczulonych.

Pobieranie próbek krwi od zwierząt biorących udział w eksperymentach jest podstawową techniką badawczą. Istnieje kilka dostępnych technik pobierania krwi od myszy, w tym obcinanie ogona i nakłuwanie serca, splotu zaoczodołowego, żyły szyjnej, żyły ogonowej i żyły głównej. Idealnie byłoby, gdyby krew była pobierana w sposób minimalnie inwazyjny, przy minimalnym wpływie na zdrowie zwierzęcia. Jednak najczęściej stosowane techniki często powodują stres u zwierząt i mogą wpływać na wyniki badań1. Pobranie krwi ze splotu zaoczodołowego może być wykorzystane do uzyskania wystarczającej objętości krwi od myszy2. Może jednak spowodować poważne uszkodzenie tkanek i nie pozwala na wielokrotne pobieranie krwi w krótkich odstępach czasu3.
Żyła ogonowa jest doskonałym miejscem do pobierania krwi, co powoduje minimalne szkody u myszy. Jednak żyły ogonowe myszy są cienkie i czasami trudno jest uzyskać wystarczającą ilość krwi za pomocą konwencjonalnej techniki nakłuwania. W niektórych przypadkach konieczne jest wielokrotne nakłuwanie w celu uzyskania pożądanej objętości krwi. Znieczulenie jest również powszechnie zalecane w celu ułatwienia pobierania próbek krwi z żył ogonowych myszy. Ponadto może być potrzebny skalpel, brzytwa o prostej krawędzi lub ostre nożyczki do usunięcia końców ogonów w celu uzyskania wymaganych próbek krwi4. Wcześniej informowaliśmy o udanym pobraniu krwi z żył ogonowych szczurów nieznieczulonych za pomocą próżniowego systemu pobierania próbek krwi, co zmniejszyło ryzyko zanieczyszczenia krwi i uniknęło konieczności wielokrotnego nakłuwania5. Badanie to donosi o podobnej metodzie pobierania krwi u myszy nieznieczulonych.

<table><tbody><tr><td>Igła dwustronna</td><td>Shanghai Kang Nong medical instrument co., LTD, Chiny</td><td></td><td>20163151718 22G (0,7 mm x 25 mm)</td></tr><tr><td>Lupa</td> okularowa <td>Vergroberung</td><td></td><td>1,5x</td></tr><tr><td>Normalna dieta solna dla myszy</td><td></td><td></td><td>Myszy otrzymywały normalną dietę solną (0,3% NaCl) przez cały czas trwania badania.</td></tr><tr><td>Plastikowy uchwyt</td><td>Shanghai Kang Nong medical instrument co., LTD, Chiny</td><td></td><td>35-45 g rat hoder</td></tr><tr><td>Oprogramowanie SPSS do analizy statystycznej</td><td>SPSS Inc, Chicago; Wersja USA</td><td>17.0.</td><td></td></tr><tr><td>Strzykawka</td><td>Shandong wego Medical polymer products co. LTD., Chiny</td><td>20160911A</td><td>1 ml (pasujący rozmiar igły: 0,45 razy; 16RW LB)</td></tr> <tr><td>Próżniowy system pobierania krwi</td><td>Wuhan Zhi Yuan, medical science and technology co., LTD, Chiny</td><td>20171222</td><td>1 ml (&Phi; 12,4 razy; L75)</td></tr></tbody></table>

zmodyfikowane pobieranie krwi z żył ogonowych myszy nieznieczulonych za pomocą próżniowego systemu pobierania krwi i lupy okularowej

Modified Blood Collection from Tail Veins of Non-anesthetized Mice with a Vacuum Blood Collection System and Eyeglass Magnifier

Pobieranie próbek krwi jest podstawą eksperymentalnych badań na zwierzętach. Istotne jest uzyskanie odpowiednich próbek krwi do różnych celów badawczych. Żyły ogonowe myszy są małe i czasami trudno jest uzyskać wymaganą objętość krwi konwencjonalnymi metodami nakłuwania. W badaniu tym zbadano wyższość wielokrotnego pobierania próbek krwi z żył ogonowych myszy przy użyciu próżniowego systemu pobierania krwi i lupy okularowej (grupa eksperymentalna) w porównaniu z konwencjonalnymi metodami pobierania krwi (grupa konwencjonalna), wykonywanymi odpowiednio przez początkujących i ekspertów. Za pomocą lupy okularowej końcówka igły motylkowej jest wprowadzana do żyły ogonowej każdej myszy w grupie eksperymentalnej. Po pomyślnym przebiciu żyły próbka krwi jest pobierana do probówki próżniowej poprzez włożenie gumowej końcówki igły motylkowej do probówki do pobierania krwi. Tłok jest następnie używany do pobierania krwi bez pomocy lupy okularowej w grupie konwencjonalnej. Wykazano, że wskaźniki powodzenia pobierania próbek krwi przez początkujących i ekspertów wynoszą 70% w porównaniu ze 100% (p < 0,01) w grupie eksperymentalnej i 35% w porównaniu z 85% (p < 0,01) w grupie konwencjonalnej. Zarówno w przypadku początkujących, jak i ekspertów, czas nakłucia wymagany do uzyskania wymaganej próbki krwi był znacznie krótszy w grupie eksperymentalnej w porównaniu z grupą konwencjonalną (2,40 ± 0,75 vs. 2,90 ± 0,31, p < 0,05; 1,15 ± 0,37 vs. 1,55 ± 0,76, p < 0,05). Podsumowując, przedstawiona technika pobierania krwi jest wykonalna i łatwa do przećwiczenia oraz umożliwia częste pobieranie próbek odpowiedniej objętości krwi od myszy nieznieczulonych.

Masa ciała, objętości pobranej krwi i czas trwania pobierania próbek w dwóch grupach 
Próbki krwi pobierano od 20 myszy (10 samców) dwukrotnie w odstępach 2 tygodni w każdej grupie. Średnia masa ciała myszy była podobna między grupą eksperymentalną a konwencjonalną odpowiednio dla początkujących i ekspertów (42.40 g ± 1.42 g vs. 42.65 g ± 1.14 g, p &gt; 0.05; 42.55 g ± 2.91 g vs. 43.20 g ± 2.69 g, p &gt; 0.05). Pobrane objętości krwi i czas trwania pobierania były podobne między obiema grupami u ekspertów (184.25 µL ± 11.95 µL vs. 171.75 µL ± 25.61 µL, p &gt; 0.05; 1.85 min ± 0.68 min vs. 2.17 min ± 0.80 min, p &gt; 0.05). Jednak w grupie początkujących zaobserwowano większe objętości pobranej krwi i krótszy czas trwania pobierania w grupie eksperymentalnej w porównaniu z grupą konwencjonalną (172.00 µL ± 15.17 µL vs. 148.50 µL ± 30.22 µL, p &lt; 0.01; 3.11 min ± 0.44 min vs. 4.08 min ± 0.61 min, p &lt; 0.01). W porównaniu z początkującymi, eksperci pobrali większe objętości krwi i wykazali krótszy czas pobierania przy zastosowaniu metod eksperymentalnej i konwencjonalnej (184.25 µL ± 11.95 µL vs. 172.00 µL ± 15.17 µL, p &lt; 0.01; 171.75 µL ± 25.61 µL vs. 148.50 µL ± 30.22 µL, p &lt; 0.05; 1.85 min ± 0.68 min vs. 3.11 min ± 0.44 min, p &lt; 0.01; 2.17 min ± 0.80 min vs. 4.08 min ± 0.61 min, p &lt; 0.05) (Tabela 1). 
Wskaźniki sukcesu i czasy nakłuć w obu grupach 
Porównanie wskaźników sukcesu pomiędzy początkującymi a ekspertami wyniosło 70% (14/20) vs. 100% (20/20) (p &lt; 0.01) w grupie eksperymentalnej oraz 35% (7/20) vs. 85% (17/20) (p &lt; 0.01) w grupie konwencjonalnej. Wyższe wskaźniki sukcesu u początkujących odnotowano również w grupie eksperymentalnej w porównaniu z grupą konwencjonalną [70% (14/20) vs. 35% (7/20), p &lt; 0.05]. Zarówno u początkujących, jak i u ekspertów, liczba nakłuć była istotnie niższa w grupie eksperymentalnej w porównaniu z grupą konwencjonalną (2.40 ± 0.75 vs. 2.90 ± 0.31, p &lt; 0.05; 1.15 ± 0.37 vs. 1.55 ± 0.76, p &lt; 0.05). W porównaniu z początkującymi, u ekspertów zaobserwowano krótsze czasy nakłuć przy zastosowaniu metod eksperymentalnej i konwencjonalnej (1.15 ± 0.37 vs. 2.40 ± 0.75, p &lt; 0.01; 1.55 ± 0.76 vs. 2.90 ± 0.31, p &lt; 0.01) (Tabela 1).
<img alt="Układ spektroskopowy z kuwetami, uchwytem i światłowodami do analizy absorpcyjnej." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/59136/59136fig1.jpg" data-altupdatedat="1788282455000" data-alt="Rycina 1"> 
Rycina 1: Sprzęt. Przedstawiono próżniowe probówki do pobierania krwi o pojemności 1 mL i igłę motylkową 22 G (po lewej), lupę okularową (w środku) oraz plastikowy uchwyt stabilizujący (po prawej). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/59136/59136fig1large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.</a>
<img alt="Proces inżynierii tkankowej z wykorzystaniem układu bioreaktora; hodowla komórek, metoda regeneracji." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/59136/59136fig2.jpg" data-altupdatedat="1788282455000" data-alt="Rysunek 2"> 
Rysunek 2: Pomyślne pobranie krwi w grupie eksperymentalnej. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/59136/59136fig2large.jpg" target="_blank">Aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku, kliknij tutaj.</a>
<img alt="Równowaga statyczna; schemat wprowadzania strzykawki medycznej do tkanki biologicznej w badaniu naukowym." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/59136/59136fig3.jpg" data-altupdatedat="1788282455000" data-alt="Rycina 3"> 
Rycina 3: Pomyślne pobranie krwi w grupie konwencjonalnej. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/59136/59136fig3large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić większą wersję tej ryciny.</a>
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td></td>
			<td colspan="2">Grupa eksperymentalna</td>
			<td colspan="2">Grupa konwencjonalna</td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td>początkujący</td>
			<td>ekspert</td>
			<td>początkujący</td>
			<td>ekspert</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Masa ciała (g)</td>
			<td>42.4±1.42</td>
			<td>42.55±2.91</td>
			<td>42.65±1.14</td>
			<td>43.20±2.69</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Objętość pobranej krwi (µL)</td>
			<td>172.00±15.17</td>
			<td>184.25±11.95##</td>
			<td>148.50±30.22**</td>
			<td>171.75±25.61#</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Czas trwania próbkowania (min)</td>
			<td>3.11±0.44</td>
			<td>1.85±0.68##</td>
			<td>4.08±0.61**</td>
			<td>2.17±0.80##</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Czasy pobierania krwi</td>
			<td>20</td>
			<td>20</td>
			<td>20</td>
			<td>20</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Średnia liczba nakłuć </td>
			<td>2.40±0.75</td>
			<td>1.15±0.37##</td>
			<td>2.90±0.31*</td>
			<td>1.55±0.76##*</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Jednorazowe nakłucie</td>
			<td>3</td>
			<td>17</td>
			<td>0</td>
			<td>12</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Podwójna punkcja </td>
			<td>6</td>
			<td>3</td>
			<td>2</td>
			<td>5</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Potrójne nakłucie </td>
			<td>5</td>
			<td>0</td>
			<td>5</td>
			<td>0</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Niepowodzenie</td>
			<td>6</td>
			<td>0</td>
			<td>13</td>
			<td>3</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Wskaźnik sukcesu</td>
			<td>70%</td>
			<td>100%##</td>
			<td>35%*</td>
			<td>85%##</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>
Tabela 1: Porównanie wyników między grupą eksperymentalną a konwencjonalną. *p &lt; 0.05, **p &lt; 0.01, metoda eksperymentalna vs. metoda konwencjonalna. #p &lt; 0.05, ##p &lt; 0.01, początkujący vs. ekspert.

To badanie informuje o próbkach krwi z żyły ogonowej u myszy przy użyciu systemu probówek do ekstrakcji próżniowej z lupą okularową. Nasza metoda jest łatwa do przećwiczenia i może być stosowana do powtórnego pobierania próbek krwi u myszy.

Zmodyfikowane pobieranie krwi z żył ogonowych myszy nieznieczulonych za pomocą próżniowego systemu pobierania krwi i lupy okularowej

Blood sample collection is the basis of experimental animal research. It is of importance to obtain adequate blood samples for various research purposes. ...

Badanie to informuje o pobieraniu próbek krwi z żyły ogonowej u myszy przy użyciu systemu rurek do ekstrakcji próżniowej z lupą okularów. Nasza metoda jest łatwa do przećwiczenia i może być stosowana do powtórnego pobierania próbek krwi u myszy. Na początku mysz jest umieszczana w plastikowym uchwycie przytrzymującym.Ogon jest czyszczony i przecierany 70% etanolem. Następnie operator zakłada lupę okularową, aby poprawić widoczność ogona myszy. Końcówka igły motylkowej jest następnie wprowadzana do jednej z rozszerzonych bocznych żył ogonowych, a krew jest zbierana do rurki próżniowej przez gumowy koniec igły motylkowej.Na koniec igła jest usuwana, a proces pobierania krwi jest zakończony. Żyła ogonowa jest preferowanym miejscem do pobierania krwi. Ta metoda pobierania krwi wiąże się z minimalnymi obrażeniami myszy, jednak żyła ogonowa myszy jest bardzo cienka, więc czasami trudno ją przebić, tutaj opisujemy prostą metodę pobierania krwi z żyły ogonowej na myszach testowych laboratoryjnych przy użyciu systemu probówek do ekstrakcji próżniowej.Ta metoda jest prosta i skuteczna i może być stosowana do wielokrotnego uzyskiwania wymaganej krwi u myszy. Procedura zostanie zademonstrowana przez dwóch członków naszego laboratorium, Xiaoyan Liu i Wusong Zou Na początek umieszczamy plastikowy uchwyt ograniczający, rurki próżniowe z gumowym korkiem i podwójnie spiczastą igłę oraz lupę okularów na sterylnej powierzchni. Następnie umieść mysz w plastikowym uchwycie ograniczającym.Przednie i tylne łapy myszy powinny znajdować się w wygodnej pozycji. Aby uzyskać próbkę krwi, umyj ogon ciepłą wodą o temperaturze od 20 do 30 stopni Celsjusza, przetrzyj ogon wacikami nasyconymi 70% etanolem, aby rozszerzyć żyłę. Wybierz prawą lub lewą żyłę ogonową do pobrania krwi.Chwyć delikatnie dolną część ogona i trzymaj ogon prosto podczas pobierania próbki krwi. Załóż lupę okularów, aby poprawić widoczność, aby ułatwić nakłucie żyły ogonowej. Włóż końcówkę igły motylkowej o rozmiarze 22 do jednej z bocznych żył ogonowych około połowy dystalnej od końcówki ogona pod kątem około 10 stopni, przesuwając się w kierunku podstawy ogona dla wielu próbek.Zebrać krew do probówki do pobrania próżniowego, wkładając gumową końcówkę igły motylkowej do probówki do pobierania krwi próżniowej. Ogon myszy może być używany do kilku pobrań krwi, tak często, jak to konieczne, zgodnie z zatwierdzonym protokołem. Nie zawsze łatwo jest uzyskać wystarczającą objętość krwi z cienkiej i nisko przepływowej żyły ogonowej myszy za pomocą tradycyjnej metody.Nasza metoda jest prosta i skuteczna i może być stosowana do wielokrotnego uzyskiwania odpowiedniej objętości krwi u myszy. Podaje się, że do 10% całkowitej objętości krwi można bezpiecznie usunąć ze zdrowego zwierzęcia w odstępach dwutygodniowych, dlatego za każdym razem pobierano około 175 mikrolitrów próbki krwi myszy zgodnie z zasadami etyki. Po drugie, ważne jest, aby wysunąć ogon, aby uniknąć jego ruchu w procesie pobierania krwi.Aby uniknąć krzepnięcia krwi w igle, należy wybrać inną pozycję nakłucia, jeśli krew przestaje wypływać w ciągu 15 sekund. Za udane pobranie krwi uznano uzyskanie każdorazowo 175 mikrolitrów krwi. Maksymalne czasy nakłuwania ustalono na trzy próby.Jeśli całkowita objętość krwi była mniejsza niż 175 mikrolitrów po trzecim nakłuciu, definiowano to jako nieudane pobranie krwi. Po pobraniu odpowiedniej objętości próbki należy wyjąć igłę z żyły i na krótko przyłożyć nacisk do miejsca wkłucia, aby zatrzymać krwawienie. Aby pobrać osocze, użyj probówek zawierających EDTA, antykoagulant, delikatnie odwróć probówkę kilka razy, aby wymieszać antykoagulant z krwią i umieść próbki pionowo na lodzie.Obracać probówki do pobierania próbek krwi pełnej w wirówce z chłodzeniem przez 10 minut. Ekstrahować osocze, uważając, aby nie naruszyć warstw czerwonych i białych krwinek. Aby zebrać serynę, użyj probówek bez antykoagulantu.Oba rodzaje próbek mogą być używane natychmiast lub przechowywane w temperaturze poniżej 80 stopni Celsjusza przez okres do jednego roku. Badanie to miało na celu zbadanie wyższości wielokrotnego pobierania próbek krwi z żyły ogonowej myszy za pomocą próżniowego systemu pobierania krwi i lupy okularowej. Grupa doświadczalna w porównaniu z konwencjonalną metodą pobierania krwi.W grupie konwencjonalnej, składającej się odpowiednio z początkujących i ekspertów, pobrana objętość krwi i czas pobierania próbek były podobne między dwiema grupami dla ekspertów, jednak w grupie eksperymentalnej zaobserwowano zwiększoną objętość pobranej krwi i krótszy czas pobierania próbek w porównaniu z konwencjonalną grupą dla początkujących. Wyższy wskaźnik sukcesu zaobserwowano również w grupie eksperymentalnej w porównaniu z konwencjonalną grupą dla początkujących. Ta metoda pobierania krwi jest łatwa do opanowania i ma wysoki wskaźnik sukcesu.Liczba nieudanych nakłuć może być zredukowana do poziomu porównywalnego z tradycyjną metodą. Co więcej, procedura ta powoduje tylko minimalne obrażenia u myszy, to tylko taśma ogonowa myszy bez potrzeby znieczulenia, dzięki czemu można uniknąć wpływu reakcji na stres w środkach znieczulających na próbkę krwi.

modified-blood-collection-from-tail-veins-non-anesthetized-mice-with

Research

JoVE Journal

Behavior

Zachowanie

W tym filmie demonstrujemy procedurę obcinania ogona na modelu myszy w celu pobrania krwi obwodowej. Pobrana krew jest następnie poddawana odwirowaniu w celu oddzielenia osocza, które można wykorzystać do dalszych eksperymentów.

Procedura wycinania ogona myszy w celu pobrania krwi obwodowej i izolacji osocza

Próbki krwi są przydatne do oceny biomarkerów stanów fizjologicznych lub chorób in vivo. Tutaj opisujemy metodologię pobierania krwi z bocznej żyły ogonowej u szczura. Ta metoda zapewnia szybkie pobieranie próbek przy minimalnym bólu i inwazyjności.

Pobieranie próbek krwi z bocznej żyły ogonowej szczura

Tutaj opisujemy prostą metodę pobierania próbek krwi z żyły ogonowej u szczurów nieznieczulonych za pomocą systemu probówek do ekstrakcji próżniowej. Metoda ta zmniejsza ryzyko bezpośredniego kontaktu z krwią i upraszcza pobieranie wielu próbek z jednego nakłucia żyły.

Wielokrotne pobieranie krwi z żyły ogonowej szczurów nieznieczulonych za pomocą próżniowego systemu pobierania krwi

Tutaj prezentujemy protokół pobierania próbek krwi z końcówki ogona do częstego pobierania próbek u nieskrępowanych myszy. Metoda ta jest przydatna do oceny wzorców pulsacyjnego wydzielania hormonu luteinizującego i może być dostosowana do analizy innych krążących czynników.

Częste pobieranie próbek krwi na końcówce ogona u myszy w celu oceny pulsacyjnego wydzielania hormonu luteinizującego

Tutaj prezentujemy protokół pobierania próbek krwi z żyły podobojczykowej myszy.

Pobieranie krwi przez nakłucie żyły podobojczykowej u myszy

Tutaj prezentujemy protokół oferujący szybkie, łatwe i niezawodne alternatywy pobierania krwi dla modelu szczurzego. Opisujemy trzy różne metody pobierania krwi w zależności od kontekstu: nakłucie żyły ogonowej w znieczuleniu lub na przytomnym zwierzęciu oraz nakłucie żyły grzbietowej prącia w znieczuleniu.

Zmodyfikowane nakłucie żyły ogonowej i żyły prącia do pobierania krwi w modelu szczurzym

Protokół pokazuje powtarzające się pobieranie płynu mózgowo-rdzeniowego i krwi od szczurów z padaczką, wykonywane równolegle z ciągłym monitorowaniem wideo-elektroencefalogramu (EEG). Są one niezbędne do zbadania możliwych powiązań między zmianami w różnych cząsteczkach płynów ustrojowych a aktywnością napadową.

Pobieranie próbek płynu mózgowo-rdzeniowego i krwi z żyły ogonowej bocznej u szczurów podczas zapisów EEG

Protokół demonstruje metodę sekwencyjnego pobierania krwi z żył wrotnych i żyły głównej dolnej od myszy w celu oceny produkcji i absorpcji metabolitów mikrobiologicznych jelit.

Sekwencyjne pobieranie krwi z żyły głównej dolnej, a następnie żyły wrotnej w celu oceny metabolitów drobnoustrojów jelitowych u myszy

Przedstawiamy protokół optymalizowanej techniki pobierania krwi u myszych osób poprzez nakłucie żył twarzy za pomocą lanceta. Stosujemy tę technikę wraz z oceną cytometryczną przepływową do charakteryzowania fenotypów komórkowych szczepów transgenicznych, kongenicznych i raportowych. Nadaje się także do analizy cytokiny w surowicy oraz badań nad cukrzycą.

Nakłucie żył twarzy do pobierania krwi myszy

Przedstawiamy protokół jednoczesnego gromadzenia danych EEG/fMRI oraz synchronizowanego zapisu sygnału zegara MR. Demonstrujemy tę metodę, wykorzystując unikalny paradygmat, w którym badani otrzymują instrukcje dotyczące „zimnej rękawiczki” podczas skanowania, a dane EEG/fMRI są rejestrowane wraz z pomiarami temperatury dłoni zarówno przed, jak i po indukcji hipnotycznej.

Metoda jednoczesnego gromadzenia danych fMRI/EEG podczas sugestii skupionej uwagi w celu uzyskania zróżnicowanych odczuć termicznych

Naucz się pobierać krew z żyły ogonowej myszy za pomocą systemu próżniowego i lupy okularowej. Ta metoda umożliwia wielokrotne pobieranie próbek przy minimalnym urazie zwierząt.

Zmodyfikowane pobieranie krwi z żył ogonowych myszy nieznieczulonych za pomocą próżniowego systemu pobierania krwi i lupy okularowej (Wideo) | JoVE Journal

Zmodyfikowane pobieranie krwi z żył ogonowych myszy nieznieczulonych za pomocą próżniowego systemu pobierania krwi i lupy okularowej

Przeglądaj więcej filmów