Name: Wszczepienie nowego znacznika mikroakustycznego młodemu minogowi pacyficznemu i węgorzowi amerykańskiemu (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2019-03-16T14:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 36 s
Description: Poznaj technikę wszczepiania mikroznaczników akustycznych młodym minogom pacyficznym i węgorzom amerykańskim. Metoda ta umożliwia monitorowanie zachowań ryb bez wpływu na ich zdolność pływacką.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

playerTrialDesktop

To badanie zostało sfinansowane przez Korpus Inżynieryjny Armii Stanów Zjednoczonych (USACE) oraz Biuro Technologii Energetyki Wodnej Departamentu Energii Stanów Zjednoczonych (DOE). Doceniamy pomoc techniczną ze strony następujących pracowników PNNL: Colin Brislawn, Eric Francavilla, Jill Janak, Huidong Li i Tim Linley. Dziękujemy Kathy Kratchman z Delaware Valley Fish Company za dostarczenie węgorzy do PNNL oraz Ralphowi Lampmanowi i Tylerowi Bealsowi z Yakama Nation Fisheries za dostarczenie minoga. Dziękujemy również Bradowi Eppardowi, Scottowi Fieldingowi i Ricardo Walkerowi z USACE oraz Danowi McCoskey i Timowi Welchowi z DOE. Badania laboratoryjne zostały przeprowadzone w PNNL, który jest obsługiwany przez Battelle dla Departamentu Energii Stanów Zjednoczonych w ramach kontraktuDE-AC06-76RL01830.

PNNL jest akredytowany przez Association for Assessment and Accreditation of Laboratory Animal Care. Z węgorzami i minogami obchodzono się zgodnie z federalnymi wytycznymi dotyczącymi opieki i wykorzystania zwierząt laboratoryjnych, a protokoły naszego badania zostały przeprowadzone zgodnie z Instytucjonalnym Komitetem ds. Opieki i Wykorzystania Zwierząt PNNL i przez nie zatwierdzone.
1. Przygotowanie tagu (czas 22 minuty)
<ol>
	<li>Umieść zawieszki w 70% roztworze etanolu na 20 minut.</li>
	<li>Usuń tagi za pomocą plastikowej pęsety i umieść w małym szklanym naczyniu zawierającym sterylną wodę.</li>
	<li>Usuń metki i umieść na sterylnym kubku na pigułki.</li>
</ol>
2. Przygotuj roztwór znieczulający (czas ~ 5 minut)
<ol>
	<li>W małym plastikowym kubku odważ 40 g Trikainy.</li>
	<li>Rozpuścić proszek i wodę z kranu w zlewce o pojemności 500 ml na mieszadle z mieszadłem, a następnie przenieść do plastikowej butelki do uzyskania roztworu podstawowego o stężeniu 80 g/l.</li>
	<li>Powtórz tę samą procedurę z wodorowęglanem sodu i dodaj do osobnej butelki o pojemności 500 ml.</li>
	<li>Używając plastikowego pojemnika o pojemności 10 litrów, napełnij go 5 litrami wody (to samo źródło wody, co ryby, które mają być oznakowane).</li>
	<li>Dodać 6,25 ml roztworu znieczulającego Trikaina i 6,25 ml wodorowęglanu sodu za pomocą miarki do nalewania przymocowanej do górnej części butelek o pojemności 500 ml, aby uzyskać dawkę 100 mg/l do wanny.</li>
	<li>Mieszać, aby wymieszać roztwór w wodzie. 
	UWAGA: Przygotuj pokrywę do przykrycia wanny, aby minóg nie uciekł podczas przebywania w roztworze znieczulającym.</li>
</ol>
3. Znakowanie minoga (czas ~6 minut)
<ol>
	<li>Umieścić młodego minoga (>140 mm) w kąpieli znieczulającej za pomocą małej siatki do zanurzania.</li>
	<li>Odczekaj 4-5 minut, aż minóg stanie się całkowicie zdemobilizowany (nie pływa już w roztworze, utrzymując powolny, stały ruch skrzeli).</li>
	<li>Użyj siatki zanurzeniowej, aby usunąć minoga, wykonaj pomiary długości i masy oraz zapisz niepowtarzalny kod identyfikacyjny przywieszki akustycznej.</li>
	<li>Przygotować podkładkę z pianki o zamkniętych komórkach o grubości 1,3 cm, nasączoną najpierw wodą, a następnie powłoką ochronną o pojemności 150 μl/l (patrz tabela materiałów). Powłoka ochronna pomaga przeciwdziałać pękaniu błon śluzowych podczas zabiegu chirurgicznego.</li>
	<li>Ułóż minoga brzuszną stroną do góry na przygotowanej piance. Umieść niewielki odcinek rurki z regulowanym dopływem wody (z podwyższonego zbiornika na wodę), aby przepływał przez okolicę jamy ustnej podczas procesu chirurgicznego. Pozwala to na oddychanie, podczas gdy ryba przechodzi implantację znacznika.</li>
	<li>Zlokalizuj miejsce, w którym ma zostać wykonane nacięcie, ~20 mm za porami skrzelowymi po lewej lub prawej stronie bocznej. Użyj linijki z zadaszeniami lub użyj markerów umieszczonych na podkładce piankowej w celach informacyjnych.</li>
	<li>Używając sterylnego skalpela mikrochirurgicznego o średnicy 3,0 mm z ostrzem 15° (patrz tabela materiałów), ostrożnie wykonaj otwór o średnicy 2,5-3 mm w kierunku bocznym, upewniając się, że skalpel przecina tylko wewnętrzną ścianę skóry. Zobacz Rysunek 1.</li>
	<li>Zdezynfekowany znacznik należy umieścić ręcznie z przodu w jamie ciała. Lekko dociśnij miejsce znakowania, aby upewnić się, że znacznik przemieścił się do jamy ciała.</li>
	<li>Umieść oznaczonego minoga w wiadrze regeneracyjnym zawierającym słodką wodę rzeczną zasilaną pompą tlenową w akwarium, rurkami i kamieniem napowietrzającym.</li>
	<li>Upewnij się, że minóg wyzdrowiał po znieczuleniu i przenieś do zbiornika do przyszłych badań.</li>
</ol>
4. Znakowanie węgorza (czas ~6 minut)
<ol>
	<li>Powtórzyć preparat znacznika i przygotować środek znieczulający o dawce 240 mg/l zarówno dla trikainy, jak i wodorowęglanu sodu.</li>
	<li>Dodać 15 ml każdego z nich do 5 l łaźni wodnej.</li>
	<li>Młode węgorze (>130 mm) umieścić w kąpieli znieczulającej za pomocą małej siatki do zanurzania. Odczekaj 4-5 minut, aż węgorz stanie się całkowicie zdemobilizowany (nie będzie już pływał w roztworze, utrzymując powolny, ale stały ruch skrzeli).</li>
	<li>Użyj siatki zanurzeniowej, aby usunąć węgorza i umieść brzuszną stroną do góry na piance o zamkniętych komórkach pokrytej Fish Protector.</li>
	<li>Zlokalizuj miejsce, w którym ma zostać wykonane nacięcie, ~25 mm do podstawy płetwy piersiowej po lewej lub prawej stronie bocznej</li>
	<li>Używając sterylnego skalpela mikrochirurgicznego o średnicy 3,0 mm z ostrzem 15°, ostrożnie wykonaj otwór o średnicy 2,5-3 mm w kierunku bocznym, upewniając się, że skalpel przecina tylko wewnętrzną ścianę skóry. Zobacz Rysunek 2.</li>
	<li>Zdezynfekowany znacznik należy umieścić ręcznie z przodu w jamie ciała. Lekko dociśnij miejsce znakowania, aby upewnić się, że znacznik przemieścił się do jamy ciała.</li>
	<li>Umieść oznaczone węgorze w wiadrze regeneracyjnym zawierającym słodką wodę rzeczną zasilaną przez pompę tlenową w akwarium, rurki i kamień napowietrzający.</li>
	<li>Upewnij się, że węgorz wyzdrowiał po znieczuleniu i przenieś do zbiornika retencyjnego w celu przyszłych badań.</li>
</ol>

<ol><li>Mueller, R. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Retention+and+Effects+of+Miniature+Transmitters+in+Juvenile+American+Eels%5BTitle%5D)+AND+%22Fisheries+Research%22%5BJournal%5D)">Retention and Effects of Miniature Transmitters in Juvenile American Eels.</a> Fisheries Research. 195, 52-58 (2017).</li>
<li>Brown, R. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+evaluation+of+the+maximum+tag+burden+for+implantation+of+acoustic+transmitters+in+juvenile+Chinook+salmon%5BTitle%5D)+AND+%22North+American+Journal+of+Fisheries+Management%22%5BJournal%5D)">An evaluation of the maximum tag burden for implantation of acoustic transmitters in juvenile Chinook salmon.</a> North American Journal of Fisheries Management. 30, 499-505 (2010).</li>
<li>Jepsen, N., Schreck, C., Clement, S., Thorstad, E. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aJepsen%2C+N+%22A+brief+discussion+of+the+2%25+tag%2Fbodymass+rule.+Aquatic+telemetry%3A+advances+and+applications%22">A brief discussion of the 2% tag/bodymass rule. Aquatic telemetry: advances and applications</a>. Spedicato, M. T., Marmulla, G., Lembo, G. , FAO - COISPA, Rome. 255-259 (2003).</li>
<li>Liedtke, T. L., et al. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aLiedtke%2C+TL+%22A+standard+operating+procedure+for+the+surgical+implantation+of+transmitters+in+juvenile+salmonids%22">A standard operating procedure for the surgical implantation of transmitters in juvenile salmonids</a>. , U.S. Geological Survey Open File Report. 2012-1267(2012).</li>
<li>Deng, Z. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+cabled+acoustic+telemetry+system+for+detecting+and+tracking+juvenile+salmon%3A+Part+2.+Three-dimensional+tracking+and+passage+outcomes%5BTitle%5D)+AND+%22Sensors%22%5BJournal%5D)">A cabled acoustic telemetry system for detecting and tracking juvenile salmon: Part 2. Three-dimensional tracking and passage outcomes.</a> Sensors. 11 (6), 5661-5676 (2011).</li>
<li>Titzler, P. S., McMichael, G. A., Carter, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((2010.+Autonomous+acoustic+receiver+deployment+and+mooring+techniques+for+use+in+large+rivers+and+estuaries%5BTitle%5D)+AND+%22North+American+Journal+of+Fisheries+Management%22%5BJournal%5D)">2010. Autonomous acoustic receiver deployment and mooring techniques for use in large rivers and estuaries.</a> North American Journal of Fisheries Management. 30 (4), 853-859 (2010).</li>
<li>Renaud, C. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Conservation+status+of+northern+hemisphere+lampreys+%28Petromyzontidae%29%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Applied+Ichthyology%22%5BJournal%5D)">Conservation status of northern hemisphere lampreys (Petromyzontidae).</a> Journal of Applied Ichthyology. 13 (3), 143-148 (1997).</li>
<li>Dauble, D. D., Moursund, R. A., Bleich, M. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Swimming+behavior+of+juvenile+Pacific+lamprey%2C+Lampetra+tridentata%5BTitle%5D)+AND+%22Environmental+Biology+of+Fishes%22%5BJournal%5D)">Swimming behavior of juvenile Pacific lamprey, Lampetra tridentata.</a> Environmental Biology of Fishes. 75, 167-171 (2006).</li>
<li>Moursund, R. A., Dauble, D. D., Langeslay, M. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Turbine+intake+diversion+screens%3B+investigating+effects+on+Pacific+lamprey%5BTitle%5D)+AND+%22Hydro+Review%22%5BJournal%5D)">Turbine intake diversion screens; investigating effects on Pacific lamprey.</a> Hydro Review. 22 (1), 40-46 (2003).</li>
<li>Marsh, D. M., Matthews, G. M., Achord, S., Ruehle, T. E., Sandford, B. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Diversion+of+salmonid+smolts+tagged+with+passive+integrated+transponders+from+an+untagged+population+passing+through+a+juvenile+collection+system%5BTitle%5D)+AND+%22North+American+Journal+of+Fisheries+Management%22%5BJournal%5D)">Diversion of salmonid smolts tagged with passive integrated transponders from an untagged population passing through a juvenile collection system.</a> North American Journal of Fisheries Management. 19, 1142-1146 (1999).</li>
<li>Prentice, E. F., Flagg, T. A., McCutcheon, C. S. Feasibility of using passive integrated transponder (PIT) tags in salmonids. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aPrentice%2C+EF+%22Fish+marking+techniques.+American+Fisheries+Society%2C+Symposium+%22">Fish marking techniques. American Fisheries Society, Symposium </a>. Parker, N. C., Giorgi, A. E., Heidinger, R. C., Jester, D. B. Jr, Prince, E. D., Winans, G. A. 7, 317-322 (1990).</li>
<li>Colotelo, A. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+effect+of+rapid+and+sustained+decompression+on+barotrauma+in+juvenile+brook+lamprey+and+Pacific+lamprey%3A+Implications+for+passage+at+hydroelectric+facilities%5BTitle%5D)+AND+%22Fisheries+Research%22%5BJournal%5D)">The effect of rapid and sustained decompression on barotrauma in juvenile brook lamprey and Pacific lamprey: Implications for passage at hydroelectric facilities.</a> Fisheries Research. 129 (130), 17-20 (2012).</li>
<li>Moser, M. L., Jackson, A. D., Lucas, M. C., Mueller, R. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Behavior+and+potential+threats+to+survival+of+migrating+lamprey+ammocoetes+and+macrophthalmia%5BTitle%5D)+AND+%22Reviews+in+Fish+Biology+and+Fisheries%22%5BJournal%5D)">Behavior and potential threats to survival of migrating lamprey ammocoetes and macrophthalmia.</a> Reviews in Fish Biology and Fisheries. 25 (2), 103-116 (2015).</li>
<li>Dixon, D. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Biology%2C+management%2C+and+protection+of+catadromous+eels%5BTitle%5D)+AND+%22American+Fisheries.+Society+Symposium%22%5BJournal%5D)">Biology, management, and protection of catadromous eels.</a> American Fisheries. Society Symposium. 33, (2003).</li>
<li>ASMFC (Atlantic States Marine Fisheries Commission). <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=%22Update+of+the+American+eel+stock+assessment+report%22">Update of the American eel stock assessment report</a>. , 51(2006).</li>
<li>DFO (Fisheries and Oceans Canada). <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Recovery+potential+assessment+of+American+Eel+%28Anguilla+rostrata%29+in+eastern+Canada%5BTitle%5D)+AND+%22DFO+Canadian+Science+Advisory+Secretariat+Scientific+Advisory+Report%22%5BJournal%5D)">Recovery potential assessment of American Eel (Anguilla rostrata) in eastern Canada.</a> DFO Canadian Science Advisory Secretariat Scientific Advisory Report. , (2013).</li>
<li>MacGregor, R. J., et al. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aMacGregor%2C+RJ+%22Recovery+Strategy+for+the+American+Eel+%28Anguilla+rostrata%29+in+Ontario%22">Recovery Strategy for the American Eel (Anguilla rostrata) in Ontario</a>. , Ontario Recovery Strategy Series. Prepared for Ontario Ministry of Natural Resources, Peterborough, Ontario. x + 119 pp (2013).</li>
<li>Deng, Z., Weiland, M. A., Carlson, T. J., Eppard, M. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Design+and+Instrumentation+of+a+Measurement+and+Calibration+System+for+an+Acoustic+Telemetry+System%5BTitle%5D)+AND+%22Sensors%22%5BJournal%5D)">Design and Instrumentation of a Measurement and Calibration System for an Acoustic Telemetry System.</a> Sensors. 10 (4), 3090-3099 (2010).</li>
<li>Cook, K. V., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+comparison+of+implantation+methods+for+large+PIT+tags+or+injectable+acoustic+transmitters+in+juvenile+Chinook+salmon%5BTitle%5D)+AND+%22Fisheries+Research%22%5BJournal%5D)">A comparison of implantation methods for large PIT tags or injectable acoustic transmitters in juvenile Chinook salmon.</a> Fisheries Research. 154, 213-223 (2014).</li>
<li>Mesa, M. G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Survival+and+Growth+of+Juvenile+Pacific+Lampreys+Tagged+with+Passive+Integrated+Transponders+%28PIT%29+in+Freshwater+and+Seawater%5BTitle%5D)+AND+%22Transactions+of+the+American+Fisheries+Society%22%5BJournal%5D)">Survival and Growth of Juvenile Pacific Lampreys Tagged with Passive Integrated Transponders (PIT) in Freshwater and Seawater.</a> Transactions of the American Fisheries Society. 141 (5), 1260-1268 (2012).</li>
<li>Brown, R. S., Cooke, S. J., Anderson, W. G., McKinley, R. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evidence+to+challenge+the+2%25+rule+for+biotelemetry%5BTitle%5D)+AND+%22North+American+Journal+of+Fisheries+Management%22%5BJournal%5D)">Evidence to challenge the 2% rule for biotelemetry.</a> North American Journal of Fisheries Management. 19, 867-871 (1999).</li>
<li>Zale, A. V., Brooke, C., Fraser, W. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effects+of+surgically+implanted+transmitter+weights+on+growth+and+swimming+stamina+of+small+adult+westslope+cutthroat+trout%5BTitle%5D)+AND+%22Transactions+of+the+American+Fisheries+Society%22%5BJournal%5D)">Effects of surgically implanted transmitter weights on growth and swimming stamina of small adult westslope cutthroat trout.</a> Transactions of the American Fisheries Society. 134 (3), 653-660 (2005).</li>
<li>Geist, D. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Juvenile+Chinook+salmon+survival+when+exposed+to+simulated+dam+passage+after+being+implanted+with+a+new+microacoustic+transmitter%5BTitle%5D)+AND+%22North+American+Journal+of+Fisheries+Management%22%5BJournal%5D)">Juvenile Chinook salmon survival when exposed to simulated dam passage after being implanted with a new microacoustic transmitter.</a> North American Journal of Fisheries Management. , (2018).</li>
<li>Økland, F., Thorstad, E. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Recommendations+on+size+and+position+of+surgically+and+gastrically+implanted+electronic+tags+in+European+silver+eel%5BTitle%5D)+AND+%22Animal+Biotelemetry%22%5BJournal%5D)">Recommendations on size and position of surgically and gastrically implanted electronic tags in European silver eel.</a> Animal Biotelemetry. 1, 6(2013).</li>
<li>Jepsen, N., Mikkelsen, J. S., Koed, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effects+of+tag+and+suture+type+on+survival+and+growth+of+brown+trout+with+surgically+implanted+telemetry+tags+in+the+wild%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Fish+Biology%22%5BJournal%5D)">Effects of tag and suture type on survival and growth of brown trout with surgically implanted telemetry tags in the wild.</a> Journal of Fish Biology. 72, 594-602 (2008).</li>
<li>Brown, R. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Survival+of+seaward-migrating+PIT+and+acoustic-tagged+juvenile+Chinook+salmon+in+the+Snake+and+Columbia+Rivers%3A+an+evaluation+of+length-specific+tagging+effects%5BTitle%5D)+AND+%22Animal+Biotelemetry%22%5BJournal%5D)">Survival of seaward-migrating PIT and acoustic-tagged juvenile Chinook salmon in the Snake and Columbia Rivers: an evaluation of length-specific tagging effects.</a> Animal Biotelemetry. 1, 8(2013).</li>
<li>Walker, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effects+of+a+novel+acoustic+transmitter+on+swimming+performance+and+predator+avoidance+of+juvenile+Chinook+salmon%3A+Determination+of+a+size+threshold%5BTitle%5D)+AND+%22Fisheries+Research%22%5BJournal%5D)">Effects of a novel acoustic transmitter on swimming performance and predator avoidance of juvenile Chinook salmon: Determination of a size threshold.</a> Fisheries Research. 176, 48-54 (2016).</li>
</ol>

Nie mamy nic do ujawnienia.

Wyniki badań laboratoryjnych wykazują, że procedura znakowania i efekty znakowania nie mają negatywnego wpływu na przeżywalność ryb ani zdolność pływania. Długotrwałe przetrzymywanie i monitorowanie wykazało, że utrata znacznika była minimalna i nie była widoczna w okresie użytkowania przywieszki (30 dni). Procedura implantacji znaczników była skuteczna w umieszczaniu znaczników w jamie ciała bez powodowania znacznych krwotoków lub infekcji grzybiczych w miejscu znakowania. Czas trwania całego procesu znakowania (<6 min) jest korzystny, ponieważ zmniejsza stres związany ze znieczulaniem ryb. Odkrycia te charakteryzują nowe narzędzie do badań nad przejściami młodocianych minogów i węgorzy i mogą być wykorzystane w przyszłych badaniach. Technologia ta pozwoli naukowcom śledzić ruchy minogów i węgorzy w systemach rzecznych oraz w miarę zbliżania się do zapór wodnych lub innych struktur utrudniających przepływ ryb. Z kolei wyniki mogą lepiej informować o decyzjach dotyczących zarządzania w tych obiektach, aby pomóc w ochronie tych gatunków na wszystkich etapach ich młodego życia. Najbardziej krytyczne etapy protokołu implantacji znaczników obejmują użycie odpowiedniej dawki środka znieczulającego, głębokość i długość nacięcia, umieszczenie znaczników oraz posiadanie odpowiednich zbiorników do odzyskiwania danych. Ta technika ma minimalne ograniczenia. Przede wszystkim wymagane jest przeszkolenie chirurga, aby skutecznie wykonać nacięcie <3 mm i umieścić znaczniki w żądanym miejscu. Ponadto proces znakowania wykluczyłby węgorze o mniejszych rozmiarach i minogi (<140 mm) ze względu na ograniczenia związane z oznaczaniem. Nie zalecamy żadnych modyfikacji opisanych protokołów.
Alternatywne metody znakowania węgorzy i minogów obejmują stosowanie znaczników PIT. Jednak znaczniki PIT nie przesyłają aktywnie sygnałów, dlatego ryby oznakowane PIT mogą być policzone tylko wtedy, gdy są porywane i kierowane do urządzeń obejściowych lub przepływają w pobliżu stałego detektora10,11. Przyszłe zastosowania znacznika minoga/węgorza obejmują możliwość znakowania i śledzenia populacji migrujących minogów i węgorzy w dowolnym środowisku, w którym żyją. Dodatkowe korzyści płynące z używania znacznika minoga/węgorza obejmowałyby możliwość oszacowania przeżywalności, wskaźników awaryjnych na przelewach lub za pośrednictwem turbin, czasu podróży w zbiornikach, opóźnień w przepływie i powiązanych zachowań, gdy ryby zbliżają się do zapór.

Zrozumienie zachowania i ruchów ryb w pobliżu struktur rzecznych, takich jak zapory wodne, które mogą utrudniać szlaki migracyjne w górę lub w dół rzeki, jest ciągłą potrzebą badawczą. Chociaż przeprowadzono liczne badania przy użyciu istniejącej technologii, nadal istnieje wiele pytań badawczych dotyczących przetrwania i zachowania młodych węgorzy oraz minogów. Aby odpowiedzieć na te pytania, Pacific Northwest National Laboratory (PNNL) opracowało nowy mikroprzekaźnik akustyczny zaprojektowany specjalnie do stosowania u młodych węgorzy i minogów, nazwany tagrey/eel tag1. Przed tym opracowaniem istniejące znaczniki akustyczne były zbyt duże, aby można je było skutecznie wszczepić w jamę ciała młodych węgorzy i minogów, co spowodowałoby obciążenie znacznikami przekraczające przyjęte standardy (konserwatywna wartość stosunku znaczników do masy ciała wynosi 2% lub mniej, a inna literatura sugeruje 4-5%)2,3,4. Znaczniki minoga/węgorza emitują unikalne kodowane sygnały o częstotliwości 416,7 kHz, które są monitorowane przez autonomiczne odbiorniki (hydrofony) w stałych konstrukcjach lub odbiorniki w rzece5,6.
W dorzeczu rzeki Columbia w Stanach Zjednoczonych świadomość i troska o zrozumienie całego cyklu życia minoga pacyficznego (Entosphenus tridentatus) wzrosła, ponieważ populacje znacznie spadły w ciągu ostatnich 40 lat7. Budowa i eksploatacja elektrowni wodnych może negatywnie wpłynąć na młode minogi, ponieważ ich spadek nastąpił po okresie dużego rozwoju hydroenergetyki8. Jednym z potencjalnych źródeł śmiertelności jest przejście przez tamę, gdy młode minogi pacyficzne migrują do oceanu9. Pasywne zintegrowane transpondery (PIT) są powszechnie używane do migrowania gatunków ryb, które mogą przechodzić przez struktury przekierowania (np. systemy obejścia dla młodocianych), co pozwala na wyliczenie oznaczonych ryb10,11. Uważa się jednak, że młode minogi migrują głębiej w słupie wody niż młode łososie i rzadziej przechodzą przez systemy obejściowe dla młodych osobników12. Ze względu na niskie prawdopodobieństwo wykrycia i brak wylęgarni lub innych skoncentrowanych źródeł młodocianych minogów do znakowania PIT, informacje na temat przejścia, przeżycia lub zachowania młodych minogów są bardzo ograniczone. Wiedza na temat zachowania i przeżywalności młodocianych minogów pacyficznych ma kluczowe znaczenie dla opracowania strategii łagodzenia skutków przejścia w dół rzeki, w tym projektowania systemów obejściowych do użytku w elektrowniach wodnych i strukturach nawadniających13.
Węgorz amerykański (Anguilla rostrata) jest katadromiczny, a faza dorosłego człowieka migruje z słodkiej wody w kierunku oceanu na tarło. W ciągu ostatnich kilku dekad ich liczebność populacji uległa drastycznemu spadkowi. Wcześniej były bardzo obfite we wszystkich głównych rzekach wpływających do Oceanu Atlantyckiego i w górę rzeki przez Rzekę Świętego Wawrzyńca do jeziora Ontario; ale od 1980 roku amerykańskie węgorze doświadczyły znacznych spadków liczebności stada, od 50% w Zatoce Chesapeake do nawet 97% w jeziorze Ontario14,15,16. Czynniki przyczyniające się do ich spadku obejmują; Budowa zapór wodnych, fragmentacja i utrata siedlisk oraz komercyjne pozyskiwanie plonów17. Obecnie są wymienione jako zagrożone wyginięciem zgodnie z ustawą o gatunkach zagrożonych w Ontario (Kanada). Rozwój elektrowni wodnych wzdłuż głównych rzek wschodnich stanów USA w przeszłości stwarza przeszkody, które utrudniają migracje rzeczne zarówno młodych, jak i dorosłych.
Nowo opracowany znacznik akustyczny minoga/węgorza został użyty w tym badaniu. Znaczniki zostały wyprodukowane w akredytowanym przez PNNL Bio-Acoustics & Flow Laboratory18. Przywieszka ma wymiary 12 mm długości x 2 mm średnicy i waży 0,08 g w powietrzu. Ze względu na niewielki rozmiar całkowity znacznika, może on być skutecznie stosowany do implantacji u ryb w kształcie anguilli lub młodych ryb za pomocą nacięcia bez szwów, ze względu na wymagane małe nacięcie (o długości <3 mm). Dodatkowe korzyści płynące z nacięcia bez szwów to: skrócony czas potrzebny na zabieg chirurgiczny, szybsze tempo gojenia i zmniejszone prawdopodobieństwo infekcji w miejscu implantacji19. Efekty implantacji chirurgicznej mogą się różnić w zależności od gatunku, etapu życia, długości jamy ciała, miejsca nacięcia, czasu trwania badania i warunków środowiskowych20,21,22,23. Oprócz rozmiaru, waga jest ważną zmienną, ponieważ zapewnia miarę obciążenia przywieszką (tj. Waga przywieszki w stosunku do wagi ryby). Obciążenie znacznikiem, w połączeniu ze wszystkimi innymi aspektami procesu chirurgicznego (np. znieczulenie, obsługa, operacja), może mieć bezpośredni wpływ na zachowanie znacznika, przeżycie, wzrost, wydajność pływania lub zdolność ryb do unikania drapieżnictwa24,25,26,27.

<table><tbody><tr><td>Pojemnik plastikowy 10 L</td><td>&nbsp; Nie dotyczy</td><td>&nbsp; Nie dotyczy</td><td></td></tr><tr><td>wiaderka 19 L</td><td>Nie dotyczy</td><td>&nbsp; Nie dotyczy</td><td></td></tr><tr><td>skalpela 3,00 mm</td><td>&nbsp; Beaver-Vistec</td><td>377513</td><td></td></tr><tr><td>butelka 500 ml</td><td>&nbsp; Nalgene</td><td>&nbsp; 2089-0016</td><td></td></tr><tr><td>Skala Adama</td><td>&nbsp; Certyfikowane produkty do testowania materiałów</td><td>&nbsp; BCL-LBK12A Pompa</td><td></td></tr><tr><td>powietrza</td><td>&nbsp; Amazonka</td><td>&nbsp; Nie dotyczy</td><td></td></tr><tr><td>Kamień napowietrzający</td><td>&nbsp; Pentair</td><td>&nbsp; ALS3</td><td></td></tr><tr><td>Siatka zanurzeniowa, 3/32 cala oczek</td><td>N/A</td><td>&nbsp; Nie dotyczy</td><td></td></tr><tr><td>etanolu (70%)</td><td>&nbsp; Sigma-Aldrich&nbsp;</td><td>24102</td><td></td></tr><tr><td>Ochraniacz na ryby</td><td>Kordon LLC</td><td>31456</td><td></td></tr><tr><td>Podkładka piankowa</td><td>N/A</td><td>&nbsp; Nie dotyczy</td><td></td></tr><tr><td>rękawic</td><td>Kimberly Clark&nbsp;</td><td>&nbsp; Nie dotyczy</td><td></td></tr><tr><td>Mieszalnik</td> bar<td>&nbsp; Sigma-Aldrich</td><td>&nbsp; F37110-1128</td><td></td></tr><tr><td>Pęseta plastikowa</td><td>N/A</td><td>&nbsp; Nie dotyczy</td><td></td></tr><tr><td>Dozownik do nalewania&nbsp;</td><td>Fischer Naukowy</td><td>&nbsp; 13-683-60C</td><td></td></tr><tr><td>Rękojeść do skalpela</td><td>&nbsp; Beaver-Vistec</td><td>371360</td><td></td></tr><tr><td>Wodorowęglan sodu</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>&nbsp; S5761</td><td></td></tr><tr><td>Płyta mieszadła</td><td>&nbsp; Corning, PC-351</td><td>&nbsp; Nie dotyczy</td><td></td></tr><tr><td>metanosulfonianu trikainy, MS-222</td><td>Western Chemical Inc.</td><td>515388</td><td>Ryby poddane leczeniu przeznaczone do spożycia muszą być trzymane w słodkiej wodzie o temperaturze powyżej 10 stopni C (50&deg; F) przez 21 dni przed użyciem</td></tr><tr><td>Rurka, 6 mm</td><td>N/A</td><td>&nbsp; N/a</td><td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

wszczepienie nowego znacznika mikroakustycznego młodemu minogowi pacyficznemu i węgorzowi amerykańskiemu

Implantation of a New Micro Acoustic Tag in Juvenile Pacific Lamprey and American Eel

Młode minogi pacyficzne i węgorze amerykańskie zostały wykorzystane do oceny laboratoryjnej w celu określenia potencjalnych efektów implantacji znaczników. Technologia telemetrii została zidentyfikowana jako sposób na uzyskanie bardziej szczegółowych informacji o ruchu i zachowaniu w szerszej skali przestrzennej niż jest to możliwe w przypadku innych znanych technologii. Celem tej metody jest dostarczenie szczegółowej instrukcji krok po kroku dotyczącej implantacji znacznika zarówno u minogów, jak i węgorza. W badaniach laboratoryjnych z udziałem aktywnie migrujących młodocianych minogów pacyficznych (120-160 mm) ustaliliśmy, że obecność znacznika nie zmieniła zdolności pływania między oznakowanymi i nieoznakowanymi osobnikami ani nie spowodowała znaczącej utraty znacznika (<3%). Podobne wyniki uzyskano podczas badań laboratoryjnych węgorzy amerykańskich w fazie żółtej (113-175 mm). W ciągu 38-dniowego okresu utrzymywania nie wystąpiła żadna śmiertelność, a utrata znacznika była minimalna (3,8%). Obecność znacznika nie miała znaczącego wpływu na zdolność pływania lub przeżywalność oznakowanych węgorzy w porównaniu z nieoznakowanymi grupami kontrolnymi, a utrata znacznika była minimalna.

Badania laboratoryjne nad młodymi minogami
W 2015 roku w PNNL przeprowadzono badanie mające na celu określenie wykonalności implantacji atrapy znacznika dla lampret/węgorzy u aktywnie migrujących młodzieńczych osobników lamprety pacyficznej. Łącznie 195 osobników lamprety pacyficznej (stadium życiowe macrophthalmia) przetransportowano z miejsca zbioru terenowego do PNNL. Przeprowadzono dwa oddzielne zadania. Pierwszym było określenie reakcji ryb na implantację znacznika. Analizowane zmienne obejmowały utratę znacznika, opóźnioną śmiertelność oraz tempo gojenia u ryb oznakowanych w porównaniu z grupą nieoznakowaną (kontrolną). W ramach drugiego zadania przeprowadzono próby pływackie z rybami oznakowanymi i nieoznakowanymi z kategorii rozmiarowych 10 mm (120-160 mm), aby określić ewentualne niekorzystne skutki związane ze zdolnością do pływania. Masa ryb mieściła się w zakresie od 1,8 do 7,0 g, a obciążenie znacznikami wynosiło od 4,8 do 1,25%. Zdjęcie rentgenowskie ilustrujące położenie znacznika wewnątrz jamy ciała przedstawiono na Rysunku 31. Łącznie dwie ryby utraciły znaczniki w ciągu pierwszych 2 dni przetrzymywania, a w pozostałej części 28-dniowego okresu nie odnotowano dalszych przypadków utraty znaczników. Skumulowana śmiertelność w tym okresie wyniosła 14,3% (7 ryb) dla lampret oznakowanych i 9,6% (5 ryb) dla grupy kontrolnej. Pojedyncze ryby z grupy oznakowanej i kontrolnej umieszczano w komorze pływackiej, gdzie pływały przy stałej prędkości wody 11 cm/s. Przepływ dobrano na podstawie wcześniejszych testów laboratoryjnych, które wskazały na stały ruch pływacki przy dolnej granicy zdolności do pływania długodystansowego9. Średni czas pływania grupy kontrolnej wyniósł 3,15 min (SE = 42,5 s), a średni czas pływania grupy z implantatem wyniósł 2,3 min (SE = 30,2 s), co nie stanowiło istotnej różnicy (t = 0,958; p = 0,172). Wyniki testów wydajności pływackiej nie wykazały istotnej korelacji między długością ryb a czasem trwania pływania (tj. czasem do uderzenia w przeszkodę) ani dla grupy oznakowanej, ani dla kontrolnej (Rysunek 4). Uderzenie w przeszkodę (impingement) zdefiniowano jako stan, w którym ryba nie jest już w stanie pływać przy stałej prędkości wody i spoczywa przy sicie znajdującym się poniżej nurtu.
Badania laboratoryjne nad węgorzem amerykańskim
Aby określić ewentualny wpływ znaczników na wydajność pływania, przeprowadziliśmy testy krytycznej prędkości pływania z wykorzystaniem Ucrit (wskaźnika długotrwałej wydajności pływania) dla sześciu grup wielkościowych (n = 120; 113-175 mm) węgorzy nieoznakowanych i oznakowanych za pomocą znaczników pozornych o wymiarach 11,4 mm x 1,8 mm (długość x średnica)1. Nie stwierdzono istotnych różnic w wartościach Ucrit pomiędzy węgorzami oznakowanymi a nieoznakowanymi, mierzonych w cm/s (Rycina 5), ani w wartościach mediany mierzonych w długości ciała/s dla wszystkich połączonych grup oznakowanych i nieoznakowanych (Rycina 6). Przeprowadziliśmy również długotrwałe utrzymanie oznakowanych węgorzy (38 dni) i nie odnotowano śmiertelności w grupach oznakowanych, a utrata znaczników była niska i wyniosła 3,8% (1 z 26 ryb)1. Na podstawie wyników laboratoryjnych stwierdzamy, że mikroznaczniki akustyczne mogą być skutecznie implantowane u młodocianych węgorzy amerykańskich bez istotnego wpływu na zdolność pływania i długoterminowe przeżycie, przy minimalnej utracie znaczników w okresie ich eksploatacji (30 dni).
<img alt="Proces sekcji minogi z podziałką, przy użyciu precyzyjnych narzędzi chirurgicznych; edukacyjny eksperyment biologiczny." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/59274/59274fig1.jpg" data-altupdatedat="1788282455000" data-alt="Rysunek 1"> 
Rysunek 1. Fotografie przedstawiające sekwencję znakowania w celu implantacji znacznika u młodocianych minóg pacyficznych. (A) Minoga umieszczona na piance. (B) Nacięcie wykonane skalpelem mikrosurgicalnym. (C) Implantacja znacznika. (D) Minoga po znakowaniu. Wszystkie zdjęcia przedstawiają tę samą minogę (148 mm). 
<img alt="Eksperyment chirurgiczny na węgorzu; linijka dla skali; widoczne cięcie chirurgiczne i implant; badanie biologiczne." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/59274/59274fig2.jpg" data-altupdatedat="1788282455000" data-alt="Rycina 2"> 
Rycina 2. Fotografie ilustrujące procedurę znakowania młodocianych węgorzy amerykańskich. (A) Przed nacięciem. (B) Po nacięciu. (C) Po przednim wprowadzeniu znacznika. Wszystkie zdjęcia przedstawiają tego samego węgorza (138 mm). 
<img alt="Rentgen złamania kości długiej z urządzeniem stabilizującym; ocena ortopedyczna, skala odniesienia 24 cm." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/59274/59274fig3.jpg" data-altupdatedat="1788282455000" data-alt="Rysunek 3"> 
Rysunek 3. Zdjęcia rentgenowskie atrapy znacznika dla lampreja/węgorza wewnątrz jamy ciała młodego lampreja pacyficznego.
<img alt="Wykres słupkowy przedstawiający czas do uderzenia w zależności od całkowitej długości; porównanie grupy kontrolnej i grupy oznakowanej." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/59274/59274fig4.jpg" data-altupdatedat="1788282455000" data-alt="Rycina 4"> 
Rycina 4. Szybkość uderzeń w testach wydajności pływania dla lampret kontrolnych (nieoznakowanych) i oznakowanych, z podziałem na kategorie wielkości co 10 mm, z dodatnimi słupkami błędu standardowego. Wielkość próby jest podana na poszczególnych słupkach.
<img alt="Wykres pudełkowy Ucrit w stosunku do długości ryb, porównanie grup oznakowanych i kontrolnych, analiza wydajności." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/59274/59274fig5.jpg" data-altupdatedat="1788282455000" data-alt="Rysunek 5"> 
Rysunek 5. Wykresy pudełkowe krytycznej prędkości pływania dla grup rozmiarowych badanych węgorzy, wyrażone w cm/s dla węgorzy oznakowanych i nieoznakowanych (10 osobników na grupę). Linie wewnątrz każdego pudełka reprezentują medianę; górna i dolna linia reprezentują odpowiednio 75. i 25. percentyl; wąsy wyznaczają 90. percentyl górny i 10. percentyl dolny; wartości odstające przedstawiono w formie zamkniętych okręgów.
<img alt="Wykres pudełkowy porównujący Ucrit pomiędzy grupami z nadajnikami a kontrolną, wizualizujący analizę wyników." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/59274/59274fig6.jpg" data-altupdatedat="1788282455000" data-alt="Rycina 6"> 
Rycina 6. Wykresy pudełkowe krytycznej prędkości pływania w długości ciała/s dla węgorzy z nadajnikami i bez nadajników (po 10 osobników na grupę). Linie wewnątrz każdego pudełka reprezentują medianę; górna i dolna krawędź pudełka reprezentują odpowiednio 75. i 25. percentyl; wąsy wyznaczają 90. i 10. percentyl; wartości odstające przedstawiono w formie zamkniętych kół.

Ten artykuł ilustruje procedurę wszczepienia mikroakustycznego znacznika młodemu minogowi pacyficznemu i węgorzowi amerykańskiemu. Nasza aplikacja opiera się na badaniach laboratoryjnych, które wskazują, że znaczniki akustyczne mogą być z powodzeniem wszczepiane bez widocznego wpływu na zdolność pływania lub przeżywalność oraz minimalnej utraty znaczników.

Wszczepienie nowego znacznika mikroakustycznego młodemu minogowi pacyficznemu i węgorzowi amerykańskiemu

Juvenile Pacific Lamprey and American eels were used for laboratory evaluations to determine potential effects from tag implantation. Telemetry technology ...

Ogólnym celem tej procedury jest wszczepienie miniaturowych znaczników akustycznych w jamach ciała młodych minogów pacyficznych i węgorza amerykańskiego oraz monitorowanie ich zachowania i skutków fizycznych po procesie znakowania. Przeprowadzono liczne badania w celu zrozumienia przeżywalności, zachowania i przemieszczania się ryb w pobliżu struktur rzecznych, takich jak zapory wodne, które mogą utrudniać szlaki migracyjne w górę lub w dół rzeki. Aby pomóc w zaspokojeniu tej bieżącej potrzeby w zakresie użytkowania, Pacific Northwest National Lab opracowało nowy miniaturowy znacznik akustyczny, który został specjalnie zaprojektowany do stosowania u młodych minogów i węgorzy, zwany znacznikiem minoga i węgorza.Metoda ta identyfikuje protokoły stosowania dopuszczalnych dawek, obchodzenia się z rybami bez zranień lub cofania stresu oraz określania optymalnego miejsca, w którym można wszczepić znaczniki. Główną zaletą tej techniki znakowania jest szybkość procesu, ponieważ nie są wymagane żadne szwy. Umiejscowienie znacznika w jamie ciała minimalizuje stres fizjologiczny, sprzyja zatrzymywaniu znaczników i nie powoduje żadnych szkodliwych skutków dla zdolności pływania lub zachowania ryb.Na początek przygotuj znaczniki do implantacji, dezynfekując je. Umieść zawieszki w 70% roztworze etanolu od 20 minut. Następnie usuń metki za pomocą plastikowej pęsety i umieść w małym szklanym naczyniu zawierającym sterylną wodę.Następnie usuń metki i umieść w sterylnym kubku na pigułki. Kolejnym krokiem jest przygotowanie kąpieli znieczulającej, która umożliwia obchodzenie się z rybami i ich znakowanie. W małym plastikowym kubku waż 40 gramów tricainy.Rozpuść proszek w 500-mililitrowej zlewce z wodą z kranu na talerzu mieszającym i mieszadle. Następnie przenieś do plastikowej butelki o pojemności 500 mililitrów, aby uzyskać roztwór podstawowy 80 gramów na litr. Powtórz tę samą procedurę z wodorowęglanem sodu i dodaj do osobnej butelki o pojemności 500 mililitrów.Napełnij 10-litrową plastikową wannę pięcioma litrami wody z tego samego źródła, co ryba, która ma być oznakowana. Dodaj 6,25 mililitra roztworu tricainy i 6,25 mililitra wodorowęglanu sodu, używając miarki do nalewania przymocowanej do górnej części 500-mililitrowych butelek. Powoduje to dawkę 100 miligramów na litr do wanny.Wodorowęglan sodu dodaje się w równej dawce do tricainy, aby utrzymać zrównoważone pH, ponieważ trikaina jest kwaśna. Wymieszaj, aby dokładnie wymieszać roztwór w wannie i mieć dostępną pokrywkę do przykrycia wanny, aby upewnić się, że minóg nie ucieknie podczas przebywania w roztworze znieczulającym. Na tym kończy się przygotowanie roztworu znieczulającego.Umieść pojedynczego minoga w kąpieli anestezjologicznej za pomocą małej siatki do zanurzania. Odczekaj od czterech do pięciu minut, aż minóg zostanie całkowicie zdemobilizowany i przestanie pływać, utrzymując powolny, ale stały ruch skrzeli. Użyj siatki zanurzeniowej, aby usunąć minoga.Wykonaj pomiar długości i masy i zapisz unikalny kod identyfikacyjny znacznika akustycznego. W międzyczasie przygotuj podkładkę piankową o zamkniętych komórkach o grubości 1,3 centymetra, nasączoną najpierw wodą, a następnie 150 mikrolitrami na litr roztworu powłoki ochronnej. Powłoka pomaga przeciwdziałać rozerwaniu błon śluzowych podczas zabiegu chirurgicznego.Ułóż minoga brzuszną stroną do góry na przygotowanej piance. Umieść niewielki odcinek rurki tak, aby regulowany dopływ wody z podwyższonego zbiornika na wodę przepływał przez obszar pyska minoga. Pozwala to na oddychanie, podczas gdy ryba przechodzi implantację znacznika.Następnie zlokalizuj miejsce, w którym ma zostać wykonane nacięcie, około 20 milimetrów za porami skrzelowymi po lewej lub prawej stronie bocznej. Linijka może służyć jako odniesienie lub znaczniki umieszczone na podkładce piankowej. Używając sterylnego skalpela mikrochirurgicznego o średnicy 3,0 milimetra z ostrzem pod kątem 15 stopni, ostrożnie wykonaj otwór o średnicy od 2,5 do trzech milimetrów w kierunku bocznym, upewniając się, że skalpel przecina tylko wewnętrzną ścianę skóry.Następnie ostrożnie umieść zdezynfekowany znacznik z przodu w jamie ciała, ręcznie. Lekko dociśnij miejsce znakowania, aby upewnić się, że znacznik przemieścił się do jamy ciała. Następnie umieść oznaczonego minoga w wiadrze do odzyskiwania, zawierającym świeżą wodę rzeczną z rurką pompy tlenowej i kamieniem napowietrzającym.Upewnij się, że minóg wyzdrowiał po znieczuleniu i przenieś do zbiornika do przyszłych badań. Wykonaj te same kroki, aby oznaczyć węgorza amerykańskiego w fazie żółtej tymi różnicami. Aby osiągnąć dawkę 240 miligramów na litr, należy użyć opisanego wcześniej roztworu znieczulającego zawierającego 80 gramów na litr trikainy i wodorowęglanu sodu.Dodaj 15 mililitrów każdego z nich do pięciolitrowej łaźni wodnej. Nacięcie należy wykonać w odległości 25 milimetrów od podstawy płetwy piersiowej po lewej lub prawej stronie bocznej lub w przybliżeniu 1/3 całkowitej długości węgorza. Upewnij się, że ryby normalnie pływają w pojemniku do odzysku.Rysunek ten ilustruje czas do uderzenia w rurkę pływacką o stałej prędkości wody dla czterech badanych grup wielkości, od 120 do 160 milimetrów. Wyniki nie wykazują statystycznej różnicy między oznaczonymi i nieoznakowanymi grupami kontrolnymi. Rysunek ten ilustruje krytyczną prędkość pływania wyrażoną w długościach ciała na sekundę dla testów przeprowadzanych w komorze pływackiej.Grupy rozmiarów wahają się od 111 do 120 do 161 do 175 milimetrów. Wyniki pokazują, że nie ma statystycznej różnicy między oznaczonymi i nieoznakowanymi grupami kontrolnymi. Rysunek ten przedstawia medianę prędkości pływania w długości ciała na sekundę dla wszystkich badanych grup wielkości.Prędkości wynosiły 4,12 długości ciała na sekundę dla oznakowanych i 3,88 dla grupy kontrolnej. Ponownie, nie ma statystycznej różnicy między grupą oznakowaną a kontrolną. Wyniki tych badań laboratoryjnych wykazują, że procedura znakowania i efekty znakowania nie mają negatywnego wpływu na przeżywalność ryb ani zdolność pływania.Procedura implantacji znaczników była skuteczna w umieszczaniu znaczników w jamie ciała bez powodowania znacznych krwotoków lub infekcji w miejscu znakowania. Czas trwania procesu znakowania, krótszy niż 60 sekund, jest korzystny, ponieważ zmniejsza stres związany ze znieczulaniem ryb. Odkrycia te charakteryzują nowe narzędzie do badań nad przejściami młodocianych minogów i węgorzy i mogą być wykorzystane w przyszłych badaniach.Technologia ta pozwoli naukowcom śledzić ruchy minogów i węgorzy w systemach rzecznych w miarę zbliżania się do zapór wodnych lub innych konstrukcji, które mogą utrudniać przepływ ryb. Z kolei wyniki mogą lepiej informować o decyzjach dotyczących zarządzania, aby pomóc w ochronie tych gatunków na wszystkich etapach ich młodocianego życia.

implantation-new-micro-acoustic-tag-juvenile-pacific-lamprey-american

Research

JoVE Journal

Environment

Środowisko

Opisano technikę implantacji czterech elektrod in vivo w celu monitorowania neuromięśniowej kontroli zachowania żerowania u Aplysia californica.

Wytwarzanie i implantacja elektrod u Aplysia californica do wielokanałowych rejestracji aktywności neuronalnej i mięśniowej u nienaruszonych zwierząt w swobodnym zachowaniu

Transport retrogradny barwnika fluorescencyjnego pozwala na oznakowanie subpopulacji neuronów na podstawie projekcji anatomicznej. Oznakowane aksony mogą być celowane wizualnie in vivo, co umożliwia rejestrację pozakomórkową z zidentyfikowanych aksonów. Technika ta ułatwia rejestrację w przypadkach, gdy neurony nie mogą zostać oznakowane poprzez manipulacje genetyczne lub gdy ich izolacja za pomocą „ślepych” metod in vivo jest utrudniona.

Retrogradne znakowanie fluorescencyjne umożliwia ukierunkowaną zewnątrzkomórkową rejestrację pojedynczych jednostek z zidentyfikowanych neuronów in vivo

Ten film demonstruje rejestrację sygnałów elektrycznych z neuronów doprowadzających u sparaliżowanej larwy danio pręgowanego poprzez umieszczenie mikropipety w pobliżu zwoju linii bocznej i utworzenie luźnej uszczelki do przechwytywania sygnału. Roztwór zewnątrzkomórkowy utrzymuje żywotność neuronów podczas tego procesu.

Monitorowanie sygnałów elektrycznych z neuronów aferentnych w unieruchomionej larwie danio pręgowanego

Minogi odzyskują lokomocję po całkowitym urazie rdzenia kręgowego. Jednak niektóre neurony projekcji rdzeniowej są dobrymi regeneratorami, a inne nie. W artykule przedstawiono techniki przetrzymywania larw minoga morskiego (i niedawno przekształconych osobników dorosłych), wytwarzania kompletnych przekrojów rdzenia kręgowego oraz przygotowania całych mózgów i rdzeni kręgowych do hybrydyzacji in situ.

Kompletny protokół uszkodzenia rdzenia kręgowego i rozwarstwienia mózgu w celu późniejszej hybrydyzacji in situ u larw minoga morskiego

Minóg morski traci pęcherzyk żółciowy i drogi żółciowe podczas metamorfozy, procesu podobnego do atrezji dróg żółciowych u ludzi. Nowa metoda fiksacji i klarowania (CLARITY) została zmodyfikowana w celu wizualizacji całego drzewa żółciowego za pomocą laserowej skaningowej mikroskopii konfokalnej. Ta metoda stanowi potężne narzędzie do badania zwyrodnienia dróg żółciowych.

Nowa metoda doprecyzowywania do wizualizacji zwyrodnienia dróg żółciowych podczas metamorfozy wątroby u minoga morskiego (Petromyzon marinus)

Rejestrowanie prądów Ca2+ na błonie czołowej uwalniania presynaptycznego jest kluczem do precyzyjnego zrozumienia wejścia Ca2+ i uwalniania neuroprzekaźników. Przedstawiamy ostrą dysocjację rdzenia kręgowego minoga, która daje funkcjonalne izolowane aksony siateczkowo-rdzeniowe, umożliwiające zapis bezpośrednio z błony czołowej uwalniającej poszczególne zakończenia presynaptyczne.

Ostra dysocjacja aksonów siateczkowo-rdzeniowych minoga w celu umożliwienia rejestracji z błony czołowej uwalniającej poszczególnych funkcjonalnych zakończeń presynaptycznych

Informujemy tutaj o solidnej i efektywnej ekspresji białek fluorescencyjnych po wstrzyknięciu mRNA do niezapłodnionych oocytów Branchiostoma lanceolatum. Opracowanie techniki mikroiniekcji w tym podstawowym strunacie utoruje drogę dla dalekosiężnych innowacji technicznych w tym powstającym systemie modelowym, w tym obrazowania in vivo i manipulacji specyficznych dla genów.

Ekspresja białek fluorescencyjnych w Branchiostoma lanceolatum przez wstrzyknięcie mRNA do niezapłodnionych oocytów

Opisano szereg podstawowych metod umożliwiających badanie ekologii reprodukcyjnej ryb trzymanych w akwariach. Są to przydatne protokoły do zbierania ryb za pomocą SCUBA, transportu żywych ryb i obserwacji zachowań reprodukcyjnych dziko żyjących ryb trzymanych w akwariach.

Podstawowe metody badania ekologii rozrodu ryb w akwariach

Tutaj prezentujemy protokół do izolacji i charakterystyki struktury, siły węchowej i reakcji behawioralnej domniemanych związków feromonów minogów morskich.

Identyfikacja feromonów minoga morskiego za pomocą frakcjonowania pod kontrolą testów biologicznych

W tym protokole pokazujemy, jak hodować dorosłe osobniki Astyanax mexicanus, hodować larwy i przeprowadzać immunohistochemię na rybach po larwie, aby porównać fenotypy morfotypów powierzchniowych i jaskiniowych.

Hodowla meksykańskiego Tetra Astyanax mexicanus w celu analizy fenotypów postlarwalnych i immunohistochemii całego wierzchowca

Ten artykuł zawiera szczegółową procedurę optymalnych praktyk obsługi i wszczepienia mikroprzekaźnika akustycznego do młodocianych amerykańskich shadów. Wyniki naszego badania laboratoryjnego sugerują, że te techniki znakowania mogą być stosowane w badaniach terenowych młodocianych amerykańskich shad z wysokim prawdopodobieństwem przeżycia.

Techniki obsługi i znakowania do wszczepiania młodocianych American Shad za pomocą nowego mikroprzekaźnika akustycznego

Poznaj technikę wszczepiania mikroznaczników akustycznych młodym minogom pacyficznym i węgorzom amerykańskim. Metoda ta umożliwia monitorowanie zachowań ryb bez wpływu na ich zdolność pływacką.

Wszczepienie nowego znacznika mikroakustycznego młodemu minogowi pacyficznemu i węgorzowi amerykańskiemu

Przeglądaj więcej filmów