Name: Ortotopowy przeszczep nerki szczura: nowatorskie i uproszczone podejście chirurgiczne (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2019-05-07T14:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 15 s
Description: Poznaj uproszczoną metodę ortotopowego przeszczepu nerki u szczura z wykorzystaniem systemu mankietów do anastomozy. Technika ta poprawia perfuzję nerki dawcy i skraca czas reperfuzji.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

playerTrialDesktop

Ta praca została sfinansowana z hojnego daru od Bombeck Family Estate.

Lewis (RT11) i Dark Agouti (DA) (RT1Aa) szczury zostały zakupione od komercyjnych sprzedawców (patrz Tabela Materiałów). Te w pełni niedopasowane do MHC szczepy są często wykorzystywane do badania ostrego odrzucenia alloprzeszczepu nerkowego. Wszystkie zwierzęta były trzymane i utrzymywane zgodnie z wytycznymi National Institutes of Health (NIH) w specjalnym obiekcie wolnym od patogenów na Uniwersytecie Johnsa Hopkinsa. Wszystkie procedury zostały zatwierdzone przez instytucjonalną komisję ds. opieki nad zwierzętami i ich wykorzystania.
1. Procedura dawcy
<ol>
	<li>Przygotuj i autoklawuj wszystkie narzędzia chirurgiczne, które mają być używane w tej procedurze jako środek sterylizacji i używaj jednorazowych sterylnych rękawiczek, aby zapobiec powikłaniom zakaźnym.</li>
	<li>Znieczulić szczura-dawcę przez inhalację izofluranu (indukcja w tempie 3%-4% i leczenie podtrzymujące w stosunku 1%-2%) przez pozostałą część procedury. Wszystkim zwierzętom dawcom i biorcom należy podać prewencyjnie buprenorfinę podskórnie w dawce 0,1 mg/kg masy ciała w celu znieczulenia.</li>
	<li>Teraz ułóż szczura w pozycji leżącej na plecach i unieruchamij kończyny sterylną taśmą maskującą.</li>
	<li>Użyj mechanicznej maszynki do strzyżenia, aby usunąć włosy z okolicy brzucha.
	<ol>
		<li>Nałóż smar do oczu i użyj sterylnej gazy nasączonej jodowidonem, a następnie gazy nasączonej alkoholem izopropylowym, aby wysterylizować pole operacyjne.</li>
		<li>Przed pierwszym nacięciem upewnij się, że szczur jest odpowiednio znieczulony, sprawdzając brak odruchu wycofania się z palca u nogi.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Za pomocą nożyczek zacznij od wykonania dużego podłużnego nacięcia skóry i mięśni linii środkowej od spojenia łonowego do mieczykowatego i wejdź do jamy otrzewnej.</li>
	<li>Włożyć dwa retraktory po obu stronach ściany brzucha, aby odsłonić jamę brzuszną.</li>
	<li>Przykryj jelito wilgotną, sterylną gazą i przenieś ją na prawą boczną stronę brzucha, odsłaniając aortę, żyłę główną i lewą nerkę. Nałóż 1 ml podgrzanej soli fizjologicznej za pomocą strzykawki o pojemności 1 cm3, aby jelita i narządy jamy brzusznej były wilgotne i miały normalną temperaturę.
	<ol>
		<li>Zastosuj drugą wilgotną gazę, aby przykryć i zmobilizować żołądek i śledzionę czaszki do nerki oraz małą wilgotną gazę, aby przykryć odsłoniętą nerkę (<silna klasa = "xfig">Rysunek 1A).</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Użyj mikrochirurgicznych kleszczy preparacyjnych, aby wyizolować i zmobilizować lewą tętnicę nerkową i żyłę od tkanki łącznej i od siebie nawzajem. Izoluj lewą żyłę nerkową przez kauteryzację lewej żyły gonadalnej i izoluj lewą tętnicę nerkową przez kauteryzację tętnicy nadnerczowej. Następnie zmobilizuj aortę i żyłę główną górną i dolną lewej szypułki nerkowej, preparując tkankę łączną za pomocą kleszczy preparacyjnych (<silna klasa = "xfig">Rysunek 1B).</li>
	<li>Podzielić i zmobilizować moczowód od tkanki łącznej za pomocą kleszczy preparacyjnych i wykonać ukośne nacięcie na długości 2 cm mierzonej od miedniczki nerkowej za pomocą mikronożyczek. Włóż mankiet poliamidowy (patrz tabela materiałów) do połowy do moczowodu i zabezpiecz mankiet, umieszczając węzeł z 8-0 szew jedwabny (<klasa mocna="xfig">Rysunek 1C). 
	UWAGA: Ważne jest, aby nie usuwać całego tłuszczu i tkanki łącznej z moczowodu, ponieważ zapewniają one ochronę przed niedrożnością spowodowaną zrostami, a ich usunięcie może spowodować martwicę moczowodu. Zwróć szczególną uwagę na zachowanie naczynia dostarczającego tlen do moczowodu.</li>
	<li>Zmobilizuj lewą nerkę, oddzielając ją od tłuszczu okołonerkowego za pomocą kleszczy preparacyjnych lub mikronożyczek. Pozostaw torebkę tłuszczową nerki przyczepioną i użyj tego miejsca do obchodzenia się z nerką.
	<ol>
		<li>Odsłonić żyłę główną dolną.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Podać 200 jednostek heparyny za pomocą strzykawki z igłą 27 G przez żyłę prącia. Uciskać miejsce wstrzyknięcia bawełnianym wacikiem przez co najmniej 1 minutę, aby zapobiec krwawieniu.</li>
	<li>Zidentyfikuj żyłę wrotną (pv) i żyłę główną dolną (ivc) (<silna klasa="xfig">Rysunek 1D). Przepłukać nerkę, wstrzykując 50 ml zimnej soli fizjologicznej zmieszanej z 500 jednostkami heparyny do żyły wrotnej za pomocą igły 16 G (<silna klasa = "xfig">Ryc. 1E). Przed płukaniem należy przeciąć żyłę główną dolną na poziomie podwątrobowym i żyłę wrotną ogonową w miejscu wprowadzenia igły, aby umożliwić krew opuszczenie krążenia. Rozpocznij płukanie nerek, stopniowo podając roztwór soli fizjologicznej. Obserwuj zmianę koloru nerki z ciemnoczerwonego na jednolity szary i blady kolor (<silna klasa="xfig">Ryc. 1F).</li>
	<li>Po przepłukaniu podwiązać tętnicę nerkową i żyłę proksymalną do aorty i żyły głównej i umieścić przepłukaną nerkę na szalce Petriego w zimnym roztworze soli fizjologicznej na lodzie. <silna klasa="xfig">Rysunek 2A przedstawia schematyczny przegląd procedury dawstwa.</li>
	<li>Gdy nerka znajdzie się w zimnym roztworze soli fizjologicznej, zamocuj i unieruchomij uchwyt mankietu żylnego (patrz Tabela materiałów) i delikatnie przeciągnij żyłę nerkową przez mankiet. Następnie przymocuj żyłę nerkową nad mankietem, umieszczając trzy węzły za pomocą jedwabnego szwu z ośmioma zerami (ryc. 2B). 
UWAGA: Zwróć szczególną uwagę na orientację żyły podczas zabezpieczania jej na miejscu. Zwinięte żyły powodują utrudnienie przepływu krwi i prowadzą do zakrzepicy.</li>
</ol>
2. Procedura odbiorcy
<ol>
	<li>Powtórz kroki 1.1–1.11 z procedury dawstwa.</li>
	<li>Umieść dwa atraumatyczne zaciski mikronaczyniowe na lewej tętnicy nerkowej i żyle proksymalnej do aorty i żyły głównej (<silna klasa = "xfig">Rysunek 3A).</li>
	<li>Podwiązać żyłę nerkową biorcy proksymalnie do wlotu nerki. Przepłukać żyłę nerkową heparynizowaną solą fizjologiczną, aby usunąć całą pozostałą krew z naczynia.</li>
	<li>Nasunąć podwiązaną żyłę nerkową na mankietową żyłę nerkową umieszczoną wcześniej w nerce dawcy i zabezpieczyć ją za pomocą 8-0 szew jedwabny (<silna klasa="xfig">Rysunek 3B). Zachowaj tę samą orientację pozycyjną podczas zabezpieczania żyły nerkowej nad mankietem.</li>
	<li>Podwiązać moczowód na poziomie dolnego bieguna lewej nerki. Zmobilizuj nerkę z tłuszczu okołonerkowego.</li>
	<li>Podwiązać tętnicę nerkową proksymalnie do wlotu nerki biorcy. Przepłucz go heparynizowaną solą fizjologiczną, aby usunąć nadmiar krwi z naczynia. Wykonaj zespolenie od końca do końca tętnicy nerkowej z 8 do 10 przerwanymi szwami za pomocą nylonowego szwu 10-0 (<silna klasa = "xfig">Rysunek 3C). Manewruj tętnicą za pomocą warstwy przybyszowej.</li>
	<li>Usuń zaciski naczynia, aby ponownie zainicjować reperfuzję nerki. Zacznij od usunięcia zacisku na żyle, a następnie zacisku na tętnicy (<silna klasa = "xfig" >Rysunek 3D). Użyj sterylnego bawełnianego wacika, aby lekko docisnąć wszelkie sączące się obszary wokół obszaru zespolenia. Kilka minut powinno wystarczyć do uzyskania opatentowanego zespolenia.</li>
	<li>Krótko obserwować nerkę, aby ocenić, czy jest odpowiednia perfuzja. Bezpośrednio po reperfuzji nerka powinna zmienić kolor i stopniowo odzyskiwać swój naturalny ciemnoczerwony kolor po kilku minutach (<silna klasa="xfig">Rysunek 3E). Czasami obserwuje się widoczną perystaltykę moczowodu i produkcję moczu na miejscu.</li>
	<li>Zakończ poprzez włożenie odsłoniętej końcówki mankietu moczowodowego do moczowodu biorcy i zabezpiecz moczowód biorcy za pomocą 8-0 szew jedwabny (<silna klasa="xfig">Rysunek 2C i <silna klasa="xfig">Rysunek 3F).</li>
	<li>Aby utrzymać moczowody dawcy i biorcy na miejscu, należy przywiązać do siebie końce każdej strony moczowodu.</li>
	<li>Opcjonalnie prawa nerka może zostać poddana nefrektomii, wiążąc prawą tętnicę nerkową i żyłę jedwabnym szwem 4-0 i usuwając nerkę.</li>
	<li>Usuń wszystkie gazy z jamy brzusznej, przywróć wszystkie narządy do ich naturalnej pozycji, spryskaj jelita 1 ml soli fizjologicznej, aby były wilgotne, i zamknij brzuch za pomocą wchłanialnego szwu 4-0 na mięśniu prostym i szwu jedwabnego 4-0, aby zamknąć warstwę skóry w przerwany sposób.</li>
</ol>
3. Opieka pooperacyjna
<ol>
	<li>Umieść zwierzę w czystej klatce z dostępem do wody i pożywienia ad libitum i pozwól mu dojść do siebie na poduszce grzewczej o temperaturze 37 °C.</li>
	<li>Należy wstrzyknąć podskórnie 0,1 mg/kg buprenorfiny w celu złagodzenia analgezji i monitorować stan zdrowia zwierzęcia. W ciągu najbliższych kilku dni może być konieczne podanie dodatkowych leków przeciwbólowych, w zależności od objawów dyskomfortu lub bólu. Antybiotyki nie są rutynowo podawane, ponieważ powikłania infekcyjne są rzadkie.</li>
	<li>Obserwuj powrót do zdrowia przez 1–2 godziny przed powrotem zwierzęcia do pomieszczenia dla zwierząt. Sprawdzaj zwierzę 2-3 razy dziennie przez pierwsze 24 godziny, a następnie przeprowadzaj codzienną kontrolę. Zwróć uwagę na oznaki bólu i niepokoju, spożycie doustne i wydalanie moczu.</li>
	<li>Zdejmij szwy 7–10 dni po operacji.</li>
</ol>

<ol><li>Billingham, R. E., Brent, L., Medawar, P. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Actively+acquired+tolerance+of+foreign+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Actively acquired tolerance of foreign cells.</a> Nature. 172 (4379), 603-606 (1953).</li>
<li>Murray, J. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Organ+transplantation+%28skin%2C+kidney%2C+heart%29+and+the+plastic+surgeon%5BTitle%5D)+AND+%22Plastic+and+Reconstructive+Surgery%22%5BJournal%5D)">Organ transplantation (skin, kidney, heart) and the plastic surgeon.</a> Plastic and Reconstructive Surgery. 47 (5), 425-431 (1971).</li>
<li>Liu, F., Kang, S. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Heterotopic+heart+transplantation+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Heterotopic heart transplantation in mice.</a> Journal of Visualized Experiments. (6), e238(2007).</li>
<li>Ruzza, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Heterotopic+heart+transplantation+in+rats%3A+improved+anesthetic+and+surgical+technique%5BTitle%5D)+AND+%22Transplant+Proceedings%22%5BJournal%5D)">Heterotopic heart transplantation in rats: improved anesthetic and surgical technique.</a> Transplant Proceedings. 42 (9), 3828-3832 (2010).</li>
<li>Oldani, G., Lacotte, S., Morel, P., Mentha, G., Toso, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Orthotopic+liver+transplantation+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Orthotopic liver transplantation in rats.</a> Journal of Visualized Experiments. (65), e4143(2012).</li>
<li>Lang, K. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Immunoprivileged+status+of+the+liver+is+controlled+by+Toll-like+receptor+3+signaling%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Clinical+Investigation%22%5BJournal%5D)">Immunoprivileged status of the liver is controlled by Toll-like receptor 3 signaling.</a> Journal of Clinical Investigation. 116 (9), 2456-2463 (2006).</li>
<li>Sun, Z., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Recruitment+of+host+progenitor+cells+in+rat+liver+transplants%5BTitle%5D)+AND+%22Hepatology%22%5BJournal%5D)">Recruitment of host progenitor cells in rat liver transplants.</a> Hepatology. 49 (2), 587-597 (2009).</li>
<li>Orlando, G., Soker, S., Wood, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Operational+tolerance+after+liver+transplantation%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Hepatolgy%22%5BJournal%5D)">Operational tolerance after liver transplantation.</a> Journal of Hepatolgy. 50 (6), 1247-1257 (2009).</li>
<li>Lodhi, S. A., Lamb, K. E., Meier-Kriesche, H. U. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Solid+organ+allograft+survival+improvement+in+the+United+States%3A+the+long-term+does+not+mirror+the+dramatic+short-term+success%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Transplantation%22%5BJournal%5D)">Solid organ allograft survival improvement in the United States: the long-term does not mirror the dramatic short-term success.</a> American Journal of Transplantation. 11 (6), 1226-1235 (2011).</li>
<li>Engels, E. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Spectrum+of+cancer+risk+among+US+solid+organ+transplant+recipients%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+the+American+Medical+Association%22%5BJournal%5D)">Spectrum of cancer risk among US solid organ transplant recipients.</a> Journal of the American Medical Association. 306 (17), 1891-1901 (2011).</li>
<li>Kasiske, B. L., Snyder, J. J., Gilbertson, D., Matas, A. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Diabetes+mellitus+after+kidney+transplantation+in+the+United+States%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Transplantation%22%5BJournal%5D)">Diabetes mellitus after kidney transplantation in the United States.</a> American Journal of Transplantation. 3 (2), 178-185 (2003).</li>
<li>de Mattos, A. M., Olyaei, A. J., Bennett, W. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Nephrotoxicity+of+immunosuppressive+drugs%3A+long-term+consequences+and+challenges+for+the+future%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Kidney+Diseases%22%5BJournal%5D)">Nephrotoxicity of immunosuppressive drugs: long-term consequences and challenges for the future.</a> American Journal of Kidney Diseases. 35 (2), 333-346 (2000).</li>
<li>Hu, X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Chimeric+Allografts+Induced+by+Short-Term+Treatment+With+Stem+Cell-Mobilizing+Agents+Result+in+Long-Term+Kidney+Transplant+Survival+Without+Immunosuppression%3A+A+Study+in+Rats%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Transplantation%22%5BJournal%5D)">Chimeric Allografts Induced by Short-Term Treatment With Stem Cell-Mobilizing Agents Result in Long-Term Kidney Transplant Survival Without Immunosuppression: A Study in Rats.</a> American Journal of Transplantation. 16 (7), 2055-2065 (2016).</li>
<li>Shrestha, B., Haylor, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Experimental+rat+models+of+chronic+allograft+nephropathy%3A+a+review%5BTitle%5D)+AND+%22International+Journal+of+Nephrology+and+Renovascular+Disease%22%5BJournal%5D)">Experimental rat models of chronic allograft nephropathy: a review.</a> International Journal of Nephrology and Renovascular Disease. 7, 315-322 (2014).</li>
<li>Fu, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Successful+transplantation+of+kidney+allografts+in+sensitized+rats+after+syngeneic+hematopoietic+stem+cell+transplantation+and+fludarabine%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Transplantation%22%5BJournal%5D)">Successful transplantation of kidney allografts in sensitized rats after syngeneic hematopoietic stem cell transplantation and fludarabine.</a> American Journal of Transplantation. 14 (10), 2375-2383 (2014).</li>
<li>Grau, V., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Immune+Complex-Type+Deposits+in+the+Fischer-344+to+Lewis+Rat+Model+of+Renal+Transplantation+and+a+Subset+of+Human+Transplant+Glomerulopathy%5BTitle%5D)+AND+%22Transplantation%22%5BJournal%5D)">Immune Complex-Type Deposits in the Fischer-344 to Lewis Rat Model of Renal Transplantation and a Subset of Human Transplant Glomerulopathy.</a> Transplantation. 100 (5), 1004-1014 (2016).</li>
<li>Vogelbacher, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Bortezomib+and+sirolimus+inhibit+the+chronic+active+antibody-mediated+rejection+in+experimental+renal+transplantation+in+the+rat%5BTitle%5D)+AND+%22Nephrology+Dialysis+Transplantation%22%5BJournal%5D)">Bortezomib and sirolimus inhibit the chronic active antibody-mediated rejection in experimental renal transplantation in the rat.</a> Nephrology Dialysis Transplantation. 25 (11), 3764-3773 (2010).</li>
<li>Fisher, B., Lee, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microvascular+surgical+techniques+in+research%2C+with+special+reference+to+renal+transplantation+in+the+rat%5BTitle%5D)+AND+%22Surgery%22%5BJournal%5D)">Microvascular surgical techniques in research, with special reference to renal transplantation in the rat.</a> Surgery. 58 (5), 904-914 (1965).</li>
<li>Mahabir, R. N., Guttmann, R. D., Lindquist, R. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Renal+transplantation+in+the+inbred+rat.+X.+A+model+of+%22weak+histoincompatibility%22+by+major+locus+matching%5BTitle%5D)+AND+%22Transplantation%22%5BJournal%5D)">Renal transplantation in the inbred rat. X. A model of "weak histoincompatibility" by major locus matching.</a> Transplantation. 8 (4), 369-378 (1969).</li>
<li>Wang, J. J., Hockenheimer, S., Bickerstaff, A. A., Hadley, G. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Murine+renal+transplantation+procedure%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Murine renal transplantation procedure.</a> Journal of Visualized Experiments. (29), e1150(2009).</li>
<li>Bickerstaff, A. A., Wang, J. J., Pelletier, R. P., Orosz, C. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Murine+renal+allografts%3A+spontaneous+acceptance+is+associated+with+regulated+T+cell-mediated+immunity%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Immunology%22%5BJournal%5D)">Murine renal allografts: spontaneous acceptance is associated with regulated T cell-mediated immunity.</a> Journal of Immunology. 167 (9), 4821-4827 (2001).</li>
<li>Silber, S. J., Crudop, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Kidney+transplantation+in+inbred+rats%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Surgery%22%5BJournal%5D)">Kidney transplantation in inbred rats.</a> American Journal of Surgery. 125 (5), 551-553 (1973).</li>
<li>D'Silva, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rat+kidney+transplantation+update+with+special+reference+to+vesical+calculi%5BTitle%5D)+AND+%22Microsurgery%22%5BJournal%5D)">Rat kidney transplantation update with special reference to vesical calculi.</a> Microsurgery. 11 (2), 169-176 (1990).</li>
<li>Yin, M., Booster, M. H., Bogaard, A. E. J. M., Kootstra, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+simple+technique+to+harvest+two+kidneys+from+one+donor+rat+for+transplantation%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+Animal%22%5BJournal%5D)">A simple technique to harvest two kidneys from one donor rat for transplantation.</a> Lab Animal. 28 (4), 387-390 (1994).</li>
<li>Lopez-Neblina, F., Toledo-Pereyra, L. H., Suzuki, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ultrarapid+orthotopic+technique+for+renal+transplantation+in+the+rat%5BTitle%5D)+AND+%22Microsurgery%22%5BJournal%5D)">Ultrarapid orthotopic technique for renal transplantation in the rat.</a> Microsurgery. 15 (4), 274-278 (1994).</li>
<li>Blom, D., Orloff, M. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+more+versatile+and+reliable+method+for+renal+transplantation+in+the+rat%5BTitle%5D)+AND+%22Microsurgery%22%5BJournal%5D)">A more versatile and reliable method for renal transplantation in the rat.</a> Microsurgery. 18 (4), 267-269 (1998).</li>
<li>Engelbrecht, G., Kahn, D., Duminy, F., Hickman, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((New+rapid+technique+for+renal+transplantation+in+the+rat%5BTitle%5D)+AND+%22Microsurgery%22%5BJournal%5D)">New rapid technique for renal transplantation in the rat.</a> Microsurgery. 13 (6), 340-344 (1992).</li>
<li>Kline, R., Churchill, M., Churchill, P., Bidani, A., Schwartz, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((High+osmolality-low+pH+flush+solutions+improve+renal+transplant+function+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Urology+Research%22%5BJournal%5D)">High osmolality-low pH flush solutions improve renal transplant function in rats.</a> Urology Research. 19 (2), 81-86 (1991).</li>
<li>Fray, J. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mechanism+by+which+renin+secretion+from+perfused+rat+kidneys+is+stimulated+by+isoprenaline+and+inhibited+by+high+perfusion+pressure%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+Physiology%22%5BJournal%5D)">Mechanism by which renin secretion from perfused rat kidneys is stimulated by isoprenaline and inhibited by high perfusion pressure.</a> The Journal of Physiology. 308, 1-13 (1980).</li>
<li>Fry, D. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Acute+vascular+endothelial+changes+associated+with+increased+blood+velocity+gradients%5BTitle%5D)+AND+%22Circulation+Research%22%5BJournal%5D)">Acute vascular endothelial changes associated with increased blood velocity gradients.</a> Circulation Research. 22 (2), 165-197 (1968).</li>
<li>Pahlavan, P. S., Smallegange, C., Adams, M. A., Schumacher, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Kidney+transplantation+procedures+in+rats%3A+assessments%2C+complications%2C+and+management%5BTitle%5D)+AND+%22Microsurgery%22%5BJournal%5D)">Kidney transplantation procedures in rats: assessments, complications, and management.</a> Microsurgery. 26 (5), 404-411 (2006).</li>
<li>Savas, C. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Renal+transplantation+in+the+rat--a+new+simple%2C+non-suture+technique%5BTitle%5D)+AND+%22Urology+Research%22%5BJournal%5D)">Renal transplantation in the rat--a new simple, non-suture technique.</a> Urology Research. 13 (2), 91-93 (1985).</li>
<li>Fabre, J., Lim, S. H., Morris, P. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Renal+transplantation+in+the+rat%3A+details+of+a+technique%5BTitle%5D)+AND+%22The+Austalian+and+New+Zealand+Journal+of+Surgery%22%5BJournal%5D)">Renal transplantation in the rat: details of a technique.</a> The Austalian and New Zealand Journal of Surgery. 41 (1), 69-75 (1971).</li>
<li>Cameron, A. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Chimeric+Allografts+Induced+by+Short-Term+Treatment+With+Stem+Cell+Mobilizing+Agents+Result+in+Long-Term+Kidney+Transplant+Survival+Without+Immunosuppression%3A+II%2C+Study+in+Miniature+Swine%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Transplantation%22%5BJournal%5D)">Chimeric Allografts Induced by Short-Term Treatment With Stem Cell Mobilizing Agents Result in Long-Term Kidney Transplant Survival Without Immunosuppression: II, Study in Miniature Swine.</a> American Journal of Transplantation. 16 (7), 2066-2076 (2016).</li>
</ol>

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

W tym manuskrypcie szczegółowo opisujemy metodę chirurgiczną ortotopowego KT u szczurów, w tym cały niezbędny sprzęt potrzebny do wykonania tego zabiegu (ryc. 5). W 1965 roku Fisher i Lee opublikowali pierwszy raport na temat KT u szczurów, który stał się początkiem ekscytującej dziedziny badawczej. Od tego czasu wprowadzono wiele modyfikacji mających na celu poprawę odtwarzalności tego modelu. Posłużył jako skuteczny model zwierzęcy do badania uszkodzenia niedokrwien...

Historycznie, pierwsze badania odrzucenia przeszczepu zostały przeprowadzone przez Brenta i Medawara przy użyciu przeszczepów skóry u gryzoni1. Wkrótce stało się jasne, że skóra ma wyraźne cechy immunologiczne, co czyni ją wysoce immunogennym narządem, który różni się odrzuceniem od innych unaczynionych narządów stałych2. Badania na szczurach dotyczące odrzucenia przeszczepu narządów litych są zwykle ograniczone do przeszczepów serca, wątroby i nerek. Chociaż każdy z tych narządów nadaje się do badania odrzucenia, każdy z nich ma zalety i wady. Przeszczepy serca są często przeszczepiane do jamy brzusznej i zespolenia z aortą i żyłą główną, z założonym rodzimym sercem biorcy3. Nie odtwarza to ludzkich warunków klinicznych, anatomicznych i fizjologicznych. Dodatkowo, serca są bardzo wrażliwe na zimne niedokrwienie i muszą być preferencyjne w ciągu 1 godziny, aby móc odzyskać swoją funkcję4. Przeszczepy wątroby są ogólnie uważane za chirurgicznie trudniejsze i wrażliwe na czas. Po usunięciu natywnej wątroby, wątroba dawcy musi zostać wszczepiona i ponownie sfuderowana w ciągu 30 minut, ponieważ biorcy nie mogą dłużej wytrzymać bez działającej wątroby5. Tętnica wątrobowa, żyła wrotna, a zwłaszcza rekonstrukcja dróg żółciowych wymaga wyrafinowanych umiejętności chirurgicznych. Oprócz wyzwań chirurgicznych, wiadomo, że wątroba ma właściwości tolerogenne, a gryzonie i ludzie mogą stać się tolerancyjni operacyjnie6,7,8. Nerka, w przeciwieństwie do wyżej wymienionych narządów, może być przeszczepiona w sposób ortotopowy, wiadomo, że jest narządem immunogennym ze stałymi, powtarzalnymi epizodami odrzucenia (jeśli nie jest immunosupresyjna) i pozwala na przedłużone zimne niedokrwienie trwające kilka godzin. To sprawia, że przeszczep nerki u szczura jest idealnym modelem do badania odrzucenia i tolerancji przeszczepu allogenicznego.
Przeszczep nerki (KT) jest preferowanym wyborem leczenia dla pacjentów ze schyłkową niewydolnością nerek. W ciągu ostatnich kilku dekad wyniki przeżycia krótkoterminowego po KT znacznie się poprawiły, ale wyniki przeżycia długoterminowego są w stagnacji9. Konwencjonalne schematy immunosupresyjne pozostają standardową terapią zapobiegającą odrzuceniu przeszczepu. Jednak przewlekłe stosowanie terapii immunosupresyjnych powoduje znaczną zachorowalność i śmiertelność, taką jak nefrotoksyczność, cukrzyca i wtórne nowotwory złośliwe10,11,12. W dłuższej perspektywie przewlekłe odrzucenie przeszczepu za pośrednictwem przeciwciał i komórek zagraża przeżyciu przeszczepu, przy ograniczonych dostępnych opcjach terapeutycznych.
Głównym celem transplantacji jest zwiększenie tolerancji przeszczepu, aby wyeliminować potrzebę przewlekłej immunosupresji. Model KT u szczura jest solidnym narzędziem do badania procesu odrzucenia immunologicznego oraz do oceny nowych podejść do immunomodulacji i tolerancji przeszczepu. Szczur służy również jako odpowiedni model do badania ostrego i przewlekłego odrzucenia za pośrednictwem komórek i przeciwciał13,14,15,16,17. Ten model chirurgiczny okazał się niezawodnym, powtarzalnym i opłacalnym narzędziem do badania różnych aspektów odrzucania i tolerancji przeszczepu allogenicznego. Jest często używany do testowania nowatorskich protokołów indukujących tolerancję przed podjęciem kosztownych i kłopotliwych badań na dużych zwierzętach. Wykonanie KT u szczurów wymaga rozległego szkolenia chirurgicznego i specjalistycznej wiedzy, aby osiągnąć wskaźniki przeżycia na poziomie >90%. W tym manuskrypcie i w towarzyszącym mu filmie instruktażowym przedstawiamy krok po kroku zarys ortotopowego KT u szczura, który z powodzeniem wykonywany jest od wielu lat w naszej placówce.
Przed rozpoczęciem jakiejkolwiek procedury, wybór dawcy i biorcy jest krytyczny i zależy od charakteru eksperymentu. Idealnie, dawcy i biorcy powinni ważyć od 220 do 260 g i być w wieku od 8 do 12 tygodni. Zwierzęta o wadze poniżej 220 g mają tętnice, żyły i moczowody o małej średnicy, co sprawia, że zespolenie u biorcy jest szczególnie trudne. Niewielka utrata krwi może powodować hipowolemię i prowadzić do śmierci u mniejszych zwierząt. Zwierzęta cięższe niż 260 g wykazują więcej tłuszczu wokół naczyń, a izolacja naczyń będzie wymagała więcej czasu na operację i wydłuży czas niedokrwienia zimna.

<table><tbody><tr><td>Buprenorfina HCL</td><td>Reckitt Benckiser Healthcare UK</td><td>NDC12496-0757-5</td><td></td></tr><tr><td>Kleszcze preparacyjne, zakrzywione</td><td>Zhenbang, Chiny</td><td></td><td>11cm Uchwyt płaski&nbsp;</td></tr><tr><td>Heparyna sodowa do wstrzykiwań USP</td><td>Sagent Pharmaceuticals&nbsp;</td><td>NDC25021-400-10</td><td></td></tr><tr><td>Mikroszczypce, proste, gładkie</td><td>Jingzhong, Chiny</td><td>WA3010</td><td></td></tr><tr><td>Mikro uchwyt na igły</td><td>Jingzhong, Chiny</td><td>WA2010</td><td></td></tr><tr><td>Zaciski do mikronaczyń</td><td>Jingzhong, Chiny</td><td>WA40120</td><td></td></tr><tr><td>Mikro sprężyna 1</td><td>ROBOZ</td><td>RS-5620</td><td></td></tr><tr><td>Mikro sprężyna 2</td><td>FST</td><td>91501-09</td><td></td></tr><tr><td>Mikro sprężyna sciccor 3</td><td>Zhenbang, Chiny</td><td></td><td>8,5 cm Vannas, zakrzywiony</td></tr><tr><td>Prograf (Tacrolimus/FK506)</td><td>Astellas</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Rats</td><td>Charles River & Nauki biologiczne Taconic&nbsp;</td><td>LEW/Crl & DA-M&nbsp;</td><td></td></tr><tr><td>Golarka</td><td>Wahl</td><td>79600-2101</td><td></td></tr><tr><td>Szew 4-0</td><td>Ethicon</td><td>J304H</td><td></td></tr><tr><td>Szew, 4-0&nbsp;</td><td>Nici Ethicon</td><td>683G</td><td></td></tr><tr><td>, 10-0&nbsp;</td><td>Ethicon</td><td>2820G</td><td></td></tr><tr><td>Strzykawki i Igły</td><td>Gwint BD</td><td></td><td></td></tr><tr><td>, 8-0</td><td>Ashaway</td><td>75290</td><td></td></tr><tr><td>Mankiet moczowodowy</td><td>Microlumen</td><td>160-1</td><td>Rurka polimidowa, średnica 0,41 mm&nbsp;</td></tr><tr><td>Mankiet żylny</td><td>Intramedic BD</td><td>7441</td><td>PE-200 Rurka polietylenowa nienieprzepuszczająca promieni rentgenowskich ID: 1,4 mm, OD: 1,9 mm</td></tr></tbody></table>

ortotopowy przeszczep nerki szczura: nowatorskie i uproszczone podejście chirurgiczne

Orthotopic Rat Kidney Transplantation: A Novel and Simplified Surgical Approach

Przeszczep nerki oferuje zwiększone wskaźniki przeżycia i lepszą jakość życia dla pacjentów ze schyłkową niewydolnością nerek, w porównaniu z jakimkolwiek rodzajem terapii nerkozastępczej. W ciągu ostatnich kilku dekad model przeszczepu nerki u szczura był wykorzystywany do badania immunologicznych zjawisk odrzucenia i tolerancji. Model ten stał się niezastąpionym narzędziem do testowania nowych leków i schematów immunomodulujących przed przystąpieniem do kosztownych przedklinicznych badań na dużych zwierzętach.
Ten protokół dostarcza szczegółowego przeglądu tego, jak niezawodnie przeprowadzić ortotopowy przeszczep nerki u szczurów. Protokół ten obejmuje trzy charakterystyczne etapy, które zwiększają prawdopodobieństwo sukcesu: perfuzję nerki dawcy poprzez przepłukanie przez żyłę wrotną oraz zastosowanie systemu mankietów do zespolenia żył nerkowych i moczowodów, skracając w ten sposób czas niedokrwienia zimna i ciepłego. Stosując tę technikę, osiągnęliśmy wskaźniki przeżycia powyżej 6 miesięcy z prawidłową kreatyniną w surowicy u zwierząt z syngenicznym lub tolerancyjnym przeszczepem nerki. W zależności od celu badania, model ten może być modyfikowany przez leczenie przed lub po przeszczepie w celu zbadania ostrego, przewlekłego, komórkowego lub wywołanego przeciwciałami odrzucenia. Jest to powtarzalny, niezawodny i ekonomiczny model zwierzęcy do badania różnych aspektów przeszczepu nerki.

Przeprowadziliśmy syngeniczne (N = 5) oraz allogeniczne przeszczepy nerek (N = 5). Zwierzęta po przeszczepie syngenicznym osiągnęły długotrwałe przeżycie bez żadnego leczenia immunosupresyjnego. Zwierzęta, które otrzymały przeszczep allogeniczny bez immunosupresji, odrzuciły graft i zmarły z powodu niewydolności nerek, przy czym mediana przeżycia wyniosła 8 dni (Rysunek 4A). Średnie stężenie kreatyniny w surowicy wzrosło nieznacznie w grupie syngenicznej, n...

Celem tego manuskryptu i protokołu jest szczegółowe wyjaśnienie i demonstracja procedury chirurgicznej ortotopowego przeszczepu nerki u szczurów. Metoda ta jest uproszczona w celu uzyskania prawidłowej perfuzji nerki dawcy i skrócenia czasu reperfuzji poprzez zastosowanie techniki zespolenia mankietu żylnego i moczowodowego.

Ortotopowy przeszczep nerki szczura: nowatorskie i uproszczone podejście chirurgiczne

Kidney transplantation offers increased survival rates and improved quality of life for patients with end-stage renal disease, as compared to any type of ...

Nasze laboratorium w Johns Hopkins wykonuje przeszczepy nerek i wątroby małych zwierząt z ponad dwudziestoletnim doświadczeniem. Ten konkretny protokół określa kluczowe kroki, które są niezbędne do pomyślnego przeprowadzenia ortotopowego przeszczepu nerki u szczurów. Aby zwiększyć prawdopodobieństwo i powtarzalność sukcesu, nasz protokół obejmuje trzy charakterystyczne etapy: perfuzję nerki dawcy przez żyłę wrotną oraz zastosowanie systemu mankietów do zespolenia żył nerkowych i moczowodów.Tę procedurę zademonstruje dr Le Qi, doktorant w naszym laboratorium. Aby rozpocząć tę procedurę, znieczul szczura dawcę zgodnie z opisem w protokole tekstowym. Ułóż szczura w pozycji leżącej na plecach i unieruchamij kończyny sterylną taśmą maskującą.Nałóż smar do oczu i wysterylizuj pole operacyjne zgodnie z opisem w protokole tekstowym. Przed pierwszym nacięciem upewnij się, że szczur jest odpowiednio znieczulony, sprawdzając brak odruchu wycofania się z palca u nogi. Za pomocą nożyczek zacznij od wykonania dużego podłużnego nacięcia skóry i mięśni w linii środkowej od spojenia łonowego do mieczykowatego i wejdź do jamy otrzewnej.Przykryj jelito wilgotną, sterylną gazą i przenieś ją na prawą b

orthotopic-rat-kidney-transplantation-novel-simplified-surgical

Research

JoVE Journal

Medicine

Medycyna

Przedstawiamy łatwą do wdrożenia modyfikację klasycznej techniki dwóch mankietów stosowanej w ortotopowym przeszczepieniu wątroby u szczura.

Ortotopowa transplantacja wątroby u szczurów

Ortotopowe przeszczepienie wątroby u szczurów jest niezbędnym modelem eksperymentalnym w badaniach biomedycznych. W niniejszym materiale przedstawiamy procedury chirurgiczne ortotopowego przeszczepienia wątroby szczura z rekonstrukcją tętnicy wątrobowej z wykorzystaniem 50% częściowego graftu.

Procedury chirurgiczne w szczurzym modelu częściowego ortotopowego przeszczepu wątroby z rekonstrukcją tętnicy wątrobowej

Tutaj prezentujemy protokół do badania immunologii odrzucenia. Przedstawiony model chirurgiczny informuje o krótkim czasie operacji i zwięzłej technice. W zależności od kombinacji szczepu dawca-biorca, w przeszczepionej nerce może rozwinąć się ostre odrzucenie komórkowe lub przewlekłe uszkodzenie przeszczepu allogenicznego, zdefiniowane przez zwłóknienie śródmiąższowe i zanik kanalików słuchowych.

Przeszczep nerki u myszy: modele odrzucenia przeszczepu allogenicznego

Celem tego manuskryptu jest opisanie kroków wymaganych do przeprowadzenia przeszczepu nerki u myszy, zwracając szczególną uwagę na szczegóły zespolenia tętniczego.

Technika przeszczepu nerki u myszy

Świńskie modele transplantacji narządów stanowią ważną platformę do badania mechanizmów konserwacji narządów. W artykule opisano heterotopowy model autotransplantacji nerki świń, który pozwala na badanie nowych podejść do poprawy wyników przeszczepu przy użyciu brzeżnych przeszczepów nerki.

Heterotopowy autotransplantacja nerki w modelu świni: protokół krok po kroku

Ten artykuł zawiera szczegóły techniczne dotyczące przeszczepu nerki wspomaganego przez robota od żywego dawcy.

Przeszczep nerki wspomagany przez robota

Ten protokół opisuje prostą i efektywną metodę przeszczepiania płatków zastawki aortalnej pod torebkę nerkową, aby umożliwić badanie alloreaktywności zastawek serca.

Uproszczony model heterotopowego przeszczepu zastawki serca u gryzoni

Ten protokół przedstawia nową technikę chirurgiczną przeszczepu nerki u myszy, koncentrując się na zmodyfikowanej strategii zespolenia tętniczego. Przedstawiono również technikę zakładania szwów naczyniowych, w tym prostą i bezpieczniejszą metodę zespolenia moczowód-pęcherz moczowy. Modyfikacje te skracają czas operacji i poprawiają wskaźnik powodzenia procedury przeszczepu nerki u myszy.

Zmodyfikowana technika chirurgiczna przeszczepu nerki u myszy

Model ortotopowego przeszczepu nerki u szczurów przyczynia się do zbadania mechanizmu odrzucania alloprzeszczepu nerki. Obecny model zwiększa przeżywalność biorców bez zakłóceń w ukrwieniu i refluksu żylnego dolnej części ciała za pomocą zespolenia end-to-end implantacji nerki oraz metody "tunelowej" zespolenia moczowód-pęcherz moczowy.

Ortotopowy model przeszczepu nerki u szczura do odrzucania alloprzeszczepu nerki

Protokół ten opisuje ekspresję nerek szczura metodą normotermiczną z maszyną ex vivo , przeznaczoną do późniejszego przeszczepu do szczura biorcy.

Normotermiczna perfuzja nerek szczurów do przeszczepu

Poznaj uproszczoną metodę ortotopowego przeszczepu nerki u szczura z wykorzystaniem systemu mankietów do anastomozy. Technika ta poprawia perfuzję nerki dawcy i skraca czas reperfuzji.

Ortotopowy przeszczep nerki szczura: nowatorskie i uproszczone podejście chirurgiczne

Przeglądaj więcej filmów