23 maja 2019
Ten protokół szczegółowo opisuje procedurę, w której ludzkie kultury neuronalne są transdukowane za pomocą lentiwirusowych konstruktów kodujących zmutowane ludzkie tau. Transdukowane kultury wykazują agregaty tau i związane z nimi patologie.
W tym protokole szczegółowo opisujemy model tauopatii człowieka in vitro. Metoda ta wypełnia zapotrzebowanie na materiały, które mogą być przydatne w badaniach przesiewowych leków i mechanizmach choroby. Główną zaletą tej techniki jest to, że paradygmat hodowli komórkowej pozwala na szybszą ocenę toksyczności tau i potencjalnych terapii tau w porównaniu z badaniami na zwierzętach: Aby rozpocząć tę procedurę, należy rozmrozić powłokę macierzy błony podstawnej dla płytek hodowlanych w temperaturze czterech stopni Celsjusza.
Zrób jednomililitrowe porcje i przechowuj je w temperaturze minus 20 lub minus 70 stopni Celsjusza. Następnie należy rozpuścić podstawowy czynnik wzrostu fibroblastów w sterylnym PBS w stężeniu 10 mikrogramów na mililitr. Przygotuj 10-mikrolitrowe porcje i przechowuj je w temperaturze czterech stopni Celsjusza.
Następnie wyłóż nową, nieotwartą 500-mililitrową butelkę DMEM-F12 z glutaminą. Dodaj 10 mililitrów witaminy B27, pięć mililitrów N2 i pięć mililitrów penicyliny-streptomycyny, aby przygotować pożywkę dla nerwowych komórek macierzystych. Umieść 50 mililitrów pożywki NSC w stożkowej probówce i dodaj 10 mikrolitrów przygotowanego bFGF.
Przechowuj ten nośnik NSC i bFGF w temperaturze czterech stopni Celsjusza. Najpierw należy usunąć z zamrażarki podwielokrotność zamrożonej powłoki macierzy błony podstawnej dla płytek do hodowli komórkowych i pozostawić do rozmrożenia w temperaturze czterech stopni Celsjusza. Dodaj 385 mikrolitrów rozmrożonej powłoki macierzy błony podstawnej do pięciu mililitrów pożywki DMEM-F12 zawierającej penicylinę-streptomycynę.
Jeśli komórki są rozmrażane z zamrożonych zapasów NSC, wyjmij fiolkę z zamrożonymi komórkami z zamrażarki i podgrzej ją w łaźni wodnej podgrzanej do 37 stopni Celsjusza, przesuwając fiolkę w przód iw tył w wodzie. Następnie spryskać fiolkę 70% etanolem. Następnie pod kapturem do hodowli komórkowej przenieś komórki do około 10 mililitrów pożywki DMEM-F12 zawierającej penicylinę-streptomycynę.
Wirować w temperaturze pokojowej 1 000 razy g przez pięć minut. Następnie odessać pożywkę i ponownie zawiesić komórki w pożywce NSC. Rozcieńczyć komórki w pożywce NSC, aby uzyskać odpowiednią gęstość wysiewu dla używanego naczynia do hodowli komórek.
Dodaj wystarczającą ilość komórek zawieszonych w pożywce NSC, aby zasiać naczynia hodowlane pokryte matrycą błony podstawnej. Hoduj komórki w temperaturze 37 stopni Celsjusza z 5% dwutlenkiem węgla, aż osiągną 75 do 80% konfluencji, upewniając się, że zmieniasz podłoże co drugi dzień. Aby transdukować neurony za pomocą lentiwirusa, użyj liczby mian 340 000 jednostek transdukcyjnych na komórkę.
Rozcieńczyć jednostki transdukowalne w pożywce do hodowli komórkowej do wymaganego stężenia i dodać je do komórek. Dwa dni po dodaniu lentiwirusa należy raz przemyć komórki świeżą pożywką, która nie zawiera bFGF. Kontynuuj hodowlę komórek w temperaturze 37 stopni Celsjusza z 5% dwutlenkiem węgla w pożywce bez bFGF.
Utrzymuj komórki przez około osiem tygodni po transdukcji, upewniając się, że zmieniasz pożywkę do hodowli komórkowych co drugi dzień. Użyj mikroskopu świetlnego, aby rutynowo zwizualizować komórki i zapewnić ich żywotność. Po transdukcji wyjmij szalki hodowlane z inkubatora, upewniając się, że zakrywasz je pokrywką, aby kultura była dobrze sterylna.
Użyj mikroskopu fluorescencyjnego zdolnego do obrazowania żywych komórek, aby zwizualizować komórki pod obiektywem 10X ze wzbudzeniem 514 nanometrów i filtrem emisyjnym 527 nanometrów. W tym badaniu neurony transdukowane lentiwirusem tau-RDLM-YFP są fluorescencyjnie znakowane YFP. Obserwuje się, że kultury transdukowane RDLM wykazują agregaty po transdukcji.
Inkluzje te mają dodatni wpływ na tioflawinę. Różnicowanie neuronów potwierdza się poprzez znakowanie immunologiczne specyficznego dla neuronu markera beta-tubuliny III w hodowlach. Ważne jest, aby pamiętać, że znakowane fluorescencyjnie przeciwciała drugorzędowe powinny mieć widmo emisji wzbudzenia, które nie pokrywa się z widmem emisji YFP.
Chociaż agregaty tau o żółtej fluorescencji będą widoczne przy braku barwienia, tioflawina powinna być również stosowana do obrazowania w celu potwierdzenia, że sygnał fluorescencyjny jest zagregowanym tau, a nie szczątkami komórkowymi. Po wygenerowaniu komórek z nadekspresją tau można przeprowadzić szereg ocen zdrowia neuronów i agregacji tau. Na przykład odkryliśmy, że komórki te wykazują zwyrodnienie aksonów.
Oprócz badań nad hodowlami komórkowymi zastosowaliśmy tę metodę do zbadania patogenności tau pochodzącego z zewnątrzporodu.
Wyświetl pełny transkrypt i uzyskaj dostęp do tysięcy filmów naukowych
Niniejsze badanie opisuje protokół ustanawiania modelu in vitro ludzkiej tauopatii poprzez transdukcję kultur neuronalnych konstruktami lentiwirusowymi kodującymi zmutowaną ludzką białka tau. Model ten umożliwia szybką ocenę toksyczności białka tau oraz potencjalnych terapii w porównaniu z tradycyjnymi badaniami na zwierzętach.
Ten model ludzkich neuronów in vitro wypełnia krytyczną lukę w badaniach nad taupatiami, zapewniając system relewantny dla organizmu ludzkiego do szybkiej oceny agregacji białka tau oraz neurotoksyczności. Umożliwia on wczesną walidację celów terapeutycznych i ograniczanie ryzyka mechanistycznego w przypadku terapii skierowanych przeciwko białku tau, co zmniejsza zależność od długotrwałych badań na zwierzętach. Model ten zwiększa pewność prognostyczną w identyfikacji wiodących związków oraz w triażu przedklinicznym w ramach programów badawczych nad chorobami neurodegeneracyjnymi.
Model ten wpisuje się w kontinuum procesu odkrywania leków – od walidacji celu, poprzez identyfikację związku wiodącego, aż po przedkliniczne badania skuteczności, wspierając iteracyjne cykle projektowania, syntezy i testowania modulatorów białka tau.