Name: Mysi model zwężenia żyły centralnej z wykorzystaniem przetoki aortalno-caval ze zwężeniem odpływu (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2019-07-11T13:00:00.000+00:00
Duration: 6 min 17 s
Description: Poznaj model zwężenia żyły centralnej u myszy z przetoką aortalno-caval do badań nad niepowodzeniami dojrzewania przetok tętniczo-żylnych. Technika umożliwia badanie mechanizmów awf.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Ta praca była wspierana przez Grant R01-HL128406 Narodowego Instytutu Zdrowia (NIH) Stanów Zjednoczonych; Nagrodę Przeglądu Zasług Programu Badań i Rozwoju Laboratorium Biomedycznego Departamentu Stanów Zjednoczonych I01-BX002336; a także zasobami i wykorzystaniem obiektów w VA Connecticut Healthcare System, West Haven, CT.

Wszystkie eksperymenty zostały przeprowadzone za zgodą Komitetu ds. Opieki nad Zwierzętami i Użytkowania Zwierząt Uniwersytetu Yale (IACUC).
1. Znieczulenie i zabiegi przedoperacyjne
<ol>
	<li>Sterylizuj wszystkie narzędzia i materiały chirurgiczne przez autoklawowanie. Włącz urządzenie podtrzymujące temperaturę, aby upewnić się, że jest ciepłe (40–42 °C).</li>
	<li>Umieść 9-11-tygodniową mysz C57BL/6 w akrylowej komorze indukcyjnej i znieczul ją odparowanym 2,5% izofluranem i 0,8 l/min tlenu. Indukcja znieczulenia trwa około 3 minut.</li>
	<li>Wyjmij mysz z komory. Potwierdź głęboką płaszczyznę znieczulenia poprzez uszczypnięcie palca u nogi, uszczypnięcie ucha i uszczypnięcie ogona. Umieść mysz w pozycji leżącej na obszarze operacyjnym i podaj 2,5% izofluranu za pomocą silikonowej maski. Podać buprenorfinę w dawce 0,1 mg/kg leku przeciwbólowego i nałożyć maść okulistyczną na oczy.</li>
	<li>Usuń sierść od brzusznej strony szyi do dolnej części brzucha za pomocą Nair, środka do usuwania włosów.</li>
	<li>Oczyść i zdezynfekuj miejsce operowane za pomocą dwuetapowego peelingu z 10% jodu powidonu i 70% izopropanolu. Zastosuj obłożenie chirurgiczne.</li>
</ol>
2. Procedury operacyjne
<ol>
	<li>Odsłonięcie miejsc zacisku i nakłucia
	<ol>
		<li>Przygotuj sterylne narzędzia i załóż sterylne rękawiczki, aby zachować sterylność przez cały czas trwania zabiegu.</li>
		<li>Wykonaj głębokie nacięcie brzucha w linii środkowej za pomocą skalpela od poziomu dolnej krawędzi wątroby do tuż nad łonem. Przetnij mięśnie nożyczkami, aby otworzyć jamę brzuszną.</li>
		<li>Włóż retraktor do brzucha i wyciągnij jelita na prawą stronę. Utrzymuj je wilgotne, zawijając je w gazę nasączoną solą fizjologiczną. Odzyskaj pęcherz moczowy i pęcherzyki nasienne (u samców myszy) i wyciągnij je na stronę ogonową. Wypreparuj krezkę między odbytnicą a zatrzewnową za pomocą uchwytu mikroigłowego, aby uzyskać pełny widok aorty i IVC.</li>
		<li>Wypreparuj aortę podnerkową i IVC en bloc z bocznych i grzbietowych tkanek otaczających zaotrzewnową za pomocą uchwytu mikroigłowego, aby zacisnąć je razem.</li>
		<li>Wypreparuj otaczające tkanki, aby odsłonić miejsce nakłucia aorty w około trzech czwartych odległości od lewej żyły nerkowej do rozwidlenia aorty.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Rozwarstwienie IVC
	<ol>
		<li>Rozciąć IVC podnerczkowe i aortę bezpośrednio dystalnie do lewej żyły nerkowej. Rozciągnąć dystalnie rozwarstwienie do połowy drogi między lewą żyłą nerkową a rozwidleniem aorty, tak aby IVC podnerkowe, zarówno przed, jak i za zwężeniem, można było obserwować po operacji. 
		UWAGA: rozwarstwienie między IVC a aortą należy wykonać od bezpośrednio dystalnej do lewej żyły nerkowej, gdzie tkanka łączna między IVC a aortą jest stosunkowo luźna.</li>
		<li>Zrób okno, aby oddzielić IVC od aorty na tym poziomie i wypreparuj IVC z otaczającej tkanki. Postaw 8-0 Szew monofilamentowy z poliamidu najpierw pod IVC i aortą (<klasa mocna = "xfig" >Rysunek 1A), a następnie szew umieścić tylko pod IVC (<klasa mocna = "xfig" >Rysunek 1B), przeciągając koniec szwu przez okno. 
		UWAGA: Ponieważ IVC jest kruchy, rozwarstwienie wzdłuż przydanki aortalnej jest przydatne, aby zrobić okno, aby zapobiec uszkodzeniu IVC, a także małych IVC lub gałęzi aorty. Jeśli wystąpi krwawienie, prawdopodobnie będzie ono niekontrolowane. Jeśli IVC ma wyraźne boczne gałęzie, umieść 8-0 Zszyj dystalnie do gałęzi.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Tworzenie AVF
	<ol>
		<li>Zegnij igłę 25 G pod kątem 45–60° w punkcie ~4 mm od końcówki igły.</li>
		<li>Zacisnąć aortę podnerkową i IVC za pomocą klipsa mikrochirurgicznego.</li>
		<li>Obróć aortę przyśrodkowo i doogonowo, chwytając tkankę łączną otaczającą rozwidlenie, aby odsłonić miejsce nakłucia aorty, rozciągnij ją lekko na stronę brzuszną.</li>
		<li>Trzymając aortę w odpowiedniej pozycji, przebij aortę do IVC za pomocą przygotowanej igły 25 G (<silna klasa="xfig">Rysunek 1C).</li>
		<li>Zwolnij aortę i zakryj miejsce nakłucia otaczającą tkanką, ciągnąc się do góry z lewej strony aorty. Wyjmij igłę i delikatnie dociśnij miejsce nakłucia za pomocą wacika z bawełnianą końcówką do hemostazy.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Stworzenie zwężenia IVC 
	<ol>
		<li>Umieść końcówkę cewnika dożylnego 22 G (patrz tabela materiałów) na IVC wzdłużnie. Podwiązać cewnik dożylny i IVC razem z 8-0 zszyj (<klasa silna = "xfig" >Rysunek 1D), a następnie wyjmij cewnik dożylny.</li>
		<li>Potwierdź hemostazę pierwotną (ryc. 1E), a następnie odblokuj aortę i IVC. Zakryj miejsce nakłucia 1 minutę dłużej, aby zapewnić hemostazę. 
		UWAGA: Nie zaciskaj zbyt długo, aby uniknąć zakrzepicy IVC dystalnie do zwężenia.</li>
		<li>Przywróć narządy do ich pierwotnych pozycji i zamknij jamę brzuszną szwami 6-0.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
3. Zabiegi pooperacyjne
<ol>
	<li>Po zamknięciu rany brzusznej należy przerwać inhalację izofluranu. Umieść mysz w indywidualnej klatce bez ściółki i umieść klatkę na urządzeniu podtrzymującym termicznie, aby zapobiec hipotermii. 
	UWAGA: Mysz jest obserwowana, dopóki nie osiągną i nie utrzymają pozycji leżącej mostka. Stosować opiekę pooperacyjną, w tym analgezję i opatrywanie ran, zgodnie z zaleceniami lokalnego IACUC. Do leczenia przeciwbólowego stosujemy buprenorfinę w dawce 0,1 mg/kg domięśniowo co 12 godzin przez 48 godzin po zabiegach chirurgicznych i następnie w razie potrzeby.</li>
	<li>Potwierdź drożność AVF po operacji za pomocą USG Dopplera (patrz Tabela Materiałów). Ponadto w razie potrzeby należy zmierzyć inne charakterystyki statku i przepływu.</li>
</ol>

<ol><li>Dember, L. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effect+of+clopidogrel+on+early+failure+of+arteriovenous+fistulas+for+hemodialysis%3A+a+randomized+controlled+trial%5BTitle%5D)+AND+%22JAMA%22%5BJournal%5D)">Effect of clopidogrel on early failure of arteriovenous fistulas for hemodialysis: a randomized controlled trial.</a> JAMA. 299 (18), 2164-2171 (2008).</li>
<li>Dixon, B. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Why+don%27t+fistulas+mature%3F%5BTitle%5D)+AND+%22Kidney+International%22%5BJournal%5D)">Why don't fistulas mature?</a> Kidney International. 70 (8), 1413-1422 (2006).</li>
<li>Wilmink, T., Hollingworth, L., Powers, S., Allen, C., Dasgupta, I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Natural+History+of+Common+Autologous+Arteriovenous+Fistulae%3A+Consequences+for+Planning+of+Dialysis%5BTitle%5D)+AND+%22European+Journal+of+Vascular+and+Endovascular+Surgery%22%5BJournal%5D)">Natural History of Common Autologous Arteriovenous Fistulae: Consequences for Planning of Dialysis.</a> European Journal of Vascular and Endovascular Surgery. 51 (1), 134-140 (2016).</li>
<li>Al-Jaishi, A. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Patency+rates+of+the+arteriovenous+fistula+for+hemodialysis%3A+a+systematic+review+and+meta-analysis%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Kidney+Diseases%22%5BJournal%5D)">Patency rates of the arteriovenous fistula for hemodialysis: a systematic review and meta-analysis.</a> American Journal of Kidney Diseases. 63 (3), 464-478 (2014).</li>
<li>Rocco, M. V., Bleyer, A. J., Burkart, J. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Utilization+of+inpatient+and+outpatient+resources+for+the+management+of+hemodialysis+access+complications%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Kidney+Diseases%22%5BJournal%5D)">Utilization of inpatient and outpatient resources for the management of hemodialysis access complications.</a> American Journal of Kidney Diseases. 28 (2), 250-256 (1996).</li>
<li>Roy-Chaudhury, P., Sukhatme, V. P., Cheung, A. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Hemodialysis+vascular+access+dysfunction%3A+a+cellular+and+molecular+viewpoint%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+the+American+Society+of+Nephrology%22%5BJournal%5D)">Hemodialysis vascular access dysfunction: a cellular and molecular viewpoint.</a> Journal of the American Society of Nephrology. 17 (4), 1112-1127 (2006).</li>
<li>Quencer, K. B., Arici, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Arteriovenous+Fistulas+and+Their+Characteristic+Sites+of+Stenosis%5BTitle%5D)+AND+%22AJR%3A+American+Journal+of+Roentgenology%22%5BJournal%5D)">Arteriovenous Fistulas and Their Characteristic Sites of Stenosis.</a> AJR: American Journal of Roentgenology. 205 (4), 726-734 (2015).</li>
<li>Kian, K., Asif, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cephalic+arch+stenosis%5BTitle%5D)+AND+%22Semin+Dial%22%5BJournal%5D)">Cephalic arch stenosis.</a> Semin Dial. 21 (1), 78-82 (2008).</li>
<li>Agarwal, A. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Central+vein+stenosis%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Kidney+Diseases%22%5BJournal%5D)">Central vein stenosis.</a> American Journal of Kidney Diseases. 61 (6), 1001-1015 (2013).</li>
<li>Glanz, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Axillary+and+subclavian+vein+stenosis%3A+percutaneous+angioplasty%5BTitle%5D)+AND+%22Radiology%22%5BJournal%5D)">Axillary and subclavian vein stenosis: percutaneous angioplasty.</a> Radiology. 168 (2), 371-373 (1988).</li>
<li>Yamamoto, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+mouse+aortocaval+fistula+recapitulates+human+arteriovenous+fistula+maturation%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Physiology%3A+Heart+and+Circulatory+Physiology%22%5BJournal%5D)">The mouse aortocaval fistula recapitulates human arteriovenous fistula maturation.</a> American Journal of Physiology: Heart and Circulatory Physiology. 305 (12), H1718-H1725 (2013).</li>
<li>North American Symptomatic Carotid Endarterectomy Trial. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Methods%2C+patient+characteristics%2C+and+progress%5BTitle%5D)+AND+%22Stroke%22%5BJournal%5D)">Methods, patient characteristics, and progress.</a> Stroke. 22 (6), 711-720 (1991).</li>
<li>Kuwahara, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((CD44+Promotes+Inflammation+and+Extracellular+Matrix+Production+During+Arteriovenous+Fistula+Maturation%5BTitle%5D)+AND+%22Arteriosclerosis%2C+Thrombosis%2C+and+Vascular+Biology%22%5BJournal%5D)">CD44 Promotes Inflammation and Extracellular Matrix Production During Arteriovenous Fistula Maturation.</a> Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 37 (6), 1147-1156 (2017).</li>
<li>Protack, C. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Eph-B4+regulates+adaptive+venous+remodeling+to+improve+arteriovenous+fistula+patency%5BTitle%5D)+AND+%22Scientific+Reports%22%5BJournal%5D)">Eph-B4 regulates adaptive venous remodeling to improve arteriovenous fistula patency.</a> Scientific Reports. 7 (1), 15386(2017).</li>
<li>Payne, H., Brill, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Stenosis+of+the+Inferior+Vena+Cava%3A+A+Murine+Model+of+Deep+Vein+Thrombosis%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Stenosis of the Inferior Vena Cava: A Murine Model of Deep Vein Thrombosis.</a> J Vis Exp. (130), (2017).</li>
<li>Nam, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Partial+carotid+ligation+is+a+model+of+acutely+induced+disturbed+flow%2C+leading+to+rapid+endothelial+dysfunction+and+atherosclerosis%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Physiology%3A+Heart+and+Circulatory+Physiology%22%5BJournal%5D)">Partial carotid ligation is a model of acutely induced disturbed flow, leading to rapid endothelial dysfunction and atherosclerosis.</a> American Journal of Physiology: Heart and Circulatory Physiology. 297 (4), H1535-H1543 (2009).</li>
<li>Ene-Iordache, B., Remuzzi, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Disturbed+flow+in+radial-cephalic+arteriovenous+fistulae+for+haemodialysis%3A+low+and+oscillating+shear+stress+locates+the+sites+of+stenosis%5BTitle%5D)+AND+%22Nephrology%2C+Dialysis%2C+Transplantation%22%5BJournal%5D)">Disturbed flow in radial-cephalic arteriovenous fistulae for haemodialysis: low and oscillating shear stress locates the sites of stenosis.</a> Nephrology, Dialysis, Transplantation. 27 (1), 358-368 (2012).</li>
<li>Yamamoto, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Disturbed+shear+stress+reduces+Klf2+expression+in+arterial-venous+fistulae+in+vivo%5BTitle%5D)+AND+%22Physiological+reports%22%5BJournal%5D)">Disturbed shear stress reduces Klf2 expression in arterial-venous fistulae in vivo.</a> Physiological reports. 3, (2015).</li>
<li>Remuzzi, A., Ene-Iordache, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Novel+paradigms+for+dialysis+vascular+access%3A+upstream+hemodynamics+and+vascular+remodeling+in+dialysis+access+stenosis%5BTitle%5D)+AND+%22Clinical+Journal+of+the+American+Society+of+Nephrology%22%5BJournal%5D)">Novel paradigms for dialysis vascular access: upstream hemodynamics and vascular remodeling in dialysis access stenosis.</a> Clinical Journal of the American Society of Nephrology. 8 (12), 2186-2193 (2013).</li>
</ol>

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Mysi model AVF został wykorzystany do zbadania podstawowych mechanizmów i zdarzeń molekularnych prowadzących do dojrzewania AVF13,14. W tym badaniu zmodyfikowaliśmy uznany mysi model AVF, aby stworzyć nowy model mysiej przetoki aortalno-walcowniczej ze zwężeniem IVC w drodze odpływu przetoki. Nasz model podwiązania jest podobny do kilku wcześniej opisanych modeli mysich, które wykorzystują podwiązanie naczyń krwionośnych. Stworzono mysi model zakrzepicy żył głębo...

Przetoki tętniczo-żylne (AVF) są najczęstszymi miejscami do hemodializy, z lepszą drożnością i zmniejszoną infekcją w porównaniu z innymi dostępami, takimi jak przeszczepy lub centralne cewniki żylne. Jednak do 60% AVF nie dojrzewa1,2,3; Niedawny przegląd systematyczny wykazał, że wskaźniki pierwotnej drożności po 1 roku wynosiły tylko 60%4. Zwężenie wzdłuż odpływu żylnego powoduje głównie niepowodzenie dojrzewania AVF5,6. Istnieją pewne charakterystyczne lokalizacje podatne na zwężenie proksymalnie do przetoki: przylegający do niej segment wahadłowy w przypadku przetoki radiogłowowej, obszar łuku głowowego w przypadku przetoki ramienno-głowowej i żyła środkowa w przetoce z wcześniej założonymi ipsilateralnymi cewnikami do żyły podobojczykowej lub żyły szyjnej wewnętrznej7,8.
Zwężenie żyły centralnej często przebiega bezobjawowo u pacjentów bez AVF, ale może powodować ipsilateralny obrzęk kończyn przez nadciśnienie żylne, jak również niepowodzenie dojrzewania przetoki w przypadku zagrożenia przepływem z przetoki9. Patofizjologia centralnego zwężenia żyły jest najprawdopodobniej związana ze stanem zapalnym i aktywowaną kaskadą krzepnięcia po umieszczeniu urządzenia. Co więcej, ciągły ruch końcówki cewnika, a także zwiększony przepływ z przetoki mogą zmieniać naprężenia ścinające, powodując odkładanie się płytek krwi i pogrubienie ścian żylnych10. Aby zrozumieć podstawowe mechanizmy leżące u podstaw niewydolności AVF spowodowanej centralnym zwężeniem żyły, wymagany jest model zwierzęcy naśladujący zwężenie żyły centralnej z AVF.
Stworzyliśmy model mysiej przetoki aortalno-kawalerowej, który jest łatwy do wykonania i opanowania oraz podsumowuje kliniczny przebieg ludzkiego AVF. 11 Zastosowaliśmy koncepcje i techniki kilku wcześniej uznanych modeli mysich, aby stworzyć nowy mysi model AVF ze zwężeniem żylnym. Wprowadzamy model mysiej przetoki aortalno-trawnej ze zwężeniem IVC w przetoce odpływowej, który można wykorzystać do badania zwężenia żyły centralnej.

<table><tbody><tr><td>Głowica skanująca 20-60 Mhz</td><td>VisualSonics Inc.</td><td>RMV-704</td><td></td></tr><tr><td>8-0 Sterylny mikroszew, 6mm (140 &micro;), 3/8 koła, igła punktowa TAP</td><td>AROSuture</td><td>T06A08N14-13</td><td>poliamidowe nici monofilamentowe</td></tr><tr><td>Komora indukcyjna, 2 litry 3,75 "szer. x 9,00" gł. x 3,75 "wys</td>. <td>VetEquip</td><td>941444</td><td></td></tr><tr><td>Isoflo, płyn izofluranowy</td><td>Zoetis</td><td>26675-46-7</td><td></td></tr><tr><td>Myszy, C57BL/6J</td><td>The Jackson Laboratory</td><td>664</td><td></td></tr><tr><td>Pet Bed Mikrofalowa podkładka grzewcza</td><td>Snuggle Safe</td><td>6250</td><td></td></tr><tr><td>Igła PrecisionGlide 25G</td><td>BD</td><td>305122</td><td></td></tr><tr><td>Surflo I.V. Cewnik 22G</td><td>Terumo</td><td>SR-OX2225CA</td><td>Średnica zewnętrzna 0,85 mm</td></tr><tr><td>Zacisk naczyniowy</td><td>Instrument chirurgiczny Roboz</td><td>RS-5424</td><td></td></tr><tr><td>System obrazowania</td> <td>o wysokiej rozdzielczości Vevo770VisualSonics Inc.</td><td>770</td><td></td></tr></tbody></table> szt.

mysi model zwężenia żyły centralnej z wykorzystaniem przetoki aortalno-caval ze zwężeniem odpływu

Murine Model of Central Venous Stenosis using Aortocaval Fistula with an Outflow Stenosis

Zwężenie żyły środkowej jest ważnym czynnikiem przyczyniającym się do niewydolności przetoki tętniczo-żylnej (AVF). Mysi model AVF został zmodyfikowany w celu wytworzenia częściowego podwiązania żyły głównej dolnej (IVC) w odpływie przetoki, naśladując zwężenie żyły centralnej. Przedstawiono techniczne aspekty tego modelu. Aorta i IVC są odsłonięte po nacięciu brzucha. Aorta podnerkowa i IVC są preparowane w celu zaciśnięcia proksymalnego, a dystalna aorta jest odsłaniana do nakłucia. IVC w połowie drogi między lewą żyłą nerkową a rozwidleniem aorty jest starannie preparowany w celu umieszczenia 8-0 szew pod IVC. Po zaciśnięciu aorty i IVC, AVF tworzy się poprzez nakłucie aorty podnerkowej przez obie ściany do IVC za pomocą igły 25 G, a następnie podwiązanie cewnika dożylnego (IV) 22 G i IVC razem. Cewnik jest następnie usuwany, tworząc powtarzalne zwężenie żyły bez okluzji. Aorta i IVC są odblokowywane po potwierdzeniu pierwotnej hemostazy. Ten nowatorski model zwężenia żyły centralnej jest łatwy do wykonania, powtarzalny i ułatwi badania nad niewydolnością AVF.

Samce myszy poddano opisanej powyżej operacji w celu wytworzenia zarówno przetoki tętniczo-żylnej (AVF), jak i zwężenia żyły głównej dolnej (IVC). Myszy kontrolne poddano jedynie laparotomii i preparacji tkanek otaczających IVC (tzw. zabieg pozorowany) lub wyłącznie wytworzeniu zwężenia IVC bez jednoczesnego tworzenia AVF.
IVC badano za pomocą Dopplera ultrasonograficznego w 7. dniu po zabiegu chirurgicznym (<strong class="xfig"...

Przetoka aortalno-bębenkowa powstała poprzez przebicie mysiej aorty podnerkowej przez obie ściany do żyły głównej dolnej, a następnie powstało zwężenie w jej odpływie poprzez częściowe podwiązanie żyły głównej dolnej. Ten powtarzalny model może być wykorzystany do badania zwężenia żyły centralnej.

Mysi model zwężenia żyły centralnej z wykorzystaniem przetoki aortalno-caval ze zwężeniem odpływu

Central venous stenosis is an important entity contributing to arteriovenous fistula (AVF) failure. A murine AVF model was modified to create a partial ...

Zwężenie żyły centralnej może powodować zarówno przetokę aortalno-trawną lub AVF, pierwotną niewydolność dojrzewania, jak i późniejszą niewydolność w przetoce czynnej. Technika ta wykorzystuje zmodyfikowaną wersję uznanego mysiego modelu AVF, który podsumowuje przebieg kliniczny ludzkiego AVF i jest łatwy do opanowania przez kilka krytycznych etapów. Przed rozpoczęciem zabiegu należy potwierdzić brak reakcji na uszczypnięcie palca u myszy C57-Black/6 w wieku od 9 do 11 tygodni i ułożyć mysz w pozycji leżącej w obszarze operacyjnym.Nałóż maść na oczy zwierzęcia i usuń sierść od brzusznej strony szyi do dolnej części brzucha. Następnie oczyść i zdezynfekuj miejsce operowane trzema kolejnymi peelingami z 10% jodonu i 70% izopropanolu i umieść na zwierzęciu serwetę chirurgiczną. W celu odsłonięcia miejsca zacisku i nakłucia umieść mysz pod mikroskopem preparacyjnym i przy użyciu sterylnej techniki i skalpela wykonaj głębokie nacięcie brzucha w linii środkowej od dolnej krawędzi wątroby do tuż nad łonem.Przetnij mięśnie nożyczkami, aby otworzyć jamę brzuszną i włóż retraktor do brzucha. Przesuń jelita na prawą stronę i zawiń je w gazę nasączoną solą fizjologiczną. Przesuń pęcherz moczowy i pęcherzyki nasienne na stronę ogonową zwierzęcia i użyj uchwytu mikroigłowego, aby wypreparować krezkę między odbytnicą a zaotrzewnową, aby zapewnić pełny widok aorty i żyły głównej dolnej lub IVC.Następnie za pomocą uchwytu mikroigłowego należy wypreparować aortę podnerkową i IVC en bloc z bocznych i grzbietowych otaczających tkanek zaotrzewnowych, aby zacisnąć tkanki razem, a następnie wypreparować otaczające tkanki, aby odsłonić miejsce nakłucia aorty w około trzech czwartych odległości od lewej żyły nerkowej do rozwidlenia aorty. W celu wyizolowania IVC należy przeprowadzić sekcję między IVC podnerkowym a aortą bezpośrednio dystalnie do lewej żyły nerkowej i rozszerzyć dystalnie dystalnie do połowy odległości między lewą żyłą nerkową a rozwidleniem aorty w celu pooperacyjnej obserwacji IVC podnerkowej. Zrób okno, aby oddzielić IVC od aorty i wypreparuj IVC z otaczającej tkanki.Następnie ostrożnie umieść 8-0 Szew z monofilamentu poliamidowego pod IVC i aortą przed przeciągnięciem końca szwu przez okienko, aby umieścić szew tylko pod IVC. Aby utworzyć AVF, najpierw zegnij igłę o rozmiarze 25 pod kątem od 45 do 60 stopni w odległości czterech milimetrów od końcówki igły i zaciśnij aortę podnerkową i IVC za pomocą klipsa mikrochirurgicznego. Chwytając tkankę łączną otaczającą rozwidlenie, obróć aortę przyśrodkowo i doogonowo, aby odsłonić miejsce nakłucia aorty lekko rozciągnięte na stronę brzuszną i użyj igły o rozmiarze 25 do przebicia aorty do IVC.Po przekłuciu tkanki zwolnij aortę i pociągnij do góry z lewej strony aorty, aby pokryć miejsce nakłucia otaczającą tkanką. Następnie wyjmij igłę i delikatnie dociśnij miejsce nakłucia wacikiem z bawełnianą końcówką do hemostazy. W celu utworzenia zwężenia IVC umieść końcówkę cewnika dożylnego o rozmiarze 22 wzdłużnie na IVC i podwiąż cewnik do IVC za pomocą 8-0 szew.Po założeniu szwu usuń cewnik i potwierdź pierwotną hemostazę przed odblokowaniem aorty i IVC. Zakryj miejsce nakłucia na kolejną minutę, aby zapewnić hemostazę, i przywróć narządy do jamy brzusznej przed zamknięciem jamy brzusznej szwami 6-0. Następnie umieść mysz w indywidualnej klatce bez ściółki na urządzeniu do wspomagania termicznego z monitorowaniem do momentu pełnego wyzdrowienia i użyj USG Dopplera, aby potwierdzić drożność przetoki.W siódmej dobie po zabiegu chirurgicznym obszary przetoki i zwężenia IVC są łatwo wykrywane w widoku podłużnym. U myszy ze zwężeniem bez AVF, odcinek zwężenia wykazuje przebieg żylny z większym poszerzeniem widmowym niż myszy operowane pozorowane, ale bez dużej pulsalności. U myszy z AVF, a także zwężeniem, segment zwężenia wykazuje pulsacyjny kształt fali oprócz poszerzenia spektralnego, a uśredniona w czasie maksymalna prędkość przepływu w miejscu zwężenia u myszy z AVF ze zwężeniem jest znacznie wyższa niż u myszy z samym zwężeniem.Średnia średnica IVC w zwężeniu u myszy z samym zwężeniem jest podobna do obserwowanej u myszy z AVF i zwężeniem. Ponadto, używając segmentu górnego lub niższego szczebla jako odniesienia, procent zwężenia jest znacznie większy u myszy z AVF oprócz zwężenia. Podczas podwiązywania cewnika dożylnego i IVC razem, ważne jest, aby mocno je związać, aby stworzyć powtarzalne zwężenie.Zastosowanie tej procedury do modelu implantacji przeszczepu żylnego myszy może odpowiedzieć na pytanie, jak przezwyciężyć niedrożność zwężenia przeszczepu żylnego.

murine-model-central-venous-stenosis-using-aortocaval-fistula-with-an

Research

JoVE Journal

Medicine

Medycyna

Celem jest wytworzenie prostej i powtarzalnej przetoki tętniczo-żylnej. W tej metodzie nie stosuje się szwów ani kleju adhezyjnego. Dzięki temu próbki mogą być używane do analizy z najmniejszą ilością materiałów obcych.

Aspekty techniczne przetoki aortowo-gardłowej myszy

Opisujemy metodę tworzenia wiarygodnego modelu nadciśnienia żylnego mózgu u dorosłej myszy. Model ten został szeroko opisany i przetestowany na szczurach. Ten nowy odpowiednik u myszy otwiera możliwość wykorzystania genetycznie zmodyfikowanych zwierząt, a tym samym poszerza zastosowania modelu.

Model nadciśnienia żylnego dorosłej myszy: Zespolenie tętnicy szyjnej wspólnej z żyłą szyjną zewnętrzną.

Modyfikacje histologiczne i biochemiczne po wykluczeniu endoprzeszczepu tętniaka są nadal niejasne. Opisujemy nowy model implantacji endprzeszczepu na tętniaku myszy. Dzięki analizie skrzepliny z utrzymującym się interfejsem krążącego krwiobiegu i bez niego oraz ocenie nowych biomateriałów wewnątrznaczyniowych, model ten pomoże lepiej zrozumieć patobiologię wykluczenia tętniaka wewnątrznaczyniowego.

Nowy mysi model wewnątrznaczyniowej naprawy tętniaka aorty

Tutaj prezentujemy mysi model niewydolności przetoki tętniczo-żylnej (AVF), w którym włączona jest klinicznie istotna konfiguracja zespolenia. Model ten może być wykorzystany do badania patofizjologii i testowania możliwych interwencji terapeutycznych.

Nowatorski mysi model niewydolności przetoki tętniczo-żylnej: procedura chirurgiczna w szczegółach

Opisujemy tutaj zwężenie w żyle głównej dolnej jako mysi model zakrzepicy żył głębokich. Model ten podsumowuje ograniczenie przepływu krwi, jeden z głównych czynników wywołujących zakrzepicę żylną u ludzi.

Zwężenie żyły głównej dolnej: mysi model zakrzepicy żył głębokich

Tutaj prezentujemy protokół heterotopowego przeszczepu aorty u myszy przy użyciu techniki mankietu bez szwów w mysim modelu szyjki macicy. Model ten może być wykorzystany do badania patologii leżącej u podstaw przewlekłej waskulopatii przeszczepu allogenicznego (CAV) i może pomóc w ocenie nowych środków terapeutycznych w celu zapobiegania jej powstawaniu.

Mysi model przeszczepu aorty szyjnej przy użyciu zmodyfikowanej techniki mankietu bez szwów

Obecny protokół ma na celu eksperymentalne stworzenie przerostu żył wewnętrznych poprzez poddanie żył działaniu ciśnienia krwi tętniczej w celu opracowania strategii osłabienia przerostu żył wewnętrznych po operacji rewaskularyzacji za pomocą przeszczepów żyłowych.

Model wstawiania żył królika naśladujący operację rewaskularyzacji przy użyciu przeszczepów żył do oceny przerostu błony wewnętrznej pod ciśnieniem tętniczym krwi

Ten protokół szczegółowo opisuje etapy chirurgiczne tworzenia mysiej wspólnej przetoki tętniczo-żylnej. Opracowaliśmy ten model do badania patofizjologii kończyn związanej z dostępem do hemodializy.

Mysi model dysfunkcji ręki związanej z dostępem do hemodializy

Ten protokół przedstawia ustanowienie i potwierdzenie modelu poporodowego przeciążenia objętości prawej komory (VO) u myszy z przetoką tętniczo-żylną brzuszną (AVF), który może być zastosowany do zbadania, jak VO przyczynia się do rozwoju serca po urodzeniu.

Ustalenie i potwierdzenie pourodzeniowego mysiego modelu przeciążenia objętości prawej komory

Tutaj prezentujemy mysi model zespolenia tętnicy udowej, oferując badaczom cenny model zwierzęcy do badania i symulacji zwężenia zespolenia naczyniowego. Odkrycie to ma kluczowe znaczenie dla pogłębienia naszej wiedzy na temat patofizjologii leżącej u podstaw tego schorzenia oraz ułatwienia dokładniejszych i skuteczniejszych badań nad chorobami naczyniowymi.

Opracowanie mysiego modelu zwężenia zespolenia tętnicy udowej

Poznaj model zwężenia żyły centralnej u myszy z przetoką aortalno-caval do badań nad niepowodzeniami dojrzewania przetok tętniczo-żylnych. Technika umożliwia badanie mechanizmów awf.

Mysi model zwężenia żyły centralnej z wykorzystaniem przetoki aortalno-caval ze zwężeniem odpływu

Przeglądaj więcej filmów