Name: Pobieranie krwi przez nakłucie żyły podobojczykowej u myszy (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2019-05-04T13:00:00.000+00:00
Duration: 6 min 3 s
Description: Naucz się pobierać krew przez nakłucie żyły podobojczykowej u myszy. Ta bezpieczna metoda pozwala uzyskać około 200 mikrolitrów próbki przy minimalnym stresie dla zwierząt.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Ta praca była wspierana przez grant z Narodowej Fundacji Nauk Przyrodniczych Chin nr 81670269, nr 81500355 i nr 81500226.

To badanie zostało zatwierdzone przez Komitet Etyki Uniwersytetu Centralnego Południowego ds. Badań na Zwierzętach z Drugiego Szpitala Xiangya (Changsha, Chiny). Manuskrypt został przygotowany zgodnie z wytycznymi ARRIVE (Animal Research: Reporting of In Vivo Experiments)12.
1. Materiał i zwierzę
<ol>
	<li>Przygotuj wymagane materiały: 75% etanol, taśmę klejącą, środek do depilacji, tubkę 2 ml, strzykawkę 1,0 ml połączoną z igłą (26G), wagę elektroniczną, heparynę i sól fizjologiczną (patrz tabela materiałów).</li>
	<li>Zwierzęta: Przygotuj 10 myszy Kunming w wieku 6-8 tygodni i o wadze 21,6-28,3 g (patrz tabela materiałów). Utrzymuj myszy zgodnie z Przewodnikiem dotyczącym opieki i użytkowania zwierząt laboratoryjnych13.</li>
</ol>
2. Znieczulenie i ułożenie zwierząt
<ol>
	<li>Zważ mysz, aby obliczyć wymaganą dawkę środka znieczulającego.</li>
	<li>Wstrzyknąć pentobarbital sodu (60 mg/kg) przez wstrzyknięcie dootrzewnowe w celu wywołania znieczulenia ogólnego14 (<silna klasa="xfig">Rysunek 1). Na początku zabiegu nałóż sterylną maść nawilżającą oczy, aby zapobiec uszkodzeniu odsłoniętych oczu. 
	UWAGA: Myszy uważa się za wystarczająco znieczulone, gdy nie wykazują reakcji motorycznej na testy odruchu wycofania pedału, uszczypnięcia ogona lub uszczypnięcia skóry brzucha.</li>
	<li>Umieść mysz na stole operacyjnym w pozycji leżącej na plecach i w odległości 2-4 cm od krawędzi stołu, aby ułatwić nakłucie żyły (<silna klasa="xfig">Rysunek 2). Ustaw kończyny w wygodnej pozycji, jak pokazano na <silna klasa="xfig">Rysunek 2. W całym zabiegu nie jest wymagana intubacja ani wentylacja mechaniczna.</li>
	<li>Nałóż środek do depilacji wokół przestrzeni podobojczykowej za pomocą bawełnianego wacika.</li>
	<li>Trzy minuty później umyj środek do depilacji wilgotnym wacikiem, aby usunąć sierść i wszelkie widoczne zabrudzenia.</li>
	<li>Wysterylizuj przestrzeń podobojczykową 75% etanolem, a następnie osusz czystą gazą.</li>
</ol>
3. Nakłucie żyły podobojczykowej i pobranie krwi
<ol>
	<li>Zidentyfikuj palcem położenie kości obojczyka i górnego dołu mostka.</li>
	<li>Zlokalizuj miejsce nakłucia blisko środka kości obojczyka i ogonowo do niego. Przyłóż lewy palec wskazujący bokiem do miejsca nakłucia, aby przymocować skórę i tkankę podskórną (<silna klasa="xfig">Ryc. 3).</li>
	<li>Przesuń igłę w górę i czaszkowo w kierunku górnego dołu mostka. Gdy igła wejdzie w tkankę podskórną, przesuń palec serdeczny prawej ręki do tyłu, aby wytworzyć podciśnienie (<silna klasa="xfig">Rysunek 3). 
	UWAGA: Na tym etapie pozycja prawej ręki operatora powinna być nieco niższa niż stół operacyjny, aby igła poruszała się w górę i znajdowała się powyżej płaszczyzny poziomej. Dlatego zwierzę umieszcza się w pobliżu krawędzi stołu.</li>
	<li>Przesunąć strzykawkę do przodu o 3-4 mm, ale przerwać, jeśli nie ma odpływu krwi do strzykawki. Następnie powoli odciągnij strzykawkę i utrzymuj w niej podciśnienie. W większości przypadków krew dostałaby się do strzykawki podczas cofania.</li>
	<li>Gdy krew dostanie się do strzykawki, zamocuj strzykawkę i utrzymuj podciśnienie do momentu, aż do zebrania w strzykawce wymaganej objętości (200 μl) krwi.</li>
	<li>Po pobraniu krwi wyjmij igłę do nakłucia i lekko dociśnij miejsce nakłucia wacikiem przez 1-2 minuty, aby zatrzymać krwawienie. Następnie zwróć myszy do klatki. 
	UWAGA: Zdarzało się, że nie udawało się pobrać krwi za pierwszym razem. Wyreguluj kierunek igły na boki i powtórz kroki 3.3-3.5. Jeśli 3 próby pobrania krwi nie powiodą się, przejdź na drugą stronę.</li>
	<li>Przenieść próbkę krwi do probówki z heparyną.</li>
</ol>
4. Odzyskiwanie myszy
<ol>
	<li>Podczas działania znieczulenia pentobarbitalowego przyspiesz regenerację, zapewniając wsparcie cieplne, dopóki mysz nie zacznie się ponownie poruszać.</li>
</ol>

<ol><li>McCosh, R. B., Kreisman, M. J., Breen, K. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Frequent+Tail-tip+Blood+Sampling+in+Mice+for+the+Assessment+of+Pulsatile+Luteinizing+Hormone+Secretion%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Frequent Tail-tip Blood Sampling in Mice for the Assessment of Pulsatile Luteinizing Hormone Secretion.</a> Journal of Visualized Experiments. (137), (2018).</li>
<li>Regan, R. D., Fenyk-Melody, J. E., Tran, S. M., Chen, G., Stocking, K. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparison+of+Submental+Blood+Collection+with+the+Retroorbital+and+Submandibular+Methods+in+Mice+%28Mus+musculus%29%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+the+American+Association+for+Laboratory+Animal+Science%22%5BJournal%5D)">Comparison of Submental Blood Collection with the Retroorbital and Submandibular Methods in Mice (Mus musculus).</a> Journal of the American Association for Laboratory Animal Science. 55 (5), 570-576 (2016).</li>
<li>Park, A. Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Blood+collection+in+unstressed%2C+conscious%2C+and+freely+moving+mice+through+implantation+of+catheters+in+the+jugular+vein%3A+a+new+simplified+protocol%5BTitle%5D)+AND+%22Physiological+Reports%22%5BJournal%5D)">Blood collection in unstressed, conscious, and freely moving mice through implantation of catheters in the jugular vein: a new simplified protocol.</a> Physiological Reports. 6 (21), e13904(2018).</li>
<li>Heimann, M., Kasermann, H. P., Pfister, R., Roth, D. R., Burki, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Blood+collection+from+the+sublingual+vein+in+mice+and+hamsters%3A+a+suitable+alternative+to+retrobulbar+technique+that+provides+large+volumes+and+minimizes+tissue+damage%5BTitle%5D)+AND+%22Laboratory+Animals%22%5BJournal%5D)">Blood collection from the sublingual vein in mice and hamsters: a suitable alternative to retrobulbar technique that provides large volumes and minimizes tissue damage.</a> Laboratory Animals. 43 (3), 255-260 (2009).</li>
<li>Parasuraman, S., Raveendran, R., Kesavan, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Blood+sample+collection+in+small+laboratory+animals%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Pharmacology+%26+Pharmacotherapeutics%22%5BJournal%5D)">Blood sample collection in small laboratory animals.</a> Journal of Pharmacology & Pharmacotherapeutics. 1 (2), 87-93 (2010).</li>
<li>Diehl, K. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+good+practice+guide+to+the+administration+of+substances+and+removal+of+blood%2C+including+routes+and+volumes%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Applied+Toxicology%22%5BJournal%5D)">A good practice guide to the administration of substances and removal of blood, including routes and volumes.</a> Journal of Applied Toxicology. 21 (1), 15-23 (2001).</li>
<li>van Herck, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Orbital+sinus+blood+sampling+in+rats+as+performed+by+different+animal+technicians%3A+the+influence+of+technique+and+expertise%5BTitle%5D)+AND+%22Laboratory+Animals%22%5BJournal%5D)">Orbital sinus blood sampling in rats as performed by different animal technicians: the influence of technique and expertise.</a> Laboratory Animals. 32 (4), 377-386 (1998).</li>
<li>Tsai, P. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effects+of+different+blood+collection+methods+on+indicators+of+welfare+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+Anim+%28NY%29%22%5BJournal%5D)">Effects of different blood collection methods on indicators of welfare in mice.</a> Lab Anim (NY). 44 (8), 301-310 (2015).</li>
<li>Holmberg, H., Kiersgaard, M. K., Mikkelsen, L. F., Tranholm, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Impact+of+blood+sampling+technique+on+blood+quality+and+animal+welfare+in+haemophilic+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Laboratory+Animals%22%5BJournal%5D)">Impact of blood sampling technique on blood quality and animal welfare in haemophilic mice.</a> Laboratory Animals. 45 (2), 114-120 (2011).</li>
<li>Yang, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Safety+and+efficacy+of+a+modified+axillary+vein+technique+for+pacemaker+implantation%5BTitle%5D)+AND+%22Cardiology+Plus%22%5BJournal%5D)">Safety and efficacy of a modified axillary vein technique for pacemaker implantation.</a> Cardiology Plus. 3, 104-107 (2018).</li>
<li>Yang, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Subclavian+Vein+Puncture+As+an+Alternative+Method+of+Blood+Sample+Collection+in+Rats%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Subclavian Vein Puncture As an Alternative Method of Blood Sample Collection in Rats.</a> Journal of Visualized Experiments. (141), (2018).</li>
<li>Kilkenny, C., Altman, D. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Improving+bioscience+research+reporting%3A+ARRIVE-ing+at+a+solution%5BTitle%5D)+AND+%22Laboratory+Animals%22%5BJournal%5D)">Improving bioscience research reporting: ARRIVE-ing at a solution.</a> Laboratory Animals. 44 (4), 377-378 (2010).</li>
<li>Research, I. fL. A. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aResearch%2C+IfLA+%22Guide+for+the+care+and+use+of+laboratory+animals%22">Guide for the care and use of laboratory animals</a>. , National Academies Press. Washington (DC). (1996).</li>
<li>Redel, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Impact+of+ischemia+and+reperfusion+times+on+myocardial+infarct+size+in+mice+in+vivo%5BTitle%5D)+AND+%22Experimental+Biology+and+Medicine+%28Maywood%2C+N.J.%29%22%5BJournal%5D)">Impact of ischemia and reperfusion times on myocardial infarct size in mice in vivo.</a> Experimental Biology and Medicine (Maywood, N.J.). 233 (1), 84-93 (2008).</li>
<li>Tsukamoto, A., Serizawa, K., Sato, R., Yamazaki, J., Inomata, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Vital+signs+monitoring+during+injectable+and+inhalant+anesthesia+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Experimental+Animals%22%5BJournal%5D)">Vital signs monitoring during injectable and inhalant anesthesia in mice.</a> Experimental Animals. 64 (1), 57-64 (2015).</li>
<li>Zou, W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Repeated+Blood+Collection+from+Tail+Vein+of+Non-Anesthetized+Rats+with+a+Vacuum+Blood+Collection+System%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Repeated Blood Collection from Tail Vein of Non-Anesthetized Rats with a Vacuum Blood Collection System.</a> Journal of Visualized Experiments. (130), (2017).</li>
</ol>

Żaden nie zadeklarował.

Niniejszy raport stanowi rozszerzenie wcześniejszych badań nad pobieraniem próbek krwi przez nakłucie żyły podobojczykowej u szczurów11. Ponieważ mysz jest najczęściej wykorzystywanym zwierzęciem badawczym, warto byłoby sprawdzić, czy tę technikę można również zastosować u myszy. Wyzwanie wynika ze stosunkowo mniejszej średnicy żyły podobojczykowej.
W niniejszych badaniach stwierdziliśmy, że nakłucie podobojczykowe u myszy jest wykonalnym i niezawodnym sposobem pobierania krwi. W porównaniu z konwencjonalnymi metodami, takimi jak przecięcie żyły ogonowej lub pobranie krwi z oczodołu, obecna metoda nie budzi żadnych problemów etycznych. Wszystkie zwierzęta przeżyły po tej procedurze bez płynnych suplementów po około 200 μl ekstrakcji krwi, a zwierzęta mogły być wykorzystane do dalszych badań eksperymentalnych. Teoretycznie całkowita objętość próbki nie może za każdym razem osiągnąć więcej niż 10% całkowitej objętości krwi krążącej, a całkowita objętość dorosłego zwierzęcia wynosi od 55 do 70 ml/kg masy ciała5. Dla myszy użytych w tym badaniu (21,6-28,3 g) maksymalna ekstrakcja objętościowa powinna wynosić około 200 μL. W ten sposób ustalamy ilość próbki krwi na około 200 μl dla każdej myszy. Brak możliwości zmierzenia ciśnienia krwi, tętna i innych parametrów stresu to główne ograniczenia tego raportu.
Odpowiednią kwestią jest również odpowiednie znieczulenie ogólne, które gwarantuje powodzenie nakłucia. Myszy powinny zachować ciszę podczas zabiegu nakłuwania, aby uniknąć ryzyka zranienia naczynia przez igłę. Stwierdziliśmy, że pentobarbital sodu w dawce 60 mg/kg do znieczulenia ogólnego może zaspokoić idealną głębokość znieczulenia. Minusem tego środka jest stosunkowo długi czas rekonwalescencji (średnio około 30 minut). W niektórych instytutach stosuje się inhalację izofluranu w celu skrócenia czasu rekonwalescencji i należy ją rozważyć jako alternatywny wybór znieczulenia15.
Lokalizacja żyły podobojczykowej pokazano na rycinie 4. Ze względu na cienką ścianę i niskie ciśnienie w żyle, przednia i tylna ściana żyły podobojczykowej przyczepiają się do siebie pod naciskiem igły, podczas gdy igła porusza się do przodu (ryc. 5A). Podczas powolnego wycofywania tłoka do tyłu, przymocowane ścianki rozdzielą się samoistnie, a końcówka igły może wejść do prawdziwej jamy naczynia, a krew może spłynąć do strzykawki pod stałym podciśnieniem (ryc. 5B). Korzystanie z próżniowego systemu pobierania krwi16 może również sprzyjać pobieraniu krwi. Ze względu na stosunkowo małą średnicę żyły podobojczykowej myszy nawet doświadczony operator może dojść do awarii. Dla nowicjusza zalecamy nakłucie żyły podobojczykowej u szczurów, jak podano11. Po kilku udanych próbach nakłucia u szczurów, wskaźnik powodzenia nakłucia żyły podobojczykowej u myszy może zostać znacznie zwiększony. Upewnij się, że dokładne miejsce nakłucia znajduje się tylko od ogona do środka kości obojczyka. Igła poruszająca się w górę i czaszkowa do górnego dołu mostka to inne kluczowe punkty gwarantujące udane nakłucie.
Podsumowując, nakłucie żyły podobojczykowej jest bezpieczną i skuteczną metodą pobierania krwi u myszy. Oprócz przecięcia żył ogonowych i pobrania krwi ze splotu zaoczodołowego, metoda ta jest wykonalna, bezpieczna i odpowiednia do badań obserwacyjnych w kilku punktach czasowych u myszy.

Pobieranie próbek krwi od myszy jest niezbędne w większości laboratoriów badawczych. Konwencjonalne metody pobierania krwi u myszy polegają na obcinaniu ogona, gdy potrzeba mniej niż 100 μl próbki1. Jednakże, jeśli wymagane jest więcej niż 100 μl krwi w nieterminalnym punkcie czasowym, najczęściej rozważanymi technikami są krwawienie zaoczodołowe, podżuchwowe lub podskórne pobieranie krwi2. W niektórych przypadkach cewnikowanie żyły szyjnej przez nacięcie chirurgiczne było stosowane jako metoda alternatywna3. 
Mimo to, powyższe metody są szkodliwe dla myszy. Zgodnie z naszą najlepszą wiedzą, metoda retroorbitalna nie jest powszechnie akceptowana ze względu na potencjalne ryzyko powikłań4,5. Uraz związany z operacją ma miejsce nie tylko w obszarze widzialnym6,7, ale także głęboko w orbicie6. Poza tym pobieranie krwi podżuchwowej jest stresujące8 i może wiązać się z nadmiernym krwawieniem2,9. Opierając się na naszych wcześniejszych badaniach10,11, przedstawiamy nową strategię pobierania krwi z żyły podobojczykowej u myszy. Przedstawiono i omówiono bezpieczeństwo, wykonalność i uzyskaną objętość krwi za pomocą tej techniki.

<table><tbody><tr><td>Strzykawka 1,0 ml</td><td>Shandong Weigao Group Medical Polymer Co., Ltd (Weihai, prowincja Shandong, Chiny)</td><td>20163151593</td><td></td></tr><tr><td>75% etanolu</td><td>Wydział Farmacji, Drugi Szpital Xiangya Uniwersytetu Środkowo-Południowego</td><td>wykonany na Wydziale Farmacji, Drugi Szpital Xiangya Uniwersytetu Środkowo-Południowego</td><td></td></tr><tr>taśma<td>klejąca</td><td>3M Deutschland GmbH (Kamen, Niemcy)</td><td>1534-1</td><td></td></tr><tr><td>płócienne rękawiczki</td><td>do anestezjologii</td><td></td><td></td></tr><tr><td>waga elektroniczna</td><td>Dongguan Shengheng Electronics Co. Ltd (Dongguan, prowincja Guangdong, Chiny)</td> Środek do depilacji <td>KP-3000</td><td></td></tr><tr><td></td><td>France Yi Sha Cosmetics Co. Ltd (Guangzhou, prowincja Guangdong, Chiny)</td> <td>8281744 heparyna</td><td></td></tr><tr><td>(stosowane stężenie 10 U/mL, 2 mL, 12500 IU)</td><td>Nanjing Xinbai Pharmaceutical Co. Limited (Nanjing, prowincja Jiangsu, Chiny)</td><td>H32025851</td><td></td></tr><tr><td>myszy</td><td>Hunan SJA Laboratory Animal Co. Ltd (Changsha, prowincja Hunan, Chiny)&nbsp;</td><td>Igła Kunming spcies</td><td></td></tr><tr><td>, 26G, 0,45 mm x 16 mm</td><td>Shandong Weigao Group Medical Polymer Co. Ltd (Weihai, prowincja Shandong, Chiny)</td><td>20163151593</td><td></td></tr><tr><td>pentobarbital sodu (używany roztwór 1%)</td><td>Merck</td><td>P-010-1ML</td><td></td></tr><tr><td>sól fizjologiczna, 100 ml</td><td>Hunan Kelun Pharmaceutical Co. Ltd (Yueyang, prowincja Hunan, Chiny)</td><td>H43020454</td><td></td></tr><tr><td>oprogramowanie</td> <td>statyczneMiędzynarodowe maszyny biznesowe</td><td>SPSS Statistics 25</td><td></td></tr><tr><td>probówek, 2 ml</td><td>Hubei Jinxing Technology & Development Co. Ltd (prowincja Wuhan Hubei, Chiny)</td><td>MCT-150-C</td><td></td></tr></tbody></table>

pobieranie krwi przez nakłucie żyły podobojczykowej u myszy

Blood Collection Through Subclavian Vein Puncture in Mice

Mysz jest najważniejszym modelem ssaków do badania ludzkich chorób i ludzkiego zdrowia. Jednak pobieranie próbek krwi od myszy jest wyzwaniem w pracach badawczych. Pobieranie krwi z ogona jest popularną metodą, gdy potrzebna jest niewielka ilość próbki krwi. Tętnica oczodołowa może być brana pod uwagę, jeśli potrzebna jest duża ilość krwi, ale ta metoda pobierania krwi wiąże się z problemami etycznymi. Dawniej wykazaliśmy wykonalność i bezpieczeństwo pobierania próbek krwi poprzez nakłucie żyły podobojczykowej u szczurów, a tutaj badamy, czy tę metodę można zastosować u myszy. Donosimy, że ta metoda jest bezpieczna i praktyczna w pobieraniu krwi u myszy. Pobieranie krwi przez nakłucie żyły podobojczykowej u myszy może być wygodną metodą w codziennych pracach badawczych.

Procedurę tę powtórzono u 10 myszy rasy Kunming (samce n = 5, samice n = 5, masa ciała 25,4 ± 2,0 g). Dziewięć procedur zakończyło się sukcesem po stronie prawej. W jednym przypadku nie udało się przeprowadzić nakłucia po 3 próbach po stronie prawej, jednak pobranie krwi zakończyło się sukcesem po stronie lewej. Czas trwania zabiegu (od nakłucia do uzyskania wymaganej objętości krwi) wynosił od 35 do 126 s (średnio 68,4 ± 26,4 s). Objętość pobieranej krwi ustalono na około 200 µL (średnio 203 ± 11,6 µL). Pobranie krwi zakończyło się sukcesem w ciągu od 1 do 4 prób. Pobranie krwi udało się za pierwszą próbą u dwóch myszy i po 4 próbach u jednej myszy; u pozostałych myszy pobranie wymagało 2-3 prób. Wszystkie dane przedstawiono w Tabeli 1. Wszystkie zwierzęta przeżyły i powróciły do stanu prawidłowego w ciągu 30 minut po pobraniu krwi. Nie stwierdzono istotnych różnic między płciami we wszystkich obserwowanych parametrach (Tabela 1).
<img alt="Procedura wstrzykiwania u myszy laboratoryjnej, ustawienie eksperymentu do badań medycznych, metodologia naukowa." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/59556/59556fig1.jpg" data-altupdatedat="1788282455000" data-alt="Rysunek 1"> 
Rysunek 1: Znieczulenie ogólne poprzez wstrzyknięcie doszprowadzinowe <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/59556/59556fig1large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić większą wersję tego rysunku.</a>
<img alt="Przygotowanie myszy do operacji; zwierzę laboratoryjne przymocowane taśmą do procedury eksperymentalnej." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/59556/59556fig2.jpg" data-altupdatedat="1788282455000" data-alt="Rycina 2"> 
Rycina 2: Pozycja grzbietna myszy. Należy zwrócić uwagę, że odległość między krawędzią a myszą wynosi 2-4 cm. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/59556/59556fig2large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.</a>
<img alt="Procedura iniekcji u myszy, eksperyment laboratoryjny, dłonie w rękawiczkach, sprzęt chirurgiczny, badania biologiczne." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/59556/59556fig3.jpg" data-altupdatedat="1788282455000" data-alt="Rysunek 3"> 
Rysunek 3: Miejsce nakłucia i ułożenie dłoni operatora. Należy zwrócić uwagę, że palec serdeczny prawej ręki przesuwa się do tyłu, aby wytworzyć podciśnienie. Lewa ręka jest umieszczona bocznie względem miejsca nakłucia, aby unieruchomić skórę i tkanki podskórne. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/59556/59556fig3large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby zobaczyć powiększoną wersję tego rysunku.</a>
<img alt="Schemat anatomii myszy; oznaczone dołek nadmostkowy, obojczyk oraz żyła podobojczykowa." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/59556/59556fig4.jpg" data-altupdatedat="1788282455000" data-alt="Rycina 4"> 
Rycina 4: Lokalizacja żyły podobojczykowej, obojczyka i dołka nadmostkowego. Żyła podobojczykowa przebiega pod obojczykiem i odpływa do żyły głównej górnej pod dołkiem nadmostkowym. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/59556/59556fig4large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.</a>
<img alt="Schemat techniki pobierania gazometrii krwi tętniczej pokazujący wprowadzenie strzykawki do naczynia krwionośnego." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/59556/59556fig5.jpg" data-altupdatedat="1788282455000" data-alt="Rycina 5"> 
Rycina 5: Relacja między ścianą naczynia a igłą podczas procedury. (A) Ściany żyły podobojczykowej przylegają do siebie podczas posuwania igły do przodu, przez co krew nie może zostać pobrana. (B) Podczas wycofywania igły do tyłu ściany rozdzielają się, co umożliwia pobranie krwi. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/59556/59556fig5large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.</a>
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>zmienna</td>
			<td>Suma (n=10)</td>
			<td>Samce (n=5)</td>
			<td>Kobiety (n=5)</td>
			<td>Wartość p</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Masa ciała (g)</td>
			<td>25.3 ± 2.2</td>
			<td>25.3 ± 3.0</td>
			<td>25.4 ± 1.3</td>
			<td>0.926</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Objętość krwi (μL)</td>
			<td>203.0 ± 11.6</td>
			<td>208 ± 13.0</td>
			<td>198 ± 8.4</td>
			<td>0.187</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Przebieg czasowy (s)</td>
			<td>68.4 ± 26.4</td>
			<td>70.6 ± 35.1</td>
			<td>66.2 ± 18.0</td>
			<td>0.809</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Wycofania</td>
			<td>2.3 ± 0.9</td>
			<td>2.4 ± 1.1</td>
			<td>2.2 ± 0.8</td>
			<td>0.760</td>
		</tr>
		<tr>
			<td colspan="4">Nie stwierdzono istotnych różnic ze względu na płeć dla wszystkich obserwowanych parametrów, wszystkie wartości P &gt;0.05.</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>
Tabela 1: Obserwowane parametry w zależności od płci

Tutaj prezentujemy protokół pobierania próbek krwi z żyły podobojczykowej myszy.

Pobieranie krwi przez nakłucie żyły podobojczykowej u myszy

The mouse is the foremost mammalian model for studying human disease and human health. However, blood sample collection from mice is challenging in ...

Pobieranie krwi przez nakłucie żyły podobojczykowej u myszy. Pobieranie próbek krwi od myszy jest niezbędne w większości laboratoriów badawczych. Konwencjonalnym podejściem do pobierania krwi u myszy jest obcinanie ogona, gdy potrzebna jest próbka o wielkości mniejszej niż 100 mikrolitrów.Jeśli jednak wymagane jest więcej niż 100 mikrolitrów krwi w nieterminalnym punkcie czasowym, najczęściej rozważanymi technikami są krwawienie zaoczodołowe, podżuchwowe lub podmyślne pobieranie krwi. W niektórych miejscach jako metody alternatywne przyjęto nacięcie żyły szyjnej lub cewnikowanie. Niemniej jednak powyższe metody są szkodliwe dla myszy.Na podstawie naszych formalnych badań przedstawiamy tutaj nową, ekonomiczną i delikatną strategię pobierania krwi z żyły podobojczykowej u myszy. Przedstawiono i omówiono bezpieczeństwo i wykonalność oraz uzyskaną objętość krwi za pomocą tej techniki. Po znieczuleniu ogólnym połóż mysz w pozycji leżącej.Oczyść przestrzeń podobojczykową 75% etanolem. Potwierdź obojczyk i dół nadmostkowy przed nakłuciem. Zidentyfikuj miejsce nakłucia w środku obojczyka.Przesuń igły w górę i w górę w kierunku dołu nadmostkowego, tuż za obojczykiem. Po przesunięciu się o trzy do czterech milimetrów do przodu, utrzymuj podciśnienie w strzykawce i powoli cofnij igłę. Krew będzie spływać do strzykawki w trakcie odstawiania.Po pobraniu krwi delikatnie uciskaj miejsce nakłucia przez jedną do dwóch minut, aby zatrzymać krwawienie. Przygotuj wymagane materiały, w tym 75% etanol, taśmę klejącą, środek do depilacji, tubki, strzykawkę o pojemności 1,0 mililitra połączoną z igłą, wagę elektroniczną, heparynę i sól fizjologiczną. Po zadowalającym znieczuleniu ogólnym umieść mysz na stole operacyjnym w pozycji leżącej, w odległości od dwóch do czterech centymetrów od krawędzi stołu, aby ułatwić nakłucie żyły.Unieruchom kończyny w wygodnej pozycji, jak pokazano na rysunku 2. W całym zabiegu nie była potrzebna intubacja ani wentylacja mechaniczna. Nałóż środek do depilacji wokół przestrzeni podobojczykowej za pomocą bawełnianego wacika.Trzy minuty później umyj środek do depilacji wilgotnym wacikiem, aby usunąć sierść i wszelkie widoczne zabrudzenia. Wysterylizuj przestrzeń podobojczykową 75% etanolem, a następnie osusz czystą gazą. Zidentyfikuj położenie kości obojczyka i dołu nadmostkowego jednym palcem.Zlokalizuj miejsce nakłucia, blisko środka kości obojczyka i zaczep się o nie. Przyłóż lewy palec wskazujący bokiem do miejsca nakłucia, aby unieruchomić skórę i tkankę podskórną. Przesuń igłę w górę w ułożeniu czaszki w kierunku dołu nadmostkowego.Gdy igła wejdzie w tkankę podskórną, palec serdeczny prawej ręki musi przesunąć się do tyłu, aby wytworzyć podciśnienie. Przesunąć strzykawkę do przodu o trzy do czterech milimetrów, ale przerwać, jeśli nie ma odpływu krwi do strzykawki. Następnie powoli odciągnij strzykawkę i utrzymuj w niej podciśnienie.W większości przypadków krew dostanie się do strzykawki w trakcie cofania się. Gdy krew dostanie się do strzykawki, należy ją zamocować i utrzymywać podciśnienie, aż do uzyskania wymaganej objętości krwi zebranej w strzykawce. Po pobraniu krwi wyjmij igłę do nakłucia i lekko dociśnij miejsce nakłucia wacikiem przez jedną do dwóch minut, aby zatrzymać krwawienie, a następnie wyślij myszy z powrotem do klatek.Przenieś próbkę krwi do naszej probówki z heparyną. Powtórzyliśmy tę procedurę na 10 myszach Quimi. Dziewięć zabiegów zakończyło się sukcesem po prawej stronie.Jeden przypadek nie powiódł się w ciągu trzech prób po prawej stronie, a pobranie krwi powiodło się po lewej stronie. Przebieg czasowy wahał się od 35 do 126 sekund. Objętość pobierania krwi ustalono na około 200 mikrolitrów.Pobranie krwi zakończyło się sukcesem po jednej lub czterech próbach. Pobieranie próbek krwi powiodło się za pierwszym razem u dwóch myszy i przy czterech próbach u jednej myszy, przy dwóch do trzech próbach u innych myszy. Wszystkie dane przedstawiono w tabeli 1.Wszystkie zwierzęta przeżyły i wyzdrowiały w ciągu 30 minut po pobraniu krwi. Nie stwierdzono istotnej różnicy między płciami dla wszystkich obserwowanych parametrów. Podsumowując, nakłucie żyły podobojczykowej jest bezpieczną i skuteczną metodą pobierania krwi u myszy.Oprócz przecięcia żyły ogonowej i pobrania krwi ze splotu zaoczodołowego, metoda ta jest wykonalna i odpowiednia do badań obserwacyjnych w kilku punktach czasowych u myszy.

blood-collection-through-subclavian-vein-puncture-in-mice

Research

JoVE Journal

Medicine

Medycyna

Tutaj prezentujemy protokół pobierania próbek krwi z żyły podobojczykowej szczura.

Nakłucie żyły podobojczykowej jako alternatywna metoda pobierania próbki krwi u szczurów

To badanie informuje o próbkach krwi z żyły ogonowej u myszy przy użyciu systemu probówek do ekstrakcji próżniowej z lupą okularową. Nasza metoda jest łatwa do przećwiczenia i może być stosowana do powtórnego pobierania próbek krwi u myszy.

Zmodyfikowane pobieranie krwi z żył ogonowych myszy nieznieczulonych za pomocą próżniowego systemu pobierania krwi i lupy okularowej

Obecny protokół opisuje prostą i efektywną metodę pobierania krwi z żyły podobojczykowej u szczurów. Umożliwia szybkie, terminowe i łatwe do zidentyfikowania pobieranie próbek bez znieczulenia oraz pozwala uzyskać wysokiej jakości krew dzięki powtarzalnemu pobieraniu próbek.

Powtarzające się pobieranie próbek krwi z żyły podobojczykowej przytomnego szczura

Tutaj prezentujemy kombinację skutecznych metod ograniczania szczurów i nakłuwania żył podobojczykowych, które umożliwiają szybkie, bezpieczne i wielokrotne pobieranie krwi u szczurów bez znieczulenia.

Pobieranie próbek krwi z żyły podobojczykowej u przytomnych szczurów

Przedstawiamy protokół optymalizowanej techniki pobierania krwi u myszych osób poprzez nakłucie żył twarzy za pomocą lanceta. Stosujemy tę technikę wraz z oceną cytometryczną przepływową do charakteryzowania fenotypów komórkowych szczepów transgenicznych, kongenicznych i raportowych. Nadaje się także do analizy cytokiny w surowicy oraz badań nad cukrzycą.

Nakłucie żył twarzy do pobierania krwi myszy

Nakłucie serca podobojczykowego to prosta i niezawodna metoda pobierania krwi terminalnej u myszy. Jest łatwy w obsłudze i zapewnia próbki o wysokiej czystości.

Pobieranie krwi sercowej przez nakłucie podobojczykowe u myszy

Mysi model podwiązania i perforacji kątnicy jako wartościowe narzędzie do badania sepsy u ludzi.

Procedura ligacji i punkcji kątnicy

W niniejszym artykule zaprezentowano dwie bardzo różne metody iniekcji: 1) do mózgu (do komór mózgu) oraz 2) systemową (dożylną), w celu wprowadzenia czynników terapeutycznych do ośrodkowego układu nerwowego noworodków myszy.

Podawanie substancji terapeutycznych poprzez wstrzyknięcia dopłaczkowe (ICV) i dożylne (IV) u myszy

Biomarkery są bezpośrednio mierzonymi biologicznymi wskaźnikami choroby lub zdrowia. W naukach populacyjnych i społecznych biomarkery muszą być łatwe do uzyskania, transportu i analizy. Pobieranie suszonych plam krwi (DBS) spełnia tę potrzebę, może być zbierane w terenie z wysokimi wskaźnikami odpowiedzi i analizowane pod kątem różnych biomarkerów.

Pobieranie biomarkerów zdrowotnych z wysuszonej kropli krwi w celu maksymalizacji udziału w badaniach populacyjnych

Mikroskopia przyżyciowe może być używana u zwierząt do wizualizacji i pomiaru średnic naczyń krwionośnych siatkówki, prędkości przepływu krwi i całkowitego przepływu krwi w siatkówce.

Przyżyciowe pomiary wideomikroskopii przepływu krwi w siatkówce u myszy

Naucz się pobierać krew przez nakłucie żyły podobojczykowej u myszy. Ta bezpieczna metoda pozwala uzyskać około 200 mikrolitrów próbki przy minimalnym stresie dla zwierząt.

Pobieranie krwi przez nakłucie żyły podobojczykowej u myszy

Przeglądaj więcej filmów