Name: Funkcjonalne i fizjologiczne metody oceny regeneracji nerwu pośrodkowego u szczura (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2020-04-18T14:00:00.000+00:00
Duration: 12 min 9 s
Description: Poznaj metody oceny regeneracji nerwu pośrodkowego u szczura, w tym testy behawioralne i pomiary fizjologiczne. Protokół obejmuje tworzenie uszkodzeń oraz techniki naprawcze z zastosowaniem fizjoterapii.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Diogo Casal otrzymał grant od The Program for Advanced Medical Education, który jest sponsorowany przez Fundação Calouste Gulbenkian, Fundação Champalimaud, Ministério da Saúde e Fundação para a Ciência e Tecnologia, Portugalia. Autorzy są bardzo wdzięczni Panu Filipe Franco za ilustracyjny rysunek w <silna klasa="xfig">Rysunek 1. Autorzy pragną podziękować za pomoc techniczną Pana Alberto Severino w nakręceniu i montażu filmu. Na koniec autorzy pragną podziękować Pani Sarze Marques za pomoc we wszystkich aspektach logistycznych związanych z pozyskiwaniem i utrzymaniem zwierząt.

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

W pracy przedstawiono protokół tworzenia różnych typów zmian MN i ich naprawy u szczura. Dodatkowo ilustruje, jak ocenić funkcjonalne odzyskanie tego nerwu za pomocą kilku nieinwazyjnych testów behawioralnych i pomiarów fizjologicznych.
Warto zauważyć, że kilka testów funkcjonalnych opisanych w tym artykule, a mianowicie test biegania po drabinie i test linowy, jest w znacznym stopniu zależnych od gotowości szczura do wykonania zadania w oczekiwaniu na uzyskanie nagrody w postaci pożywienia 51,52,53. Należy zauważyć, że niektóre szczepy szczurów są bardziej podatne na trening i powtarzalne wyniki w tego typu testach 51,52,53. Na przykład szczury Lewisa osiągają słabe wyniki w tych testach zarówno w fazie treningu, jak i następnie 51,52,53.
Pomieszczenia dla szczurów powinny zapewniać dużą swobodę ruchów w zgodzie z ich naturalnym zachowaniem eksploracyjnym, a także umożliwiać zwierzętom doświadczalnym zapoznanie się z niektórymi elementami obecnymi w testach funkcjonalnych19. W związku z tym pokazane są różne formy obudów pozwalające na większą swobodę ruchów. Duże klatki są personalizowane za pomocą elementów urozmaicających, które są później wykorzystywane w testach funkcjonalnych (np. liny i drabinki).
Prawdopodobnie te wzbogacające elementy, podobnie jak klatki z wbudowanymi kołami jezdnymi i indywidualne sfery treningowe, stanowią formę fizjoterapii pooperacyjnej podobną do tej, którą oferuje się pacjentom operowanym obwodowy układ nerwowy10.
Co istotne, chociaż niektórzy autorzy zalecają wypreparowanie tkanek podskórnych i powięzi mięśniowych tępo lub poprzez czyste cięcie skalpelem numer 15, zaleca się stosowanie termokoagulacji podczas preparowania tych struktur w celu zminimalizowania ryzyka powstania krwiaka pooperacyjnego.
Należy zauważyć, że opracowano liczne testy w celu przetestowania różnych aspektów naprawy nerwów obwodowych u szczurów, a mianowicie regeneracji aksonów, ponownego unerwienia celu i odzyskiwania funkcjonalnego, z których niektóre wykraczają poza zakres tego badania 29,54,55,56. Na przykład analiza kinematyczna 29,36,55 i ocena histomorfometryczna 29,36,57 są szeroko stosowane przez wielu autorów. Ponadto kilka z tych testów obejmuje wariacje w celu maksymalizacji wydajności i/lub odtwarzalności54. Na przykład algorytmiczność mechaniczna (tj. ocena reakcji na mechaniczne bodźce bolesne) może być oceniana jakościowo przy użyciu danego włókna von Freya, jak opisano w niniejszej pracy, lub półilościowo przy użyciu kolejno silniejszych włókien von Freya, a nawet ilościowo przy użyciu urządzeń elektronicznych, które wywierają rosnące naciski, aż do zaobserwowania reakcji odstawienia30,54.
Podobnie, chociaż kilku autorów stosuje analizę ścieżki chodzenia do oceny naprawy nerwów kończyn przednich u szczura, inni autorzy twierdzą, że pojedyncze zmiany MN często nie powodują powtarzalnych zmian w odciskach łap 10,58,59. Co więcej, niektórzy stwierdzili, że zmiany te mogą nie być proporcjonalne do regeneracji mięśni10,60. Mając to na uwadze, niektórzy badacze opowiadają się za stosowaniem analizy śladów chodu w przedniej łapie głównie przy ocenie powrotu do zdrowia po zmiażdżeniu zmian neve, a nie po odcinkowej rekonstrukcji nerwu 10,50,61.
Test chwytania jest szeroko stosowany do oceny regeneracji motorycznej mięśni kontrolowanych przez MN16,27. Aby zagwarantować jednolitość i odtwarzalność danych uzyskanych za pomocą tego testu, zaleca się zastosowanie testu chwytania przy użyciu dobrze ugruntowanej metodologii zaproponowanej przez Bertelli i wsp.16. Jednak obecny protokół różni się tym, że nie unieruchamia rutynowo przeciwległej łapy, aby zapobiec nadmiernemu stresowi11,27. Należy również zauważyć, że inni autorzy, po unieruchomieniu nieuszkodzonej łapy, oceniają ilościowo Test Chwytania za pomocą dynamometru lub skali27,56. Jednak na tę ocenę ilościową może mieć wpływ siła, jaką badacz stosuje do ogona szczura26. Ponadto trudno jest odróżnić siłę generowaną przez mięśnie zginaczy palców (unerwione wyłącznie przez MN u szczura i obiekt testu chwytania9) od siły wytwarzanej przez zginacze nadgarstka, do których zalicza się zginacz nadgarstka i łokciowy, który otrzymuje unerwienie z nerwu łokciowego 9,10,27. Aby spróbować obejść te potencjalne uprzedzenia, protokół ten wykorzystuje skalę porządkową podobną do skali Rady Badań Medycznych, powszechnie używanej do oceny siły mięśni u ludzi 10,11,62. Alternatywnie, inni autorzy opisali szczegółową ocenę chwytania za pomocą analizy wideo i systemu punktacji opartego na wideo11,63.
Potencjalną wadą stosowania MN w porównaniu z nerwem kulszowym jest to, że dostępna jest większa ilość informacji dotyczących tego ostatniego nerwu. To z kolei może utrudnić porównanie danych uzyskanych za pomocą MN z danymi z wcześniejszych prac eksperymentalnych 46,48,64. Dodatkowo, mniejszy rozmiar MN w porównaniu z nerwem kulszowym sprawia, że manipulacja chirurgiczna jest trudniejsza 8,12,27,56,65.
W przeciwieństwie do metodologii opisanej w niniejszej pracy, ocena elektroneuromiografii może być wykonywana za pomocą przezskórnych elektrod monopolarnych umieszczonych w okolicy ramienia i kłębiasza51. Pomimo tego, że metoda ta jest mniej inwazyjna, niesie ze sobą ryzyko potencjalnego zamieszania ze względu na możliwość kostymulacji nerwu łokciowego w okolicy ramienia 9,51.
Większość autorów zgadza się, że nie wszystkie testy stosowane na szczurach dają zgodne wyniki, ponieważ naprawa nerwów obwodowych zależy od złożonego zestawu czynników, w tym przeżycia neuronów, wydłużania i przycinania aksonów, synaptogenezy, pomyślnego wychwytywania odnerwionych narządów zmysłów i jednostek motorycznych oraz plastyczności mózgu 7,10,50,66,67.
Na koniec należy zauważyć, że istotnym zastrzeżeniem modeli gryzoni jest to, że nerwy obwodowe szczurów są znacznie bliżej ich narządów końcowych i mają znacznie mniejsze pola przekroju poprzecznego niż homologiczne struktury ludzkie. Jednak ta różnica wielkości gwarantuje szybsze dane eksperymentalne na gryzoniach i należy oczekiwać lepszych ogólnych wyników u szczurów w porównaniu z ludźmi68. Rzeczywiście, kilku autorów ostrzega, że należy zachować ostrożność przy próbie ekstrapolacji danych eksperymentalnych uzyskanych w naprawie nerwów obwodowych przy użyciu gryzoni na ludzi 7,69. Modele naczelnych są uważane za bardziej porównywalne70. Niemniej jednak ich stosowanie wiąże się z irytującymi ograniczeniami etycznymi, logistycznymi i budżetowymi71.
Mimo że nerw kulszowy jest najczęściej używanym nerwem w badaniach nad nerwami obwodowymi, szczur MN ma wiele zalet. Na przykład zmiany MN są związane z mniejszą częstością występowania przykurczów stawów i autookaleczenia dotkniętej chorobą łapy 11,12,16,56. Co istotne, autotomia po przecięciu nerwu kulszowego dotyka 11–70% szczurów. Może to uniemożliwić obecne oceny, takie jak wskaźnik kulszowy14. To z kolei sprawia, że oszacowanie liczby zwierząt potrzebnych do uzyskania danej mocy statystycznej jestkłopotliwe15.
Ponadto, ponieważ MN jest krótszy niż nerw kulszowy, szybciej obserwuje się regenerację nerwów 58,72,73,74,75,76. Ponadto MN nie jest pokryty masami mięśniowymi, co sprawia, że jego rozwarstwienie jest technicznie łatwiejsze niż w przypadku nerwu kulszowego16. Dodatkowo MN ma równoległą ścieżkę do nerwu łokciowego w ramieniu. W związku z tym nerw łokciowy może być łatwo wykorzystany jako przeszczep nerwu do naprawy urazów MN. Wreszcie, u ludzi większość uszkodzeń nerwów obwodowych występuje w kończynie górnej, co dodatkowo przemawia za użyciem tego nerwu u szczura77,78.
Prawdopodobnie gryzonie są zwierzętami doświadczalnymi najczęściej wykorzystywanymi w dziedzinie naprawy nerwów obwodowych48,79. Jak pokazano, szczur MN jest wygodnym modelem uszkodzenia i naprawy nerwów obwodowych. W rzeczywistości dostępnych jest wiele ustandaryzowanych strategii oceny regeneracji motorycznej i sensorycznej, co pozwala na łatwiejsze porównanie wyników 36,46,60,80,81,82. Wiele z tych metod jest nieinwazyjnych, co pozwala na codzienną ocenę.
Ponadto fizjoterapia jest częścią standardu opieki nad pacjentami powracającymi do zdrowia po urazach nerwów obwodowych. Jak wykazano w tym artykule, istnieje wiele strategii mających na celu zapewnienie pooperacyjnego środowiska podobnego do fizjoterapii szczurom poddanym urazom MN 4,5. W związku z tym model ten jest szczególnie odpowiedni do replikacji scenariusza klinicznego, ułatwiając ekstrapolację wyników na gatunek ludzki 12,27,48,56,58,83.
Jak wykazano w tym artykule, dostępnych jest wiele standardowych strategii oceny regeneracji motorycznej i sensorycznej w modelu MN szczura. Większość z nich to zabiegi nieinwazyjne, pozwalające na częstą ocenę. Co więcej, ponieważ większość uszkodzeń nerwów obwodowych u człowieka występuje w kończynie górnej, wspomniane eksperymentalne warunki fizjoterapii mogą bardziej trafnie naśladować powrót do zdrowia w kontekście klinicznym. Prawdopodobnie może to ułatwić ekstrapolację wyników na gatunek ludzki, co dodatkowo potwierdza użycie tego nerwu u szczura.

Uszkodzenia nerwów obwodowych występują regularnie w wyniku urazu, infekcji, zapalenia naczyń, autoimmunizacji, nowotworu złośliwego i/lub radioterapii1,2. Niestety, naprawa nerwów obwodowych nadal daje klinicznie nieprzewidywalne i często rozczarowujące wyniki3,4. Panuje powszechna zgoda co do tego, że nadal potrzebne są szeroko zakrojone badania podstawowe i translacyjne, aby poprawić perspektywy osób dotkniętych tym problemem4,5,6,7.
Szczur MN wykazuje duże podobieństwo do ludzkiego8,9 (Rysunek 1). Nerw ten, pochodzący ze splotu ramiennego w okolicy pachowej, schodzi do środkowej części ramienia, docierając do łokcia i rozgałęziając się do większości mięśni w brzusznym przedziale przedramienia. MN dociera do dłoni, gdzie unerwia mięśnie kłębowe i pierwsze dwa mięśnie lędźwiowe, a także do części skóry dłoni szczura9 (<silna klasa="xfig">Ryc. 1).
Korzystając z szczurzego MN, możliwe jest odpowiednie odtworzenie uszkodzeń nerwów obwodowych u ludzi10,11,12. Nerw ten ma kilka potencjalnych zalet badawczych w porównaniu z powszechnie stosowanym nerwem kulszowym. Ponieważ MN znajduje się w kończynie przedniej szczurów (podobnie jak ludzkie kończyny górne), może zostać eksperymentalnie uszkodzony ze znacznie mniejszym wpływem na samopoczucie szczura, w porównaniu z nerwem kulszowym, który unerwia znaczną część kończyny miednicy13. Ponadto u ludzi większość zmian klinicznych występuje w kończynie górnej, co odpowiada kończynie przedniej szczura10,11,12,14,15,16.
Ten artykuł pokazuje, jak wytwarzać różne rodzaje zmian MN u szczurów. Ponadto przedstawiono różne sposoby symulacji fizjoterapii pooperacyjnej. Na koniec opisano testy oceniające funkcjonalne odzyskiwanie MN. Dostępnych jest wiele ustandaryzowanych strategii oceny regeneracji motorycznej i czuciowej przy użyciu modelu MN uszkodzenia i naprawy nerwów obwodowych, co pozwala na łatwe porównanie wyników. Model MN jest szczególnie przydatny do replikacji scenariusza klinicznego, ułatwiając ekstrapolację wyników na gatunek ludzki.

<table><tbody><tr><td>Paracetamol</td><td>Amazon</td><td></td><td>https://www.amazon.com/Childrens-Tylenol-grape-flavor-ages/dp/B0051VVVZG</td></tr><tr><td>Zaciski Acland</td><td>Fine Science Tools</td><td>00398 V</td><td>http://www.merciansurgical.com/aclandclamps.pdf</td></tr><tr><td>Acland Pojedyncze zaciski B-1V (para)</td><td>Fine Science Tools</td><td>396</td><td>http://www.merciansurgical.com</td></tr><tr><td>Rękawice chirurgiczne Biogel</td><td>Medex Supply</td><td>30465</td><td>https://www.medexsupply.com</td></tr><tr><td>Analiza BSL</td><td>Systemy</td><td></td> BIOPAC <td>https://www.biopac.com/</td></tr> <tr><td>Uchwyty igieł Castroviejo</td><td>Fine Science Tools</td><td>12565-14</td><td>http://s-and-t.ne</td></tr><tr><td>Aplikator zaciskowy</td><td>Fine Science Tools</td><td>CAF-4</td><td>http://www.merciansurgical.com/acland-clamps.pdf</td></tr><tr><td>Stymulator napięcia Constante</td><td>Systemy BIOPAC</td><td>STM200</td><td>https://www.biopac.com/product/constant-voltage-stimulator-unipolar-pulse/</td></tr> <tr><td>Cutasept płyn do dezynfekcji skóry</td><td>Bode Chemie</td><td></td><td>http://www.productcatalogue.bode-chemie.com/products/skin/cutasept_f.php</td></tr><tr><td>Dafilon 10-0</td><td></td><td>G1118099</td><td>http://www.bbraun.com/cps/rde/xchg/bbraun-com/hs.xsl/products.html?prid=PRID00000816</td></tr><tr><td>Uchwyty do igieł Derf 12 cm TC</td><td>Fine Science Tools</td><td>703DE12</td><td>http://www.merciansurgical.com</td></tr><tr><td>Sterylizator na sucho</td><td>Quirumed</td><td>2432</td><td></td></tr><tr><td>http://www.quirumed.com/pt/material-de-esterilizac-o/esterilizadores Dynamometr</td><td>SAUTER</td><td>FH5</td><td>https://www.sauter.eu/shop/en/measuring-instruments/force-measurement/FH-S/</td></tr> <tr><td>Konfiguracja elektroneuromiografii</td><td>BIOPAC Systems</td><td>MP36</td><td>https://www.biopac.com/product/biopac-student-lab-basic-systems/</td></tr> <tr><td>Ethilon 5-0</td><td></td><td>W1618</td><td>http://www.farlamedical.co.uk/</td></tr> <tr><td>FLIR Software</td><td>FLIR</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Graeffe kleszcze 0,8 mm zakrzywione</td><td>Fine Science Tools</td><td>11052-10</td><td>http://www.finescience.de</td></tr><tr><td>Papier milimetrowy</td><td>Lampa</td> grzewcza Ambar <td></td><td></td></tr><tr><td>HL-1</td><td>Harvard Aparatura</td><td></td><td>727562 https://www.harvardapparatus.com/webapp/wcs/stores/servlet/haisku3_10001_11051_39108_-1_HAI_ProductDetail_N_37610_37611_37613</td></tr><tr><td>Roztwór sodu heparyny (Heparyna LEO 10000 j.m./ml)</td><td>Uniwersalna apteka</td><td></td><td>http://www.universaldrugstore.com/medications/Heparin+LEO/10000IU%2Fml</td></tr><tr><td>kauteryzacji wysokotemperaturowej</td><td>Narzędzia naukowe</td><td>AA03</td><td>http://www.boviemedical.com/products_aaroncauteries_high.asp</td></tr><tr><td>Homeotermiczny system z elastyczną sondą</td><td>Aparat Harvard</td><td>507220F</td><td>https://www.harvardapparatus.com/webapp/wcs/stores/servlet/haisku3_10001_11051_39108_-1_HAI_ProductDetail_N_37610_37611_37613</td></tr><tr><td>Kamera termowizyjna</td><td>FLIR</td><td>E6</td><td>http://www.flir.eu/instruments/e6-wifi/</td></tr> <tr><td>Instrapac - Kleszcze zębate Adson ( Extra Fine)</td><td>Fine Science Tools</td><td>7973</td><td>http://www.millermedicalsupplies.com</td></tr><tr><td>Nożyczki do tęczówki 11,5 cm Krzywe EASY-CUT</td><td>Narzędzia do nauki</td><td>precyzyjnej EA7613-11</td><td>http://www.merciansurgical.com</td></tr><tr><td>Roztwór chlorowodorku ketaminy/chlorowodorku ksylazyny</td><td>Sigma- Aldrich</td><td>K113</td><td>https://www.sigmaaldrich.com/catalog/product/sigma/k113?lang=pt&region=PT</td></tr><tr><td>Lacri-lublure Eye Maść 5g</td><td>Ekspresowe LAC101F chemików</td><td></td><td>http://www.expresschemist.co.uk/lacri-lube-eye-ointment-5g.html</td></tr><tr><td>Nożyczki majonezowe 14 cm Proste fazowane ostrza EASY-CUT</td><td>Narzędzia naukowe</td><td>EA7652-14</td><td>http://www.merciansurgical.com</td></tr><tr><td>Meloxicam</td><td>Recropharma</td><td>Mobic</td><td>https://www.recropharma.com/product-pipeline/meloxicam</td></tr><tr><td>roztwór błękitu metylenowego</td><td>Sigma- Aldrich</td><td></td><td>https://www.sigmaaldrich.com/catalog/product</td></tr><tr><td>Kleszcze do mikro jubilerów 11 cm proste 00108</td><td>Narzędzia do nauki</td> o biżuterii <td>JF-5</td><td>http://www.merciansurgical.com</td></tr><tr><td>Kleszcze do mikro jubilerów 11 cm kątowe 00109</td><td>Narzędzia do nauki o biżuterii</td><td>JFA-5b</td><td>http://www.merciansurgical.com</td></tr><tr><td>Mikro zwijacz</td><td>Narzędzia do nauki o nauce</td><td>RS-6540</td><td>http://www.finescience.de</td></tr><tr><td>Mikronożyczki Okrągłe uchwyty 15 cm Proste</td><td>Narzędzia do nauki</td><td>67</td><td>http://www.merciansurgical.com</td></tr><tr><td>Rozszerzacze mikronaczyń 11 cm Końcówki 0,3 mm 00124</td><td>Narzędzia do nauki o naczyniu</td><td>D-5a.2</td><td>http://www.merciansurgical.com</td></tr><tr><td>Monosyn 5-0</td><td></td><td>15423BR</td><td>http://www.mcfarlanemedical.com.au/15423BR/SUTURE-MONOSYN-5_or_0-16MM-70CM-(C0023423)-BOX_or_36/pd.php</td></tr><tr><td>Normalny sól fizjologiczna do nawadniania</td><td>Hospira, Inc.</td><td>0409-6138-22</td><td></td></tr><tr><td>http://www.hospira.com/en/search?q=sodium+chloride+irrigation%2C+usp&fq=contentType%3AProducts Mikroskop operacyjny</td><td>Leica Surgical Microsystems</td><td></td><td>http://www.leica-microsystems.com/products/surgical-microscopes/</td></tr> <tr><td>Skin Skribe Chirurgiczny marker skóry</td><td>Moore Medical</td><td>31456</td><td>https://www.mooremedical.com/index.cfm?/Skin-Skribe-Surgical-Skin-Marker/&PG=CTL&CS=HOM&FN=ProductDetail&PID=1740&spx=1</td></tr><tr><td>Przekąski</td><td>Versele-Laga</td><td>Complete Crock-Berry</td><td>http://www.versele-laga.com/en/complete/products/complete-crock-berry</td></tr><tr><td>Prosty kleszczyk do komarów</td><td>Fine Science Tools</td><td>91308-12</td><td>http://www.finescience.de</td></tr><tr><td>Serwety chirurgiczne</td><td>Barrier</td><td>800430</td><td>http://www.molnlycke.com/surgical-drapes/</td></tr> <tr><td>Veet Krem do depilacji skóry wrażliwej Aloe Vera i witamina E 100 ml</td><td>Veet</td><td></td><td>http://www.veet.co.uk/products/creams/creams/veet-hair-removal-cream-sensitive-skin/</td></tr></tbody></table>

funkcjonalne i fizjologiczne metody oceny regeneracji nerwu pośrodkowego u szczura

Functional and Physiological Methods of Evaluating Median Nerve Regeneration in the Rat

Głównym celem tego badania jest pokazanie, jak tworzyć i naprawiać różne typy uszkodzeń nerwu pośrodkowego (MN) u szczura. Ponadto przedstawiono różne metody symulacji fizjoterapii pooperacyjnej. Do oceny regeneracji motorycznej i sensorycznej przy użyciu modelu MN uszkodzenia i naprawy nerwów obwodowych stosuje się wiele standaryzowanych strategii, co pozwala na łatwe porównanie wyników. Dostępnych jest kilka opcji zapewnienia pooperacyjnego środowiska przypominającego fizjoterapię szczurom, które doznały urazów MN. Wreszcie, w artykule przedstawiono metodę oceny powrotu do zdrowia MN za pomocą kilku nieinwazyjnych testów (tj. Test chwytania, test nakłucia szpilką, test chodzenia po drabinie, test wspinania się po linie i analiza ścieżki spacerowej) oraz pomiarów fizjologicznych (termografia w podczerwieni, elektroneuromiografia, ocena siły zgięcia i określenie masy mięśnia promieniowego zginacza nadgarstka). W związku z tym model ten wydaje się szczególnie odpowiedni do odtworzenia scenariusza klinicznego, ułatwiając ekstrapolację wyników na gatunek ludzki.
Chociaż nerw kulszowy jest najczęściej badanym nerwem w badaniach nerwów obwodowych, analiza szczurzego MN przedstawia różne zalety. Na przykład w badaniach zmian MN obserwuje się zmniejszenie częstości występowania przykurczów stawów i autookaleczenia chorej kończyny. Ponadto MN nie jest pokryty masami mięśniowymi, dzięki czemu jego rozwarstwienie jest łatwiejsze niż w przypadku nerwu kulszowego. Ponadto szybszy powrót do zdrowia MN obserwuje się, ponieważ MN jest krótszy niż nerw kulszowy. Ponadto MN ma równoległą ścieżkę do nerwu łokciowego w ramieniu. W związku z tym nerw łokciowy może być z łatwością wykorzystany jako przeszczep nerwu do naprawy urazów MN. Wreszcie, MN u szczurów znajduje się w kończynie przedniej, podobnie jak ludzka kończyna górna; U ludzi kończyna górna jest miejscem większości uszkodzeń nerwów obwodowych.

Łącznie 34 szczury zostały losowo podzielone na następujące grupy operacyjne: Sham (n = 17), Excision (n = 17) oraz Nerve Graft (n = 10). Wszystkie szczury przeżyły operację oraz okres pooperacyjny bez powikłań. Tydzień po zabiegu i przez kolejne 100 dni wszystkie zwierzęta poddawano opisanym powyżej testom funkcjonalnym raz w tygodniu. Reprezentatywne wyniki każdego z tych testów opisano poniżej.
Test chwytu
Procent szczurów z pozytywną odpowiedzią w teście chwytania był najwyższy w grupie Sham. Wartość ta stopniowo wzrastała w czasie u szczurów z grup Crush oraz Nerve Graft (Rysunek 3).
Test nakłucia skóry
Szczury z grupy Sham uzyskały najwyższe wyniki w skumulowanym teście nakłuwania szpilką w porównaniu do szczurów z grupy Nerve Graft. Obie te grupy osiągnęły lepsze wyniki niż szczury z grupy Excision (Rysunek 4).
Test biegania po drabinie
Prędkość szczurów w teście biegania po drabinie była wyższa w grupie Sham niż u szczurów z uszkodzeniem MN. Wśród tych ostatnich czas przebiegnięcia drabiny miał tendencję do zmniejszania się w czasie, co było równoległe do regeneracji MN (Rysunek 5).
Test sznurowy
Podobnie jak w teście wspinania się po drabinie, czas potrzebny szczurom na wspinanie się po sznurze był krótszy w grupie Sham w porównaniu z grupami, w których doszło do uszkodzenia MN. Prędkość szczurów w tym teście wzrosła po dopuszczeniu do regeneracji MN (Rysunek 6).
Analiza śladów ruchu
Analiza śladów chodu wykazała tendencję do zmian w morfologii odcisków łap (Rycina 7). Zmiany te były często bardziej wyraźne w przypadku urazów zmiażdżeniowych niż przy segmentowych uszkodzeniach nerwów50.
Termografia w podczerwieni
Termografia okazała się przydatna podczas badania różnic temperatury między przednimi łapami w ciągu pierwszych 30 dni po operacji. Różnice temperatury były bardziej zauważalne u szczurów z cięższym uszkodzeniem nerwu pośrodkowego (MN), na przykład u osobników z grupy Excision (Rycina 8 oraz Rycina 9).
Elektroneuromiografia
Tabela 1 podsumowuje znaczenie biologiczne pomiarów elektroneuromiograficznych, przedstawiając reprezentatywne wyniki dla różnych grup eksperymentalnych. W badaniu elektroneuromiograficznym zaobserwowano różne wzorce. Prawidłowy CMAP był typowy dla szczura z grupy Sham, natomiast polifazowy CMAP wiązał się ze zmiennym stopniem uszkodzenia MN, jak w grupach Crush i Nerve Graft (Rysunek 10). W grupie Excision nie zaobserwowano CMAP.
Siła zgięcia nadgarstka
Biorąc pod uwagę, że zgięcie nadgarstka zależy głównie od MN, test ten został wykorzystany do oceny powrotu funkcji motorycznych w obszarze unerwienia tego nerwu. Siła zgięcia nadgarstka była najbliższa normie w przypadku maksymalnego powrotu funkcji (Rysunek 11).
Masa i morfologia mięśni
Masa i morfologia mięśnia zginacza promieniowego nadgarstka były zależne od regeneracji nerwu pośrodkowego (MN), ponieważ mięsień ten jest unerwiany wyłącznie przez MN9,10. W związku z tym w grupie Sham zaobserwowano prawidłową masę i morfologię. Utratę masy oraz trofiki mięśniowej odnotowano w grupach Crush, Nerve Graft oraz Excision (Rysunek 12).
<img alt="Schemat anatomii myszy; podkreśla nerwy i mięśnie, z dokładnymi ilustracjami kończyn i kręgosłupa." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/59767/59767fig01.jpg" data-altupdatedat="1788250015000" data-alt="Rysunek 1"> 
Rysunek 1: Schematyczne przedstawienie anatomii nerwu pośrodkowego szczura. 
(1) Początek i zakończenie nerwu pośrodkowego w mózgu szczura (obszar zielony = pierwotna kora ruchowa; obszar niebieski = pierwotna kora czuciowa). (2) Przekrój poprzeczny rdzenia kręgowego na poziomie segmentu C7; (3) Nerw pachowy; (4) Nerw mięśniowo-skórny; (5) Nerw promieniowy; (6) Nerw pośrodkowy; (7) Nerw łokciowy; (8) Przyprzyśrodkowa gałąź skórna ramienia; (9) Przyprzyśrodkowa gałąź skórna przedramienia; (10) Tętnica pachowa; (11) Tętnica ramienna; (12) Tętnica pośrodkowa; (13) Powierzchowna tętnica promieniowa; (14) Tętnica łokciowa; (15) Gałąź ruchowa nerwu pośrodkowego do mięśnia pronatora okrągłego; (16) Gałąź ruchowa nerwu pośrodkowego do mięśnia zginacza promieniowego nadgarstka; (17) Gałąź ruchowa nerwu pośrodkowego do mięśnia zginacza powierzchownego palców; (18) Gałąź ruchowa nerwu pośrodkowego do mięśnia zginacza głębokiego palców; (19) Gałąź czuciowa nerwu pośrodkowego do obszaru kłucia; (20) Wspólna tętnica dłoniowa pierwszej przestrzeni międzykostnej; (21) Promieniowa tętnica dłoniowa palca pierwszego; (22) Gałąź ruchowa nerwu pośrodkowego do mięśni kłucia; (23) Łuk tętniczy dłoniowy; (24) Promieniowy nerw dłoniowy palca pierwszego; (25) Łokciowy nerw dłoniowy palca pierwszego; (26) Wspólna tętnica dłoniowa trzeciej przestrzeni międzykostnej; (27) Gałęzie ruchowe końcowych odgałęzień nerwu pośrodkowego do trzech pierwszych mięśni robaczkowatych; (28) Łokciowe nerwy dłoniowe drugiego, trzeciego i czwartego palca; (29) Łokciowe tętnice dłoniowe czwartego i piątego palca; (30) Promieniowe nerwy dłoniowe drugiego, trzeciego i czwartego palca; (31) Promieniowa tętnica dłoniowa piątego palca; (32) Obszar unerwienia skórnego nerwu pośrodkowego w przedniej łapie (obszar zaznaczony na niebiesko). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/59767/59767fig01large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić większą wersję tego rysunku.</a>
<img alt="Schemat preparacji nerwów: promieniowy, pośrodkowy, pachowy, łokciowy, mięśniowo-skórny w badaniu anatomicznym." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/59767/59767fig02.jpg" data-altupdatedat="1788250015000" data-alt="Rycina 2"> 
Rycina 2: Fotografia prawej kończyny przedniej szczura przedstawiająca anatomię chirurgiczną nerwu pośrodkowego w obszarach ramienia i pachy. 
Cr, czaszkowo; Me, przyśrodkowo <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/59767/59767fig02large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.</a>
<img alt="Wykres analizy przeżywalności; rekonwalescencja pooperacyjna u szczurów; porównanie grup: sham, wycięcia i przeszczepu nerwu." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/59767/59767fig03.jpg" data-altupdatedat="1788250015000" data-alt="Rysunek 3"> 
Rysunek 3: Procent szczurów z pozytywnym wynikiem testu chwytu w różnych grupach eksperymentalnych w okresie 100 dni po operacji. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/59767/59767fig03large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.</a>
<img alt="Wykres słupkowy wyników testu nakłuwania szpilką. Porównuje grupy: pozorowaną, wycięcia i przeszczepu nerwu w zależności od dni rekonwalescencji." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/59767/59767fig04.jpg" data-altupdatedat="1788250015000" data-alt="Rycina 4"> 
Rycina 4: Ocena nocycepcji z wykorzystaniem skumulowanych wyników testu nakłuwania szpilką w operowanej przedniej łapie, znormalizowanych względem łapy przeciwległej w różnych grupach doświadczalnych. 
Pionowe słupki przedstawiają 95% przedziały ufności. Poziome linie w górnej części ryciny wskazują istotne statystycznie różnice między grupami doświadczalnymi, ***p&lt;0.001. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/59767/59767fig04large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.</a>
<img alt="Wykres słupkowy porównujący średnią prędkość po operacji w grupach: pozornej, wycięcia i przeszczepu nerwu w dniach 30, 45 i 60." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/59767/59767fig05.jpg" data-altupdatedat="1788250015000" data-alt="Rysunek 5"> 
Rysunek 5: Średnia prędkość w teście biegania po drabinie w różnych grupach eksperymentalnych. 
Pionowe słupki reprezentują 95% przedziały ufności. Gwiazdki w górnej części rysunku wskazują różnice istotne statystycznie między grupami, *p&lt;0.001. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/59767/59767fig05large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić większą wersję tego rysunku.</a>
<img alt="Wykres pudełkowy prędkości wspinania pokazujący regenerację po operacji; zielony=grupa pozorowana, czerwony=wycięcie." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/59767/59767fig06.jpg" data-altupdatedat="1788250015000" data-alt="Rycina 6"> 
Rycina 6: Średnia prędkość wspinania w teście linowym w grupach Sham (pozorowanej) i Excision (wycięcia). 
Pionowe słupki reprezentują 95% przedziały ufności. Gwiazdki w górnej części ryciny wskazują statystycznie istotne różnice między grupami, *p&lt;0.05; **p&lt;0.01. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/59767/59767fig06large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.</a>
<img alt="Wykres słupkowy analizy chodu porównujący grupy: operację pozorowaną, wycięcie i przeszczep nerwu w punktach czasowych D30, D60, D90." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/59767/59767fig07.jpg" data-altupdatedat="1788250015000" data-alt="Rycina 7"> 
Rycina 7: Parametry śladu chodu w różnych grupach eksperymentalnych. 
Wartości dla kończyny operowanej wyrażone są jako wartości procentowe średnich znormalizowanych do kończyny przeciwstawnej. (A) Współczynnik stania (stance factor); (B) Długość odcisku; (C) Współczynnik rozstawu palców; (D) Środkowy współczynnik rozstawu palców; (E) Długość kroku; (F) Baza podparcia. Słupki pionowe reprezentują 95% przedziały ufności. Linie poziome w górnej części rysunku wskazują różnice statystycznie istotne między grupami eksperymentalnymi. D30, D60, D90 = 30, 60 i 90 dni po operacji, *p&lt;0.05; **p&lt;0.01; ***p&lt;0.001. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/59767/59767fig07large.jpg" target="_blank">Aby zobaczyć powiększoną wersję tej ryciny, kliknij tutaj.</a>
<img alt="Wykres zmian temperatury porównujący grupę pozorowaną i grupę z wycięciem po operacji w dniach 30, 60 i 90." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/59767/59767fig08.jpg" data-altupdatedat="1788250015000" data-alt="Rysunek 8"> 
Rysunek 8: Średnia różnica temperatur zarejestrowana za pomocą termografii podczerwieni. 
Wykresy pudełkowe przedstawiają różnicę temperatury między obszarem dłoniowym nerwu pośrodkowego po stronie operowanej (prawa strona) a stroną przeciwległą (lewa) w grupach Sham (n = 17) i Excision (n = 17), *p&lt;0.05; **p&lt;0.01. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/59767/59767fig08large.jpg" target="_blank">Kликnij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.</a>
<img alt="Obrazowanie termiczne wykazujące rekonwalescencję po operacji; zmienność temperatury w ciągu 45 dni; mapa ciepła." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/59767/59767fig09.jpg" data-altupdatedat="1788250015000" data-alt="Rysunek 9"> 
Rysunek 9: Typowy wzorzec termografii podczerwonej zwierzęcia z grupy wycięcia w ciągu pierwszych 45 dni po operacji. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/59767/59767fig09large.jpg" target="_blank">Aby zobaczyć powiększoną wersję tego rysunku, kliknij tutaj.</a>
<img alt="Wykresy wzorców CMAP; grupa Sham vs grupa z przeszczepem nerwu; analiza elektrofizjologiczna; normalne sygnały polifazowe." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/59767/59767fig10.jpg" data-altupdatedat="1788250015000" data-alt="Rycina 10"> 
Rycina 10: Typowe wzorce złożonych potencjałów czynnościowych mięśni (CMAPs) u zwierzęcia z grup Sham oraz Nerve Graft 90 dni po operacji. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/59767/59767fig10large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.</a>
<img alt="Wykres słupkowy porównujący AUC siły zgięcia nadgarstka; grupy Sham, Excision i Nerve graft; dane eksperymentalne." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/59767/59767fig11.jpg" data-altupdatedat="1788250015000" data-alt="Rysunek 11"> 
Rysunek 11: Ocena siły zgięcia nadgarstka w obu przednich łapach 90 dni po operacji w różnych grupach eksperymentalnych. 
Siłę zgięcia nadgarstka oceniano za pomocą pola pod krzywą (AUC) w okresie 30 s, stosując stymulację supratetaniczną. Linie pionowe oznaczają 95% przedziały ufności. Linie poziome w górnej części rysunku wskazują statystycznie istotne różnice między grupami, **p&lt;0,01. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/59767/59767fig11large.jpg" target="_blank">Proszę kliknąć tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.</a>
<img alt="Wykres analizy masy mięśni i porównanie tkanek w grupach: pozornej, wycięcia oraz przeszczepu nerwu." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/59767/59767fig12.jpg" data-altupdatedat="1788250015000" data-alt="Rysunek 12"> 
Rysunek 12: Masa mięśnia flexor carpi radialis i jego wygląd makroskopowy 100 dni po operacji. 
(A) Wykresy pudełkowe przedstawiające znormalizowaną masę mięśnia flexor carpi radialis w różnych grupach eksperymentalnych, **p&lt;0,01; ***p&lt;0,001. (B) Zdjęcia mięśni prawostronnych i lewostronnych w grupach eksperymentalnych Sham (pozornej) i Excision (wycięcia). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/59767/59767fig12large.jpg" target="_blank">Aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku, kliknij tutaj.</a>
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Parametr</td>
			<td>Istotność parametrów</td>
			<td>Grupa pozorowana</td>
			<td>Grupa wycięcia</td>
			<td>grupa NG</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Próg stymulacji neurologicznej (%)</td>
			<td>Ocena regeneracji nerwu, ponieważ do uzyskania CMAP lub widocznego skurczu mięśnia wymagana jest minimalna liczba włókien nerwowych12</td>
			<td>281.63 ± 271.65</td>
			<td>5359.98 ± 3466.52</td>
			<td>2108.12 ± 2115.13</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Próg stymulacji motorycznej (%)</td>
			<td>Ocena regeneracji nerwów, ponieważ wymagana jest minimalna liczba włókien nerwowych, aby wywołać CMAP lub widoczne skurcze mięśni12</td>
			<td>462.52 ± 118.91</td>
			<td>1694.10 ± 503.24</td>
			<td>1249.50 ± 503.24</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Latencja (%)</td>
			<td>Ocena prędkości przewodzenia w najszybszych włóknach nerwowych, czyli w największych włóknach mielinowych44</td>
			<td>113.55 ± 25.04</td>
			<td>Ponieważ nie dostarczono tekstu źródłowego do przetłumaczenia, proszę o przesłanie treści, którą należy przełożyć na język polski.</td>
			<td>132.80 ± 69.95</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Prędkość transdukcji nerwowo-mięśniowej (%)</td>
			<td>Ocena prędkości przewodzenia w najszybszych włóknach nerwowych, czyli w największych włóknach zmielinizowanych44</td>
			<td>92.01 ± 20.88</td>
			<td>Brak danych</td>
			<td>91.30 ± 26.51</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>amplituda CMAP (%)</td>
			<td>Ocena liczby reinnerwowanych jednostek motorycznych34</td>
			<td>110.63 ±45.66</td>
			<td>Nie dotyczy</td>
			<td>41.60 ± 24.84</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>czas trwania CMAP (%)</td>
			<td>Ocena synchronizacji unerwienia mięśni, która zależy od stopnia reinnerwacji mięśnia oraz mielinizacji unerwiających włókien ruchowych44,45</td>
			<td>101.12 ± 23.92</td>
			<td>Brak danych</td>
			<td>151.06 ± 54.52</td>
		</tr>
		<tr>
			<td colspan="5">NG, przeszczep nerwu 
			CMAP-yzłożony potencjał czynnościowy mięśnia. 
			Ponieważ nie dostarczono tekstu źródłowego do przetłumaczenia, proszę o wprowadzenie treści, którą należy przełożyć na język polski., nie dotyczy 
			Wszystkie parametry wyrażono jako wartości procentowe względem średnich wartości z przeciwległej strony. 
			Zmienne numeryczne przedstawiono jako średnia ± odchylenie standardowe.</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>
Tabela 1: Ocena elektroneuromiograficzna na koniec eksperymentu.

Prezentowany jest protokół do wytwarzania różnych typów uszkodzeń nerwu pośrodkowego (MN) i naprawy u szczura. Dodatkowo protokół pokazuje, jak ocenić funkcjonalną regenerację nerwu za pomocą kilku nieinwazyjnych testów behawioralnych i pomiarów fizjologicznych.

Funkcjonalne i fizjologiczne metody oceny regeneracji nerwu pośrodkowego u szczura

The main goal of this investigation is to show how to create and repair different types of median nerve (MN) lesions in the rat. Moreover, different ...

Wykorzystując nerw pośrodkowy szczura, możliwe jest odpowiednie odtworzenie zmian w nerwach obwodowych u ludzi. Klinicznie większość tych zmian występuje w kończynie górnej, co przemawia za zastosowaniem tego modelu eksperymentalnego. W tym artykule pokażemy, jak wytwarzać różne rodzaje zmian w nerwie pośrodkowym u szczura.Dodatkowo pokażemy, jak ocenić funkcjonalną regenerację tego nerwu za pomocą kilku testów. Nerw pośrodkowy pochodzi z segmentów rdzenia kręgowego od C6 do T1. Nerw pośrodkowy jest podświetlony na zielono. W tym filmie obłożenia chirurgiczne nie są używane do celów demonstracyjnych.Prosimy o dołączenie obłożenia podczas wykonywania zabiegu. Skóra w przyśrodkowej części prawego ramienia i okolicy piersiowej jest nacięta aż do płaszczyzny powięzi głębokich. Krwawiące naczynia są starannie podwiązane.Następnie starannie przecina się powięź ramienną, uważając, aby nie uszkodzić struktur naczyniowych i nerwowych w przyśrodkowej części ramienia. Para nożyczek jest tępo otwarta pod spodem, końcowe przyczepienie mięśnia piersiowego większego, w celu drażnienia tego mięśnia, z dala od leżącej poniżej tętnicy pachowej i żyły, a także od końcowych gałęzi splotu ramiennego. Przyczep mięśnia piersiowego większego jest następnie dzielony za pomocą kauteryzacji elektrycznej.Mięsień piersiowy mniejszy jest następnie odsłaniany i przecinany. Nerw przyśrodkowy jest następnie tępo wycinany z naczyń ramiennych i od nerwu łokciowego aż do okolicy łokcia. Obecnie można obserwować różne końcowe gałęzie splotu ramiennego, a mianowicie nerwy środkowe, łokciowe, promieniowe, pachowe i mięśniowo-skórne.Dzięki odsłoniętemu i odizolowanemu nerwowi pośrodkowemu można wywołać różne urazy mechaniczne. Fałszywą grupę można utworzyć, przeprowadzając tylko sekcję nerwu pośrodkowego. W grupie zmiażdżenia nerw pośrodkowy jest uciskany za pomocą kleszczy mikrochirurgicznych przez 15 sekund.Grupa wycięcia wynika z usunięcia 10-milimetrowego odcinka nerwu pośrodkowego. Bliższy kikut nerwu pośrodkowego jest podwiązany z 8-0 nylonowy szew zapobiegający wzrostowi aksonów. Alternatywnie możliwe jest obrócenie wyciętego segmentu o 180 stopni i użycie go jako autologicznego przeszczepu nerwu.W tym przypadku kikuty proksymalne i dystalne odcinka nerwu środkowego są zszywane do przeszczepu nerwu za pomocą szwów nylonowych 10-0. Fizjoterapia jest częścią standardu opieki nad pacjentami powracającymi do zdrowia po urazach nerwów obwodowych. Istnieje wiele strategii zapewnienia fizjoterapii pooperacyjnej szczurom, które zostały poddane środkowym urazom nerwów.Ważne jest, aby wybrać młode szczury i umożliwić im kontakt z instrumentami fizjoterapeutycznymi przed zabiegiem. Zapewnia to łatwiejsze i szybsze dostosowanie się do ustawień ćwiczeń. Co więcej, instrumenty do fizjoterapii powinny pozwalać szczurom na pewien stopień swobody i najlepiej umożliwiać im wykonywanie precyzyjnych ruchów przednimi łapami.Istnieje kilka sposobów wykonywania fizjoterapii. Na przykład można użyć pojedynczych sfer. Umieść szczura w kuli, a następnie umieść go w pomieszczeniu z kilkoma przeszkodami.Pozwól mu eksplorować pokój przez pół godziny. Rób to raz dziennie. Szczury mogą być również trzymane w indywidualnych klatkach.Z wbudowanymi kołami jezdnymi. W ten sposób szczury mogą ćwiczyć tyle, ile chcą i kiedy chcą. Inną możliwością jest zakwaterowanie szczurów w grupach w większych klatkach.Spersonalizuj klatki za pomocą skór, lin, kół do biegania i innych elementów wzbogacających środowisko. Zapewnia im to dużą swobodę ruchów, zgodnie z ich naturalnym zachowaniem eksploracyjnym i pozwala szczurom zapoznać się z niektórymi elementami obecnymi w testach funkcjonalnych. Przed wykonaniem testów funkcjonalnych zapoznaj szczury z przysmakami, które wybrałeś jako pozytywne wzmocnienie.Testy przeprowadzaj wieczorem, kiedy szczury są naturalnie bardziej aktywne. Zacznij od testu chwytania. Umieść szczura na siatce i podnieś go za ogon, pozwalając mu złapać siatkę.Kiedy szczur jest w stanie złapać siatkę, z podobną siłą obiema przednimi łapami. Oznacza to, że nerw pośrodkowy funkcjonuje, a test chwytania jest uważany za pozytywny. Jeśli nie może złapać siatki zranioną łapą, test chwytania jest uważany za negatywny.W przypadku testu Pin Prick umieść szczura na platformie i poczekaj kilka minut, aż ustąpią czynności eksploracyjne i związane z pielęgnacją. Zacznij, gdy szczur jest nieruchomy i stoi na przednich łapach. Za pomocą lustra przełóż włosy Von Freya przez siatkę, aby szturchnąć dłoń przedniej łapy.Powtórz to pięć razy na każdej przedniej łapie, alternatywnie, czekając kilka sekund po każdej ocenie. Oceń reakcję wycofania w następujący sposób, zero oznacza brak reakcji wycofania, jeśli szczur powoli wyjmuje łapę z włókna i dwa, jeśli szczur szybko reaguje na bodziec i usuwa łapę lub liże łapę. Umieść szczura na dole drabiny i delikatnie dotknij ogona szczura.Uruchom stoper, gdy szczur zacznie chodzić i zatrzymaj go, gdy jego pyski przekroczą wejście do pudełka. Zapisz czas i powtórz test trzy razy. Połóż szczura na dole liny i przekonaj go, aby się na nią wspiął, delikatnie dotykając jego ogona.Uznaj test za ważny, jeśli zwierzę tego nie robi, waha się podczas zadania lub przestaje się wspinać. Uruchom stoper, gdy zwierzę rozpocznie wspinaczkę i zatrzymaj go, gdy pysk szczura przekroczy wejście na platformę. Daj szczurowi przekąskę po wykonaniu zadań poprawnie i pozwól mu na kilka minut odpoczynku przed powtórzeniem.Połóż kawałek papieru milimetrowego na podłodze korytarza. Następnie chwyć szczura za ogon i pozwól mu trzymać pędzel do malowania, nasączony błękitem metylenowo-niebieskim. Umieść go przy wejściu do korytarza, aby skłonić go do wejścia do pudełka.Usuń papier milimetrowy z podłogi w korytarzu i powtarzaj testy, aż uzyskasz dobry, reprezentatywny odcisk obu przednich łap. Z uzyskanych odcisków wybierz taki, który ma dobry odcisk kolejnych łap przednich i zmierz poniższe parametry. Długość wydruku, rozstaw palców, rozpiętość palców pośrednich i współczynnik postawy.Na koniec zmierz odległość między drugim palcem dwóch kolejnych odcisków, długość kroku. Aby przeprowadzić ocenę termograficzną, umieść kawałek dwustronnego kleju na gąbce. Umieść na nim szczura i przyklej przednie łapy, jak pokazano.Odczekaj minutę, aby rozproszyć wymianę ciepła podczas dotykania łap szczura. Chwyć aparat pod kątem 90 stopni i w odległości około 30 centymetrów od szczurów. Dokonaj dwóch przejęć.Najpierw wykonaj termogram całego ciała, a następnie, przybliżając aparat do górnej części ciała szczura, wykonaj drugi. Z uzyskanego termogramu znajdujemy interesujący nas obszar odpowiadający obszarowi dłoniowemu łap przednich. Zmierz średnie, minimalne i maksymalne wartości temperatury tego obszaru na obu łapach i oblicz różnice temperatur.Aby wykonać poniższą ocenę, odsłoń nerw pośrodkowy po obu stronach, jak wyjaśniono wcześniej. Zacznij od ułożenia szczura na grzbiecie i umieść elektrodę pokazaną właśnie w skórze. Elektrody uziemiające na udzie szczura oraz elektrody stymulujące i rejestrujące na lewej kończynie górnej.Umieść elektrodę rejestrującą na brzuchu mięśnia zginacza palca podpustki, a elektrody stymulacyjne mniej więcej w nerwie pośrodkowym. Rozpocznij akwizycję od amplitudy bodźca 10 miliwoltów i stopniowo ją zwiększaj, w krokach co 10 miliwoltów, aż osiągniesz dwa wolty. Podczas akwizycji zarejestruj amplitudę bodźca dla pierwszego widocznego zgięcia palców.To jest próg stymulacji motorycznej. Minimalna amplituda bodźca, wymagana do uzyskania złożonego potencjału czynnościowego mięśni, C.M.A.P.is próg stymulacji neurologicznej. Na koniec wybierz reprezentatywny C.M.A.P, w odpowiedzi na bodziec supramaksymalny i zmierz następujące parametry: opóźnienie, amplitudę i czas trwania.Aby przeprowadzić ocenę siły zginania, najpierw przełóż pięć lub sześć jedwabnych szwów przez obszar dłoniowy każdej przedniej łapy i pozostaw ją z pięcioma centymetrami długości. Ułóż szczura na plecach. Zacznij od lewej przedniej łapy, zaczep linię szwu w haku dynamometru i wyrównaj przednią łapę z dynamometrem, nie obciążając zbytnio haka.Trzymaj elektrody stymulujące, w przybliżeniu w nerwie pośrodkowym. Dostosuj amplitudę bodźca do 1.5 V i rejestruj natychmiastową siłę przez 30 sekund. Z uzyskanego wykresu przeanalizuj maksymalne, minimalne i średnie wartości siły oraz pole pod krzywą.Zginacz nadgarstka promieniowego, który jest unerwiony przez nerw pośrodkowy, jest usuwany obustronnie i ważony na precyzyjnej wadze. Jeśli chodzi o niektóre reprezentatywne wyniki, w teście chwytania odsetek szczurów z pozytywną odpowiedzią jest najwyższy w grupie pozorowanej i stopniowo wzrasta w czasie u szczurów z grupy przeszczepu nerwów. Wyniki testu Pin Prick są wyższe w grupie Sham w porównaniu z wynikami grupy Graft lub Excision.Prędkość szczura w teście biegania po drabinie jest wyższa w grupie Sham, niż prędkość szczura poddanego przyśrodkowej zmianie laboratoryjnej. Wśród lżejszych, czas na bieganie po drabinie ma tendencję do zmniejszania się z czasem, parując rekonwalescencję nerwu pośrodkowego. Analogicznie do tego, co zaobserwowano w teście biegania po drabinie, czas potrzebny szczurom na wspinanie się po linie jest gorszy w grupie Sham w porównaniu z grupami, w których uszkodzony jest nerw pośrodkowy.Prędkość szczura w tym teście wzrasta u szczurów, u których nerw pośrodkowy może się zregenerować. Jak pokazano na tych wykresach słupkowych, analiza chodzących szczurów ma tendencję do wykazywania zmian w morfologii odcisków łap. Zmiany te są często bardziej wyraźne, w urazach miażdżących niż w uszkodzeniach nerwów segmentalnych.Ten wykres pokazuje, że termografia wydaje się być użytecznym narzędziem do wyszukiwania różnic temperatur między łapami przednimi w ciągu pierwszych 30 dni po operacji. Te różnice temperatur są bardziej zauważalne u szczurów z poważniej uszkodzonym nerwem pośrodkowym, takich jak te z grupy wycięcia. Siła zgięcia szczura jest bezpośrednio skorelowana ze stopniem regeneracji nerwów.Bycie najbliżej normy, gdy regeneracja jest maksymalna, jak widać na tych wykresach słupkowych porównujących siłę, w obu łapach w grupie Wycięcia i Przeszczepu Nerwu. Jeśli chodzi o elektroneuromiografię, można zaobserwować różne wzorce. Normalny potencjał C.M.A.P. jest typowy dla szczura z grupy Sham.Podczas gdy C.M.A.P.is polifazowe związane ze zmiennym stopniem uszkodzenia nerwu pośrodkowego, jak to ma miejsce w grupach zmiażdżenia i przeszczepu nerwu. W grupie wycinania nie ma C.M.A.P.Fala i morfologia zginacza promieniowego nadgarstka promieniowego są zależne od regeneracji nerwu pośrodkowego. Te dwa obrazy pokazują te mięśnie w grupach Sham i Excision.Jak wykazano w tym artykule, nerw pośrodkowy szczura jest wygodnym modelem uszkodzenia i naprawy nerwów obwodowych. Dostępnych jest wiele ustandaryzowanych strategii oceny regeneracji motorycznej i sensorycznej. Wiele z nich jest nieinwazyjnych, co pozwala na codzienną ocenę.Wreszcie, eksperymentalne warunki fizjoterapii mogą symulować powrót do zdrowia w kontekście klinicznym, ułatwiając określenie wyników dla gatunku ludzkiego.

functional-physiological-methods-evaluating-median-nerve-regeneration

Research

JoVE Journal

Medicine

Medycyna

W niniejszym raporcie opisujemy metodę zmiażdżenia nerwu kulszowego u myszy. Metoda ta wykorzystuje powszechnie dostępne kleszczyki hemostatyczne i pozwala w prosty oraz powtarzalny sposób uzyskać całkowite zmiażdżenie nerwu kulszowego. Ponadto opisujemy metodę przygotowania preparatów całych mięśni, odpowiednich do analizy regeneracji nerwów po zmiażdżeniu nerwu kulszowego.

Powtarzalny model zmiażdżenia nerwu kulszowego myszy i późniejsza ocena regeneracji poprzez analizę całego preparatu mięśnia

Opracowaliśmy metodę uszkodzenia nerwów, aby wiarygodnie badać reinerwację mięśni, a tym samym regenerację połączeń nerwowo-mięśniowych u myszy. Technika ta polega na uszkodzeniu wspólnego nerwu strzałkowego za pomocą prostej i wysoce powtarzalnej operacji.  Renerwacja mięśni jest następnie oceniana poprzez całkowite zamontowanie mięśnia prostownika długiego palca.

Metoda uszkodzenia nerwu strzałkowego: wiarygodny test do identyfikacji i testowania czynników naprawiających połączenia nerwowo-mięśniowe

Techniki pobudliwości aksonalnej dostarczają potężnego narzędzia do badania patofizjologii i zmian biofizycznych, które poprzedzają nieodwracalne zdarzenia zwyrodnieniowe. Manuskrypt ten demonstruje zastosowanie tych technik na nerwie łokciowym znieczulonych szczurów.

In vivo (in vivo)Pomiar elektrofizjologiczny nerwu łokciowego szczura z badaniem pobudliwości aksonalnej

Ten protokół opisuje powtarzalne podejście do chirurgii nerwu twarzowego w modelu szczurzym, w tym opisy różnych indukowalnych wzorców urazów.

Chirurgia nerwu twarzowego w modelu szczurzym w celu zbadania hamowania i regeneracji aksonów

Wprowadzamy metodę analizy kinematycznej, która wykorzystuje trójwymiarowy aparat do przechwytywania ruchu zawierający cztery kamery i oprogramowanie do przetwarzania danych do przeprowadzania ocen funkcjonalnych podczas podstawowych badań z udziałem modeli gryzoni.

Analiza kinematyczna 3D do oceny funkcjonalnej w szczurzym modelu uszkodzenia nerwu kulszowego

Zautomatyzowana analiza chodu jest możliwym narzędziem do oceny funkcjonalnego powrotu do zdrowia w modelach gryzoni z uszkodzeniem nerwów obwodowych i uszkodzeniem rdzenia kręgowego. Chociaż wymaga to tylko jednego zestawu do oceny funkcji lokomotorycznych w różnych modelach eksperymentalnych, bardzo ważne jest skrupulatne dostosowanie i szkolenie zwierząt w sprzęcie i sprzęcie.

Zautomatyzowana analiza chodu w celu oceny powrotu do sprawności funkcjonalnej u gryzoni z uszkodzeniem nerwów obwodowych lub stłuczenia rdzenia kręgowego

Ocena regeneracji motorycznej pozostaje punktem odniesienia w eksperymentalnych badaniach nerwów obwodowych. Izometryczny pomiar siły tężcowej mięśnia piszczelowego przedniego u szczura jest nieocenionym narzędziem do oceny wyników funkcjonalnych po rekonstrukcji wad nerwu kulszowego. Metody i niuanse są szczegółowo opisane w tym artykule.

Maksymalny izometryczny pomiar siły tężcowej mięśnia piszczelowego przedniego u szczura

Udostępniamy protokół oceny zachowań motorycznych za pomocą baterii testów behawioralnych u szczurów po urazie zmiażdżenia nerwu kulszowego.

Wieloczynnikowa ocena zachowań motorycznych u szczurów po jednostronnym urazie zmiażdżenia nerwu kulszowego

Zmodyfikowana operacja to uproszczona metoda dla modelu uszkodzenia nerwu oszczędzonego u myszy lub szczura, która wymaga tylko jednego podwiązania i jednego cięcia, aby uszkodzić zarówno wspólne nerwy strzałkowe, jak i łydkowe.

Zmodyfikowany model chirurgii oszczędzonego uszkodzenia nerwu bólu neuropatycznego u myszy

Przedstawiamy protokół użycia podskórnego igłowania Fu w modelu przewlekłego uszkodzenia zwężonego w celu wywołania bólu nerwu kulszowego u szczurów.

Skuteczność podskórnego igłowania Fu w bólu nerwu kulszowego: zmiany behawioralne i elektrofizjologiczne w modelu szczura z przewlekłym zwężeniem

Poznaj metody oceny regeneracji nerwu pośrodkowego u szczura, w tym testy behawioralne i pomiary fizjologiczne. Protokół obejmuje tworzenie uszkodzeń oraz techniki naprawcze z zastosowaniem fizjoterapii.

Funkcjonalne i fizjologiczne metody oceny regeneracji nerwu pośrodkowego u szczura

Przeglądaj więcej filmów