Name: Angiografia fluorescencyjna do oceny perfuzji tętniaka i drożności tętnicy rodzicielskiej w modelach tętniaków szczurów i królików (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2019-07-24T14:00:00.000+00:00
Duration: 4 min 8 s
Description: Poznaj angiografię fluorescencyjną do oceny perfuzji tętniaka i drożności naczyń w modelach szczurów i królików. Ta prosta metoda wizualizuje przepływ krwi w czasie rzeczywistym bez kosztownego sprzętu.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

To badanie było częściowo wspierane przez grant badawczy z Kantonsspital Aarau w Szwajcarii.

Gryzonie były trzymane w ośrodku opieki nad zwierzętami, a eksperymenty zostały sprawdzone i zatwierdzone przez Komitet ds. Dobrostanu Zwierząt na Uniwersytecie w Bernie, Szwajcaria (BE 108/16) i (BE65/16). Wszystkie zwierzęta były utrzymywane na standardowej diecie laboratoryjnej ze swobodnym dostępem do pożywienia i wody. Wszystkie eksperymenty na zwierzętach zostały przeprowadzone z dokładnym uwzględnieniem zasady 3R (wymiana, redukcja i udoskonalenie). Uwzględniono 10 samic królików rasy białej nowozelandzkiej i 48 samców szczura rasy Wistar. Wytyczne ARRIVE były ściśle przestrzegane8.
UWAGA: Dwadzieścia tętniaków ściany bocznej powstało u 10 królików poprzez zszycie pozbawionej komórek torebki naczynia tętniczego na tętnicy szyjnej królika dawcy. Ponadto u 48 szczurów stworzono 48 mikrochirurgicznych tętniaków ściany bocznej, jak opisano wcześniej4,9. Zabieg obrazowania i analizy makroskopowej wykonano 4 tygodnie po powstaniu tętniaka.
1. Przygotowanie materiału potrzebnego do wideoangiografii fluoresceinowej
<ol>
	<li>Zmodyfikuj latarkę, przyklejając niebieski filtr pasmowoprzepustowy (patrz Tabela materiałów), który będzie pełnił funkcję filtra wzbudzenia. Latarka powinna wtedy emitować tylko niebieskie światło. Użyj czarnej taśmy, aby uniknąć wycieku niefiltrowanego światła.</li>
	<li>Wyposaż kamerę (np. dołączoną do mikroskopu) w zielony filtr pasmowoprzepustowy (patrz Tabela materiałów), który będzie pełnił funkcję filtra emisji światła. Tylko zielone światło powinno być teraz w stanie przejść.</li>
</ol>
2. Przygotowanie miejsca pracy i materiałów
<ol>
	<li>Zdezynfekuj miejsce pracy roztworem dezynfekującym.</li>
	<li>Przykryj stół sterylnymi zasłonami, aby zapobiec zanieczyszczeniu.</li>
	<li>Do operacji należy używać sterylnych narzędzi.</li>
</ol>
3. Przygotowanie zwierząt do zabiegu
<ol>
	<li>Zważ zwierzęta.</li>
	<li>Wywołać znieczulenie i dostosować dawkę w zależności od masy.
	<ol>
		<li>W przypadku królików rozpocznij zrównoważone znieczulenie. Podczas wstrzyknięcia należy osłaniać oczy jedną ręką, aby zmniejszyć reakcję strachu. Przykryj klatkę prześcieradłem, aby uspokoić zwierzęta.</li>
		<li>Przed wstrzyknięciem należy znieczulić szczury w komorze gazowej 4% izofluranem i 96% tlenem.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Monitoruj głębokość znieczulenia. Ściśnij między palcami, aby upewnić się, że zwierzęta śpią.
	<ol>
		<li>Ułóż króliki na grzbietach. Nie powinni reagować.</li>
		<li>W przypadku szczurów uszczypnij je w ogony i upewnij się, że nie obserwuje się żadnej reakcji.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Nałóż maść na oczy gryzoni, aby zapobiec wysuszeniu. Wyciągnij języki szczurów, aby uniknąć ryzyka połknięcia.</li>
	<li>Zacznij od zachowania znieczulenia.
	<ol>
		<li>W przypadku królików należy cewnikować (osłonięty cewnik dożylny 22 G z portem do wstrzykiwań, patrz tabela materiałów) żyłę słuchową. Utrzymuj zrównoważone znieczulenie. Użyj trójdrożnego kranu, aby umożliwić wiele jednoczesnych wstrzyknięć.</li>
		<li>W przypadku szczurów należy wstrzyknąć dootrzewnowo 50 mg/kg chlorowodorku ketaminy i 0,5 mg/kg chlorowodorku medetomidyny. Monitoruj znieczulenie ze szkodliwym szczyptaniem palca u nogi podczas operacji. W przypadku wystąpienia reakcji należy podać dodatkowe środki znieczulające.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Przyklej zwierzęta do deski w pozycji leżącej na plecach i dokładnie ogol miejsce nacięcia. Zdezynfekuj obszar za pomocą Betaseptic.
	<ol>
		<li>W przypadku królików należy zdezynfekować szyję, szczególnie wokół mięśnia mostkowo-obojczykowo-sutkowego.</li>
		<li>W przypadku szczurów zdezynfekuj obszar od pęcherza moczowego do poprzecznej okrężnicy.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Podawaj tlen przez maskę przez cały czas trwania operacji i utrzymuj temperaturę ciała za pomocą poduszki grzewczej.</li>
</ol>
4. Przygotowanie tętnicy
<ol>
	<li>Aby uzyskać najlepsze wyniki, dokładnie wypreparuj wybrane naczynie z otaczającej tkanki9,10.
	<ol>
		<li>W przypadku szczurów zidentyfikuj żyłę ogonową (mniej inwazyjną, najlepiej stosowaną u zwierząt, które przeżyły) lub wypreparuj żyłę udową w celu wstrzyknięcia fluoresceiny4,11. 
		UWAGA: W przypadku królików do wstrzyknięcia fluoresceiny nie jest konieczne dalsze rozwarstwianie naczyń, ponieważ żyła uszna jest już używana do znieczulenia.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Umieść białą podkładkę pod wybranym naczyniem, aby zwiększyć kontrast z otaczającą tkanką.</li>
	<li>Ustaw ostrość kamerę zamontowaną na mikroskopie na wypreparowanej tętnicy.</li>
</ol>
5. Wideoangiografia fluoresceiny
<ol>
	<li>Przykryć strzykawkę o pojemności 5 ml wypełnioną fluoresceiną sodową (100 mg/ml, patrz tabela materiałów) folią aluminiową w celu ochrony przed światłem. Wyłącz światła (tak bardzo, jak to możliwe) i wstrzyknij dożylnie fluoresceinę sodu. Wstrzykiwać w ciemności, aby zapobiec fotowybielaniu.
	<ol>
		<li>W przypadku królików należy wstrzyknąć 0,3 ml/kg fluoresceiny sodu przez trójdrożny kran do cewnikowanej żyły usznej.</li>
		<li>W przypadku szczurów należy wstrzyknąć 0,4 ml/kg fluoresceiny sodowej do żyły udowej za pomocą cewnika lub igły 25 G.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Przepłukać igłę lub cewnik 0,5 ml roztworu soli fizjologicznej, aby upewnić się, że cały barwnik został wstrzyknięty.</li>
	<li>Oświetl pole operacyjne zmodyfikowaną latarką.</li>
	<li>Rozpocznij filmowanie zmodyfikowaną kamerą. Przepływ krwi powinien być widoczny kilka sekund po wstrzyknięciu (<silna klasa="xfig">Rysunek 1). 
	UWAGA: Tutaj użyliśmy liczby klatek na sekundę = 50 klatek/s, ogniskowej = 70 mm i F3.4.</li>
</ol>
6. Analiza makroskopowa
<ol>
	<li>Wyciąć tętniaki i kompleks tętnicy macierzystej i ocenić drożność makroskopowo, otwierając tętnicę macierzystą za pomocą mikronożyczek i oceń światło tętnicy macierzystej i ujścia tętnicy (patrz <silna klasa="xfig">Rysunek 1, 2)9. Zmierz rozmiary tętniaków. Kompleks tętniak-rodzic-tętnica może być następnie przechowywany do dalszej analizy (np. histologii).</li>
</ol>

<ol><li>Kakucs, C., Florian, I. A., Ungureanu, G., Florian, I. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fluorescein+Angiography+in+Intracranial+Aneurysm+Surgery%3A+A+Helpful+Method+to+Evaluate+the+Security+of+Clipping+and+Observe+Blood+Flow%5BTitle%5D)+AND+%22World+Neurosurgery%22%5BJournal%5D)">Fluorescein Angiography in Intracranial Aneurysm Surgery: A Helpful Method to Evaluate the Security of Clipping and Observe Blood Flow.</a> World Neurosurgery. 105, 406-411 (2017).</li>
<li>Ajiboye, N., Chalouhi, N., Starke, R. M., Zanaty, M., Bell, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Unruptured+Cerebral+Aneurysms%3A+Evaluation+and+Management%5BTitle%5D)+AND+%22ScientificWorldJournal%22%5BJournal%5D)">Unruptured Cerebral Aneurysms: Evaluation and Management.</a> ScientificWorldJournal. 2015, 954954(2015).</li>
<li>Suzuki, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Confirmation+of+blood+flow+in+perforating+arteries+using+fluorescein+cerebral+angiography+during+aneurysm+surgery%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neurosurgery%22%5BJournal%5D)">Confirmation of blood flow in perforating arteries using fluorescein cerebral angiography during aneurysm surgery.</a> Journal of Neurosurgery. 107 (1), 68-73 (2007).</li>
<li>Gruter, B. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fluorescence+Video+Angiography+for+Evaluation+of+Dynamic+Perfusion+Status+in+an+Aneurysm+Preclinical+Experimental+Setting%5BTitle%5D)+AND+%22Operative+Neurosurgery%22%5BJournal%5D)">Fluorescence Video Angiography for Evaluation of Dynamic Perfusion Status in an Aneurysm Preclinical Experimental Setting.</a> Operative Neurosurgery. , Hagerstown. (2019).</li>
<li>Raabe, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Prospective+evaluation+of+surgical+microscope-integrated+intraoperative+near-infrared+indocyanine+green+videoangiography+during+aneurysm+surgery%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neurosurgery%22%5BJournal%5D)">Prospective evaluation of surgical microscope-integrated intraoperative near-infrared indocyanine green videoangiography during aneurysm surgery.</a> Journal of Neurosurgery. 103 (6), 982-989 (2005).</li>
<li>Riva, M., Amin-Hanjani, S., Giussani, C., De Witte, O., Bruneau, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Indocyanine+Green+Videoangiography+in+Aneurysm+Surgery%3A+Systematic+Review+and+Meta-Analysis%5BTitle%5D)+AND+%22Neurosurgery%22%5BJournal%5D)">Indocyanine Green Videoangiography in Aneurysm Surgery: Systematic Review and Meta-Analysis.</a> Neurosurgery. , (2017).</li>
<li>Kuroda, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intra-arterial+injection+fluorescein+videoangiography+in+aneurysm+surgery%5BTitle%5D)+AND+%22Neurosurgery%22%5BJournal%5D)">Intra-arterial injection fluorescein videoangiography in aneurysm surgery.</a> Neurosurgery. 72, 2 Suppl Operative 141-150 (2013).</li>
<li>Kilkenny, C., Browne, W. J., Cuthill, I. C., Emerson, M., Altman, D. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Improving+Bioscience+Research+Reporting%3A+The+ARRIVE+Guidelines+for+Reporting+Animal+Research%5BTitle%5D)+AND+%22PLOS+Biology%22%5BJournal%5D)">Improving Bioscience Research Reporting: The ARRIVE Guidelines for Reporting Animal Research.</a> PLOS Biology. 8 (6), 1000412(2010).</li>
<li>Marbacher, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+Helsinki+rat+microsurgical+sidewall+aneurysm+model%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">The Helsinki rat microsurgical sidewall aneurysm model.</a> Journal of Visualized Experiments. (92), e51071(2014).</li>
<li>Marbacher, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Complex+bilobular%2C+bisaccular%2C+and+broad-neck+microsurgical+aneurysm+formation+in+the+rabbit+bifurcation+model+for+the+study+of+upcoming+endovascular+techniques%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Neuroradiology%22%5BJournal%5D)">Complex bilobular, bisaccular, and broad-neck microsurgical aneurysm formation in the rabbit bifurcation model for the study of upcoming endovascular techniques.</a> American Journal of Neuroradiology. 32 (4), 772-777 (2011).</li>
<li>Shurey, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+rat+model+in+microsurgery+education%3A+classical+exercises+and+new+horizons%5BTitle%5D)+AND+%22Archives+of+Plastic+Surgery%22%5BJournal%5D)">The rat model in microsurgery education: classical exercises and new horizons.</a> Archives of Plastic Surgery. 41 (3), 201-208 (2014).</li>
<li>Foster, S. D., Lyons, M. S., Runyan, C. M., Otten, E. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+mimic+of+soft+tissue+infection%3A+intra-arterial+injection+drug+use+producing+hand+swelling+and+digital+ischemia%5BTitle%5D)+AND+%22World+Journal+of+Emergency+Medicine%22%5BJournal%5D)">A mimic of soft tissue infection: intra-arterial injection drug use producing hand swelling and digital ischemia.</a> World Journal of Emergency Medicine. 6 (3), 233-236 (2015).</li>
<li>Flower, R. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Injection+technique+for+indocyanine+green+and+sodium+fluorescein+dye+angiography+of+the+eye%5BTitle%5D)+AND+%22Investigative+Ophthalmology+%26+Visual+Science%22%5BJournal%5D)">Injection technique for indocyanine green and sodium fluorescein dye angiography of the eye.</a> Investigative Ophthalmology & Visual Science. 12 (12), 881-895 (1973).</li>
<li>Yoshioka, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Advantage+of+microscope+integrated+for+both+indocyanine+green+and+fluorescein+videoangiography+on+aneurysmal+surgery%3A+case+report%5BTitle%5D)+AND+%22Neurologia+medico-chirurgica+%28Tokyo%29%22%5BJournal%5D)">Advantage of microscope integrated for both indocyanine green and fluorescein videoangiography on aneurysmal surgery: case report.</a> Neurologia medico-chirurgica (Tokyo). 54 (3), 192-195 (2014).</li>
<li>Ichikawa, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Development+of+and+Clinical+Experience+with+a+Simple+Device+for+Performing+Intraoperative+Fluorescein+Fluorescence+Cerebral+Angiography%3A+Technical+Notes%5BTitle%5D)+AND+%22Neurologia+medico-chirurgica%22%5BJournal%5D)">Development of and Clinical Experience with a Simple Device for Performing Intraoperative Fluorescein Fluorescence Cerebral Angiography: Technical Notes.</a> Neurologia medico-chirurgica. 56 (3), 141-149 (2016).</li>
<li>Alander, J. T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+review+of+indocyanine+green+fluorescent+imaging+in+surgery%5BTitle%5D)+AND+%22International+Journal+of+Biomedical+Imaging%22%5BJournal%5D)">A review of indocyanine green fluorescent imaging in surgery.</a> International Journal of Biomedical Imaging. 2012, 940585(2012).</li>
<li>Lane, B., Bohnstedt, B. N., Cohen-Gadol, A. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+prospective+comparative+study+of+microscope-integrated+intraoperative+fluorescein+and+indocyanine+videoangiography+for+clip+ligation+of+complex+cerebral+aneurysms%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neurosurgery%22%5BJournal%5D)">A prospective comparative study of microscope-integrated intraoperative fluorescein and indocyanine videoangiography for clip ligation of complex cerebral aneurysms.</a> Journal of Neurosurgery. 122 (3), 618-626 (2015).</li>
<li>Blair, N. P., Evans, M. A., Lesar, T. S., Zeimer, R. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fluorescein+and+fluorescein+glucuronide+pharmacokinetics+after+intravenous+injection%5BTitle%5D)+AND+%22Investigative+Ophthalmology+%26+Visual+Science%22%5BJournal%5D)">Fluorescein and fluorescein glucuronide pharmacokinetics after intravenous injection.</a> Investigative Ophthalmology & Visual Science. 27 (7), 1107-1114 (1986).</li>
<li>Hillmann, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+vivo+optical+imaging+of+physiological+responses+to+photostimulation+in+human+photoreceptors%5BTitle%5D)+AND+%22Proceedings+of+the+National+Academy+of+Sciences+of+the+United+States+of+America%22%5BJournal%5D)">In vivo optical imaging of physiological responses to photostimulation in human photoreceptors.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 113 (46), 13138-13143 (2016).</li>
<li>Golby, A. J. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aGolby%2C+AJ+%22Image-Guided+Neurosurgery%22">Image-Guided Neurosurgery</a>. , Elsevier Science. (2015).</li>
</ol>

Wszyscy autorzy potwierdzają, że nie ma konfliktu interesów.

FVA jest obiecującą i nieskomplikowaną metodą badania naczyń krwionośnych u gryzoni i może być wykonywana za pomocą urządzeń komercyjnych i sprzętu z półki. FVA może być wdrożona podczas każdej operacji, w której potrzebna jest śródoperacyjna ocena integralności naczyń, ponieważ naczynia wymagają najpierw odpowiedniego rozwarstwienia.
Autorzy preferowali wstrzyknięcie dożylne od wstrzyknięcia tętniczego ze względu na mniejsze ryzyko niezamierzonych zdarzeń, takich jak infekcja, niedokrwienie i...

Dowód całkowitego zniszczenia tętniaka i integralności tętnicy rodzicielskiej ma ogromne znaczenie w operacji tętniaka. Istnieje kilka opcji potwierdzenia drożności tętnicy macierzystej i niedrożności tętniaka, takich jak ultrasonografia dopplerowska, konwencjonalna angiografia mózgu (DSA), angiografia tomografii komputerowej (CTA) lub angiografia rezonansu magnetycznego (MRA)1,2. Są to jednak drogie i czasochłonne metody, które często nie są dostępne w warunkach laboratoryjnych. Ponadto mogą mieć istotne skutki uboczne, takie jak narażenie na promieniowanie lub konieczność dodatkowego uspokojenia zwierząt doświadczalnych w celu uniknięcia artefaktu ruchu.
Wraz z rosnącą liczbą pojawiających się nowych urządzeń wewnątrznaczyniowych, istnieje ciągła potrzeba przedklinicznych testów takich urządzeń. Jednak badania te często opierają się na analizie pośmiertnej (np. makropatologia i histologia) i brakuje im informacji na temat dynamicznej perfuzji. Co więcej, dla badacza kluczowe może być uzyskanie natychmiastowych i wiarygodnych informacji podczas eksperymentalnego zabiegu chirurgicznego. Angiografia fluorescencyjna jest opłacalną i łatwą do wykonania techniką wizualizacji1,3,4.
W związku z tym, wideoangiografia z zielenią indocyjaninową (ICG) jest często stosowana w klinicznych procedurach neurochirurgicznych i była szeroko badana5,6. Wideoangiografia fluoresceinowa (FVA) jest techniką alternatywną, której dodatkową zaletą jest tworzenie sygnału fluorescencyjnego, który mieści się w zakresie długości fali ludzkiego wzroku, a zatem może być widziany gołym okiem bez kamery na podczerwień o rozszerzonym spektrum7. Wideoangiografia fluoresceiny jest rzadziej stosowana w klinicznej chirurgii naczyniowo-mózgowej, a doniesienia na temat FVA w warunkach eksperymentalnych są rzadkie1,4.
Celem tego raportu jest pokazanie wykonalności i zakresu zastosowań FVA w przedklinicznych badaniach naczyniowo-mózgowych na szczurach i królikach.

<table><tbody><tr><td><mocny>Dla królików</mocny></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Folia</td><td></td><td></td><td></td>aluminiowa</tr><tr><td>Golarka</td><td></td><td></td><td></td>dla zwierząt</tr><tr><td>taśma</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Niebieski filtr</td><td>Thorlabs MF475-35</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Ciepła płyta</td><td></td><td></td><td></td>korpusu</tr><tr><td></td><td>Aparat Sony NEX-5R</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Cewnik</td><td>22G Vasofix Safety</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Disynfictant</td> Fluoresceina <td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>sodowa</td><td>Fluoresceina Faure 10%</td><td></td><td></td></tr> <tr><td>Glas płytka</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Zielony filtr</td><td>Thorlabs MF539-43</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Wkładka</td><td></td><td></td><td></td>na nietrzymanie moczu</tr><tr><td>Pompa infuzyjna</td><td>Perfusor Secura</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Chlorowodorek</td><td></td><td></td> ketaminy <td>wszelkie produkty generyczne</td></tr><tr><td>Igła</td><td>25G</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Tlen</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Roztwór</td><td></td><td></td><td></td>Ringera</tr><tr><td>Sterylne prześcieradła</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Narzędzia</td><td></td><td></td> chirurgiczne <td>mikro kleszcze, mikro nożyczki, nożyczki chirurgiczne</td></tr><tr><td>Mikroskop chirurgiczny</td><td>OPMI, Carl Zeiss AG, Oberkochen, Niemcy</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Strzykawka 2 ml, 5 ml, 50 ml</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Taśma</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Trójdrożny kran</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Latarka lekka</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Xylazin</td><td></td><td></td><td>wszelkie produkty generyczne</td></tr> <tr><td><silny>Dla szczurów< / silny> </td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Folia</td><td></td><td></td><td></td>aluminiowa</tr><tr><td>Golarka</td><td></td><td></td><td></td>dla zwierząt</tr><tr><td>taśma</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Niebieski filtr</td><td>Thorlabs MF475-35</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Ciepła płyta</td><td></td><td></td><td></td>do ciała</tr><tr><td>Aparat</td><td>Sony NEX-5R</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Disinfictant</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Fluoresceina sodowa</td><td>Fluoresceina Faure 10%</td><td></td><td></td></tr> <tr><td>Zielony filtr</td><td>Thorlabs MF539-43</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Wkładka</td><td></td><td></td><td></td>na nietrzymanie moczu</tr><tr><td>Izofluran</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Chlorowodorek</td><td></td><td></td> ketaminy <td>wszelkie produkty generyczne</td></tr><tr><td>Chlorowodorek</td><td></td><td></td> medetomidyny <td>wszelkie produkty</td></tr> <tr>generyczne<td>Igła</td><td>25G</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Płytka</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>tlenowa</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Roztwór</td><td></td><td></td><td></td>Ringera</tr><tr><td>Sterylne arkusze</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Narzędzia</td><td></td><td></td> chirurgiczne <td>mikro kleszcze, mikro nożyczki, nożyczki chirurgiczne</td></tr><tr><td>Mikroskop chirurgiczny</td><td>OPMI, Carl Zeiss AG, Oberkochen, Niemcy</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Strzykawka 2 ml, 5 ml</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Taśma Latarka</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

angiografia fluorescencyjna do oceny perfuzji tętniaka i drożności tętnicy rodzicielskiej w modelach tętniaków szczurów i królików

Fluorescence Angiography for Evaluation of Aneurysm Perfusion and Parent Artery Patency in Rat and Rabbit Aneurysm Models

Leczenie tętniaka mózgu skupia się na osiągnięciu całkowitej okluzji, jak również na zachowaniu przepływu krwi w tętnicy macierzystej. Fluoresceina sodowa i zieleń indocyjaninowa są stosowane w celu umożliwienia obserwacji odpowiednio przepływu krwi i stanu perfuzji naczyń. Celem tego badania jest zastosowanie FVA do weryfikacji przepływu krwi w czasie rzeczywistym, stanu perfuzji naczyń i niedrożności tętniaków po indukcji tętniaków ściany bocznej u królików i szczurów, a także walidacja procedury u tych gatunków.
Dwadzieścia tętniaków ściany bocznej powstało u 10 królików poprzez zszycie pozbawionej komórek torebki naczynia tętniczego na tętnicy szyjnej królika-dawcy. Ponadto u 48 szczurów stworzono 48 mikrochirurgicznych tętniaków ściany bocznej. Podczas obserwacji po miesiącu od stworzenia, kompleks tętnica/tętniak macierzysty został wypreparowany, a FVA wykonano przy użyciu dożylnego wstrzyknięcia fluoresceiny (10%, 1 ml) przez cewnikowanie żyły usznej u królików i cewnikowanie żyły udowej u szczurów. Następnie pobrano tętniaki, a drożność oceniono makroskopowo.
Makroskopowo, 14 z 16 tętniaków u królików nie wykazało pozostałości perfuzji tętnicy rodzicielskiej z całkowicie zamkniętymi światłami, jednak 11 (79%) zostało wykrytych przez FVA. Cztery tętniaki zostały wykluczone z powodu problemów technicznych. U szczurów resztkową perfuzję tętniaka obserwowano makroskopowo w 25 z 48 przypadków. Spośród 23 osób, u których nie stwierdzono makroskopowych objawów perfuzji, FVA potwierdziło występowanie 22 tętniaków (96%). Nie stwierdzono żadnych działań niepożądanych związanych ze stosowaniem FVA. Fluoresceina jest łatwa w aplikacji i nie jest potrzebny żaden specjalny sprzęt. Jest to bezpieczna i niezwykle skuteczna metoda oceny integralności tętnicy rodzicielskiej i drożności tętniaka/perfuzji resztkowej tętniaka w warunkach eksperymentalnych z udziałem królików i szczurów. FVA stosująca fluoresceinę jako środek kontrastowy wydaje się być skuteczna w kontrolowaniu drożności tętniaków i leżącego poniżej naczynia, a nawet może być dostosowana do operacji pomostowania.

Podczas operacji monitorowano częstość akcji serca oraz ciśnienie tętnicze. Średnia częstość akcji serca wynosiła 193/min u królików i 196/min u szczurów. Masa ciała królików mieściła się w przedziale 3,05-4,18 kg, a masa szczurów wynosiła 35-690 g.
 Udało nam się przeprowadzić FVA u ośmiu z dziesięciu królików (Rycina 1). Cztery badania tętniaka u dwóch królików nie zostały zarejestrowane kamerą z powodu trudności technicznych. Nie zgłoszono żadnych trudności tec...

Przedstawiamy protokół do efektywnej oceny perfuzji tętniaka tętniaka i drożności naczyń tętniaka ściany bocznej u szczurów i królików, przy użyciu fluorescencji opartej na fluoresceinie wideoangiografii (FVA). Przy dodatniej wartości predykcyjnej wynoszącej 92,6% jest to prosta, ale bardzo skuteczna i ekonomiczna metoda, która nie wymaga specjalnego sprzętu.

Angiografia fluorescencyjna do oceny perfuzji tętniaka i drożności tętnicy rodzicielskiej w modelach tętniaków szczurów i królików

Brain aneurysm treatment focuses on achieving complete occlusion, as well as preserving blood flow in the parent artery. Fluorescein sodium and ...

Metoda ta jest niezawodną i łatwą techniką wizualizacji przepływu krwi w czasie rzeczywistym w tętniakach i naczyniach i może być stosowana w różnych modelach zwierzęcych. Główną zaletą tej techniki jest to, że ułatwia wizualizację przepływu krwi podczas operacji bez konieczności stosowania drogich urządzeń lub rozległej operacji. Przed rozpoczęciem procedury użyj czarnej taśmy, aby przymocować zielony filtr pasmowoprzepustowy, który będzie działał jako filtr wzbudzenia na latarce.I sprawdź, czy latarka emituje tylko niebieskie światło. Wyposaż kamerę w zielony filtr pasmowo-przepustowy, aby działał jako filtr emisyjny światła. Tylko zielone światło powinno być teraz w stanie przejść.Następnie zdezynfekuj miejsce pracy roztworem dezynfekującym i przykryj stół sterylnymi zasłonami, aby zapobiec zanieczyszczeniu. Aby wykonać wideoangiografię fluoresceinową lub FVA u królika, upewnij się, że znieczulone zwierzę nie reaguje na bodziec bólowy przed umieszczeniem królika w pozycji leżącej. Ogol szyję wokół mięśnia mostkowo-obojczykowo-sutkowego.Ustaw ostrość aparat na wyciętej tętnicy i użyj folii aluminiowej, aby przykryć pięciomililitrową strzykawkę zawierającą 100 miligramów/mililitr fluoresceiny sodu. Wyłącz światła tak bardzo, jak to możliwe i wstrzyknij dożylnie 0,3 mililitra/kilogram fluoresceiny sodowej do portu iniekcyjnego cewnika. Następnie przepłucz strzykawkę 0,5 mililitra roztworu soli fizjologicznej, aby upewnić się, że cały barwnik został wstrzyknięty.I natychmiast oświetl pole operacyjne zmodyfikowaną latarką. Gdy tylko światło się włączy, rozpocznij filmowanie zmodyfikowaną kamerą. Przepływ krwi powinien być widoczny w ciągu kilku sekund od wstrzyknięcia.W celu analizy makroskopowej naczynia po angiografii należy wyciąć tętniaki i kompleks tętnic macierzystych u zwierząt kontrolnych lub wykonać wizualne potwierdzenie przepływu, obserwując wypełnienie tętniaka i/lub bypassy po usunięciu tymczasowych klipsów. W tym reprezentatywnym badaniu FVA udało się przeprowadzić u ośmiu z 10 królików. Spośród 16 tętniaków zidentyfikowanych u ośmiu królików, dwa tętniaki wykazywały trwałą perfuzję tętnicy macierzystej, podczas gdy FVA zidentyfikowała pięć przypadków z perfuzją resztkową.14 tętniaków królików nie wykazywało makroskopowo resztkowej perfuzji, podczas gdy 11 wykryto następnie za pomocą FVA. Perfuzję resztkową obserwowano makroskopowo u 23 z 48 szczurów, a pozostałe 25 szczurów nie wykazywało makroskopowych objawów perfuzji resztkowej. 22 z 23 tętniaków bez makroskopowej perfuzji potwierdzono następnie za pomocą FVA.Ogólnie rzecz biorąc, 25 z 27 połączonych przypadków królika i szczura można było potwierdzić, co dało dodatnią wartość predykcyjną 92,6%, wskaźnik czułości 100% i swoistość 94,1%Najważniejsze rzeczy podczas próby tej procedury to prawidłowe wypreparowanie naczyń i praca w zaciemnionym pomieszczeniu podczas podawania i wizualizacji fluoresceiny. Procedura ta może być stosowana w dowolnym modelu zwierzęcym do oceny przepływu krwi w dowolnym widocznym naczyniu.

fluorescence-angiography-for-evaluation-aneurysm-perfusion-parent

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Neuronauka

Opisano zoptymalizowaną technikę mikrosurgicalnego tworzenia tętniaków rozwidleń tętniczych, naśladujących ludzkie tętniaki rozwidleń naczyń mózgowych. Torebka żylna zostaje wszyta w sztucznie stworzone prawdziwe rozwidlenie obu tętnic szyjnych wspólnych. Zastosowanie ułatwionych technik mikrosurgicalnych oraz agresywnego przeciwkrzeplenia i analgezji pooperacyjnej prowadzi do zminimalizowania wskaźników zachorowalności oraz wysokiego stopnia drożności tętniaków.

Mikrochirurgiczne tętniaki rozwidleń tętniczych z wykorzystaniem zastawki żylnej w modelu królika: aspekty techniczne

Ten film opisuje technikę wykonywania angiografii poprzez wstrzykiwanie środka kontrastowego do aorty zstępującej, aby uwidocznić perfuzję naczyń krwionośnych w modelu królika. Ta technika pomaga zrozumieć perfuzję w naczyniach krwionośnych z blokadami i po leczeniu podczas rekonwalescencji.

Ocena perfuzji naczyń za pomocą angiografii: technika wprowadzania środka kontrastowego w aorcie zstępującej w celu wizualizacji perfuzji naczyń krwionośnych w modelu królika

Źródło: Wanderer, S.,  i inni. Model tętniaka mikrochirurgicznego bifurkacji u królika. J. Vis. Exp. (2020)Ten film pokazuje tworzenie eksperymentalnego modelu tętniaka u królika przy użyciu torebki naczyniowej poddanej elastazie. Po wycięciu fragmentu prawego CCA, worek jest traktowany elastazą, a następnie zszywany do lewego CCA w celu przywrócenia przepływu krwi. Powstałe naprężenia na osłabionych ściankach worka indukują powstawanie tętniaka.

Opracowanie eksperymentalnego modelu tętniaka u królika przy użyciu torebki naczyniowej nasączonej elastazą

Mikrochirurgiczne tętniaki ściany bocznej u szczurów powstają w wyniku zespolenia przeszczepu aorty z boku do końca. Przedstawiamy instrukcje krok po kroku i omawiamy szczegóły anatomiczne i chirurgiczne, aby pomyślnie stworzyć eksperymentalnego tętniaka workowatego.

Mikrochirurgiczny model tętniaka ściany bocznej Helsinki Rat

Ten artykuł opisuje szczegółową metodologię użycia nieprzepuszczającego promieni rentgenowskich kauczuku silikonowego na bazie ołowiu do perfuzji mysiego układu krwionośnego do ilościowego określenia średnicy aorty w mysim modelu tętniaka i rozwarstwienia aorty.

Ilościowa analiza aortapatii metodą mikro-CT w mysim modelu tętniaka i rozwarstwienia aorty wywołanego β-aminopropionitrylem

Rezerwa przepływu wieńcowego (CFR), jest zdefiniowana jako stosunek maksymalnego przepływu krwi wieńcowej do spoczynkowego przepływu krwi wieńcowej. Przedstawiamy protokół oceny CFR u szczurów za pomocą ultradźwięków, który daje możliwość przewidywania czynników ryzyka sercowo-naczyniowego przy braku obturacyjnej choroby wieńcowej.

Ocena rezerwy przepływu wieńcowego po reperfuzji niedokrwiennej mięśnia sercowego u szczurów

Rozwój i testowanie urządzeń wewnątrznaczyniowych do leczenia tętniaków wewnątrzczaszkowych jest nadal bardzo ważne. Większość stosowanych obecnie modeli tętniaków pomija albo ważne cechy zwyrodniałej ściany tętnicy, albo hemodynamikę prawdziwego rozwidlenia. Dlatego naszym celem było zaprojektowanie nowatorskiego modelu bifurkacji worka tętniczego u królików.

Worek tętniczy Model tętniaka bifurkacji mikrochirurgicznej u królika

Ten protokół opisuje etapy tworzenia modelu królika z dwoma tętniakami trawionymi elastazą o różnej hemodynamice (konstelacja kikuta i bifurkacji). Pozwala to na testowanie nowatorskich urządzeń wewnątrznaczyniowych w tętniakach o różnej angioarchitekturze i warunkach hemodynamicznych w obrębie jednego zwierzęcia.

Stworzenie dwóch tętniaków trawionych elastazą workowatą o różnej hemodynamice u jednego królika

Tutaj opisujemy technikę mikrochirurgicznego tworzenia gigantycznych tętniaków bifurkacyjnych u królików w celu oceny urządzeń wewnątrznaczyniowych.

Mikrochirurgiczne tworzenie gigantycznych tętniaków bifurkacji u królików w celu oceny urządzeń wewnątrznaczyniowych

Opracowaliśmy mysie modele leukomalacji okołokomorowej (PVL), która jest dominującym uszkodzeniem mózgu u wcześniaków, charakteryzującym się zmianami w istocie białej wokół komór. Głównymi przyczynami PVL są niedotlenienie i niedokrwienie, z towarzyszącą lub bez towarzyszącej infekcji systemowej. Jednostronne podwiązanie tętnicy szyjnej oraz ekspozycja na hipoksję, z wstrzyknięciem lipopolisacharydu lub bez, wywołują zmiany przypominające PVL u myszy w 6. dniu po urodzeniu (P6).

Modele mysie leukomalacji okołodomowej

Poznaj angiografię fluorescencyjną do oceny perfuzji tętniaka i drożności naczyń w modelach szczurów i królików. Ta prosta metoda wizualizuje przepływ krwi w czasie rzeczywistym bez kosztownego sprzętu.

Angiografia fluorescencyjna do oceny perfuzji tętniaka i drożności tętnicy rodzicielskiej w modelach tętniaków szczurów i królików (Wideo) | JoVE Journal

Angiografia fluorescencyjna do oceny perfuzji tętniaka i drożności tętnicy rodzicielskiej w modelach tętniaków szczurów i królików

Przeglądaj więcej filmów