Name: Uprawa osłonicy morskiej pelagicznej Dolioletta gegenbauri (Uljanin 1884) do badań eksperymentalnych (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2019-08-09T14:30:00.000+00:00
Duration: 9 min 39 s
Description: Poznaj metodę uprawy osłonicy morskiej Dolioletta gegenbauri w warunkach laboratoryjnych. Ta technika umożliwia badanie organizmów pelagicznych i ich roli w ekosystemach morskich.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Jesteśmy wdzięczni wielu osobom, które przez lata gromadziły wiedzę do tego projektu, w tym G.-A. Paffenhöfer i D. Deibel, którzy jako pierwsi opracowali te protokoły. M. Köster i L. Lamboley również wnieśli znaczący wkład w rozwój tych procedur. N.B. López-Figueroa i Á.E. Rodríguez-Santiago opracowali szacunki liczebności doliolidów przedstawione w tabeli 1. Badanie to było częściowo wspierane przez amerykańską Narodową Fundację Nauki (National Science Foundation) przyznającą OCE 082599, 1031263 MEF, wspólne projekty OCE 1459293 i OCE 14595010 MEF i DMG oraz nagrodę National Oceanic and Atmospheric Administration NA16SEC4810007 dla DMG. Jesteśmy wdzięczni pracowitej i profesjonalnej załodze R/V Savannah. Lee Ann DeLeo przygotowała rysunki, Charles Y. Robertson dokonał korekty manuskryptu, a James (Jimmy) Williams wykonał koło planktonowe

1. Przygotowanie pomieszczeń do hodowli D. gegenbauri
UWAGA: Wszystkie wymagane materiały i sprzęt są wymienione w Tabeli Materiałów.
<ol>
	<li>Przygotować 1 M roztwór wodorotlenku sodu (NaOH), 0,06 M nadmanganianu potasu (KMnO4). Aby przygotować ten roztwór, rozpuść 400 g NaOH w 10 l wody dejonizowanej. Dodać 100 g KMnO4 do roztworu NaOH i dobrze wymieszać.</li>
	<li>Przygotować 0,1 M roztwór wodorosiarczynu sodu (NaHSO3), rozpuszczając 100 g NaHSO3 w 10 l wody dejonizowanej i dobrze wymieszać. 
	UWAGA: Te odczynniki są substancjami drażniącymi, które mogą powodować problemy z oddychaniem w przypadku wdychania. Umieść w dobrze wentylowanym miejscu, takim jak wyciąg. Unikać kontaktu ze skórą. Podczas obsługi należy nosić rękawice ochronne, odzież ochronną, ochronę oczu i ochronę twarzy.</li>
	<li>Przed założeniem i hodowlą kultur doliolidów w laboratorium należy oczyścić i wysterylizować słoiki z kulturami.
	<ol>
		<li>Wypłucz słoiki hodowlane o pojemności 1,9 l i 3,8 l co najmniej 3 razy wodą dejonizowaną. Pozostaw nakrętki do wyschnięcia, ponieważ nakrętki nie są objęte poniższymi krokami czyszczenia.</li>
		<li>Wyczyść i wysterylizuj szklane słoiki hodowlane o pojemności 1,9 i 3,8 l, zanurzając je w roztworze NaOH/KMnO4. Pozostaw słoiki do namoczenia przez noc.</li>
		<li>Wyjąć słoiki z roztworu NaOH/KMnO4 i zanurzyć słoiki w roztworze wodorosiarczynu sodu (NaHSO3). Pozostaw słoiki do namoczenia przez noc.</li>
		<li>Wyjmij słoiki z roztworu NaHSO3 i dokładnie spłucz wodą dejonizowaną. Pozostaw słoiki do wyschnięcia.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Umieść koło planktonowe (<silna klasa="xfig">Rysunek 2) w pomieszczeniu o kontrolowanej temperaturze (komorze środowiskowej). Wyrównać temperaturę do 20 °C. Bardziej szczegółowy opis niestandardowego koła planktonowego znajduje się na rysunku uzupełniającym 1.</li>
</ol>
2. Kultura fitoplanktonu
<ol>
	<li>Kultury glonów należy pozyskać z Narodowego Centrum Glonów i Mikrobioty Morskiej (NCMA) lub z innych źródeł, które można wykorzystać jako pokarm dla D. gegenbauri. Mieszaniny dwóch gatunków wiciowców, w tym Isochrysis galbana (CCMP 1323), Rhodomonas sp (CCMP 740) i małej okrzemki, Thalassiosira weissflogii (CCMP 1051) uzyskano z NCMA i wykorzystano w poprzednich badaniach laboratoryjnych do pomyślnego wyhodowania doliolidów17.</li>
	<li>Przygotuj podłoża wzrostowe L1 i L1-Si22 zgodnie z zaleceniami NCMA.</li>
	<li>Postępuj zgodnie z instrukcjami dostarczonymi przez dostawcę, aby zainicjować nowe kultury glonów.</li>
	<li>Aby utrzymać kultury podstawowe, stosując rygorystyczne techniki hodowli aksonicznej, co dwa tygodnie przenoś 0,5 ml starej kultury starzejącej się do 25 ml świeżej pożywki wzrostowej w sterylnych szklanych probówkach hodowlanych o pojemności 55 ml. 
	UWAGA: Nie jest możliwe przechowywanie żywych kultur glonów bez ich regularnego przenoszenia. Jeśli kultury nie będą używane przez długi czas i nie jest możliwe utrzymanie kultur przez okres nieużywania, zaleca się ponowne pozyskanie tych powszechnych kultur glonów z ich oryginalnych źródeł (np. NCMA).</li>
	<li>Przygotować większe ilości fitoplanktonu do karmienia doliolidów w czystych 500 ml plastikowych kolbach do hodowli tkankowych zawierających 200 ml pożywki wzrostowej.
	<ol>
		<li>Zaszczepić fitoplankton z aksenów (4 ml) w 200 ml pożywki wzrostowej (rozcieńczenie 1:50).</li>
		<li>Inkubować w temperaturze 20 °C w cyklu światło:ciemność 12:12 h w chłodnym białym świetle oświetlonym 65-85 μE/m2. Połóż kolby hodowlane płasko, aby zmaksymalizować oświetlenie. Delikatnie mieszaj kulturę codziennie.</li>
		<li>Określić stężenie komórek za pomocą licznika cząstek lub mikroskopu w celu monitorowania wzrostu kultur. 
		UWAGA: Po 7-10 dniach od inokulacji kultury wiciowców będą zawierać ~105-10 6 komórek/ml, a hodowla okrzemek będzie zawierać ~10 4-105 komórek/ml. Te stężenia są wystarczające do utrzymania kultur doliolidów.</li>
		<li>Inicjuj nowe stada żywieniowe co najmniej co dwa tygodnie, aby zapewnić wystarczającą ilość biomasy glonów do wspierania wszystkich działań związanych z hodowlą.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
3. Kolekcja dzikich doliolidów i wody morskiej dla hodowli
UWAGA: Przegląd podejść do zbierania i uprawy jest opisany w Rysunek 3. Opis specjalistycznej sieci planktonowej i worka włoka znajduje się w Rysunek 4.
<ol>
	<li>Zlokalizuj doliolidy, wykrywając je za pomocą sieci planktonowych lub systemów obrazowania in situ23. 
	UWAGA: Ponieważ doliolidy rzadko występują w wodach powierzchniowych i nie są wykrywalne za pomocą technologii teledetekcji, kierując się niezbędną wiedzą na temat warunków sprzyjających doliolidom (patrz Dyskusja), obecność doliolidów musi zostać określona przed pobraniem próbek.</li>
	<li>Zbierz bogatą w cząstki wodę morską przed zebraniem żywych doliolidów w ramach przygotowań do zainicjowania kultury D. gegenbauri.
	<ol>
		<li>Rozmieszczenie butelek Niskin zamontowanych na rozecie CTD lub równoważnym sprzęcie w celu zbierania wody z miejsca, w którym znajdują się doliolidy, oraz z głębokości, na której znajdują się najwyższe szacunkowe stężenia chlorofilu, oszacowane za pomocą fluorometrii in situ. 
		UWAGA: Stężenie chlorofilu A jest używane jako wskaźnik stężeń cząstek. Na środkowym szelfie kontynentalnym Zatoki Południowoatlantyckiej (SAB) podpowierzchniowy chlorofil a maksimum znajduje się zwykle blisko dna, ale w innych miejscach może nie być.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Po zlokalizowaniu doliolidów odzyskaj nieuszkodzone zooidy doliolid za pomocą specjalistycznej sieci planktonowej i worka włoka. Przed rozłożeniem sieci napełnij worek włoka wodą morską.
	<ol>
		<li>Z dryfującego statku opuścić i podnieść sieć przez słup wody, utrzymując ukośny kąt holowania ~15 - 25° oraz prędkość pionowego rozkładania i zwijania nie większą niż 15 m/min.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Gdy sieć znajdzie się na pokładzie, delikatnie przenieś i podziel zawartość worka włoka na 3, 5-galonowe (~20 L) plastikowe wiadra, z których każde zawiera ~ 10 L powierzchniowej wody morskiej zebranej z terenu. 
	UWAGA: Nowe plastikowe wiadra powinny być kondycjonowane przez dodanie wody morskiej na kilka dni przed pobraniem żywych doliolidów. Celem jest ograniczenie wypłukiwania chemikaliów z tworzyw sztucznych. Jeśli woda morska nie jest dostępna, użyj wody oczyszczonej (np. Milli Q) lub wody z kranu wolnej od toksycznych zanieczyszczeń, aby kondycjonować wiadra.</li>
	<li>Odizolować zooidy doliolid od innego planktonu.
	<ol>
		<li>W małych partiach (~ 2 l) przenieś zmieszane planktony z pakuły netto (teraz w plastikowych wiadrach o pojemności 20 l) do szklanej zlewki o pojemności 2 l.</li>
		<li>Za pomocą szklanej pipety o szerokim otworze (średnica wewnętrzna 8 mm x długość 38 cm) ostrożnie zasysać i przenosić aktywnie pływające zooidy doliolid ze zlewki do czystych szklanych słoików hodowlanych zawierających bogatą w cząstki wodę morską zebraną za pomocą butelek Niskin, z których znajdowały się doliolidy.</li>
		<li>Delikatnie wypuść zooidy doliolidy pod powierzchnię wody morskiej. 
		UWAGA: Zbieraj gonozooidy, phorozooidy zawierające przyczepione rozwijające się gonozooidy i stadia pielęgniarskie zawierające przyłączone trofozooidy (<silna klasa = "xfig">Rysunek 1).</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Po dodaniu doliolidów dodać kulturę Rhodomonas sp. do końcowego stężenia ~ 5 x 103 – 104 komórek/ml (~50 ml kultury zawierającej ~ 5 x 104 – 1 x 105 komórek/ml w słoiku o pojemności 3,8 l). Ma to na celu ustalenie, czy doliolidy aktywnie żerują. Kiedy doliolidy spożyją Rhodomonas sp., ich przewód pokarmowy będzie miał czerwony kolor. Usuń zooidy, które wydają się nie żerować.</li>
	<li>Aby zapobiec uwięzieniu doliolidów na granicy faz powietrze-woda, należy unikać przestrzeni nad powierzchnią w słoikach hodowlanych, całkowicie wypełniając słoiki niefiltrowaną, bogatą w cząstki wodą morską i umieszczając kawałek folii plastikowej nad otworem słoika (o szerokości 89 mm).
	<ol>
		<li>Unikaj tworzenia pęcherzyków powietrza, które mogą również uszkodzić zwierzęta. Ostrożnie przykręć nakrętkę do słoika i delikatnie odwróć słoik, aby ustalić, czy są obecne bąbelki. Jeśli obecne są bąbelki, usuń je.</li>
		<li>Po napełnieniu słoików wytrzyj nadmiar wody z zewnątrz słoika.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Zamontuj każdy słoik na kole planktonowym (<silna klasa="xfig">Rysunek 2), umieszczając słoik na pionowych metalowych prętach pokrytych gumową rurką i między zaciskiem węża ze stali nierdzewnej.
	<ol>
		<li>Upewnij się, że tył słoika jest wyściełany gumową rurką. Dokręć wąż clamp wokół słoika, regulując.</li>
		<li>Sprawdź, czy słoik się nie porusza, gdy jest bezpiecznie zamocowany na miejscu. Pozwól słoikom obracać się z prędkością 0,3 obr./min, aby doliolidy pozostały w zawiesinie. 
		UWAGA: Ważne jest, aby nie dokręcać słoika zbyt mocno, aby zapobiec pękaniu słoika.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Na statku utrzymywać naczynia hodowlane na kole planktonowym w temperaturze 20 °C w słabym świetle do czasu, gdy będzie można je przenieść do laboratorium hodowli roślin.</li>
	<li>Po powrocie do laboratorium przenieś słoiki zawierające doliolidy do przygotowanego pomieszczenia do hodowli. Zamontuj słoiki na kole planktonowym (patrz krok 3.8) i pozwól słoikom nadal obracać się z prędkością 0.3 obr. 
	UWAGA: Cała hodowla doliolidów w tym badaniu prowadzona była w temperaturze 20 °C.</li>
</ol>
4. Utrzymanie kultur D. gegenbauri
<ol>
	<li>Ze statku do laboratorium pozwól zwierzętom zaaklimatyzować się w oryginalnych słoikach do warunków laboratoryjnych przez 3 dni.
	<ol>
		<li>W okresie aklimatyzacji należy codziennie przez 3 dni używać szklanej pipety o szerokim otworze, aby wymieniać 10% wody na niefiltrowaną, bogatą w cząstki wodę morską z miejsca zbiórki.</li>
		<li>Trzymaj kilka widłonogów w słoiku, ale usuń cały inny zooplankton, duże granulki kału i duże zagregowane cząstki, które mogą zatkać aparat filtrujący doliolidu (sieć śluzowa). Jeśli hodowla składa się z wczesnych pielęgniarek, trzymaj jeden duży gonozooid (≥ 6 mm) w słoiku. 
		UWAGA: Nie jest ważne, które gatunki widłonogów są włączone do kultury, ale w tym eksperymencie wykorzystano najliczniejsze gatunki obecne w miejscu, w którym schwytano doliolidy.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Po okresie aklimatyzacji przenieś zooidy i widłonogi doliolida z oryginalnego słoika do czystego słoika uprawowego zawierającego 80% przefiltrowanej wody morskiej z filtrem z włókna szklanego (GF/F) i 20% wody morskiej z oryginalnego słoika. Przygotuj przefiltrowaną wodę morską, filtrując wodę morską przez GF/F o nominalnej wielkości porów 0,7 μm bibuły filtracyjnej.</li>
	<li>Utrzymuj nową kulturę, wymieniając 10% wody na przefiltrowaną wodę morską GF/F co 3 dni oraz usuwając agregaty i granulki kału. Co tydzień przenoś zwierzęta do nowego słoika zgodnie z opisem w kroku 4.2.</li>
	<li>Karmić doliolidami, utrzymując stężenie fitoplanktonu w słoikach hodowlanych między 40 - 95 μg C/L. 
	UWAGA: Stężenia te naśladują warunki środowiskowe, o których wiadomo, że sprzyjają warunkom zakwitu D. gegenbauri17. Mieszanka gatunków glonów różni się w zależności od etapu życia i liczby zooidów w każdym słoiku. We wczesnych stadiach życia należy dodawać mieszaninę 1:1 (według zawartości węgla) tylko z glonów kryptomonady (Isochrysis galbana i Rhodomonas sp.). Większe gatunki ofiar mogą łatwo zatkać aparat żywieniowy małych pielęgniarek i rozwijających się trofozooidów. Dodaj okrzemki Thalassiosira weissflogii do mieszanki glonów, również o równej zawartości węgla, podczas karmienia większych pielęgniarek, phorozooidów i gonozooidów.
	<ol>
		<li>Monitoruj stężenie glonów przed i po karmieniu, aby podjąć decyzję o tym, jak często i ile glonów dodawać do kultur. Użyj licznika cząstek, aby określić stężenia glonów, ponieważ stężenia glonów w słoikach hodowlanych są stosunkowo rozcieńczone.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Usuń wystarczającą ilość zooidów, aby utrzymać stężenie glonów na poziomie 40 – 95 μgC/L, aby pozostałe doliolidy miały wystarczająco dużo pożywienia do wzrostu. 
	UWAGA: Najtrudniejszym etapem życiowym do pomyślnego utrzymania w warunkach laboratoryjnych jest rozwijanie się larw i oozooidów (wczesna pielęgniarka). W tej fazie hodowli trzymaj w słoiku jednego dużego gonozooida (≥ 6 mm) oprócz kilku widłonogów z rozwijającymi się larwami i oozooidami (~ 20 na słoik 3,8 L).</li>
	<li>Przenieś co najmniej 4 pielęgniarki do nowego słoika do hodowli, gdy co najmniej 8 trofozooidów będzie widocznych na kadoforze pielęgniarki (<silna klasa="xfig">Rysunek 1B). 
	UWAGA: Trofozooidy podwajają swoją liczebność co 1 – 2 dni w temperaturze 20 °C. Trofozooidy są na tyle duże, że są widoczne gołym okiem.
	<ol>
		<li>Usuń dwie pielęgniarki, gdy pielęgniarki rozwiną 20 trofozooidów.</li>
		<li>Usuń jedną pielęgniarkę, gdy pielęgniarki rozwiną > 30 trofozooidów na swoich kadoforach. Pozwól pozostałej pielęgniarce rozwinąć phorozooidy na jego ogonie.</li>
		<li>Usuń pielęgniarkę, gdy pielęgniarka uwolni do 30 phorozooidów.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Zmniejsz liczbę zwierząt w słoiku, gdy phorozooidy osiągną wielkość 3 mm.
	<ol>
		<li>Usuń wszystkie phorozooidy z wyjątkiem czterech, gdy phorozooidy staną się większe (> 5 mm) i rozwiną skupiska gonozooidów.</li>
		<li>Zredukuj kulturę do dwóch phorozooidów, gdy liczba skupisk gonozooidów zwiększy swój rozmiar i zacznie żerować.</li>
		<li>Usuń phorozooidy, gdy phorozooidy uwolnią do 30 gonozooidów.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Zmniejsz liczbę gonozooidów z 30 zooidów do 2 na słoik. Pozwól, aby zapłodnione jaja zostały uwolnione do słoika.
	<ol>
		<li>Usuń jeden gonozooid, pozostawiając jednego gonozooida w słoiku, gdy oozooidy się rozwiną. 
		UWAGA: Odrzucone pielęgniarki, phorozooidy i gonozooidy mogą być użyte do wysiewu dodatkowych kultur i przeprowadzania dalszych eksperymentów.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>

<ol><li>Banse, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Zooplankton+%E2%80%93+Pivotal+role+in+the+control+of+ocean+production%5BTitle%5D)+AND+%22Ices+Journal+of+Marine+Science%22%5BJournal%5D)">Zooplankton – Pivotal role in the control of ocean production.</a> Ices Journal of Marine Science. 52 (3-4), 265-277 (1995).</li>
<li>Wilson, S. E., Ruhl, H. A., Smith, K. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Zooplankton+fecal+pellet+flux+in+the+abyssal+northeast+Pacific%3A+A+15+year+time-series+study%5BTitle%5D)+AND+%22Limnology+and+Oceanography%22%5BJournal%5D)">Zooplankton fecal pellet flux in the abyssal northeast Pacific: A 15 year time-series study.</a> Limnology and Oceanography. 58 (3), 881-892 (2013).</li>
<li>Bode, A., Álvarez-Ossorio, M. T., Miranda, A., Ruiz-Villarreal, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Shifts+between+gelatinous+and+crustacean+plankton+in+a+coastal+upwelling+region%5BTitle%5D)+AND+%22Ices+Journal+of+Marine+Science%22%5BJournal%5D)">Shifts between gelatinous and crustacean plankton in a coastal upwelling region.</a> Ices Journal of Marine Science. 70 (5), 934-942 (2013).</li>
<li>Kiorboe, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Zooplankton+body+composition%5BTitle%5D)+AND+%22Limnology+and+Oceanography%22%5BJournal%5D)">Zooplankton body composition.</a> Limnology and Oceanography. 58 (5), 1843-1850 (2013).</li>
<li>Holland, L. Z. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Tunicates%5BTitle%5D)+AND+%22Current+Biology%22%5BJournal%5D)">Tunicates.</a> Current Biology. 26 (4), R146-R152 (2016).</li>
<li>Walters, T. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Diet+and+trophic+interactions+of+a+circumglobally+significant+gelatinous+marine+zooplankter%2C+Dolioletta+gegenbauri+%28Uljanin%2C+1884%29%5BTitle%5D)+AND+%22Molecular+Ecology%22%5BJournal%5D)">Diet and trophic interactions of a circumglobally significant gelatinous marine zooplankter, Dolioletta gegenbauri (Uljanin, 1884).</a> Molecular Ecology. , Special Issue: Species Interactions, Ecological Networks and Community Dynamics (2018).</li>
<li>Piette, J., Lemaire, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Thaliaceans%2C+the+neglected+pelagic+relatives+of+ascidians%3A+a+developmental+and+evolutionay+enigma%5BTitle%5D)+AND+%22Quarterly+Review+of+Biology%22%5BJournal%5D)">Thaliaceans, the neglected pelagic relatives of ascidians: a developmental and evolutionay enigma.</a> Quarterly Review of Biology. 90 (2), 117-145 (2015).</li>
<li>Acuña, J. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Pelagic+tunicates%3A+Why+gelatinous%3F%5BTitle%5D)+AND+%22American+Naturalist%22%5BJournal%5D)">Pelagic tunicates: Why gelatinous?</a> American Naturalist. 158 (1), 100-107 (2001).</li>
<li>Alldredge, A. L., Madin, L. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Pelagic+tunicates+%E2%80%93+unique+herivores+in+the+marine+plankton%5BTitle%5D)+AND+%22Bioscience%22%5BJournal%5D)">Pelagic tunicates – unique herivores in the marine plankton.</a> Bioscience. 32 (8), 655-663 (1982).</li>
<li>Wada, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evolutionary+history+of+free-swimming+and+sessile+lifestyles+in+urochordates+as+deduced+from+18S+rDNA+molecular+phylogeny%5BTitle%5D)+AND+%22Molecular+Biology+and+Evolution%22%5BJournal%5D)">Evolutionary history of free-swimming and sessile lifestyles in urochordates as deduced from 18S rDNA molecular phylogeny.</a> Molecular Biology and Evolution. 15 (9), 1189-1194 (1998).</li>
<li>Zeng, L. Y., Jacobs, M. W., Swalla, B. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Coloniality+has+evolved+once+in+stolidobranch+ascidians%5BTitle%5D)+AND+%22Integrative+and+Comparative+Biology%22%5BJournal%5D)">Coloniality has evolved once in stolidobranch ascidians.</a> Integrative and Comparative Biology. 46 (3), 255-268 (2006).</li>
<li>Delsuc, F., Brinkmann, H., Chourrout, D., Philippe, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Tunicates+and+not+cephalochordates+are+the+closest+living+relatives+of+vertebrates%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Tunicates and not cephalochordates are the closest living relatives of vertebrates.</a> Nature. 439 (7079), 965-968 (2006).</li>
<li>Garstang, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+morphology+of+the+Tunicata%2C+and+its+bearing+on+the+phylogeny+of+the+chordata%5BTitle%5D)+AND+%22Quarterly+Journal+of+Microscopical+Science%22%5BJournal%5D)">The morphology of the Tunicata, and its bearing on the phylogeny of the chordata.</a> Quarterly Journal of Microscopical Science. 72 (285), 51-187 (1929).</li>
<li>Govindarajan, A. F., Bucklin, A., Madin, L. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+molecular+phylogeny+of+the+Thaliacea%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Plankton+Research%22%5BJournal%5D)">A molecular phylogeny of the Thaliacea.</a> Journal of Plankton Research. 33 (6), 843-853 (2011).</li>
<li>Godeaux, D., Bone, Q., Braconnot, J. C. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aGodeaux%2C+D+%22The+Biology+of+Pelagic+Tunicates%22">The Biology of Pelagic Tunicates</a>. Bone, Q. , Oxford University Press. 1-24 (1998).</li>
<li>Deibel, D., Lowen, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+review+of+the+life+cycles+and+life-history+adaptations+of+pelagic+tunicates+to+environmental+conditions%29%5BTitle%5D)+AND+%22Ices+Journal+of+Marine+Science%22%5BJournal%5D)">A review of the life cycles and life-history adaptations of pelagic tunicates to environmental conditions).</a> Ices Journal of Marine Science. 69 (3), 358369(2012).</li>
<li>Paffenhöfer, G., Köster, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((From+one+to+many%3A+on+the+life+cycle+of+Dolioletta+gegenbauri+Uljanin+%28Tunicata%2C+Thaliacea%29%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Plankton+Research%22%5BJournal%5D)">From one to many: on the life cycle of Dolioletta gegenbauri Uljanin (Tunicata, Thaliacea).</a> Journal of Plankton Research. 33 (7), 1139-1145 (2011).</li>
<li>Paffenhöfer, G. A., Gibson, D. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Determination+of+generation+time+and+asexual+fecundity+of+doliolids+%28Tunicata%2C+Thaliacea%29%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Plankton+Research%22%5BJournal%5D)">Determination of generation time and asexual fecundity of doliolids (Tunicata, Thaliacea).</a> Journal of Plankton Research. 21 (6), 1183-1189 (1999).</li>
<li>Conley, K. R., Lombard, F., Sutherland, K. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mammoth+grazers+on+the+ocean%27s+minuteness%3A+a+review+of+selective+feeding+using+mucous+meshes%5BTitle%5D)+AND+%22Proceedings+of+the+Royal+Society+B-Biological+Sciences%22%5BJournal%5D)">Mammoth grazers on the ocean's minuteness: a review of selective feeding using mucous meshes.</a> Proceedings of the Royal Society B-Biological Sciences. 285 (1878), (2018).</li>
<li>Bouquet, J. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Culture+optimization+for+the+emergent+zooplanktonic+model+organism+Oikopleura+dioica%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Plankton+Research%22%5BJournal%5D)">Culture optimization for the emergent zooplanktonic model organism Oikopleura dioica.</a> Journal of Plankton Research. 31 (4), 359370(2009).</li>
<li>Denoeud, F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Plasticity+of+Animal+Genome+Architecture+Unmasked+by+Rapid+Evolution+of+a+Pelagic+Tunicate%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Plasticity of Animal Genome Architecture Unmasked by Rapid Evolution of a Pelagic Tunicate.</a> Science. 330 (6009), 1381-1385 (2010).</li>
<li>Harrison, P. J., Waters, R. E., Taylor, F. J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+broad-spectrum+artificial+seawater+medium+for+coastal+and+open+ocean+phytoplankton%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Phycology%22%5BJournal%5D)">A broad-spectrum artificial seawater medium for coastal and open ocean phytoplankton.</a> Journal of Phycology. 16 (1), 2835(1980).</li>
<li>Ohman, M. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Zooglider%3A+An+autonomous+vehicle+for+optical+and+acoustic+sensing+of+zooplankton%5BTitle%5D)+AND+%22Limnology+and+Oceanography-Methods%22%5BJournal%5D)">Zooglider: An autonomous vehicle for optical and acoustic sensing of zooplankton.</a> Limnology and Oceanography-Methods. 17 (1), 69-86 (2019).</li>
<li>Takahashi, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+situ+observations+of+a+doliolid+bloom+in+a+warm+water+filament+using+a+video+plankton+recorder%3A+Bloom+development%2C+fate%2C+and+effect+on+biogeochemical+cycles+and+planktonic+food+webs%5BTitle%5D)+AND+%22Limnology+and+Oceanography%22%5BJournal%5D)">In situ observations of a doliolid bloom in a warm water filament using a video plankton recorder: Bloom development, fate, and effect on biogeochemical cycles and planktonic food webs.</a> Limnology and Oceanography. 60 (5), 1763-1780 (2015).</li>
<li>Deibel, D. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aDeibel%2C+D+%22The+biology+of+pelagic+tunicates%22">The biology of pelagic tunicates</a>. Bone, Q. , Oxford University Press. 171-186 (1998).</li>
<li>Gibson, D. M., Paffenhöfer, G. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Feeding+and+growth+rates+of+the+doliolid%2C+Dolioletta+gegenbauri+Uljanin+%28Tunicata%2C+Thaliacea%29%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Plankton+Research%22%5BJournal%5D)">Feeding and growth rates of the doliolid, Dolioletta gegenbauri Uljanin (Tunicata, Thaliacea).</a> Journal of Plankton Research. 22 (8), 1485-1500 (2000).</li>
<li>Haskell, A., Hofmann, E., Paffenhöfer, G., Verity, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Modeling+the+effects+of+doliolids+on+the+plankton+community+structure+of+the+southeastern+US+continental+shelf%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Plankton+Research%22%5BJournal%5D)">Modeling the effects of doliolids on the plankton community structure of the southeastern US continental shelf.</a> Journal of Plankton Research. 21 (9), 1725-1752 (1999).</li>
<li>Gibson, D. M., Paffenhöffer, G. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Asexual+reproduction+of+the+doliolid%2C+Dolioletta+gegenbauri+Uljanin+%28Tunicata%2C+Thaliacea%29%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Plankton+Research%22%5BJournal%5D)">Asexual reproduction of the doliolid, Dolioletta gegenbauri Uljanin (Tunicata, Thaliacea).</a> Journal of Plankton Research. 24 (7), 703-712 (2002).</li>
<li>Frischer, M. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Reliability+of+qPCR+for+quantitative+gut+content+estimation+in+the+circumglobally+abundant+pelagic+tunicate+Dolioletta+gegenbauri+%28Tunicata%2C+Thaliacea%29%5BTitle%5D)+AND+%22Food+Webs%22%5BJournal%5D)">Reliability of qPCR for quantitative gut content estimation in the circumglobally abundant pelagic tunicate Dolioletta gegenbauri (Tunicata, Thaliacea).</a> Food Webs. 1, 7(2014).</li>
<li>Köster, M., Paffenhöfer, G., Baker, C., Williams, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Oxygen+consumption+of+doliolids+%28Tunicata%2C+Thaliacea%29%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Plankton+Research%22%5BJournal%5D)">Oxygen consumption of doliolids (Tunicata, Thaliacea).</a> Journal of Plankton Research. 32 (2), 171-180 (2010).</li>
<li>Paffenhöfer, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+hypothesis+on+the+fate+of+blooms+of+doliolids+%28Tunicata%2C+Thaliacea%29%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Plankton+Research%22%5BJournal%5D)">A hypothesis on the fate of blooms of doliolids (Tunicata, Thaliacea).</a> Journal of Plankton Research. 35 (4), 919-924 (2013).</li>
<li>Takahashi, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Sapphirinid+copepods+as+predators+of+doliolids%3A+Their+role+in+doliolid+mortality+and+sinking+flux%5BTitle%5D)+AND+%22Limnology+and+Oceanography%22%5BJournal%5D)">Sapphirinid copepods as predators of doliolids: Their role in doliolid mortality and sinking flux.</a> Limnology and Oceanography. 58 (6), 1972-1984 (2013).</li>
<li>Martí-Solans, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Oikopleura+dioica+Culturing+Made+Easy%3A+A+Low-Cost+Facility+for+an+Emerging+Animal+Model+in+EvoDevo%5BTitle%5D)+AND+%22Genesis%22%5BJournal%5D)">Oikopleura dioica Culturing Made Easy: A Low-Cost Facility for an Emerging Animal Model in EvoDevo.</a> Genesis. 53 (1), 183-193 (2015).</li>
<li>Nishida, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Development+of+the+appendicularian+Oikopleura+dioica%3A+Culture%2C+genome%2C+and+cell+lineages%5BTitle%5D)+AND+%22Development+Growth+%26+Differentiation%22%5BJournal%5D)">Development of the appendicularian Oikopleura dioica: Culture, genome, and cell lineages.</a> Development Growth & Differentiation. 50, S239-S256 (2008).</li>
</ol>

Autorzy nie mają nic do zadeklarowania.

Zdolność do hodowli doliolidów została ustalona w ciągu ostatnich kilku dziesięcioleci i została wykorzystana do wspierania badań w kilku obszarach. Badania eksperymentalne w naszych laboratoriach wsparły publikację co najmniej 15 badań naukowych dotyczących żywienia i wzrostu 18,26, rozrodu18,28, diety 6,29, fizjologii30, ekologii<sup class="xref...

Zooplankton stanowi największą biomasę zwierzęcą w oceanie, jest kluczowym składnikiem morskich sieci pokarmowych i odgrywa ważną rolę w oceanicznych cyklach biogeochemicznych1,2. Zooplankton, choć składa się z ogromnej różnorodności organizmów, można z grubsza podzielić na dwie kategorie: galaretowaty i niegalaretowaty z kilkoma taksonami pośrednimi3,4. W porównaniu z niegalaretowatym zooplanktonem, galaretowaty zooplankton jest szczególnie trudny do zbadania ze względu na jego złożoną historię życia5, a jego delikatne tkanki łatwo ulegają uszkodzeniu podczas chwytania i obchodzenia się z nimi. Galaretowate gatunki zooplanktonu są zatem notorycznie trudne do hodowli w laboratorium i generalnie mniej zbadane w porównaniu z gatunkami niegalaretowatymi6.
Wśród galaretowatych grup zooplanktonu, jedną liczną i o znaczeniu ekologicznym w oceanie świata są Thaliaceans. Tajlandy to klasa osłonic pelagicznych, która obejmuje rzędy Salpida, Pyrosomida i Doliolida7. Doliolida, zbiorczo określane jako doliolidy, to małe, swobodnie pływające organizmy pelagiczne w kształcie beczki, które mogą osiągać duże obfitości w produktywnych regionach nerytycznych subtropikalnych oceanów. Doliolidy należą do najliczniejszych ze wszystkich grup zooplanktonu4,8. Jako żywiciele zawiesiny, doliolidy zbierają cząstki pokarmu ze słupa wody, tworząc prądy filtrujące i wychwytując je w sieciach śluzowych9. Taksonomicznie doliolidy są klasyfikowane w gromadzie Urochordata10. Przodkowie strunowców, a także ich znaczenie ekologiczne jako kluczowych składników morskich systemów pelagicznych, Thaliacees mają znaczenie dla zrozumienia początków kolonialnej historii życia10,11 i ewolucji strunowców 5,7,10,12,13,14.
Historia życia doliolidów jest złożona i przyczynia się do trudności w ich hodowli i utrzymaniu przez cały cykl życia. Przegląd cyklu życiowego i anatomii doliolidów można znaleźć w Godeaux et al.15. Cykl życiowy doliolidów, który obejmuje obowiązkową zmianę między płciowymi i bezpłciowymi etapami historii życia, jest przedstawiony w <silna klasa="xfig">Rysunek 1. Jaja i plemniki są wytwarzane przez hermafrodytyczne gonozooidy, jedyny pojedynczy etap cyklu życiowego. Gonozooidy uwalniają plemniki do słupa wody, a jaja są wewnętrznie zapładniane i uwalniane, aby rozwinąć się w larwy. Larwy wylęgają się i przekształcają w oozooidy, które mogą osiągnąć 1-2 mm. Zakładając sprzyjające warunki środowiskowe i odżywianie, oozooidy stają się wczesnymi pielęgniarkami w ciągu 1-2 dni w temperaturze 20 °C i rozpoczynają kolonialne etapy cyklu życiowego. Oozooidy bezpłciowo wytwarzają pąki na brzusznych rozłogach. Pąki te opuszczają rozłog i migrują do kadoforu grzbietowego, gdzie ustawiają się w trzech sparowanych rzędach. Środkowe podwójne rzędy stają się phorozooidami, a dwa zewnętrzne podwójne rzędy stają się trofozooidami. Te ostatnie dostarczają pokarm zarówno pielęgniarce, jak i phorozooidom16,17. Trofozooidy zaopatrują pielęgniarkę w składniki odżywcze, gdy traci ona wszystkie narządy wewnętrzne. Wraz ze wzrostem liczebności trofozooidów wielkość pielęgniarki może osiągnąć 15 mm w laboratorium. W miarę wzrostu phorozooidy coraz częściej połykają zdobycz planktonową i osiągają rozmiar ~ 1,5 mm, zanim zostaną wypuszczone jako osobniki17. Jedna pielęgniarka może uwolnić > 100 fosforooidów w ciągu swojego życia18. Po uwolnieniu fosforooidów z kadoforu kontynuują one wzrost i są drugim kolonialnym etapem cyklu życiowego. Gdy osiągną rozmiar ~ 5 mm, każdy phorozooid rozwija skupisko gonozooidów na swojej brzusznej szypułce. Te gonozooidy mogą połykać cząstki, gdy osiągną ~1 mm długości. Po osiągnięciu przez gonozooidy wielkości ~ 2 do 3 mm są uwalniane z phorozooidu i stają się jedynym pojedynczym etapem cyklu życiowego. Gdy osiągną rozmiar ~ 6 mm, gonozooidy osiągają dojrzałość płciową17. Gonozooidy mogą osiągać 9 mm lub więcej długości. Gonozooidy są hermafrodytyczne, plemniki są uwalniane sporadycznie, podczas gdy zapłodnienie jaj następuje wewnętrznie16,17. Gdy gonozooid ma ≥ wielkości 6 mm, uwalnia do 6 zapłodnionych jaj. Skuteczna hodowla wymaga wspierania specyficznych potrzeb każdego z tych unikalnych etapów historii życia.
Ze względu na ekologiczne i ewolucyjne znaczenie Thaliaceans, w tym doliolidae, istnieje potrzeba opracowania metodologii uprawy, aby pogłębić zrozumienie unikalnej biologii, fizjologii, ekologii i historii ewolucji tego organizmu19. Doliolidy są bardzo obiecujące jako eksperymentalne organizmy modelowe w biologii rozwoju i genomice funkcjonalnej, ponieważ są przezroczyste i prawdopodobnie mają uproszczone genomy20,21. Brak wiarygodnych metod uprawy utrudnia jednak ich przydatność jako modeli laboratoryjnych. Chociaż kilka laboratoriów opublikowało wyniki oparte na hodowanych doliolidach, według naszej wiedzy podejścia do uprawy i szczegółowe protokoły nie zostały wcześniej opublikowane. Opierając się na wieloletnim doświadczeniu oraz próbach uprawy metodą prób i błędów, celem tego badania był przegląd doświadczeń i podzielenie się protokołami zbierania i hodowli dolioliwidów, w szczególności gatunku Dolioletta gegenbauri.

<table><tbody><tr><td>Probówki do hodowli glonów (55 ml sterylne jednorazowe szklane probówki</td> hodowlane)<td>Dowolna</td><td>NIE Do</td><td>kultur glonów</td></tr><tr><td>Autoklaw</td><td>Dowolna</td><td>NA</td><td>Do sprzętu do sterylizacji i wody morskiej do hodowli glonów</td></tr><tr><td>Zlewki (szkło 2 L)</td><td>Dowolna</td><td>NA</td><td>Do sortowania rozcieńczonej zawartości pakuł planktonu netto</td></tr><tr><td>Wiadra (5 galonów, ~20L)</td><td>Dowolna</td><td>NA</td><td>Do rozcieńczania zawartości pakuły z babki lancetowatej - przed pierwszym użyciem należy ją kondycjonować w wodzie morskiej</td></tr><tr><td>Balony (20 L)&nbsp;</td><td>Dowolna</td><td>NA</td><td>Do przechowywania wody morskiej</td></tr><tr><td>Szklany słoik do hodowli Doliolid (szklany słoik 1,9 l z wąskim otworem i nakrętką)</td><td>Qorpak</td><td>GLC-01882</td><td>Pojemnik do hodowli</td></tr><tr><td>Szklany słoik do hodowli Doliolid (szklany słoik z wąską szyjką 3,8 l z nakrętką)</td><td>Qorpak</td><td>GLC-01858</td><td>Pojemnik do hodowli</td></tr><tr><td>Komora środowiskowa (komora środowiskowa o kontrolowanej temperaturze)</td><td>Dowolny</td><td>BRAK danych</td><td>Do dostosowania koła planktonowego i konserwacji kultur</td></tr><tr><td>Aparatura filtracyjna do filtrów 47 mm</td><td>Dowolna</td><td>brak danych</td><td>Do filtrowania wody morskiej do hodowli</td></tr><tr><td>Filtry z mikrowłókna szklanego, 47 mm</td><td>Whatman</td><td>1825-047</td><td>Do filtrowania wody morskiej do hodowli</td></tr><tr><td>Pipeta szklana (pipeta ze szkła borokrzemianowego (rurka szklana), średnica zewnętrzna 10 mm, średnica wewnętrzna 8 mm, grubość ścianki 1 mm)</td> <td>Firma Naukowa</td><td>NC-10894</td><td>Niestandardowe cięcie i krawędzie polerowane</td></tr><tr><td>Opaski zaciskowe, stal nierdzewna, #104 (178 mm)</td><td>Dowolna</td><td>BRAK DANYCH</td><td>Do przytrzymywania słoików do hodowli na kole planktonu</td></tr><tr><td>Isochrysis galbana szczep CCMP1323</td><td>National Center for Marine Algae and Microbiota (NCMA)</td><td>szczep CCMP1323</td><td>Do karmienia kultur doliolilidów</td></tr><tr><td>L1 Media Kit, 50 L</td><td>Krajowe Centrum Alg Morskich i Mikrobioty (NCMA)</td><td>MKL150L</td><td>Do hodowli glonów</td></tr><tr><td>Lampa (Fluorescencyjna lampa stołowa z regulowanym ramieniem)</td><td>Dowolna</td><td>BRAK DANYCH</td><td>Do oświetlania doliolidów w słoikach i zlewkach</td></tr><tr><td>Inkubator z kontrolowaną temperaturą</td><td>Dowolny</td><td>brak danych</td><td>Do hodowli glonów</td></tr><tr><td>Mikropipety i sterylne końcówki (0-20 i mikro; l, 20-200 i mikro; l, 200-1000&nbsp; &mikro; l)</td> <td>Dowolny</td><td>brak danych</td><td>Dla kultur glonów</td></tr><tr><td>Plankton Net (202 &mikro; m 0,5 m, długość 5:1) z pierścieniem końcowym włoka i &nbsp; 4 L akwarium z workiem dorszowym</td><td>Sea-Gear Corporation</td><td>90-50x5-200-4A/BB</td><td>Do zbierania żywych doliolidów (patrz Rysunek 4)</td></tr><tr><td>Koło planktonowe</td><td>NA</td><td></td><td>NA Wykonane na zamówienie (patrz Rysunek 2)</td></tr><tr><td>Folia</td><td>Dowolny</td><td>BRAK</td><td>Do przykrycia wnętrza pokrywki słoików z kulturami doliolidów</td></tr><tr><td>Nadmanganian potasu</td><td>Fisher Scientific</td><td>P279-500</td><td>Odczynnik do czyszczenia słoików i szkła</td></tr><tr><td>Rhodomonas&nbsp;sp. szczep CCMP740</td><td>Narodowym Centrum Alg Morskich i Mikrobioty (NCMA)</td><td>szczep CCMP740</td><td>Do karmienia kultur doliolidów</td></tr><tr><td>Rurki gumowe</td><td>NA</td><td>NA</td><td>Do przytrzymywania słoików do hodowli na kole planktonowym (mogą być wykonane z rurki tygonowej)</td></tr><tr><td>Wodorosiarczyn sodu</td><td>Fisher Scientific</td><td>S654-500</td><td>Odczynnik do czyszczenia słoików i szkła</td></tr><tr><td>Wodorotlenek sodu</td><td>Fisher Scientific</td><td>BP359-212</td><td>Odczynnik do czyszczenia słoików i naczyń szklanych</td></tr><tr><td>Sterylne pipety serologiczne (1 ml, 5 mL, 10 ml, 25 ml)</td><td>Dowolna</td><td>NA</td><td>Do hodowli glonów</td></tr><tr><td>Thalassiosira weissflogii szczep CCMP1051</td><td>National Center for Marine Algae and Microbiota (NCMA)</td><td>szczep CCMP1051</td><td>Do karmienia kultur doliolidów</td></tr><tr><td>Kolby do hodowli tkankowych (250 ml)</td><td>Dowolna</td><td>NA</td><td>Do kultur glonów</td></tr></tbody></table>

uprawa osłonicy morskiej pelagicznej dolioletta gegenbauri (uljanin 1884) do badań eksperymentalnych

Cultivation of the Marine Pelagic Tunicate Dolioletta gegenbauri (Uljanin 1884) for Experimental Studies

Galaretowate zooplanktony odgrywają kluczową rolę w ekosystemach oceanicznych. Jednak generalnie trudno jest zbadać ich fizjologię, wzrost, płodność i interakcje troficzne, głównie ze względu na wyzwania metodologiczne, w tym zdolność do ich hodowli. Jest to szczególnie prawdziwe w przypadku doliolid, Dolioletta gegenbauri. D. gegenbauri powszechnie występuje w produktywnych subtropikalnych systemach szelfu kontynentalnego na całym świecie, często w stężeniach zakwitów, które mogą pochłonąć dużą część dziennej produkcji pierwotnej. W tym badaniu opisujemy podejścia do uprawy w celu zbierania, hodowli i utrzymania D. gegenbauri w celu przeprowadzenia badań laboratoryjnych. D. gegenbauri i inne gatunki doliolidae mogą być chwytane żywe za pomocą ukośnie ciągniętych stożkowatych sieci planktonowych o oczkach 202 μm z dryfującego statku. Hodowle są najbardziej wiarygodne, gdy temperatura wody jest niższa niż 21 °C i są rozpoczynane od niedojrzałych gonozooidów, dojrzewających phorozooidów i dużych karmiąt. Kultury mogą być utrzymywane w zaokrąglonych naczyniach hodowlanych na wolno obracającym się kole planktonu i utrzymywane na diecie składającej się z hodowanych glonów w naturalnej wodzie morskiej przez wiele pokoleń. Oprócz możliwości tworzenia laboratoryjnych kultur D. gegenbauri, wykazaliśmy, że warunki zbierania, stężenie glonów, temperatura i ekspozycja na naturalnie kondycjonowaną wodę morską mają kluczowe znaczenie dla założenia kultury, wzrostu, przetrwania i rozmnażania D. gegenbauri.

Zastosowanie opisanych procedur zbierania i hodowli doliolida D. gegenbauri, przedstawionych na Rysunku 3, umożliwia utrzymanie kultury D. gegenbauri przez cały złożony cykl życiowy (Rysunek 1) oraz jej prowadzenie przez wiele pokoleń. Choć w niniejszym opisie skupiono się na hodowli D. gegenbauri, procedury te powinny być odpowiednie również dla hodowli innych gatunków doliolidów.
Pozyskiwanie zdrowych i ni...

Doliolidy, w tym gatunek Dolioletta gegenbauri, to mały, galaretowaty zooplankton morski o znaczeniu ekologicznym, występujący na produktywnych systemach szelfu subkontynentalnego na całym świecie. Trudność w hodowli tych delikatnych organizmów ogranicza ich badania. W tym badaniu opisujemy podejścia do uprawy w celu zbierania, hodowli i utrzymania doliolid Dolioletta gegenbauri.

Uprawa osłonicy morskiej pelagicznej Dolioletta gegenbauri (Uljanin 1884) do badań eksperymentalnych

Gelatinous zooplanktons play a crucial role in ocean ecosystems. However, it is generally difficult to investigate their physiology, growth, fecundity, ...

Dostępność organizmów modelowych nadających się do hodowli miała zasadnicze znaczenie dla postępu w wielu dziedzinach nauki. Protokół ten, według naszej wiedzy, jest jedynym dostępnym podejściem do hodowli Doliolidae. Niezawodna technologia hodowli Doliolid zapewnia unikalny model eksperymentalny do badania organizmów, które są ważne dla niektórych z najbardziej produktywnych regionów oceanu i które reprezentują najwcześniejszych ewolucyjnych przodków kręgowców.Ta technika jest wyjątkowa, ponieważ utrzymuje cząstki pokarmu glonów i organizmy zawieszone w słupie wody bez kontaktu ze ściankami pojemnika, tak jak doświadczają w naturze. Ta metoda hodowli może być stosowana do hodowli innych małych galaretowatych i skorupiaków lub gatunków planktonu. Ponieważ Doliolidy mają złożony cykl życiowy, zrozumienie i rozpoznanie potrzeb na każdym etapie życia ma kluczowe znaczenie.Nauczenie się cyklu życia oraz tego, jak je rozpoznawać i radzić sobie z nimi, wymaga dużo praktyki. Z naszego doświadczenia wynika, że jedynym sposobem na nauczenie się tej techniki hodowli jest zobaczenie jej i zrobienie tego. Kilku innych uczestników projektu, w tym Erin Arneson, Nicholas Castalaine, Natalia Lopez

cultivation-marine-pelagic-tunicate-dolioletta-gegenbauri-uljanin

Research

JoVE Journal

Environment

Środowisko

Opisana metoda przedstawia procedurę, zgodnie z którą mątwka hawajska Euprymna scolopes oraz jej bakteryjny symbiont Vibrio fischeri są hodowane oddzielnie, a następnie łączone w celu umożliwienia specyficznej kolonizacji organu świetlnego mątwy przez bakterie. Opisano metody wykrywania kolonizacji za pomocą luminescencji bakteryjnej oraz poprzez bezpośrednie liczenie kolonii.

Kolonizacja mątwy Euprymna scolopes przez Vibrio fischeri

Tutaj prezentujemy protokoły, które zostały z powodzeniem wykorzystane do pobierania plemników delfinów, krioprezerwacji i heterologicznego wykonywania IVF przy użyciu oocytów bydlęcych.

Plemniki delfina butlonosego (Tursiops truncatus): zbieranie, kriokonserwacja i heterologiczne zapłodnienie in vitro

W tym artykule pokazujemy tworzenie kultur klonalnych jednokomórkowych koniugujących gatunków glonów zebranych z naturalnego stanowiska polowego.

Ustanowienie klonalnej hodowli jednokomórkowych glonów sprzężonych

Pąkla Balanus (Amphibalanus) improvisus jest modelem do badania osmoregulacji i przeciwporostowości. Jednak naturalne tarło sezonowe daje nieprzewidywalną podaż larw karpiowatych. W tym miejscu opisano protokół całorocznej hodowli B. improvisus, w tym produkcji larw. Zilustrowano zastosowanie hodowlanych pąkli w badaniach ekspresji genów.

Barnacle Balanus improvisus jako model morski - hodowla i ekspresja genów

Zachowanie związane z ochroną partnera odgrywa ważną rolę w rozmnażaniu widłonogów z rodzaju Tigriopus. Jednak metody badania tego zachowania nie zostały dobrze opisane. Poniżej opisujemy metody: 1) indywidualnej hodowli dziewiczych zwierząt Tigriopus oraz 2) ilościowej analizy ich zachowań związanych z ochroną partnerów.

Indywidualne hodowle widłonogów Tigriopus i analiza ilościowa ich zachowań związanych z ochroną partnerów

Oikopleura dioica to organizm modelowy osłonic w różnych dziedzinach biologii. Opisujemy metody pobierania próbek, identyfikację gatunków, konfigurację hodowli i protokoły hodowli zwierząt i paszy dla glonów. Zwracamy uwagę na kluczowe czynniki, które przyczyniły się do wzmocnienia systemu kultury oraz omawiamy możliwe problemy i rozwiązania.

Usprawnione pobieranie próbek i hodowla pelagicznych larw kosmopolitycznych (Oikopleura dioica)

Artykuł przedstawia metody hodowli larw ślimaka Crepidula fornicata w systemie laboratoryjnym o małej objętości oraz w systemie mezokosmosu z otaczającą wodą morską, który może być stosowany w terenie.

Hodowla laboratoryjna i terenowa larw skałoczepa pantofelkowego, Crepidula fornicata

Wywołane przez rybołówstwo zmiany w eksploatowanych połowach skorupiaków, takie jak amerykańskie połowy homarów, mogą potencjalnie wpłynąć na ich dynamikę reprodukcyjną, prowadząc do zmniejszenia sukcesu godowego. Celem tego badania było opracowanie nieinwazyjnej metody ustalania sukcesu godowego samic homarów, które mogą być fizjologicznie lub funkcjonalnie dojrzałe.

Nieinwazyjna metoda określania in situ udanego krycia u samic homarów amerykańskich (Homarus americanus)

Ten test biologiczny wykorzystuje model drapieżnej ryby do oceny obecności metabolitów odstraszających od karmienia z organicznych ekstraktów tkanek organizmów morskich w naturalnych stężeniach przy użyciu porównywalnej pod względem odżywczym matrycy pokarmowej.

Laboratoryjny test biologiczny żywiący się rybami w celu oceny aktywności przeciwdrapieżnej metabolitów wtórnych z tkanek organizmów morskich

Wymagana jest szczególna ostrożność przy użyciu "czystych technik" do prawidłowego pobierania i przetwarzania próbek wody do badań metali śladowych w środowisku wodnym. Przedstawiono protokół pobierania próbek, przetwarzania i procedur analitycznych w celu uzyskania wiarygodnych danych i wyników z monitoringu środowiskowego o wysokiej czułości dla szczegółowych badań metali śladowych.

Czyste pobieranie próbek i analiza wód rzecznych i ujść rzek do badań metali śladowych

Poznaj metodę uprawy osłonicy morskiej Dolioletta gegenbauri w warunkach laboratoryjnych. Ta technika umożliwia badanie organizmów pelagicznych i ich roli w ekosystemach morskich.

Uprawa osłonicy morskiej pelagicznej Dolioletta gegenbauri (Uljanin 1884) do badań eksperymentalnych

Przeglądaj więcej filmów