Name: Badanie odwrotnej przebudowy lewej komory przez odpasowanie aorty u gryzoni (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2021-07-14T13:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 26 s
Description: Poznaj technikę odpasowania aorty u myszy do badania odwrotnej przebudowy lewej komory. Ta metoda pozwala analizować mechanizmy regresji kardiomiocytów i testować nowe terapie w kardiologii eksperymentalnej.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Autorzy dziękują Portugalskiej Fundacji na rzecz Nauki i Technologii (FCT), Unii Europejskiej, Quadro de Referência Estratégico Nacional (QREN), Fundo Europeu de Desenvolvimento Regional (FEDER) i Programa Operacional Factores de Competitividade (COMPETE) za finansowanie jednostki badawczej UnIC (UID/IC/00051/2013). Projekt ten jest wspierany przez FEDER w ramach COMPETE 2020 – Programa Operacional Competitividade E Internacionalização (POCI), projektu DOCNET (NORTE-01-0145-FEDER-000003), wspieranego przez Regionalny Program Operacyjny Norte Portugal (NORTE 2020), w ramach umowy partnerstwa Portugalia 2020, za pośrednictwem Europejskiego Funduszu Rozwoju Regionalnego (EFRR), projektu NETDIAMOND (POCI-01-0145-FEDER-016385), wspieranego przez europejskie fundusze strukturalne i inwestycyjne, Regionalny program operacyjny Lizbony 2020. Daniela Miranda-Silva i Patrícia Rodrigues są finansowane przez Fundação para a Ciência e Tecnologia (FCT) w formie stypendiów (odpowiednio SFRH/BD/87556/2012 i SFRH/BD/96026/2013).

Wszystkie eksperymenty na zwierzętach są zgodne z Przewodnikiem dotyczącym opieki i użytkowania zwierząt laboratoryjnych (publikacja NIH nr 85–23, poprawiona w 2011 roku) oraz portugalskim prawem o dobrostanie zwierząt (DL 129/92, DL 197/96; P 1131/97). Właściwe władze lokalne zatwierdziły ten protokół doświadczalny (018833). Siedmiotygodniowe samce myszy C57B1/J6 utrzymywano w odpowiednich klatkach, z regularnym 12/12-godzinnym cyklem jasny-ciemny, temperaturą 22 °C i wilgotnością 60% z dostępem do wody i standardową dietą ad libitum.
1. Przygotowanie pola operacyjnego
<ol>
	<li>Zdezynfekuj miejsce operacji 70% alkoholem i umieść jednorazowy pokrowiec na stół operacyjny na obszarze operacyjnym.</li>
	<li>Wysterylizuj wszystkie narzędzia przed zabiegiem. 
	UWAGA: Ta procedura wymaga mikro nożyczek chirurgicznych, 2 drobno zakrzywionych kleszczyków, 3 cienkich kleszczy prostych, skalpela, małych kleszczy, kątowych nożyczek do dyssekcji, uchwytu igły, ultracienkiego środka do podwiązywania, 2 hemostatyków i wreszcie wysoce zalecany jest magnetyczny system wycofywania stabilizatora (<silna klasa = "xfig">Rysunek 1A).</li>
	<li>Zegnij końcówkę igły o masie 26 G pod kątem 90°, aby ułatwić dostęp do aorty. Igła o średnicy 26 G stworzy zwężenie aorty o średnicy 0,45 mm (<silna klasa="xfig">Rysunek 1B).</li>
	<li>Ustaw temperaturę poduszki grzewczej na 37 ± 0.1 °C.</li>
</ol>
2. Przygotowanie i intubacja myszy
<ol>
	<li>Znieczulenie młodych myszy C57B1/J6 (20-25 g) poprzez inhalację 8% sewofluranu z 0,5 - 1,0 l/min 100% O2 w probówce stożkowej.</li>
	<li>Sprawdź głębokość znieczulenia za pomocą odruchu wycofania szczypania palca u nogi.</li>
	<li>Umieść mysz w pozycji leżącej grzbietowej na pochyłej płycie i przystąp do intubacji ustno-tchawiczej.</li>
	<li>Przyłóż mysz do poduszki grzewczej i szybko podłącz rurkę ustno-tchawiczą do respiratora, aby zainicjować wentylację mechaniczną.</li>
	<li>Dostosuj parametry respiratora do częstotliwości 160 oddechów/min i objętości oddechowej 10 ml/kg.</li>
</ol>
3. Przygotowanie do operacji (zarówno do operacji opaskiwania, jak i zdejmowania bandingu)
<ol>
	<li>Gol się i nakładaj krem do depilacji od dekoltu do połowy klatki piersiowej myszy.</li>
	<li>Nałóż żel okulistyczny na oczy zwierząt, aby zapobiec wysuszeniu rogówki.</li>
	<li>Umieść sondę doodbytniczą i pulsoksymetr na łapie lub ogonie, aby monitorować odpowiednio temperaturę i natlenienie krwi oraz tętno. 
	UWAGA: Znieczulenie wywołuje znaczną hipotermię, dlatego ważne jest, aby podczas operacji utrzymać normalną temperaturę ciała, aby uniknąć gwałtownego spadku częstości akcji serca.</li>
	<li>Utrzymuj znieczulenie sewofluranem (2,0 - 3,0%). Sprawdź prawidłowy poziom znieczulenia przez brak odruchu szczypania palców u stóp.</li>
	<li>Umieść myszy w prawostronnym odleżynie na poduszce grzewczej i przymocuj kończyny do systemu retrakcji stabilizatora magnetycznego za pomocą taśmy, aby utrzymać zwierzę we właściwej pozycji podczas operacji (<silna klasa = "xfig">Rysunek 2, <silna klasa = "xfig">Rysunek 3A).</li>
	<li>Zdezynfekuj klatkę piersiową myszy 70% alkoholem, a następnie roztworem prowidonu i jodu.</li>
</ol>
4. Operacja opaski aorty wstępującej
UWAGA: Szczegółowy opis protokołu znajduje się w 2,3,4,13. 
<ol>
	<li>Za pomocą jednorazowego ostrza wykonaj małe (~0,5 cm) nacięcie skóry po lewej stronie bezpośrednio poniżej poziomu pachy i wypreparuj skórę.</li>
	<li>Delikatnie rozetnij i oddziel mięsień piersiowy i inne warstwy mięśni, aż żebra staną się widoczne. Używaj cienkich kleszczy i unikaj przecinania mięśni.</li>
	<li>Pod mikroskopem zidentyfikuj przestrzenie międzyżebrowe i otwórz małe nacięcie między 2. a 3. przestrzenią międzyżebrową za pomocą cienkich kleszczy.</li>
	<li>Cofnij żebra, umieszczając zwijacz klatki piersiowej (<silna klasa="xfig">Rysunek 2A).</li>
	<li>Użyj małych kleszczy, aby delikatnie wypreparować i oddzielić płaty grasicy, aż aorta wstępująca stanie się widoczna. 
	UWAGA: Aplikatory bawełniane powinny być pod ręką w przypadku krwawienia. Ciepły sterylny roztwór soli fizjologicznej należy podawać podskórnie w przypadku znacznego krwawienia (np. tętnicy sutkowej).</li>
	<li>Użyj małych kleszczyków, aby delikatnie wypreparować aortę. 
	UWAGA: Aortę uważa się za rozciętą, gdy wokół niej nie ma tłuszczu ani innych zrostów i można łatwo otoczyć naczynie kleszczami o małej krzywiźnie.</li>
	<li>Po rozwarstwieniu aorty umieść ligaturę polipropylenową 7-0 wokół aorty, używając pomocy do podwiązania i zakrzywionych kleszczy (<silna klasa = "xfig" >Rysunek 2B).</li>
	<li>Umieść igłę 26 G równolegle do aorty (końcówka skierowana w stronę głowy myszy) (<silna klasa="xfig">Rysunek 2B). U myszy o masie ciała 20-25 g igła ta wywołuje powtarzalne zwężenie aorty na poziomie 65-70%.</li>
	<li>Wykonaj 2 luźne węzły wokół aorty i igły 26 G za pomocą 2 kleszczyków (<silna klasa="xfig">Rysunek 2B).</li>
	<li>Zaciśnij 1 węzeł i szybko potem 2 węzeł. Krótko potwierdź prawidłowe ułożenie zwężenia i szybko wyjmij igłę, aby przywrócić przepływ krwi w aorcie. Na koniec wykonaj 3węzeł (grupa BA).</li>
	<li>Ustaw grasicę i mięśnie w ich początkowej pozycji.</li>
	<li>Wykonaj zabieg pozorowany identyczny z zabiegiem uciskowym, ale zachowując luźny szew wokół aorty (grupa SHAM).</li>
	<li>Odetnij końce szwu i wyjmij zwijacz klatki piersiowej. 
	UWAGA: Krótkie końce szwów mogą zwiększać prawdopodobieństwo poluzowania węzłów przy ucisku w aortach, podczas gdy długie końce sprawiają, że procedura odpaskowywania jest bardziej ryzykowna, ponieważ mogą wystąpić zrosty między szwem a lewym przedsionkiem.</li>
	<li>Zamknij ścianę klatki piersiowej za pomocą nici polipropylenowej 6-0 z prostym szwem przerywanym lub ciągłym, używając najmniejszej możliwej liczby szwów. Zaciśnij ostatni węzeł piersiowy z płucami napompowanymi na końcu wdechu, ściskając odpływ respiratora na 2 sekundy, aby ponownie napompować płuca.</li>
	<li>Zamknij skórę szwem 6-0 jedwab/polipropylen w ciągłym wzorze szwów. 
	UWAGI: Jeśli używany jest nowszy respirator, można go zaprogramować tak, aby pauzował w trybie wdechu (Konfiguracja-Zaawansowana-Pauza-Inspiracja)</li>
</ol>
5. Opieka pooperacyjna
<ol>
	<li>Nanieść roztwór jodu prowidonu na miejsce szwu skórnego.</li>
	<li>W celu uzyskania prawidłowej analgezji buprenorfinę należy podawać podskórnie w dawce 0,1 mg/kg mc., dwa razy dziennie, aż zwierzę w pełni wyzdrowieje (zwykle 2-3 dni po zabiegu).</li>
	<li>Sterylną sól fizjologiczną należy wstrzykiwać dootrzewnowo, aby zapobiec odwodnieniu w przypadku znacznego krwawienia podczas operacji.</li>
	<li>Wyłącz znieczulenie (bez deintubacji myszy) i poczekaj, aż zwierzę odzyska odruchy (ruchy wąsów są sygnałem budzącym) i zacznie spontanicznie oddychać.</li>
	<li>Usuń kaniulę tchawicy.</li>
	<li>Pozwól zwierzęciu dojść do siebie w inkubatorze w temperaturze 37 °C.</li>
	<li>Po pełnym wyzdrowieniu zwierzę należy umieścić w pomieszczeniu z 12-godzinnym cyklem jasnym/ciemnym.</li>
</ol>
6. Operacja usunięcia pasa aorty
<ol>
	<li>Siedem tygodni później wykonaj odpaskowanie aorty u połowy zwierząt BA i usuń luźny szew z połowy myszy SHAM, dając początek 2 nowym grupom - odpowiednio odbandzowaniu (DEB) i odbandzowaniu SHAMA (DESHAM). DESHAM reprezentuje kontrolę dla grupy DEB (<silna klasa="xfig">Rysunek 4).</li>
	<li>Powtórz wszystkie kroki od 2.1 do 3.6 wymienione powyżej.</li>
	<li>Delikatnie wypreparuj tkanki, zrosty i zwłóknienia wokół aorty, aż jej zwężenie stanie się widoczne.</li>
	<li>Ostrożnie wypreparuj aortę i oddziel szew od aorty. Przetnij szew za pomocą kątowych nożyczek sprężynowych z jedną sondą (<silna klasa="xfig">Rysunek 3B).</li>
	<li>Zamknij ścianę klatki piersiowej za pomocą nici polipropylenowej 6-0 z prostym szwem przerywanym lub ciągłym, stosując minimalną możliwą liczbę szwów. 
	UWAGA: Spróbuj zacisnąć ostatni szew na klatce piersiowej, gdy płuca są napompowane, aby uniknąć odmy opłucnowej.</li>
	<li>Zamknij skórę szwem 6-0 jedwab/polipropylen w ciągłym wzorze szwów. </li>
	<li>Wykonaj wszystkie zabiegi opieki pooperacyjnej, jak wspomniano w punkcie 5.</li>
	<li>Złóż zwierzęta w ofierze 2 tygodnie później.</li>
</ol>
7. Echokardiografia do oceny czynności serca i przerostu lewej komory in vivo
<ol>
	<li>Wykonuj badanie echokardiograficzne co 2-3 tygodnie, aby śledzić postęp przerostu i czynności serca.</li>
	<li>Znieczulić zwierzęta, zgodnie z opisem, poprzez inhalację 5% sewofluranu za pomocą stożka nosowego. Dostosuj poziom znieczulenia, zmniejszając go do 2,5%.</li>
	<li>Gol się i nakładaj krem do depilacji od dekoltu do połowy klatki piersiowej.</li>
	<li>Umieść zwierzę na poduszce grzewczej i umieść elektrody EKG. Zapewnij dobry zapis EKG i utrzymuj tętno w zakresie od 300 do 350 uderzeń/min.</li>
	<li>Monitoruj temperaturę (~37 °C).</li>
	<li>Nałóż żel echo i ustaw zwierzę na lewym bocznym odleżynie.</li>
	<li>Uruchom echokardiograf i dostosuj ustawienia.</li>
	<li>Umieść sondę ultradźwiękową nad klatką piersiową.</li>
	<li>Oceń gradient ciśnienia w poprzek opaski odpowiednio po 7 i 2 tygodniach od operacji opaski i zdejmowania opaski. Ustaw sondę na długiej osi lewej wysokości i umieść belkę nad aortą. Naciśnij przycisk PW, aby aktywować echokardiografię dopplerowską falą pulsacyjną. Po siedmiu tygodniach prążkowania gradienty aorty wyniosą >25 mmHg u zwierząt z pasmami.</li>
	<li>Rejestruj dwuwymiarowe obrazy aorty z przewodnikiem pokazujące obecność lub brak zwężenia aorty wstępującej, aby anatomicznie zobrazować skuteczność prążkowania i odprzęgania. 
	UWAGA: Możliwa jest wizualizacja przepływu turbulentnego na poziomie zwężenia, jeśli dostępny jest tryb kolorów.</li>
	<li>Oceń przerost, ustawiając sondę na krótkiej osi lewej wysokości, na poziomie mięśni brodawkowatych, a następnie naciśnij śledzenie w trybie M, aby uwidocznić przednią ścianę lewej komory (LVAW), średnicę lewej komory (LVD) i tylną ścianę lewej komory (LVPW) w rozkurczu (D) i skurczu (S) (<silna klasa = "xfig">Rysunek 5).</li>
	<li>Oceń funkcję skurczową, oblicz frakcję wyrzutową i skrócenie ułamkowe zgodnie z wcześniejszym opisem14,15.</li>
	<li>Oceń funkcję rozkurczową poprzez 1) wyznaczenie szczytu Dopplera fali pulsacyjnej wczesnej i późnej prędkości przepływu mitralnego (odpowiednio załamki E i A) przy użyciu wierzchołkowego 4-komorowego widoku wierzchołkowego tuż nad płatkami mitralnymi; 2) rejestrowanie bocznych prędkości mięśnia sercowego pierścieniowego bocznego mitralnego, wczesnorozkurczowego (E') i szczytowego skurczowego (S') za pomocą pulsacyjnego TDI i wierzchołkowego 4-komorowego widoku wierzchołkowego (<silna klasa = "xfig">Ryc. 5).  </li>
	<li>Zapisz co najmniej trzy kolejne uderzenia serca do każdej oceny parametru. Wartości te zostaną następnie uśrednione.</li>
</ol>
8. Ocena hemodynamiczna
<ol>
	<li>Na końcu protokołu (<silna klasa="xfig">Rysunek 4) wykonaj końcową echokardiografię, jak opisano w 7, przed końcową oceną hemodynamiczną.</li>
	<li>Powtórz kroki od 2.1 do 3.6.</li>
	<li>Kankaniuj prawą żyłę szyjną i ukrwij sterylną sól fizjologiczną w dawce 64 ml/kg/h.</li>
	<li>Obróć lekko zwierzę w lewą stronę i wykonaj nacięcie skóry na poziomie wyrostka robaczkowego mieczykowatego.</li>
	<li>Oddziel skórę od mięśnia kleszczami lub nożyczkami.</li>
	<li>Wykonaj boczne nacięcie między lewymi żebrami na poziomie wyrostka robaczkowego mieczykowatego.</li>
	<li>Wykonaj torakotomię lewą boczną, aby w pełni odsłonić serce. 
	UWAGA: Aby uniknąć krwawienia i uszkodzenia płuc, włóż bawełniany wacik do klatki piersiowej i delikatnie popchnij płuco, jednocześnie wkładając dwa hemostatyki po prawej i lewej stronie miejsca do cięcia.</li>
	<li>Wstępnie podgrzać cewniki pętli P-V w łaźni wodnej w temperaturze 37 °C.</li>
	<li>Skalibruj cewnik (konfiguracja, ustawienie kanału, wybór odpowiedniego kanału dla ciśnienia i objętości, jednostki).</li>
	<li>Włóż cewnik wierzchołkowo do lewej komory i upewnij się, że czujniki objętości są umieszczone między zastawką aortalną a wierzchołkiem. Objętości można ocenić za pomocą echokardiografii (<silna klasa="xfig">Ryc. 5). Wizualizacja pętli ciśnienie-objętość pomaga potwierdzić prawidłowe ustawienie cewnika (<silna klasa="xfig">Rysunek 6).</li>
	<li>Pozwól zwierzęciu ustabilizować się przez 20-30 minut bez znaczących zmian w kształcie pętli ciśnieniowo-objętościowych.</li>
	<li>Przy zawieszonej wentylacji pod koniec wydechu uzyskaj zapisy linii bazowej (<silna klasa="xfig">Rysunek 6). Ciągłe pozyskiwanie danych z częstotliwością 1 000 Hz, które są następnie analizowane w trybie off-line przez odpowiednie oprogramowanie.</li>
	<li>Oblicz przewodność równoległą po bolusie soli fizjologicznej hipertonicznej (10%, 10 μl).</li>
	<li>Po znieczuleniu zwierzę należy złożyć w ofierze przez wykrwawienie, zebrać i odwirować krew.</li>
	<li>Na koniec wyciąć i zebrać serce. Oddzielnie należy zważyć serce, lewą i prawą komorę i natychmiast przechowywać próbki w ciekłym azocie lub formalinie do kolejnych badań molekularnych lub histologicznych.</li>
</ol>
9. Procedura opaskiwania/usuwania pasma aorty u szczurów
<ol>
	<li>Wykonaj opaskę aortalną u młodego Wistara (70-90 g) za pomocą igły 22 G i ligatury polipropylenowej 6-0 w celu zwężenia aorty.</li>
	<li>Należy zapewnić odpowiednie zabiegi znieczulające i przeciwbólowe, stosując odpowiednio 3-4% sewofluranu i 0,05 mg/kg buprenorfiny.</li>
	<li>Podczas echokardiografii należy upewnić się, że tętno zawsze przekracza 300 tętno / min (najlepiej między 300 a 350).</li>
	<li>Przed krokiem 8.9 delikatnie rozetnij aortę szczura, umieść wokół niej sondę przepływu, aby zmierzyć pojemność minutową serca. Stosowanie sondy przepływu aortalnego jest złotym standardem dla szczurów.</li>
	<li>W celu oceny hemodynamicznej należy kanniulować żyłę szyjną lub udową w celu podania płynu (32 ml/kg/h).</li>
	<li>Zastąp cewnik ciśnieniowo-objętościowy SPR-1035 cewnikiem SPR-847 lub SPR-838, których rozmiary lepiej pasują do wymiarów komór szczura.</li>
</ol>

<ol><li>Arany, Z., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Transverse+aortic+constriction+leads+to+accelerated+heart+failure+in+mice+lacking+PPAR-gamma+coactivator+1alpha%5BTitle%5D)+AND+%22Proceedings+of+the+National+Academy+of+Science+U.+S.+A%22%5BJournal%5D)">Transverse aortic constriction leads to accelerated heart failure in mice lacking PPAR-gamma coactivator 1alpha.</a> Proceedings of the National Academy of Science U. S. A. 103 (26), 10086-10091 (2006).</li>
<li>Tavakoli, R., Nemska, S., Jamshidi, P., Gassmann, M., Frossard, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Technique+of+Minimally+Invasive+Transverse+Aortic+Constriction+in+Mice+for+Induction+of+Left+Ventricular+Hypertrophy%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiment%22%5BJournal%5D)">Technique of Minimally Invasive Transverse Aortic Constriction in Mice for Induction of Left Ventricular Hypertrophy.</a> Journal of Visualized Experiment. (127), e56231(2017).</li>
<li>Zaw, A. M., Williams, C. M., Law, H. K., Chow, B. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Minimally+Invasive+Transverse+Aortic+Constriction+in+Mice%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiment%22%5BJournal%5D)">Minimally Invasive Transverse Aortic Constriction in Mice.</a> Journal of Visualized Experiment. (121), e55293(2017).</li>
<li>Rockman, H. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Segregation+of+atrial-specific+and+inducible+expression+of+an+atrial+natriuretic+factor+transgene+in+an+in+vivo+murine+model+of+cardiac+hypertrophy%5BTitle%5D)+AND+%22Proceedings+of+the+National+Academy+of+Science%22%5BJournal%5D)">Segregation of atrial-specific and inducible expression of an atrial natriuretic factor transgene in an in vivo murine model of cardiac hypertrophy.</a> Proceedings of the National Academy of Science. 88 (18), 8277-8281 (1991).</li>
<li>Koide, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Premorbid+determinants+of+left+ventricular+dysfunction+in+a+novel+model+of+gradually+induced+pressure+overload+in+the+adult+canine%5BTitle%5D)+AND+%22Circulation%22%5BJournal%5D)">Premorbid determinants of left ventricular dysfunction in a novel model of gradually induced pressure overload in the adult canine.</a> Circulation. 95 (6), 1601-1610 (1997).</li>
<li>Rodrigues, P. G., Leite-Moreira, A. F., Falcao-Pires, I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Myocardial+reverse+remodeling%3A+how+far+can+we+rewind%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Physiology-Heart+and+Circulatory+Physiology%22%5BJournal%5D)">Myocardial reverse remodeling: how far can we rewind.</a> American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 310 (11), 1402-1422 (2016).</li>
<li>Weidemann, F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Impact+of+myocardial+fibrosis+in+patients+with+symptomatic+severe+aortic+stenosis%5BTitle%5D)+AND+%22Circulation%22%5BJournal%5D)">Impact of myocardial fibrosis in patients with symptomatic severe aortic stenosis.</a> Circulation. 120 (7), 577-584 (2009).</li>
<li>Bing, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Imaging+and+Impact+of+Myocardial+Fibrosis+in+Aortic+Stenosis%5BTitle%5D)+AND+%22JACC+Cardiovascular+Imaging%22%5BJournal%5D)">Imaging and Impact of Myocardial Fibrosis in Aortic Stenosis.</a> JACC Cardiovascular Imaging. 12 (2), 283-296 (2019).</li>
<li>Conceicao, G., Heinonen, I., Lourenco, A. P., Duncker, D. J., Falcao-Pires, I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Animal+models+of+heart+failure+with+preserved+ejection+fraction%5BTitle%5D)+AND+%22Netherlands+Heart+Journal%22%5BJournal%5D)">Animal models of heart failure with preserved ejection fraction.</a> Netherlands Heart Journal. 24 (4), 275-286 (2016).</li>
<li>Weinheimer, C. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Load-Dependent+Changes+in+Left+Ventricular+Structure+and+Function+in+a+Pathophysiologically+Relevant+Murine+Model+of+Reversible+Heart+Failure%5BTitle%5D)+AND+%22Circulation+Heart+Failure%22%5BJournal%5D)">Load-Dependent Changes in Left Ventricular Structure and Function in a Pathophysiologically Relevant Murine Model of Reversible Heart Failure.</a> Circulation Heart Failure. 11 (5), 004351(2018).</li>
<li>Bjornstad, J. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+mouse+model+of+reverse+cardiac+remodelling+following+banding-debanding+of+the+ascending+aorta%5BTitle%5D)+AND+%22Acta+Physiologica+%28Oxford%29%22%5BJournal%5D)">A mouse model of reverse cardiac remodelling following banding-debanding of the ascending aorta.</a> Acta Physiologica (Oxford). 205 (1), 92-102 (2012).</li>
<li>Yarbrough, W. M., Mukherjee, R., Ikonomidis, J. S., Zile, M. R., Spinale, F. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Myocardial+remodeling+with+aortic+stenosis+and+after+aortic+valve+replacement%3A+mechanisms+and+future+prognostic+implications%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Thoracic+and+Cardiovascular+Surgery%22%5BJournal%5D)">Myocardial remodeling with aortic stenosis and after aortic valve replacement: mechanisms and future prognostic implications.</a> Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 143 (3), 656-664 (2012).</li>
<li>deAlmeida, A. C., van Oort, R. J., Wehrens, X. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Transverse+aortic+constriction+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiment%22%5BJournal%5D)">Transverse aortic constriction in mice.</a> Journal of Visualized Experiment. (38), 1729(2010).</li>
<li>Hamdani, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Myocardial+titin+hypophosphorylation+importantly+contributes+to+heart+failure+with+preserved+ejection+fraction+in+a+rat+metabolic+risk+model%5BTitle%5D)+AND+%22Circulation%3A+Heart+Failure%22%5BJournal%5D)">Myocardial titin hypophosphorylation importantly contributes to heart failure with preserved ejection fraction in a rat metabolic risk model.</a> Circulation: Heart Failure. 6 (6), 1239-1249 (2013).</li>
<li>Li, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Assessment+of+Cardiac+Morphological+and+Functional+Changes+in+Mouse+Model+of+Transverse+Aortic+Constriction+by+Echocardiographic+Imaging%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiment%22%5BJournal%5D)">Assessment of Cardiac Morphological and Functional Changes in Mouse Model of Transverse Aortic Constriction by Echocardiographic Imaging.</a> Journal of Visualized Experiment. (112), e54101(2016).</li>
<li>Lygate, C. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Serial+high+resolution+3D-MRI+after+aortic+banding+in+mice%3A+band+internalization+is+a+source+of+variability+in+the+hypertrophic+response%5BTitle%5D)+AND+%22Basic+Research+in+Cardiology%22%5BJournal%5D)">Serial high resolution 3D-MRI after aortic banding in mice: band internalization is a source of variability in the hypertrophic response.</a> Basic Research in Cardiology. 101 (1), 8-16 (2006).</li>
<li>Platt, M. J., Huber, J. S., Romanova, N., Brunt, K. R., Simpson, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Pathophysiological+Mapping+of+Experimental+Heart+Failure%3A+Left+and+Right+Ventricular+Remodeling+in+Transverse+Aortic+Constriction+Is+Temporally%2C+Kinetically+and+Structurally+Distinct%5BTitle%5D)+AND+%22Frontiers+in+Physiology%22%5BJournal%5D)">Pathophysiological Mapping of Experimental Heart Failure: Left and Right Ventricular Remodeling in Transverse Aortic Constriction Is Temporally, Kinetically and Structurally Distinct.</a> Frontiers in Physiology. 9, 472(2018).</li>
<li>Garcia-Menendez, L., Karamanlidis, G., Kolwicz, S., Tian, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Substrain+specific+response+to+cardiac+pressure+overload+in+C57BL%2F6+mice%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Physiology-Heart+and+Circulation+Physiology%22%5BJournal%5D)">Substrain specific response to cardiac pressure overload in C57BL/6 mice.</a> American Journal of Physiology-Heart and Circulation Physiology. 305 (3), 397-402 (2013).</li>
<li>Melleby, A. O., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+novel+method+for+high+precision+aortic+constriction+that+allows+for+generation+of+specific+cardiac+phenotypes+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Cardiovascular+Research%22%5BJournal%5D)">A novel method for high precision aortic constriction that allows for generation of specific cardiac phenotypes in mice.</a> Cardiovascular Research. 114 (12), 1680-1690 (2018).</li>
<li>Li, Y. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effect+of+age+on+peripheral+vascular+response+to+transverse+aortic+banding+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+Gerontology.+Series+A%2C+Biological+Sciences+and+Medical+Sciences%22%5BJournal%5D)">Effect of age on peripheral vascular response to transverse aortic banding in mice.</a> The Journal of Gerontology. Series A, Biological Sciences and Medical Sciences. 58 (10), 895-899 (2003).</li>
<li>Ruppert, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Myocardial+reverse+remodeling+after+pressure+unloading+is+associated+with+maintained+cardiac+mechanoenergetics+in+a+rat+model+of+left+ventricular+hypertrophy%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Physiology-Heart+and+Circulation+Physiology%22%5BJournal%5D)">Myocardial reverse remodeling after pressure unloading is associated with maintained cardiac mechanoenergetics in a rat model of left ventricular hypertrophy.</a> American Journal of Physiology-Heart and Circulation Physiology. 311 (3), 592-603 (2016).</li>
<li>Treibel, T. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Reverse+Myocardial+Remodeling+Following+Valve+Replacement+in+Patients+With+Aortic+Stenosis%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+the+American+College+of+Cardiology%22%5BJournal%5D)">Reverse Myocardial Remodeling Following Valve Replacement in Patients With Aortic Stenosis.</a> Journal of the American College of Cardiology. 71 (8), 860-871 (2018).</li>
<li>Dadson, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cellular%2C+structural+and+functional+cardiac+remodelling+following+pressure+overload+and+unloading%5BTitle%5D)+AND+%22International+Journal+of+Cardiology%22%5BJournal%5D)">Cellular, structural and functional cardiac remodelling following pressure overload and unloading.</a> International Journal of Cardiology. 216, 32-42 (2016).</li>
<li>Krayenbuehl, H. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Left+ventricular+myocardial+structure+in+aortic+valve+disease+before%2C+intermediate%2C+and+late+after+aortic+valve+replacement%5BTitle%5D)+AND+%22Circulation%22%5BJournal%5D)">Left ventricular myocardial structure in aortic valve disease before, intermediate, and late after aortic valve replacement.</a> Circulation. 79 (4), 744-755 (1989).</li>
<li>McCann, G. P., Singh, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Revisiting+Reverse+Remodeling+After+Aortic+Valve+Replacement+for+Aortic+Stenosis%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+the+American+College+of+Cardiology%22%5BJournal%5D)">Revisiting Reverse Remodeling After Aortic Valve Replacement for Aortic Stenosis.</a> Journal of the American College of Cardiology. 71 (8), 872-874 (2018).</li>
<li>Miranda-Silva, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Characterization+of+biventricular+alterations+in+myocardial+%28reverse%29+remodelling+in+aortic+banding-induced+chronic+pressure+overload%5BTitle%5D)+AND+%22Science+Reports%22%5BJournal%5D)">Characterization of biventricular alterations in myocardial (reverse) remodelling in aortic banding-induced chronic pressure overload.</a> Science Reports. 9 (1), 2956(2019).</li>
</ol>

Autorzy nie pozostają w konflikcie interesów.

Zaproponowany model naśladuje proces przebudowy lewej komory (LV) i RR odpowiednio po prążkowaniu i odłączaniu aorty. W związku z tym stanowi doskonały model eksperymentalny, który może poszerzyć naszą wiedzę na temat mechanizmów molekularnych zaangażowanych w niekorzystną przebudowę lewej komory oraz przetestować nowe strategie terapeutyczne zdolne do indukcji regeneracji mięśnia sercowego u tych pacjentów. Protokół ten szczegółowo opisuje kroki, w jaki sposób stworzyć zwierzęcy model opaski aortalnej i opaski u gryzoni...

Zwężenie aorty poprzecznej lub wstępującej u myszy jest szeroko stosowanym modelem eksperymentalnym dla hipertrofii serca wywołanej przeciążeniem ciśnieniem, dysfunkcji rozkurczowej i skurczowej oraz niewydolności serca1,2,3,4. Zwężenie aorty początkowo prowadzi do wyrównanego przerostu koncentrycznego lewej komory (LV) w celu normalizacji naprężeń ścian1. Jednak w pewnych okolicznościach, takich jak długotrwałe przeciążenie serca, ta hipertrofia jest niewystarczająca, aby zmniejszyć naprężenie ściany, wywołując dysfunkcję rozkurczową i skurczową (przerost patologiczny)5. Równolegle zmiany w macierzy zewnątrzkomórkowej (ECM) prowadzą do odkładania się kolagenu i sieciowania w procesie znanym jako zwłóknienie, który można podzielić na zwłóknienie zastępcze i zwłóknienie reaktywne. Zwłóknienie jest w większości przypadków nieodwracalne i utrudnia powrót do zdrowia mięśnia sercowego po odciążeniu6,7. Niemniej jednak ostatnie badania rezonansu magnetycznego serca wykazały, że zwłóknienie reaktywne jest w stanie cofnąć się w dłuższej perspektywie8. Ogólnie rzecz biorąc, zwłóknienie, przerost i dysfunkcja serca są częścią procesu znanego jako przebudowa mięśnia sercowego, który szybko postępuje w kierunku niewydolności serca (HF).
Zrozumienie cech przebudowy mięśnia sercowego stało się głównym celem ograniczenia lub odwrócenia jej postępu, co jest znane jako odwrotna przebudowa (RR). Termin RR obejmuje wszelkie zmiany w mięśniu sercowym przewlekle odwrócone przez daną interwencję, taką jak terapia farmakologiczna (np. leki przeciwnadciśnieniowe), operacja zastawki (np. zwężenie zastawki aortalnej) lub urządzenia wspomagające pracę komór (np. przewlekła niewydolność serca). Jednak RR jest często niekompletna z powodu panującego przerostu lub dysfunkcji skurczowej/rozkurczowej. W związku z tym nadal brakuje wyjaśnienia mechanizmów leżących u podstaw RR i nowych strategii terapeutycznych, co wynika głównie z niemożności uzyskania dostępu i zbadania ludzkiej tkanki mięśnia sercowego podczas RR u większości tych pacjentów.
Aby przezwyciężyć to ograniczenie, modele gryzoni odegrały znaczącą rolę w pogłębieniu naszego zrozumienia szlaków sygnałowych związanych z progresją HF. W szczególności odpaskowywanie aorty u myszy ze zwężeniem aorty stanowi użyteczny model do badania mechanizmów molekularnych leżących u podstaw niekorzystnej przebudowy lewej 9 i RR10,11, ponieważ umożliwia pobieranie próbek mięśnia sercowego w różnych punktach czasowych w tych dwóch fazach. Co więcej, zapewnia doskonałe warunki eksperymentalne do testowania potencjalnych nowych celów, które mogą promować/przyspieszać RR. Na przykład, w kontekście zwężenia zastawki aortalnej, model ten może dostarczyć informacji o mechanizmach molekularnych zaangażowanych w ogromną różnorodność odpowiedzi mięśnia sercowego leżących u podstaw (nie)kompletności RR6,12, a także optymalnego czasu wymiany zastawki, co stanowi poważny niedociągnięcie obecnej wiedzy. Rzeczywiście, optymalny czas dla tej interwencji jest przedmiotem debaty, głównie dlatego, że jest definiowany na podstawie wielkości gradientów aorty. Kilka badań sugeruje, że ten punkt czasowy może być zbyt późny na powrót do zdrowia mięśnia sercowego, ponieważ zwłóknienie i dysfunkcja rozkurczowa często są już obecne12.
O naszej wiedzy, jest to jedyny model zwierzęcy, który podsumowuje proces zarówno przebudowy mięśnia sercowego, jak i RR zachodzący w stanach takich jak zwężenie zastawki aortalnej lub nadciśnienie odpowiednio przed i po wymianie zastawki lub rozpoczęciu stosowania leków przeciwnadciśnieniowych.
Starając się sprostać wyzwaniom podsumowanym powyżej, opisujemy chirurgiczny model zwierzęcy, który może być zaimplementowany zarówno u myszy, jak i szczurów, odnosząc się do różnic między tymi dwoma gatunkami. Opisujemy główne kroki i szczegóły związane z przeprowadzaniem tych operacji. Na koniec przedstawiamy najważniejsze zmiany zachodzące w LV bezpośrednio przed i w trakcie RR.

<table><tbody><tr><td>Absorption Spears</td><td>FST</td><td>18105-03</td><td>Do wchłaniania płynów podczas zabiegu</td></tr><tr><td>Ostrza</td><td>FST</td><td>10011-00</td><td>Do wykonania nacięcia skóry</td></tr><tr><td>Buprenorfina</td><td>Buprelief</td><td></td><td>Lek przeciwbólowy</td></tr><tr><td>Catutery</td><td>FST</td><td>18010-00</td><td>Aby zapobiec wykrwawianiu</td></tr><tr><td>Wskazówki dla kamuflaży</td><td>F.S.T</td><td>18010-01</td><td>Aby zapobiec </td></tr><tr><td>wacik bawełniany</td> wykrwawiający <td>Johnson's</td><td>Do wchłaniania płynów podczas zabiegu</td>Krem do depilacji Veet Aby usunąć zwierzę Jednorazowy pokrowiec na stół operacyjny MEDKINE DYND4030SB Do pokrycia obszaru operacyjnego Sonda <td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>echa</td><td>Siemens</td><td>Sequoia 15L8W</td><td>Akwizycja sygnału ultrasonograficznego</td></tr><tr><td></td><td></td><td></td>Echokardiograf <td></td></tr><tr><td></td><td>Siemens</td><td>Acuson Sequoia C512</td><td>Akwizycja sygnału ultradźwiękowego</td></tr><tr><td>Monitor końca pływowego CO2</td><td>Kent Scientific</td><td>CapnoStat</td><td>Aby kontrolować nasycenie gazem wydechowym</td></tr><tr><td>Kleszcz/pęseta</td><td>FST</td><td>11255-20</td><td>Do preparowania tkanek i aorty</td></tr><tr><td>Pęseta/Pęseta</td><td>FST</td><td>11272-30</td><td>Do preparowania tkanek i aorty</td></tr><tr><td>Kleszcz/Pęseta</td><td>FST</td><td>11151-10</td><td>Do preparowania tkanek i aorty</td></tr><tr><td>Kleszcze/pęsety</td><td>FST</td><td>11152-10</td><td>Do preparowania tkanek i aorty</td></tr><tr><td>System gazowy</td><td>Penlon Sigma Delta</td><td></td><td>Do znieczulenia i wentylacji mechanicznej</td></tr><tr><td>Hemostats</td><td>FST</td><td>13010-12</td><td>Do przytrzymania szwu przed zaciśnięciem aorty</td></tr><tr><td>Hemostatyki</td><td>FST</td><td>13011-12</td><td>Aby przytrzymać szew przed zaciśnięciem aorty</td></tr><tr><td>Pomoce do podwiązania</td><td>F.S.T</td><td>18062-12</td><td>Aby założyć szew wokół aorty</td></tr><tr><td>Retraktor magnetyczny</td><td>F.S.T</td><td>18200-20</td><td>Aby pomóc utrzymać zwierzę we właściwej pozycji</td></tr><tr><td>Uchwyt igły</td><td>F.S.T</td><td>12503-15</td><td>Do zszycia zwierzęcia</td></tr><tr><td>Igła 26G</td><td>B-BRAUN</td><td></td> 4665457 <td>Służy jako forma o średnicy zwężenia aorty</td></tr><tr><td>Tlen</td><td>Air Liquide</td><td></td><td>Do znieczulenia i wentylacji mechanicznej</td></tr><tr><td>Szew polipropilenowy</td><td>Vycril</td><td>W8304/W8597</td><td>Do zszycia zwierzęcia i wykonania zwężenia</td></tr><tr><td>Roztwór powidonu i jodu</td><td>Betadine&reg; </td><td></td><td>Antyseptyczny środek antyseptyczny</td></tr><tr><td>PowerLab</td><td>Instrumenty Millar</td><td>ML880 PowerLab 16/30</td><td>PV pętla Signal Aquisition</td></tr><tr><td>Pulsoksymetr</td><td>Kent Scientific</td><td>MouseStat</td><td>Do kontroli tętna i saturacji krwi</td></tr><tr><td>Oprogramowanie PVAN</td><td>Millar Instruments</td><td></td><td>Do analizy danych hemodynamicznych</td></tr><tr><td>Cewnik pętli PV</td><td>Instrumenty Millar</td><td>SPR-1035. 1.4 Pętla</td><td>F PV Zwijacz sygnału Aquisition</td></tr><tr><td></td><td>FST</td><td>17000-01</td><td>Aby zapewnić lepszy przegląd aorty</td></tr><tr><td>Uchwyt skalpetowy</td><td>FST</td><td>10003-12</td><td>Do wykonania nacięcia skóry</td></tr><tr><td>Nożyczki</td><td>FST</td><td>15070-08</td><td>Do przecięcia szwu podczas operacji odbandażowania</td></tr><tr><td>Nożyczki</td><td>FST</td><td>14084-09</td><td>Do cięcia innego materiału podczas operacji, np. szwu, papper</td></tr><tr><td>Sevoflurane</td><td>Baxter</td><td>533-CA2L9117</td><td></td></tr><tr><td>Moduł kontroli temperatury</td><td>Kent Scientific</td><td>RightTemp</td><td>Do kontrolowania temperatury ciała zwierząt</td></tr><tr><td>Wentylator</td><td>Kent Scientific</td><td>PhysioSuite</td><td>Do wentylacji zwierzęcia</td></tr><tr><td>Kąpiel wodna</td><td>Thermo Scientific&trade;</td><td>TSGP02</td><td>Do utrzymania temperatury wody odpowiedniej do podgrzania katechez pętli P-V</td></tr></tbody></table>

badanie odwrotnej przebudowy lewej komory przez odpasowanie aorty u gryzoni

Studying Left Ventricular Reverse Remodeling by Aortic Debanding in Rodents

Aby lepiej zrozumieć odwrotną przebudowę lewej komory (LV) (RR), opisujemy model gryzoni, w którym po remodelingu LV wywołanym przez pasmo aorty, myszy przechodzą RR po usunięciu zwężenia aorty. W tym artykule opisano krok po kroku procedurę wykonywania minimalnie inwazyjnego chirurgicznego usuwania pasma aorty u myszy. Echokardiografia została następnie wykorzystana do oceny stopnia przerostu i dysfunkcji mięśnia sercowego podczas przebudowy lewej komory i RR oraz do określenia najlepszego czasu na odzespolenie aorty. Pod koniec protokołu przeprowadzono końcową ocenę hemodynamiczną czynności serca i pobrano próbki do badań histologicznych. Wykazaliśmy, że odpaskowywanie wiąże się ze wskaźnikami przeżycia chirurgicznego na poziomie 70-80%. Co więcej, dwa tygodnie po odłączeniu pasma znaczne zmniejszenie obciążenia następczego komór powoduje regresję przerostu komór (~20%) i zwłóknienia (~26%), powrót do dysfunkcji rozkurczowej ocenianej normalizacją wypełnienia lewej komory i ciśnień końcoworozkurczowych (E/e' i LVEDP). Odpaskowywanie aorty jest użytecznym modelem eksperymentalnym do badania LV RR u gryzoni. Stopień rekonwalescencji mięśnia sercowego jest różny u różnych pacjentów, dlatego naśladuje różnorodność RR, która występuje w kontekście klinicznym, takim jak wymiana zastawki aortalnej. Dochodzimy do wniosku, że model prążkowania/odprzęgania aorty stanowi cenne narzędzie do odkrywania nowych spostrzeżeń na temat mechanizmów RR, a mianowicie regresji przerostu serca i powrotu do dysfunkcji rozkurczowej.

Przeżywalność pooperacyjna i odległa 
Przeżywalność okołoperacyjna procedury bandingowej wynosi 80%, a śmiertelność w pierwszym miesiącu zazwyczaj &lt;20%. Jak wspomniano wcześniej, sukces operacji debandingowej jest w dużym stopniu zależny od stopnia inwazyjności poprzedniego zabiegu. Po okresie nauki wskaźnik śmiertelności podczas procedur debandingowych wynosi około 25%. Śmiertelność ta wynika głównie ze zgonów w trakcie zabiegu chirurgicznego, w tym z pęknięcia aorty lub lewego przedsionka (u szcz...

Tutaj opisujemy krok po kroku protokół chirurgicznego usuwania aorty w dobrze znanym mysim modelu zwężenia aorty. Procedura ta pozwala nie tylko na zbadanie mechanizmów leżących u podstaw odwrotnej przebudowy lewej komory i regresji przerostu, ale także na przetestowanie nowych opcji terapeutycznych, które mogą przyspieszyć powrót do zdrowia mięśnia sercowego.

Badanie odwrotnej przebudowy lewej komory przez odpasowanie aorty u gryzoni

To better understand the left ventricular (LV) reverse remodeling (RR), we describe a rodent model wherein, after aortic banding-induced LV remodeling, ...

Odpaskowywanie aorty jest użytecznym modelem eksperymentalnym do badania odwrotnej przebudowy mięśnia sercowego u gryzoni oraz do uzyskania nowych informacji na temat mechanizmów regresji kardiomiocytów i odzyskiwania funkcjonalnego ISO. Metal ten ułatwia ewolucję modelowania wstecznego krytyki in VIVO oraz pobieranie próbek biologicznych do badań in vitro i molekularnych w różnych punktach czasowych progresji choroby. Technika ta naśladuje postęp przebudowy mięśnia sercowego i odwrotnej przebudowy oraz umożliwia zbadanie mechanizmów niepełnej regeneracji mięśnia sercowego.Protokół ten zapewnia wgląd w mechanizmy i całkowitą i niekompletną odwrotną przebudowę mięśnia sercowego w przewlekłych patologiach związanych z przeciążeniem ciśnienia, takich jak pretensja oka lub zwężenie zastawki aortalnej. Podłącz rurkę ustno-tchawiczą do respiratora, aby zainicjować wentylację mechaniczną i wyreguluj respirator na częstotliwość 160 oddechów na minutę i objętość oddechową 10 mililitrów na kilogram. Przed rozpoczęciem zabiegu opaski należy potwierdzić brak reakcji na odruch bólowy u sześcio- do sześciotygodniowej myszy C57 black six, ogolić się i nałożyć krem do depilacji od linii szyi do połowy klatki piersiowej myszy i nałożyć maść na oczy zwierzęcia.Umieść sondę doodbytniczą i pulsoksymetr do monitorowania temperatury, natlenienia krwi i tętna. Umieść mysz w prawym bocznym odleżynie na poduszce grzewczej i przyklej kończyny do systemu retrakcji stabilizatora magnetycznego, aby utrzymać zwierzę we właściwej pozycji podczas zabiegu. Następnie należy zdezynfekować klatkę piersiową kolejnymi peelingami z 70% alkoholem i roztworem jodowidonu, a następnie otworzyć skórę, mięśnie i żebra w celu wykonania opaski do aorty.Pod koniec zabiegu nanieść roztwór jodu powidonu na miejsce szwu skórnego i podawać analgezję dwa razy dziennie przez dwa do trzech dni, a następnie wstrzyknąć sterylną sól fizjologiczną dootrzewnową Lea, aby zapobiec odwodnieniu w przypadku znacznego krwawienia podczas operacji i umieścić zwierzę w inkubatorze z monitorowaniem do pełnego wyzdrowienia. Siedem tygodni po operacji prążkowania delikatnie wypreparuj tkanki, zrosty i zwłóknienie wokół aorty u połowy zwierząt z opaską, aż zwężenie stanie się widoczne. Ostrożnie wypreparuj aortę i oddziel szew od naczynia, a następnie użyj nożyczek, aby przeciąć szew.Należy pamiętać, że przedłużona okluzja wody w kolorze indygo siekiery podczas wiązania lub demoniczna może prowadzić do obrzęku płuc, nadmiernej aktywacji szlaków zapalnych. Zamknij ścianę klatki piersiowej prostymi, przerywanymi lub ciągłymi sześcioma starymi szwami polipropylenowymi, używając minimalnej możliwej liczby szwów i zamknij skórę szewiem z jedwabiu polipropylenowego sześć O w ciągłym wzorze szwów, a następnie wykonaj pielęgnację pooperacyjną, jak pokazano. Co dwa do trzech tygodni po operacji usuwaj sierść od linii szyi do połowy klatki piersiowej, jak pokazano, i umieść zwierzę na poduszce grzewczej w pozycji leżącej, umieść elektrody EKG na odsłoniętej skórze i potwierdź obecność dobrego zapisu EKG i częstość akcji serca między 300 a 350 uderzeń na minutę.Monitoruj temperaturę i nałóż żel echo na okolicę klatki piersiowej. Umieść myszy w pozycji leżącej grzbietowej lekko odwróconej w prawo i uruchom echokardiograf przy użyciu odpowiednich ustawień. Następnie umieść sondę ultradźwiękową nad klatką piersiową i oceń gradient ciśnienia w aorcie.Rejestruj dwuwymiarowe obrazy aorty z przewodnikiem pokazujące obecność lub brak zwężenia aorty wstępującej, aby anatomicznie zobrazować skuteczność pasma i odprążkowania. Aby ocenić przerost, umieść sondę na krótkiej osi lewej komory na poziomie mięśni brodawkowatych i naciśnij przycisk śledzenia trybu, aby uwidocznić przednią ścianę lewej komory, średnicę lewej komory i tylną ścianę lewej komory w diacetylu i skurczu. Następnie oceń funkcję skurczową i oblicz frakcję wyrzutową i skrócenie ułamkowe zgodnie ze standardowymi protokołami.Aby ocenić funkcję rozkurczową, należy określić szczyt dopplera po fali wczesnej i prędkości przepływu mitralnego liścia za pomocą nietypowego widoku czterokomorowego tuż nad płatkami mitralnymi i zarejestrować boczne pierścieniowe pierścieniowe mięśnia sercowego, wczesne rozkurczowe i szczytowe prędkości skurczowe za pomocą obrazowania dopplerowskiego po tkance i widoku czterech komór wierzchołkowych. Powodzenie zwężenia aorty można zweryfikować poprzez zwiększenie ciśnienia w lewej komorze i ciśnienie skurczowe. I przez Dopplerowskie prędkości przepływu aorty większe niż 2,5 metra na sekundę.W porównaniu ze zwierzętami operowanymi pozorowanymi, przerost lewej komory wywołany zgięciem objawia się zwiększeniem masy lewej komory i upośledzoną funkcją rozkurczową, o czym świadczy wyższe ciśnienie napełniania i końcowe ciśnienie rozkurczowe lewej komory. Histologicznie siedmiotygodniowe pasmo aorty indukuje znaczny przerost i zwłóknienie kardiomiocytów. W moim przypadku poddane odbandowi, ponieważ skuteczne usunięcie zwężenia zastawki aortalnej można zweryfikować za pomocą prędkości echo Dopplera.Ogólne odbandażowanie sprzyja znacznemu zmniejszeniu obciążenia następczego i przerostu lewej komory ocenianemu na podstawie masy lewej komory. Ponadto obserwuje się również normalizację funkcji rozkurczowej. Kiedy grasz ostrożnie, unikasz długotrwałej zmowy etycznej w celu zagwarantowania, że natlenienie krwi pozostaje powyżej 90%Ten minimalny model pozwala nam badać przebudowę mojego serca i odwrotną przebudowę w różnych punktach czasowych postępu choroby, a nawet obudzić najbardziej rozregulowane ścieżki w każdym punkcie czasowym.Procedura ta pozwala ocenić potencjał terapeutyczny obiecujących leków, a także zbadać wpływ kilku chorób współistniejących na odwrotne uformowanie mięśnia sercowego i rekonwalescencję.

studying-left-ventricular-reverse-remodeling-aortic-debanding

Research

JoVE Journal

Medicine

Medycyna

Ten film demonstruje technikę odklejania aorty, która może prowadzić do odwrotnej przebudowy, aby ograniczyć postęp w kierunku niewydolności serca w modelu mysim. Po odzespoleniu znaczne zmniejszenie obciążenia następczego komór powoduje regresję przerostu komór i zwłóknienia, powodując poprawę funkcji serca.

Chirurgiczne odpaskowywanie aorty: procedura badania odwrotnej przebudowy lewej komory w mysim modelu zwężenia aorty

Opisujemy stopniową procedurę tworzenia przeciążenia ciśnieniowego i przerostu lewej komory u szczurów Wistar poprzez zwężenie aorty wstępującej za pomocą małego metalowego klipsa. Model ten jest szeroko stosowany do badania zmian przebudowy podczas przerostu mięśnia sercowego oraz do identyfikacji i oceny strategii regresji takich zmian.

Zwężenie aorty wstępującej u szczurów w celu stworzenia modelu przerostu mięśnia sercowego spowodowanego przeciążeniem ciśnieniem

Opisany jest szczurzy model zwężenia aorty brzusznej, który wywołuje przerost i przebudowę mięśnia sercowego. Skuteczna, wysoce powtarzalna i minimalnie inwazyjna metoda jest stosowana w celu zapewnienia prostej, ale użytecznej platformy do badań nad przerostem i dysfunkcją mięśnia sercowego.

Model przebudowy serca poprzez zwężenie aorty brzusznej u szczurów

Celem tego protokołu jest opisanie krok po kroku techniki minimalnie inwazyjnego poprzecznego zwężenia aorty (TAC) u myszy. Poprzez wyeliminowanie intubacji i wentylacji, które są obowiązkowe w powszechnie stosowanej procedurze standardowej, minimalnie inwazyjny TAC upraszcza procedurę operacyjną i zmniejsza obciążenie zwierzęcia.

Technika minimalnie inwazyjnego poprzecznego zwężenia aorty u myszy w celu indukcji przerostu lewej komory

Tutaj opisujemy i porównujemy dwie pozycje do uzyskania wierzchołkowego widoku czterokomorowego u myszy. Pozycje te umożliwiają ilościowe określenie funkcji prawej komory, zapewniają porównywalne wyniki i mogą być stosowane zamiennie.

Echokardiograficzny pomiar parametrów rozkurczowych prawej komory serca u myszy

Opisujemy tworzenie szczurzego modelu umiarkowanego przemodelowania wywołanego przeciążeniem ciśnieniem i wczesnej dysfunkcji skurczowej, gdzie aktywowane są szlaki transdukcji sygnału zaangażowane w inicjację procesu przebudowy. Ten model zwierzęcy pomoże w identyfikacji celów molekularnych do zastosowania wczesnych strategii terapeutycznych zapobiegających przebudowie niewydolności serca.

Szczurzy model przeciążenia ciśnieniem wywołał umiarkowaną przebudowę i dysfunkcję skurczową, w przeciwieństwie do jawnej skurczowej niewydolności serca

Zgłaszany jest model gryzoni z przeciążeniem objętości lewego serca spowodowanym niedomykalnością zastawki mitralnej. Niedomykalność zastawki mitralnej o kontrolowanym nasileniu jest indukowana przez wprowadzenie igły o określonych wymiarach do przedniego płatka zastawki mitralnej, w bijącym sercu, pod kontrolą ultrasonograficzną.

Model nakłucia ulotki zastawki mitralnej pod kontrolą obrazu kontrolowanego przeciążenia objętości z powodu niedomykalności zastawki mitralnej u szczura

Obecny protokół opisuje zabieg chirurgiczny mający na celu usunięcie pasma aorty wstępującej w szczurzym modelu nadciśnienia płucnego spowodowanego chorobą lewego serca. Technika ta bada endogenne mechanizmy odwrotnej przebudowy krążenia płucnego i prawego serca, dostarczając w ten sposób informacji o strategiach odwracania nadciśnienia płucnego i/lub dysfunkcji prawej komory.

Model odwróconej przebudowy naczyń krwionośnych w nadciśnieniu płucnym spowodowanym chorobą lewego serca przez odcięcie aorty u szczurów

Protokół ten przedstawia praktyczny przewodnik po operacji tworzenia niedomykalności aorty (AR) u myszy. Ocena myszy AR za pomocą echokardiografii i inwazyjnego pomiaru hemodynamicznego podsumowuje jej klinicznie istotne cechy hipertrofii ekscentrycznej wywołanej przeciążeniem objętościowym, co sugeruje jej obiecujące zastosowanie w badaniu przerostu mięśnia sercowego.

Chirurgicznie wywołane przeciążenie objętości serca przez niedomykalność zastawki aortalnej u myszy

Ten protokół opisuje minimalnie inwazyjną procedurę chirurgiczną dla wstępującego pasma aorty u świń.

Małoinwazyjny model zwężenia zastawki aortalnej u świń

Niewydolność prawego serca (RHF) charakteryzuje się prawostronnym rozszerzeniem i przerostem serca, co prowadzi do nieprawidłowego funkcjonowania komór i przedsionków. Chorobom krążeniowo-oddechowym związanym z RHF towarzyszy zwiększone ryzyko zaburzeń rytmu serca. W artykule opisano standaryzowany model RHF indukowanego pasmami tętnic płucnych związanego ze zwiększoną arytmogenezą komorową i przedsionkową.

Szczurzy model prawostronnej przebudowy serca i arytmii z wykorzystaniem pasma tętnicy płucnej

Poznaj technikę odpasowania aorty u myszy do badania odwrotnej przebudowy lewej komory. Ta metoda pozwala analizować mechanizmy regresji kardiomiocytów i testować nowe terapie w kardiologii eksperymentalnej.

Badanie odwrotnej przebudowy lewej komory przez odpasowanie aorty u gryzoni

Przeglądaj więcej filmów