Mysi model chirurgiczny miejscowego tętniaka aorty piersiowej wywołanego elastazą
24 sierpnia 2019
Opisujemy protokół chirurgiczny mający na celu konsekwentne wywoływanie silnych tętniaków aorty piersiowej u myszy. Zabieg polega na tym, że torakotomia lewa strona, odsłonięcie aorty piersiowej i umieszczenie gąbki nasączonej elastazą trzustkową świni na ścianie aorty.
Protokół ten jest w stanie wytworzyć solidne tętniaki aorty piersiowej o stałej wielkości i lokalizacji u myszy i służy jako przewodnik dla bezpiecznego dostępu do mysiej klatki piersiowej. Protokół ten jest prostą, spójną metodą wytwarzania tętniaków aorty piersiowej u myszy w rozsądnym czasie w porównaniu z innymi modelami. Po potwierdzeniu odpowiedniego poziomu sedacji u ośmio- do 10-tygodniowego samca c57 black six mysz, umieść mysz w prawej bocznej pozycji odleżynowej i przyklej prawą rękę rostral tak, aby przednia łapa znajdowała się w jednej linii z nosem.
Pociągnij ogon doogonowo, aby utworzyć linię napięcia między prawym ramieniem a ogonem, powodując wyprost kręgosłupa, i przyklej lewą nogę w jej naturalnej pozycji. Następnie przyklej lewe ramię brzusznie do zwiniętej gazy. Przed rozpoczęciem zabiegu za pomocą maszynki do strzyżenia należy ogolić lewy bok od lewego ramienia do lewego brzucha.
Użyj aplikatora z bawełnianą końcówką, aby najpierw przeczesać pole operacyjne roztworem betadyny, a następnie 70% etanolem. Gdy skóra jest sucha, umieść sterylną serwetę na zwierzęciu. Wykonaj dwucentymetrowe nacięcie boczne w środku hemothorax i użyj ręcznej elektrokoagulacji, aby podzielić warstwy mięśni, aż żebra będą widoczne.
Pod powiększeniem od 10 do 15x bezpośrednio kauteryzuj dwumilimetrową część między żebrami i użyj zwilżonego solą fizjologiczną, cienkiego aplikatora z bawełnianą końcówką w przestrzeni żeber, aby wypreparować do przestrzeni opłucnej przez wypaloną część. Umieść nasączoną solą fizjologiczną gąbkę o wymiarach trzy na dwa milimetry w klatce piersiowej, aby pomóc w zapadnięciu się płuca. Następnie użyj nożyczek, aby poszerzyć torakotomię, aż przepona będzie widoczna brzusznie, a nacięcie będzie oddalone o kilka milimetrów od mięśni przykręgosłupowych grzbietowo.
Aby odsłonić aortę, umieść retraktory żeber w nacięciu torakotomii i ostrożnie usuń gąbkę z powierzchni płuca. Przykryj płuco nasączoną solą fizjologiczną gąbką o wymiarach sześć na cztery milimetry, której końce są skierowane rostralnie i doogonowo, a następnie umieść na gąbce szeroki, płaski retraktor płuc. Następnie delikatnie przesuń retraktor brzusznie, aż zstępująca aorta piersiowa zostanie odsłonięta i użyj kleszczy numer siedem, aby wyciąć około pięciomilimetrowy odcinek tkanki łącznej i tłuszczu z aorty.
Aby nałożyć elastazę, najpierw za pomocą mikropipety nasącz gąbkę o wymiarach 0,5 na jeden milimetr 12 mikrolitrami elastazy trzustkowej świńskiej i umieść gąbkę na odsłoniętej powierzchni aorty. Po trzech do pięciu minutach użyj kleszczy numer siedem, aby usunąć gąbkę elastazową i wyjmij retraktor płuc. Przepłukać klatkę piersiową około pół mililitra sterylnego roztworu soli fizjologicznej.
Wyjmij gąbkę do płuc i użyj zwiniętego kawałka gazy o wymiarach dwa na dwa cale, aby wchłonąć pozostały roztwór soli fizjologicznej. Usuń zwijacze żeber i ułóż żebra z trzema przerwanymi sześcioma niewchłanialnymi szwami, zawiązując luźny węzeł w każdym szwie bez wiązania szwów. Po ponownym napompowaniu płuca zawiąż szwy i ponownie przybliż warstwy mięśni za pomocą biegnącego pięcioosobowego wchłanialnego szwu plecionego.
Zamknij skórę siedmioma do dziesięciu przerwanych niewchłanialnych szwów. Następnie monitoruj zwierzę aż do pełnego leżenia. W odpowiednim doświadczalnym punkcie końcowym należy użyć nożyczek, aby naciąć skórę przyśrodkowo od lewej strony do środkowego brzucha, uważając, aby nie dostać się do otrzewnej.
Naciąć skórę od grzbietu lewego boku rostralnie do lewego ramienia i wykonać nacięcie pod kątem 90 stopni przez pachę do mostka. Za pomocą kauteryzacji rozetnij płat skóry w kierunku brzusznej części myszy, aby odsłonić lewy hemothorax i użyj nożyczek, aby wejść do brzucha wzdłuż lewego brzegu żebrowego od kierunku brzusznego do grzbietowego, aby odsłonić spód lewej przepony. Jeśli najbardziej boczna krawędź membrany nie otwiera się, naciąć membranę na jej najbardziej bocznej krawędzi.
Umieszczając końcówkę kauteryzacji w tym otworze, kauteryzuj przeponę od brzegu żebrowego do wyrostka mieczykowatego i użyj wilgotnego, bawełnianego aplikatora z cienką końcówką, aby delikatnie uwolnić płuco od wszelkich zrostów do ściany klatki piersiowej. Upewniając się, że płuco nie przeszkadza, użyj elektrokoagulacji, aby przeciąć żebra i ścianę klatki piersiowej od brzegu żebrowego do pierwszego żebra, grzbietowo do środkowej linii pachowej, ale co najmniej dwa milimetry od aorty. Przeciąć wzdłuż górnego brzegu pierwszego żebra i odbić klatkę piersiową brzusznie, aby odsłonić hemothorax.
Umieść zwijacze na płucu i pociągnij przyśrodkowo. Umieść retraktor lub gazę zwilżoną solą fizjologiczną na membranie i pociągnij doogonowo, aby odsłonić jak najwięcej aorty. Użyj suchego aplikatora z bawełnianą końcówką, aby usunąć wszelkie zrosty z tętniaka aorty i nieuszkodzonego odcinka dystalnego, a następnie użyj mikrometrii wideo, aby zmierzyć średnicę nieuszkodzonego segmentu kontrolnego i najszerszej części tętniaka leczonego elastazą.
Aby pobrać aortę, chwyć naczynie kleszczami uszkadzającymi tylko dystalnie do leczonego segmentu i użyj nożyczek, aby przeciąć dystalnie do kleszczy. Wypreparuj aortę z kręgosłupa i przetnij naczynie proksymalnie do leczonego segmentu, aby usunąć tkankę tętniaka. Następnie, za pomocą strzykawki tuberkulinowej i igły, przemyć światło aorty solą fizjologiczną i przetworzyć próbkę zgodnie z zaplanowaną dalszą analizą eksperymentalną.
Rozwinięte tętniaki klatki piersiowej mają kształt wrzecionowaty i występują tylko w leczonej części aorty. W tym reprezentatywnym pomiarze mikrometrycznym wideo określono rozszerzenie aorty na 130% podczas pobierania tkanki. Rzeczywiście, podczas gdy myszy leczone elastazą typu wykazują znaczny wzrost rozszerzenia aorty w trzecim, siódmym, 14 i 21 dniu po leczeniu z maksymalnym rozszerzeniem obserwowanym w dniu 14 w porównaniu z kontrolnymi myszami typu dzikiego.
Analiza histologiczna ujawnia, że tętniaki typu dzikiego mają włókna elastyny, które są cienkie i rozdrobnione. Występuje również mniejsze zabarwienie komórek mięśni gładkich ze wzrostem ekspresji makrofagów i interlukiny one-beta. Mysie płuco jest niezwykle delikatne, a obrażenia są zwykle śmiertelne.
Zachowaj najwyższą ostrożność przy pierwszym wejściu do klatki piersiowej i manipuluj płucami tylko za pomocą gąbek zwilżonych solą fizjologiczną. Model ten pomógł wyjaśnić rolę interlukiny one-beta i interlukiny szóstej w patogenezie tętniaków aorty piersiowej zstępującej oraz tego, w jaki sposób ich blokada może ułatwić niechirurgiczne leczenie tych tętniaków.
Wyświetl pełny transkrypt i uzyskaj dostęp do tysięcy filmów naukowych
Przegląd
Niniejszy artykuł opisuje protokół chirurgiczny indukcji rozległych tętniaków zstępującej aorty piersiowej u myszy. Metoda ta obejmuje lewostronną torakotomię oraz aplikację świńskiej elastazy trzustkowej na ścianę aorty.
Kluczowe elementy badania
Dziedzina nauki
- Neurobiologia
- Badania układu sercowo-naczyniowego
- Modele zwierzęce
Wstęp
- Tętniaki aorty piersiowej są istotnymi schorzeniami układu sercowo-naczyniowego.
- Istniejące modele mogą charakteryzować się brakiem spójności w zakresie wielkości i lokalizacji tętniaka.
- Niezawodne protokoły są niezbędne do badania rozwoju tętniaków.
- Celem niniejszego badania jest przedstawienie prostego podejścia chirurgicznego.
Cel badania
- Ustanowienie spójnej metody indukowania tętniaków aorty piersiowej u myszy.
- Poprawa niezawodności modeli zwierzęcych stosowanych w badaniach sercowo-naczyniowych.
- Umożliwienie bezpiecznego dostępu do klatki piersiowej myszy podczas procedur chirurgicznych.
Zastosowane metody
- Indukcja znieczulenia u samców myszy C57BL/6.
- Ułożenie myszy w celu optymalnego dostępu chirurgicznego.
- Lewostronna torakotomia w celu odsłonięcia aorty piersiowej.
- Aplikacja gąbki nasączonej elastazą trzustkową świni do ściany aorty.
Główne wyniki
- Protokół ten pozwala na konsekwentne wywoływanie wyraźnych tętniaków aorty piersiowej.
- Tętniaki mają przewidywalną wielkość i lokalizację.
- Metoda ta jest prosta i wydajna w porównaniu z innymi modelami.
- Protokół ten zapewnia bezpieczny dostęp do klatki piersiowej myszy.
Wnioski
- Niniejszy protokół chirurgiczny jest skuteczny w indukowaniu tętniaków aorty piersiowej u myszy.
- Stanowi on wiarygodny model dla przyszłych badań nad układem sercowo-naczyniowym.
- Dalsze badania mogą opierać się na tej metodzie w celu zgłębienia patofizjologii tętniaków.
Najczęściej zadawane pytania
Znaczenie dla przemysłu
Niniejszy model mysi umożliwia badanie mechanizmów patofizjologii tętniaka zstępującego aorty piersiowej (dTAA), wspierając walidację celów terapeutycznych oraz przedkliniczną ocenę ryzyka kandydatów na leki. Poprzez zapewnienie powtarzalnego systemu powstawania tętniaka, model ten ułatwia ocenę interwencji genetycznych i farmakologicznych mających na celu hamowanie progresji lub pęknięcia tętniaka. Spójność modelu pod względem wielkości i lokalizacji tętniaka zwiększa wiarygodność prognostyczną w translacyjnych badaniach nad układem sercowo-naczyniowym.
Strategiczne zastosowania w badaniach i rozwoju biofarmaceutycznym
Wstępne odkrywanie i walidacja celu
- Wartość naukowa: Umożliwia badanie szlaków molekularnych uczestniczących w degradacji ściany aorty oraz odpowiedzi zapalnej.
- Wartość operacyjna: Wspiera walidację funkcjonalną celów takich jak interleukina-1β i interleukina-6 w patogenezie dTAA.
Przesiew i opracowanie testu
- Wartość naukowa: Zapewnia standaryzowany system biologiczny do oceny wpływu związków na wzrost i stabilność tętniaka.
- Wartość operacyjna: Ułatwia przygotowanie analizy dzięki mierzalnym pomiarom średnicy aorty za pomocą mikrometrii wideo.
Badania translacyjne i przedkliniczne
- Wartość naukowa: Modeluje patofizjologię ludzkiego dTAA, w tym fragmentację elastyny i naciekanie makrofagów.
- Wartość operacyjna: Umożliwia podłużne monitorowanie rozwoju tętniaka w celu ustalenia dawkowania i czasu interwencji.
Integracja potoku i przepływu pracy
Model ten wpisuje się w proces badawczy od walidacji celu, aż po przedkliniczne testy skuteczności, w szczególności w przypadku wskazań kardiologicznych związanych z przebudową naczyń i stanami zapalnymi.
- Biologia odkrywcza: Wspiera testowanie hipotez dotyczących degradacji macierzy zewnątrzkomórkowej zależnej od proteaz w procesie powstawania tętniaka.
- Przesiewanie: Zapewnia powtarzalny wynik fenotypowy (rozszerzenie aorty) dla przesiewania bibliotek związków.
- Analityka: Generuje ilościowe pomiary zmiennych zależnych (średnica tętniaka), niezbędne do analizy zależności dawka-odpowiedź.
- Badania translacyjne: Odzwierciedla kluczowe cechy histologiczne ludzkiego dTAA, wspierając dopasowanie biomarkerów oraz badania nad mechanizmami działania.
- Ponowne wykorzystanie w przedsiębiorstwie: Służy jako wielokrotnego użytku platforma do oceny wielu celów terapeutycznych w ramach kampanii odkrywczych.
Wpływ operacyjny i przedsiębiorstwowy
- Wartość naukowa: Mechaniczne ograniczanie ryzyka poprzez wyjaśnienie roli mediatorów stanu zapalnego, takich jak IL-1β i IL-6, w progresji dTAA.
- Wartość operacyjna: Standaryzowana procedura chirurgiczna zapewnia powtarzalność pomiędzy laboratoriami i w ramach ram czasowych badania.
- Wartość strategiczna: Usprawnia decyzje typu go/no-go poprzez redukcję niepewności biologicznej w walidacji celów naczyniowych.
- Wpływ na portfolio: Umożliwia priorytetyzację kandydatów z uwzględnieniem ryzyka na podstawie hamowania wzrostu tętniaka lub zapobiegania jego pęknięciu.
Wskazówki dotyczące implementacji
- Wymaga doświadczenia w chirurgii klatki piersiowej myszy oraz technikach mikrochirurgicznych.
- Zależne od precyzyjnego instrumentarium, w tym rozsączników żeber, pęset i systemów wideomikrometrii.
- Konieczna jest standaryzowana opieka i monitorowanie pooperacyjne w celu zapewnienia dobrostanu zwierząt oraz integralności danych.
- Adaptacja do innych modeli lub szczepów może wymagać walidacji penetracji i kinetyki tętniaka.
- Ograniczone przez gatunkowe różnice w fizjologii aorty i wrażliwości na elastazę między myszami a ludźmi.
