Name: Ocena skutków metabolicznych izokalorycznego postu przerywanego 2:1 u myszy (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2019-11-27T13:30:00.000+00:00
Duration: 8 min 6 s
Description: Poznaj protokół izokalorycznego postu przerywanego 2:1 u myszy dzikiego typu i ob/ob. Metoda pozwala badać wpływ okresowego postu na otyłość i gospodarkę glukozową niezależnie od spożycia kalorii.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

K.-H.K był wspierany przez Heart and Stroke Foundation of Canada Grant-in-Aid (G-18-0022213), J. P. Bickell Foundation oraz University of Ottawa Heart Institute Start-up fund; Projekt H.-K.S. był wspierany przez granty Kanadyjskiego Instytutu Badań nad Zdrowiem (PJT-162083), Reuben and Helene Dennis Scholar oraz Sun Life Financial New Investigator Award for Diabetes Research od Banting & Best Diabetes Centre (BBDC) oraz Natural Sciences and Engineering Research Council (NSERC) z Kanady (RGPIN-2016-06610). Projekt R.Y.K. był wspierany przez stypendium z University of Ottawa Cardiology Research Endowment Fund. J.H.L. był wspierany przez stypendium doktoranckie NSERC i stypendium dla absolwentów Ontario. Y.O. był wspierany przez UOHI Endowed Graduate Award i Queen Elizabeth II Graduate Scholarship in Science and Technology.

Wszystkie metody i protokoły tutaj zostały zatwierdzone przez Komitety ds. Opieki nad Zwierzętami w Służbie Opieki nad Zwierzętami i Służbie Weterynaryjnej (ACVS) Uniwersytetu w Ottawie oraz Centrum Fenogenomiki (TCP) i są zgodne ze standardami Kanadyjskiej Rady ds. Opieki nad Zwierzętami. Należy zauważyć, że wszystkie opisane tutaj procedury powinny być wykonywane za zgodą instytucji i rządu, a także przez personel biegły technicznie. Wszystkie myszy trzymano w standardowych, wentylowanych klatkach w pomieszczeniach o kontrolowanej temperaturze i wilgotności z cyklami światła/ciemności 12 godzin/12 godzin (21–22 °C, wilgotność 30%–60% w normalnych warunkach) i swobodnym dostępem do wody. Samce myszy C57BL/6J i ob/ob uzyskano z Jackson Laboratory.
1. 2:1 Izokaloryczny schemat IF
<ol>
	<li>W przypadku modeli myszy z otyłością szczupłą i wywołaną dietą przygotuj normalną dietę (17% tłuszczu, ND) lub dietę wysokotłuszczową (45% tłuszczu, HFD). 
	UWAGA: 60% HFD może być stosowany do wywoływania ciężkiej otyłości wywołanej dietą; Jednak ze względu na miękkość granulatu spożywczego stosunkowo trudno jest dokładnie zmierzyć dzienne spożycie pokarmu. Zautomatyzowany system pomiarów ciągłych może zwiększyć wszechstronność dla wielu rodzajów diet.</li>
	<li>Zmierz wyjściową masę ciała i skład ciała każdej myszy w wieku 7 tygodni za pomocą odpowiednio wagi i EchoMRI. 
	nuta: Patrz rozdział 3, aby zapoznać się z pomiarem składu ciała.</li>
	<li>Na podstawie wyników masy ciała i składu ciała losowo i równo podziel 7-tygodniowych samców myszy C57BL/6J na dwie grupy: grupy ad libitum (AL) i grupy przerywanego postu (IF).</li>
	<li>Umieść dwie do trzech myszy w klatce i zapewnij swobodny dostęp do wody pitnej. 
	nuta: Liczba myszy w klatce może wpływać na zachowanie związane z przyjmowaniem pokarmu. Zaleca się utrzymanie równej liczby myszy w klatce we wszystkich grupach podczas badania.</li>
	<li>Zapewnij 1 tydzień aklimatyzacji do nowego środowiska klatki i diety przed rozpoczęciem schematu IF.</li>
	<li>Okres postu: przenieś myszy do czystej klatki ze świeżą ściółką o godzinie 12:00. Nie należy dodawać pokarmu dla grupy IF, dostarczając jednocześnie zważoną ilość pokarmu grupie AL. 
	nuta: Dla każdego cyklu postu ważne jest, aby zmieniać klatki zarówno dla grupy AL, jak i IF, aby zapewnić, że obie grupy są narażone na taką samą ilość czasu na karmienie.</li>
	<li>Po 24 godzinach zmierz wagę myszy w obu grupach i resztki jedzenia w klatkach AL. 
	nuta: Upewnij się, że uwzględniłeś ciężar okruchów jedzenia na zbiorniku na żywność i dnie klatki, zwłaszcza podczas korzystania z HFD, ponieważ myszy często usuwają małe granulki lub fragmenty jedzenia z leja i trzymają je w pobliżu miejsc gniazdowania. Średnie spożycie energii na mysz pod koniec każdego cyklu 2:1 (3 dni) wynosi około 35 kcal, co odpowiada ~10 g dla normalnej diety (3,3 kcal/g) i ~7 g dla HFD (4,73 kcal/g).</li>
	<li>Okres karmienia: o godzinie 12:00 należy podać zważoną ilość pokarmu zarówno dla grupy AL, jak i IF.</li>
	<li>Po 48 godzinach od podania pokarmu zmierz wagę resztek jedzenia i myszy.</li>
	<li>Powtórz kroki 1.6–1.10 przez cały czas trwania badania (np. 16 tygodni).</li>
</ol>
2. Grupa kontrolna karmienia parami (PF)
UWAGA: Dla eksperymentu IF, w którym obserwuje się zmienione zachowanie żywieniowe w modelu mysim (np. hiperfagia u myszy ob/ob), konieczne jest posiadanie grupy karmiącej parami jako kontroli dla prawidłowego porównania niezależnego od kalorii do IF.
<ol>
	<li>Dla grupy kontrolnej PF rozłożyć harmonogram eksperymentu tak, aby taka sama ilość jedzenia spożywanego przez grupę IF była oferowana grupie PF (<silna klasa = "xfig">Rysunek 2).</li>
	<li>Zmierz ilość pokarmu spożywanego przez grupę IF w ciągu 2 dni okresu ponownego karmienia.</li>
	<li>Podziel tę ilość spożywanego pokarmu w grupie IF równo na trzy proporcje i dostarczaj ją codziennie grupie PF o godzinie 12:00. 
	nuta: Zapewnienie takiej samej ilości pożywienia dziennie ma kluczowe znaczenie. W przypadku myszy z hiperfagią, jeśli myszy karmione w parach otrzymają ilość pokarmu mniejszą niż ich dobrowolne spożycie na raz, prawdopodobnie spożyją cały dostarczony pokarm i staną się skutecznie poszczeni. Może to następnie uniemożliwić prawidłowe porównanie z myszami leczonymi IF i zakłócić wynik.</li>
	<li>Powtórz kroki 2.1–2.3 przez cały czas trwania badania.</li>
</ol>
3. Analiza składu ciała
UWAGA: Ponieważ długotrwały IF wpływa na masę ciała u myszy, skład ciała może być mierzony w odpowiednich cyklach (np. co 3 lub 4 cykle) za pomocą analizatora składu ciała do ilościowego określenia tkanki tłuszczowej i beztłuszczowej masy u żywych, nieznieczulonych myszy.
<ol>
	<li>Włącz analizator składu ciała. 
	nuta: Przed rozpoczęciem programu pozostaw maszynę włączoną na co najmniej 2–3 godziny, aby się rozgrzała.</li>
	<li>Uruchom test systemu na analizatorze składu ciała, aby sprawdzić jego dokładność pomiaru. W razie potrzeby skalibruj system, używając próbek oleju rzepakowego i wody.</li>
	<li>Zmierz masę ciała każdej myszy.</li>
	<li>Umieść mysz w cylindrycznym uchwycie dla małych zwierząt.</li>
	<li>Wstaw ogranicznik, aby ograniczyć fizyczny ruch myszy podczas pomiaru i umieść uchwyt w analizatorze składu ciała.</li>
	<li>Uruchom program skanujący. 
	nuta: Analiza zajmuje około 90–120 sekund.</li>
	<li>Po pomiarze wyjmij uchwyt z urządzenia i umieść mysz z powrotem w klatce. 
	nuta: Bardziej szczegółowy protokół można znaleźć w poprzedniej publikacji9.</li>
</ol>
4. Testy tolerancji glukozy i insuliny
<ol>
	<li>W przypadku testu tolerancji glukozy (GTT) zmierz masę ciała i skład ciała każdej myszy przed poddaniem jej postowi i zaznacz ogon trwałym markerem, aby ułatwić i przyspieszyć indeksowanie.</li>
	<li>Umieść myszy w nowych klatkach bez jedzenia o godzinie 19:00 na nocny post. 
	nuta: Post nocny jest standardowym protokołem, jednak ze względu na fizjologię myszy (np. zwiększone wykorzystanie glukozy po długotrwałym poście10,11), krótszy post (~6 h) może być stosowany zgodnie z opisem dla ITT.</li>
	<li>Po poście trwającym 14–16 godzin (9:00 następnego ranka) zmierz masę ciała i skład ciała każdej myszy i oblicz ilość dawki glukozy na podstawie masy ciała. 
	nuta: Aby uniknąć przeszacowania nietolerancji glukozy u otyłych myszy, do obliczenia dawki glukozy można wykorzystać beztłuszczową masę uzyskaną z analizy składu ciała12,13.</li>
	<li>Dla każdej myszy odetnij czubek ogona (0,5–1,0 mm) za pomocą czystych nożyczek chirurgicznych. Po wytarciu pierwszej kropli krwi pobierz świeżą kroplę krwi z ogona i zmierz wyjściowy poziom glukozy we krwi na czczo za pomocą glukometru. 
	nuta: Dodatkowe obcinanie ogona nie jest wymagane przy każdym pomiarze stężenia glukozy we krwi podczas GTT lub ITT. Ranę można odświeżyć, ścierając ją gazą, aby pobrać kroplę krwi.</li>
	<li>Poddaj myszy dootrzewnowemu (i.p.) wstrzyknięciu glukozy (1 mg/g masy ciała). 
	nuta: W zależności od celu eksperymentu (np. badanie efektów inkretynowych), doustne podawanie glukozy może odbywać się za pomocą doustnego zgłębnika. Protokół doustnego GTT (OGTT) można znaleźć w innym badaniu14.</li>
	<li>Zmierz poziom glukozy we krwi od ogona po 0, 5, 15, 30, 60 i 120 minutach po wstrzyknięciu glukozy.</li>
	<li>Po zakończeniu GTT zapewnij odpowiednią ilość jedzenia.</li>
	<li>W przypadku testu tolerancji insuliny (ITT) usuń pokarm o godzinie 9:00 
	nuta: Ponieważ zarówno GTT, jak i ITT są doświadczeniami wywołującymi stres u myszy, które mogą podnosić poziom glukozy we krwi i zmieniać fizjologię, zaleca się wykonanie ITT po zapewnieniu co najmniej 2-3 dni rekonwalescencji po eksperymencie GTT.</li>
	<li>Po poście przez 6 godzin (15:00) zmierz wyjściowy poziom glukozy we krwi z ogona, jak opisano w kroku 4.4.</li>
	<li>Poddaj myszy wstrzyknięciu dożylnie insuliny (0,65 mU/g masy ciała).</li>
	<li>Zmierz poziom glukozy we krwi od ogona po 0, 15, 30, 60, 90 i 120 minutach po wstrzyknięciu insuliny.</li>
	<li>Po zakończeniu ITT należy zapewnić odpowiednią ilość jedzenia.</li>
</ol>
5. Kalorymetria pośrednia
UWAGA: Metabolizm energetyczny myszy leczonych IF-em może być dalej oceniany za pomocą kalorymetrii pośredniej w pojedynczym cyklu IF. Będzie on mierzył zużycie tlenu (VO2), produkcję dwutlenku węgla (VCO2), współczynnik wymiany oddechowej (RER) i ciepło (kcal/h).
<ol>
	<li>Włącz zasilanie systemu kalorymetru pośredniego co najmniej 2 godziny przed rozpoczęciem eksperymentu. 
	nuta: To rozgrzanie systemu jest ważne dla dokładnego pomiaru.</li>
	<li>Przygotuj klatki z czystą ściółką, napełnij butelki z wodą i dodaj wstępnie zważoną ilość karmy do pojemników na żywność.</li>
	<li>Sprawdź stan Drierite i sody wapiennej. Jeśli kolorowy wskaźnik Drierite jest różowy, co oznacza, że Drierite wchłonął dużą ilość wilgoci, konieczne jest zastąpienie lub uzupełnienie świeżym Drierite.</li>
	<li>Skalibruj system za pomocą gazu o określonym składzie (0,5% CO2, 20,5% O2).</li>
	<li>Zmierz masę ciała i skład ciała każdej myszy, które zostaną użyte do normalizacji danych VO2 i VCO2.</li>
	<li>Delikatnie umieść jedną mysz w klatce.</li>
	<li>Zmontuj klatki metaboliczne, umieść je w komorze środowiskowej o kontrolowanej temperaturze i podłącz do przewodów gazowych i czujnika aktywności.</li>
	<li>Po skonfigurowaniu profilu eksperymentu poprzez dodanie odpowiednich parametrów eksperymentalnych za pomocą oprogramowania, należy uruchomić program do pomiaru. Celem pomiaru pierwszego dnia jest zapewnienie okresu aklimatyzacji i zmierzenie wyjściowego metabolizmu energetycznego.</li>
	<li>O godzinie 12:00 następnego dnia poddaj myszy 24-godzinnemu postowi, usuwając jedzenie i okruchy z leja i dna klatki. W razie potrzeby wymień na czystą pościel.</li>
	<li>Po 24 godzinach dodaj wstępnie zważoną ilość karmy do zbiornika na żywność na okres ponownego karmienia.</li>
	<li>Kontynuuj pomiar przez następne 48 godzin. Regularnie sprawdzaj, czy system działa bez przerw w działaniu sprzętu lub oprogramowania.</li>
	<li>Po zakończeniu pomiaru zakończ program i przywróć myszy do ich pierwotnych klatek. Zmierz ilość resztek jedzenia, aby zbadać spożycie pokarmu.</li>
	<li>Szczegółowy protokół kalorymetrii pośredniej można znaleźć w poprzednim badaniu9.</li>
</ol>

<ol><li>Gill, S., Panda, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+Smartphone+App+Reveals+Erratic+Diurnal+Eating+Patterns+in+Humans+that+Can+Be+Modulated+for+Health+Benefits%5BTitle%5D)+AND+%22Cell+Metabolism%22%5BJournal%5D)">A Smartphone App Reveals Erratic Diurnal Eating Patterns in Humans that Can Be Modulated for Health Benefits.</a> Cell Metabolism. 22 (5), 789-798 (2015).</li>
<li>Longo, V. D., Panda, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fasting%2C+Circadian+Rhythms%2C+and+Time-Restricted+Feeding+in+Healthy+Lifespan%5BTitle%5D)+AND+%22Cell+Metabolism%22%5BJournal%5D)">Fasting, Circadian Rhythms, and Time-Restricted Feeding in Healthy Lifespan.</a> Cell Metabolism. 23 (6), 1048-1059 (2016).</li>
<li>Longo, V. D., Mattson, M. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fasting%3A+molecular+mechanisms+and+clinical+applications%5BTitle%5D)+AND+%22Cell+Metabolism%22%5BJournal%5D)">Fasting: molecular mechanisms and clinical applications.</a> Cell Metabolism. 19 (2), 181-192 (2014).</li>
<li>Patterson, R. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intermittent+Fasting+and+Human+Metabolic+Health%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+the+Academy+of+Nutrition+and+Dietetics%22%5BJournal%5D)">Intermittent Fasting and Human Metabolic Health.</a> Journal of the Academy of Nutrition and Dietetics. 115 (8), 1203-1212 (2015).</li>
<li>Fontana, L., Partridge, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Promoting+health+and+longevity+through+diet%3A+from+model+organisms+to+humans%5BTitle%5D)+AND+%22Cell%22%5BJournal%5D)">Promoting health and longevity through diet: from model organisms to humans.</a> Cell. 161 (1), 106-118 (2015).</li>
<li>Boutant, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((SIRT1+Gain+of+Function+Does+Not+Mimic+or+Enhance+the+Adaptations+to+Intermittent+Fasting%5BTitle%5D)+AND+%22Cell+Reports%22%5BJournal%5D)">SIRT1 Gain of Function Does Not Mimic or Enhance the Adaptations to Intermittent Fasting.</a> Cell Reports. 14 (9), 2068-2075 (2016).</li>
<li>Gotthardt, J. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intermittent+Fasting+Promotes+Fat+Loss+With+Lean+Mass+Retention%2C+Increased+Hypothalamic+Norepinephrine+Content%2C+and+Increased+Neuropeptide+Y+Gene+Expression+in+Diet-Induced+Obese+Male+Mice%5BTitle%5D)+AND+%22Endocrinology%22%5BJournal%5D)">Intermittent Fasting Promotes Fat Loss With Lean Mass Retention, Increased Hypothalamic Norepinephrine Content, and Increased Neuropeptide Y Gene Expression in Diet-Induced Obese Male Mice.</a> Endocrinology. 157 (2), 679-691 (2016).</li>
<li>Kim, K. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intermittent+fasting+promotes+adipose+thermogenesis+and+metabolic+homeostasis+via+VEGF-mediated+alternative+activation+of+macrophage%5BTitle%5D)+AND+%22Cell+Research%22%5BJournal%5D)">Intermittent fasting promotes adipose thermogenesis and metabolic homeostasis via VEGF-mediated alternative activation of macrophage.</a> Cell Research. 27 (11), 1309-1326 (2017).</li>
<li>Lancaster, G. I., Henstridge, D. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Body+Composition+and+Metabolic+Caging+Analysis+in+High+Fat+Fed+Mice%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Body Composition and Metabolic Caging Analysis in High Fat Fed Mice.</a> Journal of Visualized Experiments. (135), (2018).</li>
<li>Ayala, J. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Standard+operating+procedures+for+describing+and+performing+metabolic+tests+of+glucose+homeostasis+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Disease+Models+%26+Mechanisms%22%5BJournal%5D)">Standard operating procedures for describing and performing metabolic tests of glucose homeostasis in mice.</a> Disease Models & Mechanisms. 3 (9-10), 525-534 (2010).</li>
<li>Heijboer, A. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Sixteen+h+of+fasting+differentially+affects+hepatic+and+muscle+insulin+sensitivity+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Lipid+Research%22%5BJournal%5D)">Sixteen h of fasting differentially affects hepatic and muscle insulin sensitivity in mice.</a> Journal of Lipid Research. 46 (3), 582-588 (2005).</li>
<li>McGuinness, O. P., Ayala, J. E., Laughlin, M. R., Wasserman, D. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((NIH+experiment+in+centralized+mouse+phenotyping%3A+the+Vanderbilt+experience+and+recommendations+for+evaluating+glucose+homeostasis+in+the+mouse%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Physiology%3A+Endocrinology+and+Metabolism%22%5BJournal%5D)">NIH experiment in centralized mouse phenotyping: the Vanderbilt experience and recommendations for evaluating glucose homeostasis in the mouse.</a> American Journal of Physiology: Endocrinology and Metabolism. 297 (4), 849-855 (2009).</li>
<li>Jorgensen, M. S., Tornqvist, K. S., Hvid, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Calculation+of+Glucose+Dose+for+Intraperitoneal+Glucose+Tolerance+Tests+in+Lean+and+Obese+Mice%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+the+American+Association+for+Laboratory+Animal+Science%22%5BJournal%5D)">Calculation of Glucose Dose for Intraperitoneal Glucose Tolerance Tests in Lean and Obese Mice.</a> Journal of the American Association for Laboratory Animal Science. 56 (1), 95-97 (2017).</li>
<li>Nagy, C., Einwallner, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Study+of+In+Vivo+Glucose+Metabolism+in+High-fat+Diet-fed+Mice+Using+Oral+Glucose+Tolerance+Test+%28OGTT%29+and+Insulin+Tolerance+Test+%28ITT%29%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Study of In Vivo Glucose Metabolism in High-fat Diet-fed Mice Using Oral Glucose Tolerance Test (OGTT) and Insulin Tolerance Test (ITT).</a> Journal of Visualized Experiments. (131), 56672(2018).</li>
<li>Kim, Y. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Thermogenesis-independent+metabolic+benefits+conferred+by+isocaloric+intermittent+fasting+in+ob%2Fob+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Scientific+Reports%22%5BJournal%5D)">Thermogenesis-independent metabolic benefits conferred by isocaloric intermittent fasting in ob/ob mice.</a> Scientific Reports. 9 (1), 2479(2019).</li>
<li>Li, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intermittent+Fasting+Promotes+White+Adipose+Browning+and+Decreases+Obesity+by+Shaping+the+Gut+Microbiota%5BTitle%5D)+AND+%22Cell+Metabolism%22%5BJournal%5D)">Intermittent Fasting Promotes White Adipose Browning and Decreases Obesity by Shaping the Gut Microbiota.</a> Cell Metabolism. 26 (4), 672-685 (2017).</li>
<li>Mitchell, S. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Daily+Fasting+Improves+Health+and+Survival+in+Male+Mice+Independent+of+Diet+Composition+and+Calories%5BTitle%5D)+AND+%22Cell+Metabolism%22%5BJournal%5D)">Daily Fasting Improves Health and Survival in Male Mice Independent of Diet Composition and Calories.</a> Cell Metabolism. 29 (1), 221-228 (2019).</li>
<li>Cignarella, F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intermittent+Fasting+Confers+Protection+in+CNS+Autoimmunity+by+Altering+the+Gut+Microbiota%5BTitle%5D)+AND+%22Cell+Metabolism%22%5BJournal%5D)">Intermittent Fasting Confers Protection in CNS Autoimmunity by Altering the Gut Microbiota.</a> Cell Metabolism. 27 (6), 1222-1235 (2018).</li>
<li>Martinez-Lopez, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((System-wide+Benefits+of+Intermeal+Fasting+by+Autophagy%5BTitle%5D)+AND+%22Cell+Metabolism%22%5BJournal%5D)">System-wide Benefits of Intermeal Fasting by Autophagy.</a> Cell Metabolism. 26 (6), 856-871 (2017).</li>
<li>Lo Martire, V., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Changes+in+blood+glucose+as+a+function+of+body+temperature+in+laboratory+mice%3A+implications+for+daily+torpor%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Physiology%3A+Endocrinology+and+Metabolism%22%5BJournal%5D)">Changes in blood glucose as a function of body temperature in laboratory mice: implications for daily torpor.</a> American Journal of Physiology: Endocrinology and Metabolism. 315 (4), 662-670 (2018).</li>
<li>Chaix, A., Zarrinpar, A., Miu, P., Panda, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Time-restricted+feeding+is+a+preventative+and+therapeutic+intervention+against+diverse+nutritional+challenges%5BTitle%5D)+AND+%22Cell+Metabolism%22%5BJournal%5D)">Time-restricted feeding is a preventative and therapeutic intervention against diverse nutritional challenges.</a> Cell Metabolism. 20 (6), 991-1005 (2014).</li>
<li>Chaix, A., Lin, T., Le, H. D., Chang, M. W., Panda, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Time-Restricted+Feeding+Prevents+Obesity+and+Metabolic+Syndrome+in+Mice+Lacking+a+Circadian+Clock%5BTitle%5D)+AND+%22Cell+Metabolism%22%5BJournal%5D)">Time-Restricted Feeding Prevents Obesity and Metabolic Syndrome in Mice Lacking a Circadian Clock.</a> Cell Metabolism. 29 (2), 303-319 (2019).</li>
<li>Wang, B., Chandrasekera, P. C., Pippin, J. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Leptin-+and+leptin+receptor-deficient+rodent+models%3A+relevance+for+human+type+2+diabetes%5BTitle%5D)+AND+%22Current+Diabetes+Reviews%22%5BJournal%5D)">Leptin- and leptin receptor-deficient rodent models: relevance for human type 2 diabetes.</a> Current Diabetes Reviews. 10 (2), 131-145 (2014).</li>
<li>Pan, W. W., Myers, M. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Leptin+and+the+maintenance+of+elevated+body+weight%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Reviews%3A+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Leptin and the maintenance of elevated body weight.</a> Nature Reviews: Neuroscience. 19 (2), 95-105 (2018).</li>
<li>Jackson, D. S., Ramachandrappa, S., Clark, A. J., Chan, L. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Melanocortin+receptor+accessory+proteins+in+adrenal+disease+and+obesity%5BTitle%5D)+AND+%22Frontiers+in+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Melanocortin receptor accessory proteins in adrenal disease and obesity.</a> Frontiers in Neuroscience. 9, 213(2015).</li>
<li>Tolson, K. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Postnatal+Sim1+deficiency+causes+hyperphagic+obesity+and+reduced+Mc4r+and+oxytocin+expression%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Postnatal Sim1 deficiency causes hyperphagic obesity and reduced Mc4r and oxytocin expression.</a> Journal of Neuroscience. 30 (10), 3803-3812 (2010).</li>
<li>Shimada, M., Tritos, N. A., Lowell, B. B., Flier, J. S., Maratos-Flier, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mice+lacking+melanin-concentrating+hormone+are+hypophagic+and+lean%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Mice lacking melanin-concentrating hormone are hypophagic and lean.</a> Nature. 396 (6712), 670-674 (1998).</li>
<li>Reitman, M. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Of+mice+and+men+-+environmental+temperature%2C+body+temperature%2C+and+treatment+of+obesity%5BTitle%5D)+AND+%22FEBS+Letters%22%5BJournal%5D)">Of mice and men - environmental temperature, body temperature, and treatment of obesity.</a> FEBS Letters. 592 (12), 2098-2107 (2018).</li>
<li>Chvedoff, M., Clarke, M. R., Irisarri, E., Faccini, J. M., Monro, A. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effects+of+housing+conditions+on+food+intake%2C+body+weight+and+spontaneous+lesions+in+mice.+A+review+of+the+literature+and+results+of+an+18-month+study%5BTitle%5D)+AND+%22Food+and+Cosmetics+Toxicology%22%5BJournal%5D)">Effects of housing conditions on food intake, body weight and spontaneous lesions in mice. A review of the literature and results of an 18-month study.</a> Food and Cosmetics Toxicology. 18 (5), 517-522 (1980).</li>
<li>Toth, L. A., Trammell, R. A., Ilsley-Woods, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Interactions+Between+Housing+Density+and+Ambient+Temperature+in+the+Cage+Environment%3A+Effects+on+Mouse+Physiology+and+Behavior%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+the+American+Association+for+Laboratory+Animal+Science%22%5BJournal%5D)">Interactions Between Housing Density and Ambient Temperature in the Cage Environment: Effects on Mouse Physiology and Behavior.</a> Journal of the American Association for Laboratory Animal Science. 54 (6), 708-717 (2015).</li>
</ol>

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Zostało dobrze udokumentowane, że IF zapewnia korzystny wpływ na zdrowie w różnych chorobach zarówno u ludzi, jak i zwierząt 8,15,16,17,18,19. Mechanizmy leżące u jego podstaw, takie jak autofagia i mikrobiom jelitowy, zostały niedawno wyjaśnione. Przedstawiony protokół opisuje izokaloryczny schemat IF 2:1 u myszy w celu zbad...

Współczesny styl życia wiąże się z dłuższym codziennym przyjmowaniem pokarmów i krótszymi okresami postu1. Przyczynia się to do obecnej globalnej epidemii otyłości, z niekorzystnymi warunkami metabolicznymi obserwowanymi u ludzi. Post był praktykowany w całej historii ludzkości, a jego różnorodne korzyści zdrowotne obejmują wydłużenie życia, zmniejszenie uszkodzeń oksydacyjnych i zoptymalizowaną homeostazę energetyczną2,3. Wśród kilku sposobów praktykowania postu, okresowa deprywacja energetyczna, określana jako post przerywany (IF), jest popularną metodą dietetyczną, która jest szeroko praktykowana przez ogół populacji ze względu na łatwy i prosty schemat. Ostatnie badania na modelach przedklinicznych i klinicznych wykazały, że IF może zapewnić korzyści zdrowotne porównywalne z przedłużonym postem i ograniczeniem kalorii, co sugeruje, że IF może być potencjalną strategią terapeutyczną w przypadku otyłości i chorób metabolicznych2,3,4,5.
Schematy IF różnią się pod względem czasu trwania postu i częstotliwości. Post co drugi dzień (tj. 1 dzień karmienia/1 dzień postu; 1:1 IF) jest najczęściej stosowanym schematem IF u gryzoni w celu zbadania jego korzystnego wpływu na zdrowie otyłości, chorób sercowo-naczyniowych, chorób neurodegeneracyjnych itp.2,3. Jednak, jak wykazano w poprzednich badaniach6,7, i dalej mechanicznie potwierdzone w naszej analizie spożycia energii8, 1:1 IF powoduje niedożywienie (~80%) z powodu braku wystarczającej ilości czasu na karmienie, aby zrekompensować straty energii. To sprawia, że nie jest jasne, czy korzyści zdrowotne wynikające z IF 1:1 są pośredniczone przez ograniczenie kalorii lub modyfikację wzorców żywieniowych. W związku z tym opracowano nowy schemat IF, który jest pokazany tutaj, składający się ze schematu 2 dni karmienia / 1 dnia postu (2:1 IF), który zapewnia myszom wystarczająco dużo czasu na skompensowanie spożycia pokarmu (~ 99%) i masy ciała. Myszy te są następnie porównywane z grupą ad libitum (AL). Schemat ten umożliwia zbadanie skutków izokalorycznego IF przy braku redukcji kalorii u myszy typu dzikiego.
Przeciwnie, w modelu myszy, który wykazuje zmienione zachowanie żywieniowe, karmienie AL może nie być odpowiednim warunkiem kontrolnym do porównania i zbadania efektów 2:1 IF. Na przykład, ponieważ myszy ob / ob (powszechnie stosowany model genetyczny otyłości) wykazują hiperfagię z powodu braku leptyny regulującej apetyt i sytość, te z IF 2: 1 wykazują ~ 20% zmniejszone spożycie kalorii w porównaniu z myszami ob / ob z karmieniem AL. W związku z tym, aby właściwie zbadać i porównać działanie IF u myszy ob / ob, należy zastosować grupę karmiącą parami jako odpowiednią kontrolę.
Ogólnie, dostarczony jest kompleksowy protokół do przeprowadzenia izokalorycznego IF-a 2:1, w tym użycie kontroli karmienia parami. Ponadto wykazano, że izokaloryczny IF 2:1 chroni myszy przed otyłością wywołaną dietą wysokotłuszczową i / lub dysfunkcją metaboliczną zarówno u myszy typu dzikiego, jak i myszy typu ob / ob. Protokół ten może być wykorzystany do zbadania korzystnego wpływu 2:1 IF na różne stany patologiczne, w tym zaburzenia neurologiczne, choroby sercowo-naczyniowe i raka.

<table><tbody><tr><td>Kompleksowy system monitorowania zwierząt laboratoryjnych (CLAMS)</td><td>Columbus Instruments</td><td></td><td>Kalorymetr pośredni</td></tr><tr><td>D-(+)-Roztwór glukozy</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>G8769</td><td>Do GTT</td></tr><tr><td>EchoMRI 3 w 1</td><td>EchoMRI</td><td>EchoMRI 3 w 1</td><td>Analiza składu ciała</td></tr><tr><td>Glukometr i paski</td><td>Bayer</td><td>Contour NASTĘPNY</td><td>Są przeznaczone do eksperymentów</td></tr> <tr><td>GTT i ITTDieta wysokotłuszczowa (45% Kcal% tłuszczu)</td><td>Research Diets Inc.</td><td>#D12451</td><td>3,3 kcal/g</td></tr><tr><td>Dieta wysokotłuszczowa (60% Kcal% tłuszczu)</td><td>Research Diets Inc.</td><td>#D12452</td><td>4,73 kcal/g</td></tr><tr><td>Insulina</td><td>El Lilly</td><td>Humulin R</td> dla szczepu <td>myszy ITT</td></tr><tr><td>: B6. Cg-Lepob/J</td><td>The Jackson Laboratory</td><td>#000632</td><td>Mysz Ob/Ob</td></tr><tr><td>Szczep myszy: C57BL/6J</td><td>The Jackson Laboratory</td><td>#000664</td><td></td></tr><tr><td>Normalna karma (17% Kcal% tłuszczu)</td><td>Waga Harlan</td><td>#2918</td><td></td></tr><tr><td></td><td>Mettler Toledo</td><td></td><td>Pomiar masy ciała i spożycia pokarmu</td></tr></tbody></table>

ocena skutków metabolicznych izokalorycznego postu przerywanego 2:1 u myszy

Assessment of the Metabolic Effects of Isocaloric 2:1 Intermittent Fasting in Mice

Przerywany post (IF), interwencja dietetyczna polegająca na okresowym ograniczeniu energii, została uznana za przynoszącą liczne korzyści i przeciwdziałającą nieprawidłowościom metabolicznym. Do tej pory udokumentowano różne typy modeli IF z różnym czasem trwania postu i okresów karmienia. Jednak interpretacja wyników jest trudna, ponieważ wiele z tych modeli obejmuje wieloczynnikowy wkład zarówno strategii ograniczania czasu, jak i kalorii. Na przykład model postu alternatywnego dnia, często stosowany jako schemat IF dla gryzoni, może powodować niedożywienie, co sugeruje, że korzyści zdrowotne wynikające z tej interwencji są prawdopodobnie pośredniczone zarówno przez cykle ograniczania kalorii, jak i cyklu postu i ponownego karmienia. Ostatnio z powodzeniem wykazano, że IF: 2:1, składający się z 1 dnia postu, a następnie 2 dni karmienia, może zapewnić ochronę przed otyłością wywołaną dietą i poprawę metaboliczną bez zmniejszania ogólnego spożycia kalorii. Przedstawiono tutaj protokół tej izokalorycznej interwencji IF 2:1 u myszy. Opisano również protokół karmienia w parach (PF) wymagany do zbadania modelu myszy ze zmienionymi zachowaniami żywieniowymi, takimi jak hiperfagia. Stosując schemat IF 2:1, wykazano, że izokaloryczny IF prowadzi do zmniejszenia przyrostu masy ciała, poprawy homeostazy glukozy i zwiększonego wydatku energetycznego. W związku z tym ten schemat może być przydatny do zbadania wpływu IF na zdrowie różnych stanów chorobowych.

Rysunek 1 przedstawia analizy żywieniowe po 24 h głodówki oraz porównanie postu przerywanego w schematach 1:1 i 2:1. Okres 24 h głodówki spowodował redukcję masy ciała o ok. 10%, która została w pełni odzyskana po 2 dniach dokarmiania (Rysunek 1A). Okres 24 h głodówki wywołał hiperfagię podczas następnych 2 dni dokarmiania (Rysunek 1B). Niemniej jednak, porównanie spożycia energii pomiędzy postem na...

Obecny artykuł opisuje szczegółowy protokół przerywanego postu izokalorycznego 2:1 w celu ochrony i leczenia przed otyłością i upośledzonym metabolizmem glukozy u myszy typu dzikiego i ob/ob.

Ocena skutków metabolicznych izokalorycznego postu przerywanego 2:1 u myszy

Intermittent fasting (IF), a dietary intervention involving periodic energy restriction, has been considered to provide numerous benefits and counteract ...

Schemat postu przerywanego dwa do jednego, składający się z jednego dnia postu, po którym następują dwa dni karmienia, umożliwia zbadanie skutków interwencji dietetycznych obejmujących okresowe ograniczenie energii, a nie skutków spożycia kalorii. W przeciwieństwie do postu co drugi dzień, który powoduje niedożywienie dwa do jednego, post przerywany zapewnia myszom wystarczająco dużo czasu, aby w pełni zrekompensować utratę energii i redukcję masy ciała, które mają miejsce podczas postu. Dzięki temu naukowcy mogą badać skutki okresowego postu niezależnie od spożycia kalorii.Post przerywany dwa do jednego przynosi szereg korzyści w stosunku do diety stosowanej w otyłości i związanych z nią dysfunkcjach metabolicznych, w tym upośledzonej homeostazie glukozy i stłuszczeniu wątroby. Protokół ten można łatwo dostosować do schematu diety pięć do dwóch, składającego się z pięciu dni karmienia i dwóch dni postu lub karmienia ograniczonego czasowo, gdzie dostęp do pożywienia jest ograniczony do ośmiu godzin dziennie. Jeśli użyje się modelu mysiego, który pokazuje alternatywne zachowania żywieniowe, takie jak hiperfagia, karmienie ad libitum może nie być właściwym warunkiem kontrolnym.W takim przypadku wymagana będzie reguła karmienia parami, aby zbadać i porównać efekty przerywanego postu. Zacznij od przygotowania normalnej diety lub diety wysokotłuszczowej dla mysich modeli otyłości chudej i indukowanej dietą. Zmierz wyjściową masę ciała i skład każdego siedmiotygodniowego samca myszy C57BL/6J, używając odpowiednio skali i EchomRI.Na podstawie wyników masy ciała i składu ciała losowo i równo podziel myszy na dwie grupy: ad libitum lub AL, grupy przerywanego postu lub grupy IF. Następnie umieść dwie lub trzy myszy w klatce, upewniając się, że myszy mają swobodny dostęp do wody pitnej. Pozwól myszom na tydzień zaaklimatyzować się w nowym środowisku klatki przed rozpoczęciem schematu IF.Kiedy myszy będą gotowe do rozpoczęcia okresu postu, przenieś je do czystej klatki ze świeżą ściółką o godzinie 12:00. Zapewnij grupie AL ważoną ilość pokarmu. Brak jedzenia dla grupy IF.Po 24 godzinach zważ myszy w obu grupach, a także resztki jedzenia w klatkach AL. O godzinie 12:00 podaj zważoną ilość pokarmu zarówno grupom AL, jak i IF.Po zakończeniu okresu karmienia zmierz wagę myszy i resztki jedzenia. Powtarzaj cykl przez cały czas trwania badania. Na czas trwania eksperymentu należy ustalić grupę karmiącą parami lub grupę kontrolną PF, aby zapewnić porównanie kalorii niezależne od IF. Zmierz ilość jedzenia spożywanego przez grupę IF.Podzielić go równomiernie na trzy porcje i podawać jedną porcję dziennie do kontroli PF. Podczas pracy ze zwierzętami ze zmienionymi zachowaniami żywieniowymi, takimi jak hiperfagia, bardzo ważne jest, aby codziennie dostarczać równą ilość pokarmu grupie kontrolnej karmionej parami, aby zapobiec zjedzeniu przez myszy całego pokarmu na raz. Aby przeanalizować skład ciała myszy, włącz analizator składu ciała i pozostaw urządzenie włączone na dwie do trzech godzin, aby się rozgrzało.Przed użyciem przeprowadź test systemu, aby zapewnić dokładność pomiaru. A jeśli to konieczne, skalibruj system olejem rzepakowym. Zmierz masę ciała każdej myszy.Następnie umieść go w cylindrycznym uchwycie dla małych zwierząt. Wstaw ogranicznik, aby ograniczyć fizyczny ruch myszy podczas pomiaru. Umieść uchwyt w analizatorze składu ciała.Uruchom program do skanowania, który powinien zająć od 90 do 120 sekund. Następnie wyjmij uchwyt z urządzenia. Umieść mysz z powrotem w klatce.Przeprowadź test tolerancji glukozy i insuliny, aby zbadać wpływ przerywanego postu na homeostazę glukozy. Po całonocnym lub sześciogodzinnym poście wykonaj dootrzewnowe wstrzyknięcie glukozy lub insuliny każdej myszy. Następnie zmierz poziom glukozy we krwi po 0, 5, 15, 30, 60 i 120 minutach od wstrzyknięcia za pomocą glukometru.Aby zbadać wpływ przerywanego postu na metabolizm energetyczny, wykonaj kalorymetrię pośrednią w jednym cyklu IF. Po tym, jak myszy zaaklimatyzują się w systemie, pościj je, usuwając jedzenie i okruchy z leja i dna klatki. Ponownie wprowadź pokarm po 24 godzinach na dwudniowy okres ponownego karmienia. Pod koniec cyklu IF przyprowadź myszy z powrotem do ich pierwotnej klatki i zbierz dane z programu.Myszy, które pościły przez 24 godziny, doświadczyły do 10% redukcji masy ciała, która została w pełni odzyskana po dwóch dniach ponownego karmienia. Porównując spożycie energii między jednym do jednego i dwa do jednego przerywanego postu, stwierdzono, że jeden dzień okresu ponownego odżywiania nie był wystarczający, aby zrekompensować utratę kalorii, która nastąpiła podczas postu. W porównaniu z AL, leczenie IF prowadziło do mniejszego wzrostu masy ciała u myszy typu dzikiego karmionych normalną dietą lub dietą wysokotłuszczową bez znaczących różnic w przyjmowaniu pokarmu.Analiza składu ciała wykazała, że IF zmniejszył masę tłuszczową bez zmiany beztłuszczowej masy u myszy typu dzikiego. Eksperymenty z grupą kontrolną żywienia w parach potwierdziły, że zmniejszony przyrost masy ciała przez IF nie był spowodowany zmienionym spożyciem energii u myszy typu dzikiego. Jednak u genetycznie otyłych, ob / ob, grupa kontrolna karmiona parami myszy była nie do odróżnienia od grupy IF pod względem masy ciała i składu ciała.Testy tolerancji glukozy i insuliny wykazały, że myszy IF na diecie wysokotłuszczowej wykazywały znaczną poprawę homeostazy glukozy w porównaniu z myszami karmionymi parami na diecie wysokotłuszczowej AL i na diecie wysokotłuszczowej. U myszy ob / ob grupa IF wykazywała znacznie lepszą obsługę glukozy z mniejszymi skokami glukozy w porównaniu z grupą kontrolną karmioną parami z niezmienioną wrażliwością na insulinę. Innym efektem metabolicznym IF zaobserwowanym u myszy typu dzikiego było wyższe zużycie tlenu, co wskazuje na wydatek energetyczny, szczególnie w okresie karmienia.Na zachowania żywieniowe myszy mogą mieć wpływ czynniki środowiskowe, w tym gęstość pomieszczeń. Dlatego ważne jest, aby utrzymać tę samą liczbę myszy w klatce między grupami i w trakcie badania. W przypadku stosowania nowego modelu mysiego zaleca się zbadanie zachowań żywieniowych przed przeprowadzeniem eksperymentu z przerywanym postem.Izokaloryczny post przerywany dwa do jednego można łatwo zastosować do innych modeli chorób, w tym cukrzycy, chorób serca, miażdżycy i chorób neurologicznych.

assessment-metabolic-effects-isocaloric-21-intermittent-fasting

Research

JoVE Journal

Biology

Biologia

Obecny artykuł opisuje generację i charakterystykę metaboliczną myszy karmionych dietą wysokotłuszczową jako model insulinooporności i otyłości wywołanej dietą. Ponadto zawiera szczegółowe protokoły do wykonywania doustnego testu tolerancji glukozy i testu tolerancji insuliny, monitorując zmiany metabolizmu glukozy w całym organizmie in vivo.

Badanie metabolizmu glukozy in vivo u myszy karmionych dietą wysokotłuszczową przy użyciu doustnego testu tolerancji glukozy (OGTT) i testu tolerancji insuliny (ITT)

Częstość występowania otyłości wzrasta i zwiększa ryzyko przewlekłych chorób płuc. Aby ustalić podstawowe mechanizmy i strategie zapobiegawcze, potrzebne są dobrze zdefiniowane modele zwierzęce. W tym miejscu przedstawiamy trzy metody (test tolerancji glukozy, pletysmografia ciała i stabilizacja płuc) w celu zbadania wpływu otyłości na wyniki płucne u myszy.

Dootrzewnowy test tolerancji glukozy, pomiar czynności płuc i zespolenie płuc w celu zbadania wpływu otyłości i upośledzonego metabolizmu na wyniki płucne

Ten protokół opisuje użycie analizatora składu ciała i systemu monitorowania metabolizmu zwierząt do charakteryzowania składu ciała i parametrów metabolicznych u myszy. Jako przykład zastosowania tych technik podaje się model otyłości wywołanej przez żywienie wysokotłuszczowe.

Analiza składu ciała i metabolicznego umieszczania w klatkach u myszy karmionych wysokotłuszczowo

Krótka sesja (≤10 min) trening interwałowy o wysokiej intensywności (HIIT) pojawia się jako alternatywa dla dłuższych metod ćwiczeń, jednak krótsze warianty rzadko są modelowane w badaniach na zwierzętach. Tutaj opisujemy 10-minutowy, 3 dni w tygodniu, protokół HIIT na bieżni pod górę, który zwiększa wydolność fizyczną u myszy w wieku męskim i żeńskim.

Krótka sesja treningu interwałowego o wysokiej intensywności i ocena bieżni u starszych myszy

Ten artykuł zawiera trzy łatwe i łatwo dostępne testy do oceny metabolizmu lipidów u myszy.

Ocena zdolności całego organizmu do obsługi lipidów u myszy

Utlenianie β kwasów tłuszczowych jest niezbędnym szlakiem metabolicznym odpowiedzialnym za wytwarzanie energii w wielu różnych typach komórek, w tym w hepatocytach. W tym miejscu opisujemy metodę pomiaru β-oksydacji kwasów tłuszczowych w świeżo wyizolowanych hepatocytach pierwotnych przy użyciu 14znakowanych C kwasów palmitynowych.

Pomiar β-oksydacji kwasów tłuszczowych w zawiesinie świeżo wyizolowanych hepatocytów myszy

Ten manuskrypt opisuje protokół do pomiaru podstawowej przemiany materii i zdolności oksydacyjnej termogenicznych adipocytów u otyłych myszy.

Określanie podstawowego wydatku energetycznego i zdolności adipocytów termogenicznych do wydatkowania energii u otyłych myszy

Ograniczenie czasu przyjmowania pokarmu okazało się obiecującą interwencją mającą na celu złagodzenie chorób metabolicznych wywołanych przez dietę. Manuskrypt ten szczegółowo opisuje budowę i zastosowanie zbudowanego we własnym zakresie wydajnego systemu do pomiaru i manipulowania rytmicznym przyjmowaniem pokarmu przez myszy.

Manipulacja rytmicznym przyjmowaniem pokarmu u myszy za pomocą niestandardowego systemu żywienia

Model objadania się został ustalony u myszy korzystających z przerywanego dostępu do M&amp;M's (bardzo smacznego pokarmu składającego się z tłuszczu i cukru). Myszy z przerywanym dostępem do tego wysokotłuszczowego i bogatego w cukier pokarmu wykazywały zachowania podobne do stresu, zwiększone spożycie kalorii i preferencję dla tego pokarmu w stosunku do standardowej karmy w porównaniu z myszami z ciągłym dostępem do pokarmu lub bez niego.

Model przerywanego napadowego spożycia u myszy

Opisano profilowanie stabilnych izotopów za pomocą analizy chromatografii gazowej sprzężonej ze spektrometrią mas w celu badania przepływu metabolitów pośrednich u nicienia Caenorhabditis elegans. Szczegółowo przedstawiono metody oceny wzbogacenia izotopowego w dwutlenku węgla, kwasach organicznych i aminokwasach po ekspozycji na izotopy, zarówno podczas rozwoju na płytkach agarowych, jak i w okresie dorosłości w hodowli ciekłej.

Stabilne profilowanie izotopowe strumieni metabolicznych produktów pośrednich u Caenorhabditis elegans w stadium rozwojowym i dorosłym

Poznaj protokół izokalorycznego postu przerywanego 2:1 u myszy dzikiego typu i ob/ob. Metoda pozwala badać wpływ okresowego postu na otyłość i gospodarkę glukozową niezależnie od spożycia kalorii.

Ocena skutków metabolicznych izokalorycznego postu przerywanego 2:1 u myszy

Przeglądaj więcej filmów