Name: Wszczepialny system do przewlekłej elektromiografii in vivo (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2020-04-21T13:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 52 s
Description: Poznaj wszczepialny system do przewlekłej elektromiografii in vivo w badaniach reinnervacji mięśni krtani u psów. Technika umożliwia stabilny zapis potencjałów u ruchomych zwierząt.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Autorzy dziękują dr Hongmei Wu za jej wkład w opiekę nad zwierzętami i zbieranie danych podczas całego badania. Dziękujemy Amy Nunnally, Jamiemu Adcockowi i Philowi Williamsowi za ich pomoc w sterylnych operacjach. Wiedza i poświęcenie personelu Ośrodka Opieki nad Zwierzętami Uniwersytetu Vanderbilt były nieocenione. Badania te były wspierane przez grant NIH U01DC016033.

To badanie zostało zatwierdzone przez instytucjonalny komitet ds. opieki nad zwierzętami i użytkowania (IACUC) Uniwersytetu Vanderbilt i zostało przeprowadzone zgodnie z Przewodnikiem po opiece i użytkowaniu zwierząt laboratoryjnych (National Institutes of Health, Bethesda, Maryland). System ten składa się z pięciu wszczepialnych komponentów i jednego zewnętrznego.
1. Dwa bipolarne mankiety elektrod stymulujących RLN, każdy z parą zwiniętych przewodów i stykami końcowymi
<ol>
	<li>Użyj pokrytego teflonem, wielowłókienkowego drutu ze stali nierdzewnej typu 316 (o izolowanej średnicy 0.0078 "lub 0.198 mm) dla każdego przewodu mankietu. Przetnij drut o długości 70 cm i zwiń go w sprężynę o długości 12 cm za pomocą urządzenia zwijającego lub zaopatrz się w prefabrykowane zwijane przewody. W razie potrzeby rozciągnij sprężynę, aby zwiększyć jej długość dla każdego miejsca implantu. Pozostaw końce zwiniętych przewodów prosto na długości 3 mm i 10 mm i odizoluj je.</li>
	<li>pozłacany miedziany wtyk żeński do 3-milimetrowego końca zwiniętego przewodu.</li>
	<li>Aby przygotować mankiet nerwowy, wytnij 5 mm odcinek silikonowej rurki (OD = 0,156", ID = 0,094"; lub OD = 3,96 mm, ID = 2,39 mm) z rolki rurki.</li>
	<li>Aby wprowadzić przewód do rurki, użyj igły podskórnej o sile 25 G, aby przebić ściankę rurki w odległości 1,5 mm od końca i poza środkiem, blisko ścianki wewnętrznej. Zasyp 10 mm końcówkę ołowiu do końcówki igły. Wyjąć igłę, aby umieścić odizolowaną część w probówce. Zegnij do tyłu nieosłonięty koniec drutu na zewnątrz rurki i przekręć na przewód w miejscu jego wejścia do rury. 
	nuta: Użyj mikroskopu operacyjnego, aby wykonać te czynności. W rurze można umieścić sondę, aby zakrzywić drut względem wewnętrznej ścianki. Celem jest ustawienie gołej części drutu w taki sposób, aby bodźce mogły być dostarczane do nerwu bez ryzyka mechanicznego uszkodzenia nerwu.</li>
	<li>Włóż drugi przewód 1.5 mm od przeciwległego końca rurki, stosując tę samą procedurę. Wyrównaj punkt wejścia do punktu pierwszego wyprowadzenia. Przebij ścianę igłą tak, aby odsłonięta część drutu znalazła się w pobliżu wewnętrznej ścianki przeciwnej do pierwszego przewodu. 
	nuta: Patrząc w dół rury, dwie elektrody bodźcowe powinny tworzyć kształt "V" 45°, który po umieszczeniu na miejscu okrakiem na nerwie i zapewni dostarczanie prądu przez nerw z anody do katody.</li>
	<li>Wykonaj szczelinę w kształcie litery S w ściance rurki naprzeciwko punktów wejścia elektrody za pomocą zakrzywionych nożyczek. 
	nuta: Spiralne wargi mankietu można następnie otworzyć, aby umieścić nerw wewnątrz między elektrodami podczas operacji.</li>
	<li>Wprowadzić niewchłanialny szew monofilamentowy 6-0 do ścianki mankietu na każdym końcu za pomocą zakrzywionej igły mikrochirurgicznej w celu ostatecznego zabezpieczenia mankietu wokół nerwu.</li>
	<li>Nałóż żel silikonowy typu A klasy medycznej, aby ponownie usunąć wszystkie odsłonięte gołe druty na zewnątrz mankietu.</li>
</ol>
2. Dwa bipolarne mankiety elektrod stymulacyjnych SLN, każdy z parą zwiniętych przewodów i stykami zaciskowymi
<ol>
	<li>Zamontuj mankiet elektrody stymulacyjnej SLN w taki sam sposób, jak mankiet elektrody stymulacyjnej RLN. Należy jednak użyć rurki o mniejszej średnicy (OD = 0,125", ID = 0,062"; lub OD = 3,18 mm, ID = 1,57 mm), ponieważ nerw ma mniejszą średnicę.</li>
</ol>
3. Dwie elektrody rejestrujące EMG mięśni PCA, każda ze zwiniętym przewodem i bolcem końcowym
<ol>
	<li>Zamontuj zwinięty przewód do elektrody mięśniowej PCA, jak to zrobiono w kroku 1.1.</li>
	<li>żeński pin do przewodu, jak to zrobiono w kroku 1.2.</li>
	<li>Włóż 10-milimetrowy koniec elektrody mięśniowej PCA do końcówki elektrody do głębokiej stymulacji mózgu (DBS), stosując tę samą strategię wprowadzania przewodu igłowego do mankietu (krok 1.4). Zegnij koniec smyczy, aby utworzyć haczyk i przypnij go, aby uzyskać łączną długość nagrania 5 mm. 
	nuta: W tym zastosowaniu mięsień PCA i jego unerwiające zakończenia nerwowe są narażone na kondycjonowanie elektryczne. Bodźce są generowane przez wszczepialny generator impulsów (IPG) i dostarczane do mięśnia krtaniowego przez elektrodę DBS (<silna klasa = "xfig" >Rysunek 1, wstawka). System ten jest zaadaptowany z terapeutycznej stymulacji mózgu (np. Choroba Parkinsona). Elektroda DBS zostanie włożona do kieszeni podmięśniowej i zakotwiczona na miejscu. Jeśli technologia kondycjonowania elektrycznego mięśnia nie jest wymagana, elektroda PCA EMG może być bezpośrednio wprowadzona do mięśnia i zakotwiczona za pomocą jego haka.</li>
</ol>
4. Dwie elektrody rejestrujące EMG TA-LCA Muscle Complex, każda ze zwiniętym przewodem ołowianym i bolcem końcowym
<ol>
	<li>Zamontuj zwinięty przewód do elektrody mięśniowej TA-LCA, jak to zrobiono w kroku 1.1.</li>
	<li>żeński pin do przewodu, jak to zrobiono w kroku 1.2.</li>
	<li>Wyciąć prostokątny kawałek dzianiny poliestrowej o wymiarach 5 mm x 10 mm. Zrób otwór w środku siatki za pomocą igły podskórnej 20 G. Wprowadź 10 mm koniec przewodu do otworu z dodatkowymi 3 mm cewki wystającymi poza otwór. Przymocuj ołów do siatki za pomocą monofilamentu, niewchłanialnego szwu 6-0. 
	nuta: Ten kawałek siatki zostanie użyty do zakotwiczenia elektrody prowadzącej do chrząstki tarczycy pokrywającej kompleks mięśniowy.</li>
	<li>Zegnij koniec smyczy, aby utworzyć haczyk i przypnij go, aby uzyskać łączną długość nagrania 5 mm.</li>
</ol>
5. Gniazdo typu skin do łączenia połączeń między elektrodami a zewnętrznym sprzętem
<ol>
	<li>Użyj jednorzędowego żeńskiego złącza paskowego, aby wykonać gniazdo. Wytnij dwa kawałki (każdy o długości 17,5 mm) z paska, z których każdy zawiera osiem otworów na kołki. Najpierw zszorstkuj zewnętrzne powierzchnie każdego elementu papierem ściernym, a następnie sklej je fenolem w dygestoriach, aby uzyskać dwurzędowy łącznik. Umieść łącznik w wodzie o temperaturze 60–80 °C w dygestoriach na 30 minut, aby umożliwić stwardnienie kleju. 
	nuta: Ten dwurzędowy format montażu zapewni wygodę w przypisywaniu otworów na elektrody po lewej i prawej stronie.</li>
	<li>Wytnij z paska kawałek o długości 25,6 mm, aby wykonać płytę czołową łącznika (część, która będzie wystawać poza miejsce implantu w celu zakotwiczenia skóry). Wytnij skalpelem prostokątny otwór o wymiarach 5,4 mm x 17,4 mm na środku płyty czołowej.</li>
	<li>Umieść dwurzędowy łącznik w prostokątnym otworze płyty czołowej, aż zlicuje się z powierzchnią płyty czołowej bez występu. Jeśli łącznik nie pasuje do prostokątnego otworu płyty czołowej, otwór można nieznacznie powiększyć pilnikiem. Ponieważ otwory łącznika nie są symetryczne, włóż krawędź łącznika z otworami o większej średnicy do płyty czołowej. 
	nuta: W rezultacie żeński pin włożony w przeciwległą krawędź złącza z otworem o mniejszej średnicy zatrzaśnie się i zablokuje na swoim miejscu.</li>
	<li>Użyj fenolu, aby skleić ze sobą złącze i płytę czołową. Umieść zestaw w wodzie o temperaturze 60–80 °C w dygestorium na 30 minut, aby umożliwić stwardnienie kleju.</li>
	<li>Wywierć otwór o średnicy 1.3 mm w każdym rogu płyty czołowej i po każdej stronie płyty czołowej w połowie odległości od końców, co daje łącznie sześć otworów. 
	nuta: Otwory te zostaną wykorzystane do zszycia końcowego pojemnika skórnego w miejscu implantacji.</li>
	<li>Wytnij rurkę o długości 15 mm z dzianiny poliestrowej, aby otoczyć zespół poniżej płyty czołowej, dzięki czemu zespół będzie biokompatybilny. Aby przymocować rurkę do zespołu, użyj igły podskórnej, aby przewlec druty ze stali nierdzewnej przez ściankę w trzech równomiernie rozmieszczonych pozycjach (każda 3,8 mm od siebie) wzdłuż jej długości.</li>
	<li>Umieść równomiernie rozmieszczone nacięcia w każdym rogu złącza, aby zakotwiczyć przewody do powierzchni montażowej. Przekręć końce każdego drutu za pomocą szczypiec, aby przymocować rurkę do zespołu, aby utworzyć osłonę.</li>
	<li>Zrób trwały znak na poliestrowej łatce na jednym końcu pojemnika. 
	nuta: Użyj tego znacznika do orientacji, aby zidentyfikować rostralny koniec pojemnika podczas operacji implantologicznej. W kierunku rostralnym do ogonowego następujące przypisanie elektrod pinowych dla każdego z dwóch rzędów (po lewej i po prawej stronie) powinno być następujące: PCA EMG, TA-LCA EMG, pusty otwór, pusty otwór, anoda RLN, katoda RLN, anoda SLN i katoda SLN.</li>
</ol>
6. Zewnętrzny połączeniowy do przedwzmacniacza nagrywającego i stymulatora
UWAGA: służy do wykonywania połączeń między wszczepionym gniazdem skóry a sprzętem zewnętrznym podczas sesji rejestracji stymulacji nerwów - EMG (sekcje 8 i 10). Składa się z 12 izolowanych przewodów zakończonych męskimi pinami, które wkłada się do żeńskich pinów w gnieździe skórnym. ten składa się z dwóch części: wtyczki do rejestracji EMG i przewodów do stymulacji nerwów. Wtyczka nagrywająca jest niezbędna do odizolowania sygnałów EMG o niskim napięciu od artefaktów bodźca o wyższym napięciu promieniujących z pinów bodźców. Z tego samego powodu dwa otwory w każdym rzędzie pojemnika skórnego pozostają niezajęte, aby oddzielić piny nagrywające od pinów stymulacyjnych.
<ol>
	<li>Aby wykonać wtyczkę do nagrywania EMG, należy użyć męskiego złącza paskowego (tej samej długości i szerokości, ale o połowę mniejszej niż złącze żeńskie). Pokrój go na dwie części, z których każda zawiera tylko dwa otwory. Przymocuj dwa elementy za pomocą kleju fenolowego, stosując ten sam sposób, aby wykonać dwurzędowy łącznik w pojemniku na skórę (krok 5.1). Weź cztery przewody rejestrujące EMG w i włóż ich męskie styki zaciskowe do każdego z czterech otworów, aż zablokują się na swoim miejscu, a końcówki wystają poza krawędź paska.</li>
	<li>Użyj cementu kostnego, aby uszczelnić górną część wtyczki, aby zaizolować połączenia przewód-kołek.</li>
	<li>Użyj pozostałych ośmiu przewodów w zakończonych męskimi pinami, aby wykonać indywidualne połączenia z mankietami do stymulacji nerwów za pomocą ich żeńskich pinów.</li>
</ol>
7. Pierwsza operacja wszczepienia implantu
<ol>
	<li>Zdobądź 1-2-letniego psa o wadze 20-25 kg dowolnej płci z licencjonowanej farmy. Zaaklimatyzować zwierzę przed zabiegiem wszczepienia implantu aseptycznego. Autoklaw całego sprzętu przed zabiegiem. Wstrzymaj się z jedzeniem na 10–12 godzin przed zabiegiem.</li>
	<li>Przygotuj zwierzę do operacji.
	<ol>
		<li>Ogol głowę i szyję zwierzęcia i oczyść skórę alkoholem i roztworem peelingu betadyny. Znieczulić zwierzę przez dożylne wstrzyknięcie kombinacji 2-4 mg/kg tiletaminy i zolazepamu, a następnie 3% izofluranu w tlenie poprzez intubację.</li>
		<li>Umieść zwierzę na stole operacyjnym z poduszką grzewczą w pozycji leżącej na plecach i chirurgicznie ułożyć zwierzę. Monitoruj tętno zwierzęcia, częstość oddechów, temperaturę ciała i nasycenie tlenem co najmniej co 15 minut przez cały czas trwania operacji, aby zapewnić stabilność fizjologiczną w umiarkowanej płaszczyźnie znieczulenia.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Wykonaj nacięcie szyi w linii środkowej od wcięcia tarczycy do brzucha. Wypreparuj tchawicę z przełyku i odsłoń dolną granicę chrząstki sercowatej.</li>
	<li>Umieść mankiet stymulacyjny na każdym z obustronnych SLN i RLN. Zamknij wargi każdego mankietu za pomocą dołączonych szwów.</li>
	<li>Wykonaj okienko chrząstki za pomocą stempla biopsyjnego (o średnicy 4 mm) na przedniej powierzchni chrząstki tarczycy z każdej strony. Odsłoń boczne aspekty obu kompleksów mięśniowych TA-LCA. Wprowadzić elektrody rejestrujące EMG do kompleksów mięśniowych TA-LCA za pomocą igły 23 G, wkładając zadzior do końcówki igły. Zszyj plaster poliestrowy elektrody na chrząstce.</li>
	<li>Umieść elektrodę DBS wraz z towarzyszącą jej elektrodą rejestrującą EMG z drutem haczykowym pod mięśniem PCA z każdej strony. Użyj endoskopu, aby potwierdzić, że stymulacja powoduje odwodzenie fałdów głosowych dla każdego kanału. Zakotwicz elektrody DBS w chrząstce cricoid za pomocą 4-0 niewchłanialnych szwów.</li>
	<li>Włóż wszystkie przewody elektrod rejestrujących stymulację nerwów i EMG do gniazda za pomocą ich żeńskich pinów. Wciśnij kołki w otwory za pomocą narzędzia do wkładania wykonanego z hemostatu. Uszczelnij dolną powierzchnię pojemnika, aby zaizolować połączenia ołowia-kołek za pomocą cementu kostnego.
	<ol>
		<li>Po stwardnieniu cementu umieść pojemnik na rostralnym końcu nacięcia linii środkowej przez skórę i przyszyj go do tkanek podskórnych przez poliestrową osłonę. Przymocuj krawędź skóry do pojemnika za pomocą szwów przechodzących przez otwory w płycie czołowej. 
		nuta: Jedna szczęka hemostatu ma szczelinę końcową prowadzącą do otworu w kształcie stożka. Drut ołowiany można umieścić przez szczelinę w otworze, a pogłębiacz stożkowy przyłożyć do łba kołka. Druga szczęka jest umieszczona po przeciwnej stronie pojemnika. Ściśnięcie hemostatu wciska szpilkę w odpowiedni otwór w pojemniku.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Wykonaj nacięcie na lewej szyi, aby odsłonić mięsień czworoboczny. Wykonaj preparację, aby utworzyć kieszeń podmięśniową do umieszczenia wszczepialnego generatora impulsów. Tuneluj każdy przewód DBS podskórnie do nacięcia szyi w celu wprowadzenia do IPG.</li>
	<li>Zamknij wszystkie rany chirurgiczne szwami. Uważnie monitoruj zwierzę aż do pełnego wyzdrowienia po operacji.</li>
	<li>Pooperacyjne leki przeciwbólowe (np. buprenorfina: 0,01–0,02 mg/kg) należy podawać rutynowo przez okres do 48 godzin. Podawać zwierzęciu antybiotyki (np. cefodoksym: 10 mg/kg) doustnie przez co najmniej 3 dni. Następnie zwierzę należy trzymać pojedynczo przez cały czas trwania badania i ograniczyć ćwiczenia przez okres 10 dni, aby umożliwić normalne gojenie się ran i stabilizację wszczepionego urządzenia. 
	nuta: Pojemnik na skórę należy codziennie czyścić roztworem antyseptycznym zgodnym z tkankami. Ponadto, atrapy męskich szpilek powinny być rutynowo wkładane do żeńskich pinów w pojemniku skóry, z wyjątkiem sesji nagraniowych EMG. Ten manewr pozwoli uniknąć gromadzenia się zanieczyszczeń w gnieździe, umożliwi wykonanie skutecznych połączeń z zewnętrznym i zapobiegnie infekcji.</li>
</ol>
8. Stymulacja nerwów - sesje nagrywania EMG na początku badania
UWAGA: Wykonuj te sesje 2x-3x po operacji implantacji (sekcja 7) i przed operacją przecięcia nerwu (sekcja 9), aby uzyskać wyjściowe sygnały EMG, gdy obustronne RLN są nienaruszone. Zastosuj następujący protokół podczas standardowej sesji stymulacji nerwów - zapisu EMG (sekcje 8 i 10).
<ol>
	<li>Przed zabiegiem należy wstrzymać się z jedzeniem przez 10–12 godzin. Znieczulić zwierzę za pomocą kombinacji tiletaminy i zolazepamu (początkowa dawka nasycająca 2–4 mg/kg we wstrzyknięciu dożylnym, następnie utrzymywać w dawce 0,4 mg/kg na godzinę przez linię dożylną). Umieść zwierzę na poduszce grzewczej w pozycji leżącej na plecach i utrzymuj zwierzę w umiarkowanej płaszczyźnie znieczulenia. Monitoruj parametry życiowe zwierzęcia podczas zabiegu, jak opisano w kroku 7.2.</li>
	<li>Włóż sztywny endoskop o zerowym stopniu z dołączoną kamerą wideo CCD przez laryngoskop, aby uwidocznić ruch fałdów głosowych na poziomie głośni.</li>
	<li>Podłącz zewnętrzny, który łączy się ze stymulatorem laboratoryjnym i przedwzmacniaczami EMG, do gniazda skóry za pomocą wtyczki i styków. Podłącz wyjścia z przedwzmacniaczy do urządzenia do akwizycji danych i/lub oscyloskopu, aby wyświetlać, nagrywać i mierzyć sygnały EMG.</li>
	<li>Dostarczaj bodźce (pojedyncze impulsy fali prostokątnej, czas trwania 0,1–0,5 ms, amplituda 0,5–2,0 mA) odpowiednio do lewych i prawych RLN, aby zarejestrować wywołane odpowiedzi EMG z obustronnych kompleksów TA-LCA i mięśni PCA w każdym stanie.</li>
	<li>Dostarczaj bodźce (pojedyncze impulsy fali prostokątnej, czas trwania 0,1–0,5 ms, amplituda 0,5–2,0 mA) odpowiednio do lewego i prawego SLN, aby zarejestrować wywołane odpowiedzi EMG z obustronnych kompleksów TA-LCA i mięśni PCA w każdym stanie.</li>
	<li>Dostarczyć CO2 zmieszany z powietrzem w pomieszczeniu przez usta zwierzęcia w celu wywołania hiperkapnii i zwiększenia wysiłku oddechowego zwierzęcia. Ogranicz ekspozycję do 1 minuty, podczas której nastąpi maksymalna rekrutacja wdechowych jednostek motorycznych. Rejestruj spontaniczne aktywności EMG kompleksów TA-LCA i mięśni PCA w tym stanie hiperkapnicznym.</li>
	<li>Monitoruj zwierzę do momentu pełnego wyzdrowienia ze znieczulenia i zwróć zwierzę do placówki.</li>
</ol>
9. Druga operacja przecięcia nerwu i zespolenia
<ol>
	<li>Drugą operację należy wykonać 10–14 dni po pierwszej operacji. Wstrzymaj się z jedzeniem na 10–12 godzin przed zabiegiem.</li>
	<li>Znieczulić zwierzę, ułożyć i śródoperacyjnie monitorować parametry życiowe przy użyciu techniki opisanej w kroku 7.2.</li>
	<li>Usuń szwy i ponownie otwórz nacięcie w linii środkowej przez rozwarstwienie, jeśli to możliwe. Unikaj uszkodzenia poprzedniej implantacji podczas sekcji. Odsłonić obustronne RLN poprzez rozwarstwienie. Wyizolować, przeciąć i zespoleć każdy nerw za pomocą monofilamentowych, niewchłanialnych szwów 7-0, aby wywołać obustronny paraliż krtani.</li>
	<li>Przepłukać nacięcie szyi sterylną solą fizjologiczną i antybiotykiem gentamycyny. Zamknij tkanki mięśniowe i podskórne za pomocą szwów wchłanialnych 3-0. Zamknij skórę za pomocą 3-0 niewchłanialnych szwów monofilamentowych.</li>
	<li>Uważnie monitoruj zwierzę aż do pełnego wyzdrowienia po operacji.</li>
	<li>Leki przeciwbólowe (np. buprenorfina: 0,01–0,02 mg/kg) należy podawać rutynowo przez okres do 48 godzin po operacji. Antybiotyki (np. cefpodoksym: 10 mg/kg) należy podawać zwierzęciu doustnie przez co najmniej 3 dni. Ogranicz zwierzę od ćwiczeń przez okres 10 dni, aby umożliwić normalne gojenie się ran.</li>
</ol>
10. Stymulacja nerwów - sesje nagraniowe EMG po obustronnych urazach RLN
<ol>
	<li>Wykonuj te sesje 1 raz w tygodniu przez pierwsze 3 miesiące, a następnie co dwa tygodnie. Postępuj zgodnie z protokołem opisanym w sekcji 8 dla tych sesji.</li>
</ol>

<ol><li>Wikipedia contributors. Electromyography. Wikipedia, The Free Encyclopedia. , Available from: 
 <a target="_blank" href="https://en.wikipedia.org/wiki/Electromyography">https://en.wikipedia.org/wiki/Electromyography</a> (2019).</li>
<li>Zealear, D. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Stimulation+of+denervated+muscle+promotes+selective+reinnervation%2C+prevents+synkinesis%2C+and+restores+function%5BTitle%5D)+AND+%22The+Laryngoscope%22%5BJournal%5D)">Stimulation of denervated muscle promotes selective reinnervation, prevents synkinesis, and restores function.</a> The Laryngoscope. 124 (5), 180-187 (2014).</li>
<li>Gaweł, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Electrodiagnostics%3A+MUNE+and+MUNIX+as+methods+of+estimating+the+number+of+motor+units+-+biomarkers+in+lower+motor+neurone+disease%5BTitle%5D)+AND+%22Neurologia+i+neurochirurgia+polska%22%5BJournal%5D)">Electrodiagnostics: MUNE and MUNIX as methods of estimating the number of motor units - biomarkers in lower motor neurone disease.</a> Neurologia i neurochirurgia polska. 53 (4), 251-257 (2019).</li>
<li>Foerster, G., Mueller, A. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Laryngeal+EMG%3A+Preferential+damage+of+the+posterior+cricoarytenoid+muscle+branches+especially+in+iatrogenic+recurrent+laryngeal+nerve+lesions%5BTitle%5D)+AND+%22Laryngoscope%22%5BJournal%5D)">Laryngeal EMG: Preferential damage of the posterior cricoarytenoid muscle branches especially in iatrogenic recurrent laryngeal nerve lesions.</a> Laryngoscope. 128 (5), 1152-1156 (2018).</li>
<li>Lin, R. J., Smith, L. J., Munin, M. C., Sridharan, S., Rosen, C. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Innervation+status+in+chronic+vocal+fold+paralysis+and+implications+for+laryngeal+reinnervation%5BTitle%5D)+AND+%22Laryngoscope%22%5BJournal%5D)">Innervation status in chronic vocal fold paralysis and implications for laryngeal reinnervation.</a> Laryngoscope. 128 (7), 1628-1633 (2018).</li>
<li>Koh, T. J., Leonard, T. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+implantable+electrical+interface+for+in+vivo+studies+of+the+neuromuscular+system%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neuroscience+Methods%22%5BJournal%5D)">An implantable electrical interface for in vivo studies of the neuromuscular system.</a> Journal of Neuroscience Methods. 70 (1), 27-32 (1996).</li>
<li>Grimonprez, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+Preclinical+Study+of+Laryngeal+Motor-Evoked+Potentials+as+a+Marker+Vagus+Nerve+Activation%5BTitle%5D)+AND+%22International+Journal+of+Neural+Systems%22%5BJournal%5D)">A Preclinical Study of Laryngeal Motor-Evoked Potentials as a Marker Vagus Nerve Activation.</a> International Journal of Neural Systems. 25 (8), 1550034(2015).</li>
<li>Haidar, Y. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Selective+recurrent+laryngeal+nerve+stimulation+using+a+penetrating+electrode+array+in+the+feline+model%5BTitle%5D)+AND+%22The+Laryngoscope%22%5BJournal%5D)">Selective recurrent laryngeal nerve stimulation using a penetrating electrode array in the feline model.</a> The Laryngoscope. 128 (7), 1606-1614 (2018).</li>
<li>Kneisz, L., Unger, E., Lanmüller, H., Mayr, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+Vitro+Testing+of+an+Implantable+Wireless+Telemetry+System+for+Long-Term+Electromyography+Recordings+in+Large+Animals%5BTitle%5D)+AND+%22Artificial+Organs%22%5BJournal%5D)">In Vitro Testing of an Implantable Wireless Telemetry System for Long-Term Electromyography Recordings in Large Animals.</a> Artificial Organs. 39 (10), 897-902 (2015).</li>
<li>Inzelberg, L., Rand, D., Steinberg, S., David-Pur, M., Hanein, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+Wearable+High-Resolution+Facial+Electromyography+for+Long+Term+Recordings+in+Freely+Behaving+Humans%5BTitle%5D)+AND+%22Scientific+Reports%22%5BJournal%5D)">A Wearable High-Resolution Facial Electromyography for Long Term Recordings in Freely Behaving Humans.</a> Scientific Reports. 8 (1), (2018).</li>
<li>Horn, K. M., Pong, M., Batni, S. R., Levy, S. M., Gibson, A. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Functional+specialization+within+the+cat+red+nucleus%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neurophysiology%22%5BJournal%5D)">Functional specialization within the cat red nucleus.</a> Journal of Neurophysiology. 87 (1), 469-477 (2002).</li>
<li>Larson, C. R., Kistler, M. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+relationship+of+periaqueductal+gray+neurons+to+vocalization+and+laryngeal+EMG+in+the+behaving+monkey%5BTitle%5D)+AND+%22Experimental+Brain+Research%22%5BJournal%5D)">The relationship of periaqueductal gray neurons to vocalization and laryngeal EMG in the behaving monkey.</a> Experimental Brain Research. 63 (3), 596-606 (1986).</li>
<li>Zealear, D., Larson, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+Microelectrode+Study+of+Laryngeal+Motoneurons+in+the+Nucleus+Ambiguus+of+the+Awake+Vocalizing+Monkey%5BTitle%5D)+AND+%22Vocal+Fold+Physiology+Volume%22%5BJournal%5D)">A Microelectrode Study of Laryngeal Motoneurons in the Nucleus Ambiguus of the Awake Vocalizing Monkey.</a> Vocal Fold Physiology Volume. 2, 229-238 (1988).</li>
<li>Zealear, D. L., Billante, C. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neurophysiology+of+vocal+fold+paralysis%5BTitle%5D)+AND+%22Otolaryngologic+Clinics+of+North+America%22%5BJournal%5D)">Neurophysiology of vocal fold paralysis.</a> Otolaryngologic Clinics of North America. 37 (1), 1-23 (2004).</li>
<li>Zealear, D. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Electrical+Stimulation+of+a+Denervated+Muscle+Promotes+Selective+Reinnervation+by+Native+Over+Foreign+Motoneurons%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neurophysiology%22%5BJournal%5D)">Electrical Stimulation of a Denervated Muscle Promotes Selective Reinnervation by Native Over Foreign Motoneurons.</a> Journal of Neurophysiology. 87 (4), 2195-2199 (2002).</li>
<li>Insalaco, G., Kuna, S. T., Cibella, F., Villeponteaux, R. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Thyroarytenoid+muscle+activity+during+hypoxia%2C+hypercapnia%2C+and+voluntary+hyperventilation+in+humans%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Applied+Physiology%22%5BJournal%5D)">Thyroarytenoid muscle activity during hypoxia, hypercapnia, and voluntary hyperventilation in humans.</a> Journal of Applied Physiology. 69 (1), 268-273 (1990).</li>
<li>Ludlow, C. L., Van Pelt, F., Koda, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Characteristics+of+Late+Responses+to+Superior+Laryngeal+Nerve+Stimulation+in+Humans%5BTitle%5D)+AND+%22Annals+of+Otology%2C+Rhinology+%26+Laryngology%22%5BJournal%5D)">Characteristics of Late Responses to Superior Laryngeal Nerve Stimulation in Humans.</a> Annals of Otology, Rhinology & Laryngology. 101 (2), 127-134 (1992).</li>
<li>Li, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparison+of+Ventilation+and+Voice+Outcomes+between+Unilateral+Laryngeal+Pacing+and+Unilateral+Cordotomy+for+the+Treatment+of+Bilateral+Vocal+Fold+Paralysis%5BTitle%5D)+AND+%22ORL%22%5BJournal%5D)">Comparison of Ventilation and Voice Outcomes between Unilateral Laryngeal Pacing and Unilateral Cordotomy for the Treatment of Bilateral Vocal Fold Paralysis.</a> ORL. 75 (2), 68-73 (2013).</li>
<li>Mueller, A. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Laryngeal+pacing+for+bilateral+vocal+fold+immobility%5BTitle%5D)+AND+%22Current+Opinion+in+Otolaryngology+%26+Head+and+Neck+Surgery%22%5BJournal%5D)">Laryngeal pacing for bilateral vocal fold immobility.</a> Current Opinion in Otolaryngology & Head and Neck Surgery. 19 (6), 439-443 (2011).</li>
<li>Crumley, R. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Laryngeal+Synkinesis+Revisited%5BTitle%5D)+AND+%22Annals+of+Otology%2C+Rhinology+%26+Laryngology%22%5BJournal%5D)">Laryngeal Synkinesis Revisited.</a> Annals of Otology, Rhinology & Laryngology. 109 (4), 365-371 (2000).</li>
<li>Hydman, J., Mattsson, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Collateral+reinnervation+by+the+superior+laryngeal+nerve+after+recurrent+laryngeal+nerve+injury%5BTitle%5D)+AND+%22Muscle+%26+Nerve%22%5BJournal%5D)">Collateral reinnervation by the superior laryngeal nerve after recurrent laryngeal nerve injury.</a> Muscle & Nerve. 38 (4), 1280-1289 (2008).</li>
<li>Marie, J. P., Navarre, I., Lerosey, Y., Magnier, P., Dehesdin, D., Andrieu Guitrancourt, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Bilateral+laryngeal+movement+disorder+and+synkinesia%3A+value+of+botulism+toxin.+Apropos+of+a+case%5BTitle%5D)+AND+%22Rev+Laryngol+Otol+Rhinol+%28Bord%29%22%5BJournal%5D)">Bilateral laryngeal movement disorder and synkinesia: value of botulism toxin. Apropos of a case.</a> Rev Laryngol Otol Rhinol (Bord). 119 (4), 261-264 (1998).</li>
<li>Zealear, D. L., Billante, C. R., Sant’anna, G. D., Courey, M. S., Netterville, J. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Electrically+stimulated+glottal+opening+combined+with+adductor+muscle+botox+blockade+restores+both+ventilation+and+voice+in+a+patient+with+bilateral+laryngeal+paralysis%5BTitle%5D)+AND+%22Annals+of+Otology%2C+Rhinology+and+Laryngology%22%5BJournal%5D)">Electrically stimulated glottal opening combined with adductor muscle botox blockade restores both ventilation and voice in a patient with bilateral laryngeal paralysis.</a> Annals of Otology, Rhinology and Laryngology. 111 (6), 500-506 (2002).</li>
<li>Zealear, D. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Reanimation+of+the+paralyzed+human+larynx+with+an+implantable+electrical+stimulation+device%5BTitle%5D)+AND+%22Laryngoscope%22%5BJournal%5D)">Reanimation of the paralyzed human larynx with an implantable electrical stimulation device.</a> Laryngoscope. 113 (7), 1149-1156 (2003).</li>
<li>Mueller, A. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Laryngeal+pacing+via+an+implantable+stimulator+for+the+rehabilitation+of+subjects+suffering+from+bilateral+vocal+fold+paralysis%3A+A+prospective+first-in-human+study%5BTitle%5D)+AND+%22Laryngoscope%22%5BJournal%5D)">Laryngeal pacing via an implantable stimulator for the rehabilitation of subjects suffering from bilateral vocal fold paralysis: A prospective first-in-human study.</a> Laryngoscope. 126 (8), 1810-1816 (2016).</li>
<li>Li, Y., Garrett, G., Zealear, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Current+Treatment+Options+for+Bilateral+Vocal+Fold+Paralysis%3A+A+State-of-the-Art+Review%5BTitle%5D)+AND+%22Clinical+and+Experimental+Otorhinolaryngology%22%5BJournal%5D)">Current Treatment Options for Bilateral Vocal Fold Paralysis: A State-of-the-Art Review.</a> Clinical and Experimental Otorhinolaryngology. 10 (3), 203-212 (2017).</li>
<li>Li, Y., Huang, S., Zealear, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+implantable+system+for+In+Vivo+chronic+electromyographic+study+in+the+larynx%5BTitle%5D)+AND+%22Muscle+%26+Nerve%22%5BJournal%5D)">An implantable system for In Vivo chronic electromyographic study in the larynx.</a> Muscle & Nerve. 55 (5), 706-714 (2017).</li>
<li>Connor, N. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Tongue+muscle+plasticity+following+hypoglossal+nerve+stimulation+in+aged+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Muscle+%26+Nerve%22%5BJournal%5D)">Tongue muscle plasticity following hypoglossal nerve stimulation in aged rats.</a> Muscle & Nerve. 47 (2), 230-240 (2013).</li>
</ol>

Dr David Zealear wprowadza na rynek tę wszczepialną technologię stymulacji nerwów i EMG dla różnych układów nerwowo-mięśniowych i modeli zwierzęcych.

W artykule opisano etapy wymagane do wytworzenia nowatorskiego, ekonomicznego i wszczepialnego systemu do stymulacji nerwów krtaniowych i rejestracji odpowiedzi EMG mięśni krtani w długim okresie. Protokół jest nieskomplikowany i pozwala na uzyskanie implantu, który jest wystarczająco kompaktowy, aby można go było zastosować u zwierzęcia tak małego jak szczur. Istnieje kilka krytycznych kroków, na które należy zwrócić uwagę. Po pierwsze, przewody ołowiane powinny być zwijane ostrożnie i równomiernie, aby zapobiec odizolowaniu, załamaniu lub pęknięciu ołowiu. Jeśli zwijarka nie jest dostępna, prefabrykowane zwijacze przewodów można uzyskać komercyjnie. Po drugie, strategia wkładania przewodów ołowianych do silikonowej rurki w celu utworzenia litery "V", która znajduje się okrakiem na nerwie, ma kluczowe znaczenie dla promowania dostarczania prądu przez nerw wewnątrz mankietu. Jeśli oba przewody są umieszczone po tej samej stronie rury, może dojść do bocznikowania prądu między elektrodami. Ważne jest również, aby przewody były umieszczone przy wewnętrznej ściance rurki, aby uniknąć możliwości uszkodzenia nerwu przez przecięcie.
Po trzecie, podczas zabiegu implantacji nerwy krtaniowe powinny być dokładnie wypreparowane, aby zapobiec uszkodzeniu. W późniejszym etapie implantacji, podczas wkładania kołków do pojemnika, należy przyłożyć siłę do kołka w linii do jego otworu, aby zapobiec nagłemu wygięciu główki szpilki. Następnie cement kostny powinien być dokładnie rozprowadzony na dnie pojemnika, aby uzyskać pełną izolację i zapobiec przesłuchom między kanałami. Wreszcie, zapobieganie infekcjom ma kluczowe znaczenie dla zapewnienia integralności systemu implantologicznego w miarę upływu czasu. Można to osiągnąć poprzez kombinację kilku manewrów: dodanie fartucha do pojemnika, podawanie antybiotyków, codzienne czyszczenie rany i pojemnika roztworem antyseptycznym kompatybilnym z tkankami oraz umieszczanie atrap męskich szpilek w żeńskich szpilkach pojemnika, aby utrzymać je w czystości z zanieczyszczeń między sesjami.
Protokół okazał się skuteczny w tym modelu krtani psa. Jednak pewne modyfikacje lub alternatywne strategie mogą być brane pod uwagę w innych zastosowaniach. Na przykład odizolowane końcówki czujnikowe elektrod EMG PCA i TA-LCA są zakotwiczone w mięśniach za pomocą środków zewnętrznych - albo przeszczepu poliestrowego, albo elektrody DBS. W zastosowaniach, w których kotwienie zewnętrzne nie jest potrzebne ani wykonywane, sam zadzior elektrody może służyć jako kotwica. W takim przypadku drut monofilamentowy pokryty teflonem ze stali nierdzewnej może być lepszy niż drut wielowłókienkowy ze względu na jego większą wytrzymałość na rozciąganie, zapewniając zadzior, który jest bardziej stabilny w tkance. Należy jednak zauważyć, że druty wielożyłowe mogą być mniej podatne na pękanie. Alternatywną strategią wytwarzania i montażu pojemnika typu skin jest drukowanie 3D przy użyciu biokompatybilnych polimerów (np. MED610 firmy Stratasys). Może to uprościć proces produkcyjny.
Po operacji implantacji i powrocie do zdrowia zwierzęcia przeprowadza się sesje fizjologiczne z nienaruszonymi RLN w celu uzyskania danych wyjściowych. Podczas sesji może wystąpić brak sygnałów EMG z mięśnia krtani po stymulacji RLN. Aby usunąć przyczynę (Tabela 1), należy najpierw ustalić, czy występuje ruch fałdów głosowych. Jeśli jest obecny, oznacza to, że nerw jest skutecznie aktywowany przez mankiet, ale występuje problem z odprowadzeniem EMG. W takiej sytuacji użytkownicy powinni dokładniej przyjrzeć się artefaktowi bodźca EMG. Jeśli artefakt EMG jest nieobecny, prawdopodobnie występuje nieciągłość w wejściu EMG do przedwzmacniacza. Hałas sześćdziesięciocyklowy również będzie obecny i będzie miał dużą amplitudę. Jeśli artefakt jest duży, przesunięcie od pinu bodźca do pinu nagrywającego może być odpowiedzialne za nasycenie przedwzmacniacza kanałowego i zatarcie odpowiedzi EMG. Jeśli artefakt jest normalny, oznacza to, że przewód EMG prawdopodobnie zwichnął się z mięśnia i nie może wykryć jego aktywności. Z drugiej strony, jeśli ruch fałdu głosowego jest nieobecny, nerw nie jest aktywowany. Jeśli artefakt jest nieobecny, może wystąpić przerwa w obwodzie stymulacji, uniemożliwiająca aktywację nerwów. Jeśli artefakt wydaje się normalny, nerw mógł zostać uszkodzony podczas operacji wszczepienia implantu lub mankiet mógł migrować z nerwu. Podobną strategię można zastosować do rozwiązywania problemów związanych z przyczyną braku sygnałów EMG podczas stymulacji SLN.
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Pobudzony nerw</td>
			<td>Mięsień (mięśnie) docelowy</td>
			<td>Ipsilateralny ruch fałdów głosowych</td>
			<td>Artefakt bodźca</td>
			<td>Powoduje</td>
		</tr>
		<tr>
			<td rowspan="5">RLN (Język angielski)</td>
			<td rowspan="5">PCA i/lub TA-LCA</td>
			<td rowspan="3">Tak</td>
			<td>Brak (obecny hałas w 60 cyklach)</td>
			<td>Brak ciągłości w wejściu EMG do przedwzmacniacza (np. przewód, pin, kabel);</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Duży</td>
			<td>Przesłuch między stimem a pinami nagrywającymi w gnieździe</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Normalny</td>
			<td>Zwichnięcie elektrody EMG</td>
		</tr>
		<tr>
			<td rowspan="2">Nie</td>
			<td>Nieobecny</td>
			<td>Brak ciągłości w obwodzie stymulacji</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Normalny</td>
			<td>1. Kontuzja RLN; 2. Zwichnięcie mankietu</td>
		</tr>
		<tr>
			<td rowspan="5">SLN (S.A</td>
			<td rowspan="5">TA-LCA (Ciąg TA-LCA)</td>
			<td rowspan="3">Tak</td>
			<td>Brak (obecny hałas w 60 cyklach)</td>
			<td>Brak ciągłości w wejściu EMG do przedwzmacniacza (np. przewód, pin, kabel);</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Duży</td>
			<td>Przesłuch między stimem a pinami nagrywającymi w gnieździe</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Normalny</td>
			<td>Zwichnięcie elektrody EMG</td>
		</tr>
		<tr>
			<td rowspan="2">Nie</td>
			<td>Nieobecny</td>
			<td>Brak ciągłości w obwodzie stymulacji</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Normalny</td>
			<td>uraz 1. SLN lub RLN; 2. Zwichnięcie mankietu</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>
Tabela 1: Przewodnik rozwiązywania problemów.
Należy wspomnieć, że istnieją dwa drobne ograniczenia w obecnym zastosowaniu tej technologii. Po pierwsze, w kilku przypadkach wystąpiło nagłe wygięcie kołka żeńskiego podczas wkładania do pojemnika. Na szczęście kołki można z powodzeniem wyprostować i włożyć do ich otworów. Jeśli uszkodzenie pinu jest nieodwracalne, należy wymienić przewód i cały jego element. Dlatego elementy zapasowe powinny być łatwo dostępne przed operacją. Po drugie, czas potrzebny do wykonania implantacji chirurgicznej jest długi (~10 h). Długi czas trwania częściowo odzwierciedla dużą liczbę komponentów stymulujących i kodujących wymaganych w tym badaniu: cztery nerwy, cztery mięśnie, pojemnik i IPG. Jeśli przy użyciu tej technologii wymagana jest mniejsza liczba komponentów, czas implantacji powinien zostać znacznie skrócony (np. model językaszczura 28).
Takie podejście technologiczne wprowadza kilka cech, które mają przewagę nad istniejącymi metodami. Zwijanie drutów ołowianych jest najbardziej nowatorską i najważniejszą cechą tego systemu. Zwijane przewody nie są powszechnie dostępne do niekomercyjnych eksperymentów na zwierzętach, pomimo wielu korzyści, jakie zapewniają. Zwinięty przewód może zostać rozszerzony do żądanej długości podczas implantacji. Co więcej, będzie się rozciągać w obudzonym, poruszającym się zwierzęciu, aby zapobiec przemieszczeniu końcówki elektrody lub pęknięciu drutu po implantacji. Ta cecha zapewnia długowieczność implantu oraz stabilną stymulację nerwów i zapis mięśni przez długi czas. Co więcej, dodanie kompatybilnej tkankowo osłony wokół pojemnika zapobiega narażeniu rany na to ciało obce i wspomaga normalne zwłóknienie i gojenie się ran przy braku infekcji. Wcześniejsze badania bez tej spódnicy skutkowały wczesnym zakażeniem i przedwczesnym zakończeniem eksperymentu. Wreszcie, ten system implantologiczny jest kompaktowy i wielokanałowy, co pozwala na efektywne pozyskiwanie danych z wielu struktur nerwowo-mięśniowych w modelach zwierzęcych o różnej wielkości.
To podejście techniczne zostało zaadaptowane i z powodzeniem przełożone na model szczura. Badanie to miało na celu zbadanie wpływu kondycjonowania elektrycznego na zapobieganie atrofii i dysfunkcji mięśni języka u starzejącego się szczura. Nerwy podjęzykowe wszczepiono za pomocą elektrod mankietowych w celu kondycjonowania, a językowi wszczepiono elektrody rejestrujące EMG28. Technologia ta może być również wykorzystana w innych zastosowaniach badawczych. Jako rozszerzenie obecnego protokołu w krtani psów, wpływ warunkowania elektrycznego na promowanie selektywnego unerwienia jest obecnie badany w mięśniach twarzy królika. Badanie to może stanowić podstawę do zapobiegania synkinezie twarzy u pacjentów z porażeniem Bella, powszechnym i wyniszczającym stanem chorobowym. Ostatnim potencjalnym zastosowaniem tej technologii jest stymulowanie i rejestrowanie ze wzbudzonych, swobodnie poruszających się zwierząt. Obecnie takie dane uzyskano za pomocą zewnętrznego kabla od obudzonych, nieskrępowanych szczurów28. W przyszłości ten ekonomiczny system może być również połączony z technologią zdalnego rejestrowania i stymulacji (np. telemetrii) w celu bezprzewodowej aktywacji lub sondowania układów nerwowo-mięśniowych.

Rejestracja EMG jest użyteczną techniką pomiaru aktywności elektrycznej wytwarzanej przez mięsień szkieletowy podczas jego aktywacji poprzez stymulację elektryczną nerwu lub spontaniczną aktywność jednostek motorycznych. Monitorowanie sygnałów EMG może być wykorzystywane do oceny przekaźnictwa nerwowo-mięśniowego oraz biomechaniki mięśni1. Rejestracja EMG odgrywa również istotną rolę w charakteryzacji jakości i zakresu reinerwacji mięśni po uszkodzeniu nerwu2,3,4,5. Jednakże wielokrotnych rejestracji EMG w całym okresie reinerwacji nie da się przeprowadzić za pomocą metody inwazyjnej. Dlatego zaprojektowano i opracowano urządzenia implantowalne do powtarzalnej, przewlekłej stymulacji i rejestracji w układach nerwowo-mięśniowych6,7,8,9,10,11,12,13. Celem niniejszej pracy jest opisanie protokołu wytwarzania i implantacji stabilnego systemu do pozyskiwania wiarygodnych chronologicznych danych EMG z krtani.
Niniejszy system został zastosowany w badaniu reinnervacji mięśni krtani. W celu orientacji przedstawiono krótki opis krtani (Rysunek 1). Precyzyjna koordynacja między komponentami czuciowymi a ruchowymi jest niezbędna dla prawidłowego ruchu mięśni podczas oddychania, fonacji oraz ochrony dróg oddechowych. Mięsień PCA, znajdujący się w tylnej części krtani, jest jedynym odwodzącym mięśniem fałdy głosowej. Mięsień ten jest aktywowany spontanicznie podczas wdechu, aby zwiększyć powierzchnię głośni dla wdychanego powietrza. Kompleks TA-LCA jest głównym przywodzącym mięśniem fałdy głosowej. Aktywacja tego kompleksu mięśniowego wraz z innym mięśniem przywodzącym (tj. mięśniem międzyarytenoidalnym) powoduje przyprzyśrodkowe przemieszczenie fałdy w celu wibracji i produkcji dźwięku oraz zamknięcie fałdy dla ochrony dróg oddechowych podczas połykania.
Ponadto włókna neuronów ruchowych unerwiają zarówno mięśnie odwodzące, jak i przywodzące w RLN. Mięśnie odwodzące i przywodzące można odróżnić na podstawie składu jednostek motorycznych14,15. Mięsień PCA wykazuje zwiększoną aktywność podczas warunków hiperkapnicznych i/lub hipoksycznych16 ze względu na obecność inspiracyjnych jednostek motorycznych. Z kolei jednostki motoryczne odruchowego zamknięcia głośni (RGC), które odruchowo zamykają głośnię poprzez aktywację receptorów sensorycznych w błonie śluzowej krtani, występują w kompleksie mięśni TA-LCA>. Wewnętrzna gałąź nerwu krtaniowego górnego (SLN) przewodzi włókna aferentne receptorów sensorycznych w krtani17. Choć fonacja jest przede wszystkim funkcją przywodzącą, w tym wysoko rozwiniętym zachowaniu krtani uczestniczą zarówno odwodzące, jak i przywodzące jednostki motoryczne.
<img alt="Schemat stymulacji nerwu krtaniowego, pokazujący elektrody na SLN, RLN i mięśniach PCA w badaniu krtani." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/60345/60345fig1.jpg" data-altupdatedat="1788250015000" data-alt="Rycina 1"> 
Rycina 1: Anatomia krtani. Przedstawiono również komponenty tego systemu implantowalnego. SLN = górny nerw krtaniowy; RLN = wsteczny nerw krtaniowy; PCA = mięsień pierścienno-tarczycowy tylny; TA-LCA = kompleks mięśnia tarczycowo-nalewkowego i mięśnia pierścienno-nalewkowego bocznego; DBS = głęboka stymulacja mózgu. Rycina została powielona za zgodą wydawnictwa Wiley27. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/60345/60345fig1large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.</a>
Uszkodzenie RLN może prowadzić do porażenia fałdów głosowych (VFP), co upośledza funkcje odwodzenia i przywodzenia na skutek denerwacji mięśni krtani14,18,19. W następstwie często dochodzi do regeneracji włókien nerwowych RLN i reinnervacji mięśni. Reinnervacja jest jednak procesem przypadkowym i w większości przypadków prowadzi do błędnego, nieprawidłowego połączenia mięśniowego. Zjawisko to określa się mianem synkinezy, w której spontaniczna aktywacja antagonistycznych mięśni odwodzących i przywodzących jest zaburzona, co wywołuje nieefektywny, a nawet paradoksalny ruch fałdów głosowych14,19,20,21. W przebiegu synkinezy utracona zostaje krytyczna funkcja odwodzenia fałdów głosowych, co skutkuje niewystarczającą wentylacją. Choć podejmowane są próby leczenia synkinezy krtani poprzez 1) blokowanie zamknięcia głośni za pomocą Botoxu22,23 lub 2) elektryczną stymulację otwarcia głośni za pomocą wszczepialnego stymulatora24,25, nie istnieje interwencja kliniczna, która niezawodnie zapobiega synkinezie26. Istnieją jednak dowody na to, że niskoczęstotliwościowe warunkowanie elektryczne mięśnia PCA podczas reinnervacji sprzyja prawidłowemu połączeniu nerwowo-mięśniowemu i minimalizuje występowanie synkinezy. Obecnie prowadzone są badania mające na celu wyjaśnienie leżących u podstaw tego zjawiska mechanizmów2.
Celem niniejszej pracy jest opis prostego i niedrogiego systemu implantowalnego do chronicznej stymulacji nerwów i rejestracji EMG. System ten może być wykorzystany do badania wpływu niskoczęstotliwościowego warunkowania elektrycznego mięśnia PCA na specyficzność jego późniejszej reinnerwacji. Sygnały EMG uzyskane za pomocą tego systemu mogą odzwierciedlać jakość i stopień reinnerwacji mięśni krtani w czasie.

<table><tbody><tr>Igła podskórna BD <td>305175 o</td><td></td> <td>rozmiarze 20 G x 1" 23 G x 1" Igła</td><td></td></tr><tr><td>podskórna</td><td>BD</td><td>305145</td><td></td></tr><tr><td>25 G x 1" Igła podskórna</td><td>BD</td><td>305125</td><td></td></tr><tr><td>3-0 szwy wchłanialne, COATED VICRYL</td><td>Ethicon</td><td>J219H</td><td></td></tr><tr><td>3-0 monofilament, szwy niewchłanialne, Prolene</td><td>Ethicon</td><td>8684G</td><td></td></tr><tr><td>4-0 monofilament, szwy niewchłanialne, Prolene</td><td>Ethicon</td><td>8871H</td><td></td></tr><tr><td>6-0 monofilament, niewchłanialny stożkowy szew igłowy, Prolene</td><td>Ethicon</td><td>8805</td><td></td></tr><tr><td>7-0 monofilament, szwy niewchłanialne, Prolene</td><td>Ethicon</td><td>M8735</td><td></td></tr><tr><td>Klej silikonowy rozpuszczalnik-heksametydisiloksan 98%</td><td>kod ACROS</td><td>194790100</td><td>do rozcieńczania kleju modalnego silikon</td></tr><tr><td>Cement kostny</td><td>Zimmer</td><td>1102-16</td><td>20g proszek 10 ml płyn</td></tr><tr><td>Buprenorfina (Buprenex, ampułki 1 mLl)</td><td>Reckitt Benckiser Healthcare (UK) Ltd</td><td>12496-0757-1</td><td></td></tr><tr><td>Kamera wideo CCD podłączona do endoskopu</td><td>Sony</td><td>MCC500MD</td><td></td></tr><tr><td>Cefpodoksym (tabletki Simplicef 100 mg)</td><td>Zoetis</td><td>5228</td><td></td></tr><tr><td>Urządzenie do akwizycji danych, PowerLab 16/35</td><td>ADInstruments, Inc</td><td>5761-E</td><td></td></tr><tr><td>Elektrody do głębokiej stymulacji mózgu (DBS)</td><td>Oscyloskop cyfrowy Abbott</td><td>6172ANS</td><td></td></tr><tr><td></td><td>Tektronix</td><td>DPO71304SX</td><td></td></tr><tr><td>Wszczepialny generator impulsów (IPG), Infinity</td><td>Abbott</td><td>6660ANS</td><td></td></tr><tr><td>Dzianinowy przeszczep poliestrowy</td><td>Meadox Medical Inc</td><td>92220</td><td>o średnicy 20 mm</td></tr><tr><td>Mikrorurki z polietylenu klasy medycznej</td><td>Amazon.com</td><td>BB31695-PE / 13-10</td><td>OD 0,156 ", ID 0,094 "</td></tr><tr><td>Metalowy pin żeński</td><td>Allied Electronics & Automatyzacja</td><td>220-S02-100</td><td></td></tr><tr><td>Metalowy męski pin</td><td>CDM elektronika</td><td>220-p02-1</td><td></td></tr><tr><td>Prefabrykowane zwijane przewody</td><td>Innowacje medyczne Inc.</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Silastic Laboratory Rurki</td><td>Cole-Parmer</td><td>2415569</td><td>OD 0,125 ", ID 0,062"</td></tr> <tr><td>Silastic Medical Adhesive Silikonowy</td><td>Dow corning</td><td>Typ A, 2 uncje</td><td></td></tr><tr><td>drutu monofilamentowego ze stali nierdzewnej</td><td>Harris Products Group</td><td>typ 316</td><td>0,008 "(powlekany), 0,005" (goły)</td></tr> <tr><td>Sterylny jednorazowy dziurkacz do biopsji (4 mm)</td> <td>Sklar Instruments</td><td>96-1146</td><td></td></tr><tr><td>Łącznik paskowy</td><td>CDM electronics</td><td>2,6 x 11,6 x 101,5 mm</td><td>jednorzędowy, okrągły, przewlekany</td></tr><tr><td>Wielonitkowy drut ze stali nierdzewnej pokryty teflonem</td><td>Medwire</td><td>Część 316, ss7/44T</td><td></td></tr><tr><td>Kombinacja Tiletaminy i Zolazepamu, Telazol - 5 ml</td><td>Zoetis</td><td>004866</td><td></td></tr><tr><td>Kompatybilny tkankowo roztwór antyseptyczny, Nolvasan - 1 galon</td><td>Zoetis</td><td>540561</td><td></td></tr><tr><td>Endoskop sztywny zerowego stopnia</td><td>Karl Storz</td><td>8712AA</td><td></td></tr></tbody></table>

wszczepialny system do przewlekłej elektromiografii in vivo

An Implantable System For Chronic In Vivo Electromyography

Elektromiografia (EMG) mierzy reakcję mięśni na stymulację elektryczną lub spontaniczną aktywność jednostek motorycznych i odgrywa ważną rolę w ocenie funkcji nerwowo-mięśniowej. Przewlekły zapis aktywności EMG odzwierciedlającej stan unerwienia mięśnia po uszkodzeniu nerwu został ograniczony ze względu na inwazyjny charakter tradycyjnych technik zapisu EMG. W związku z tym system wszczepialny jest przeznaczony do długotrwałego zapisu EMG in vivo i stymulacji nerwów. Został zastosowany i przetestowany w badaniu nad reinerwacją mięśni krtani. System ten składa się z 1) dwóch dwubiegunowych mankietów nerwowych elektrod i przewodów do stymulacji każdego z dwóch nerwów: nerwu krtaniowego wstecznego (RLN) i wewnętrznej gałęzi nerwu krtaniowego górnego (SLN); 2) dwie elektrody rejestrujące EMG i przewody dla każdego z dwóch mięśni krtani: mięśnia pierściennego tylnego (PCA) i kompleksu mięśni krściennych tarczycy (TA-LCA); oraz 3) gniazdo skin łączące wszystkie wszczepione zaciski ołowiowe z zewnętrznym przedwzmacniaczem nagrywającym i stymulatorem za pomocą połączeniowego. Przewody są pokryte teflonem, wielowłókienkowe, ze stali nierdzewnej typu 316. Są zwinięte i mogą rozciągać się podczas ruchu ciała obudzonego zwierzęcia, aby zapobiec pękaniu ołowiu i migracji elektrod. System ten jest wszczepiany podczas operacji aseptycznej. Następnie wykonuje się wyjściowe zapisy EMG przed przecięciem RLN podczas drugiej operacji w celu zbadania reinnerwacji mięśni. W trakcie badania przeprowadza się wiele sesji fizjologicznych u znieczulonego zwierzęcia w celu uzyskania wywołanej i spontanicznej aktywności EMG, która odzwierciedla stan unerwienia mięśni krtani. System jest kompaktowy, wolny od infekcji w trakcie badania i bardzo trwały. Ten wszczepialny system może stanowić niezawodną platformę do badań, w których wymagane jest długotrwałe nagrywanie lub stymulacja nerwów u znieczulonego lub swobodnie poruszającego się zwierzęcia.

Przykłady komponentów przedstawiono w Rycina 2Od lewej do prawej w Rysunek 2A to odpowiednio mankiet stymulujący nerw, elektroda rejestrująca TA-LCA, elektroda rejestrująca PCA oraz gniazdo interfejsu skórnego. Można zauważyć względną wielkość tych komponentów. Gniazdo skórne (Rycina 2B) posiada dwa rzędy otworów, w których znajdują się gniazda pinów znajdujące się na końcach każdego zwoju drutu (Rycina 2D) zostają wprowadzone. Są one wprowadzane naprzeciwko płyty czołowej (strzałka) podczas operacji implantacji. Gniazdo posiada poliestrową obwódkę (Rysunek 2C) przymocowana do ścianek bocznych złącza. Kołnierz ten został zaprojektowany w celu zakotwiczenia gniazda w określonej pozycji poprzez infiltrację tkanką łączną. Każdy pokryty teflonem przewód EMG ze stali nierdzewnej (Rysunek 2E) zostaje odizolowana (5 mm) na końcu w celu utworzenia elektrody w kształcie haczyka do rejestracji aktywności mięśniowej. Mankiet stymulujący posiada dwie elektrody wmontowane w wewnętrzną ściankę mankietu. Są one oddalone od siebie o 2 mm (Rysunek 2F) i utworzyć kształt litery „V” (Rysunek 2G) aby zapewnić dopływ prądu przez nerw.
<img alt="Prototypy wyrobów medycznych z linijką, komponenty cewnika, schematy implantów, szczegóły montażu." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/60345/60345fig2.jpg" data-altupdatedat="1788250015000" data-alt="Rycina 2"> 
Rycina 2: Komponenty systemu implantów. (A) Od lewej do prawej: mankiet stymulujący nerw, elektroda rejestrująca TA-LCA, elektroda rejestrująca PCA oraz gniazdo interfejsu skórnego. (B) Gniazdo skórne z dwoma rzędami otworów. (C) Gniazdo z poliestrową osłoną przymocowaną do ścian bocznych złącza. (D) Zwojowy przewód zawierający piny żeńskie do włożenia do B. (E) Pokryty teflonem przewód EMG ze stali nierdzewnej, odizolowany (5 mm) na końcówce w celu utworzenia elektrody w kształcie haczyka do rejestracji aktywności mięśniowej. (F) Mankiet stymulujący posiada dwie elektrody wszyte w wewnętrzną ściankę mankietu, oddalone od siebie o 2 mm. (G) Formowanie elektrod w kształt litery „V” w celu zapewnienia doprowadzenia prądu przez nerw. Rycina została zmodyfikowana za zgodą27. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/60345/60345fig2large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.</a>
Rysunek 3 przedstawia zaimplantowany gniazdo skóry oraz sposób podłączenia kabla z zewnętrznego urządzenia do gniazd. Należy zauważyć, że w gniazdach żeńskich umieszczone są atrapy pinów męskich (niewidoczne na rysunku), aby zapobiec przedostawaniu się zanieczyszczeń pomiędzy sesjami rejestracji.
<img alt="Implanty interfejsu neuronalnego u zwierząt; układ eksperymentalny w neuronauce; połączenia elektrod." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/60345/60345fig3.jpg" data-altupdatedat="1788250015000" data-alt="Rycina 3"> 
Rycina 3: Gniazdo skórne i kabel interfejsu. (A) Przedstawiono zaimplantowane gniazdo skórne na przedniej części szyi bez pozornych pinów męskich. (B) Obraz przedstawia sposób podłączenia pinów stymulujących oraz wtyczki do zapisu EMG (strzałka) kabla z urządzenia zewnętrznego do gniazda podczas sesji stymulacji nerwu i zapisu EMG. Rycina została zmodyfikowana za zgodą autora27. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/60345/60345fig3large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.</a>
Rycina 4 przedstawia zapis EMG z jednej z sesji bazowych z nienaruszonymi RLN.
<img alt="Wykresy sygnałów elektrofizjologicznych; napięcie względem czasu; potencjały czynnościowe w badaniach neuronalnych; analiza danych." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/60345/60345fig4.jpg" data-altupdatedat="1788250015000" data-alt="Rycina 4"> 
Rycina 4: Rejestry EMG z mięśni krtani z prawidłową unerwieniem. (A) Przykładowy zapis z mięśnia PCA, w którym stymulacja RLN wywołuje artefakt stymulacji (strzałka), po którym następuje duży wywołany potencjał EMG. (B) Przykładowy zapis z kompleksu mięśniowego TA-LCA, w którym stymulacja SLN wywołuje artefakt stymulacji (strzałka). Przedstawiono tutaj (a) krótkolatencyjną monosynaptyczną odpowiedź mięśniową oraz (b) dłuższolatencyjną polisynaptyczną odpowiedź RGC. (C) Salwy (strzałki) spontanicznej aktywności EMG zarejestrowane z mięśnia PCA podczas normalnych wdechów. (D) Wzrost inspiracyjnej aktywności EMG w czasie podawania CO2. Rycina została zmodyfikowana za zgodą27. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/60345/60345fig4large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.</a>
W zapisie z mięśnia PCA (Rysunek 4A), stymulacja RLN wywołuje artefakt stymulacyjny (strzałka), po którym następuje duży potencjał EMG wywołany stymulacją. Maksymalne odpowiedzi wywołane stymulacją RLN stanowią dobry wskaźnik ogólnej wielkości prawidłowego unerwienia, jak również stopnia reinnerwacji po późniejszej neurorrafii, niezależnie od typu jednostki motorycznej. Wynika to z faktu, że RLN zawiera włókna nerwowe zarówno jednostek motorycznych wdechowych, jak i odruchowego zamknięcia głośni (RGC). Stymulacja RLN aktywuje oba typy jednostek. Aktywność jednostek motorycznych w EMG wywołanym stymulacją jest prostowana i całkowana w okresie 20 ms w celu uzyskania ilościowego pomiaru unerwienia mięśnia.
W zapisie z kompleksu mięśniowego TA-LCA (Rysunek 4B), stymulacja SLN wywołuje artefakt bodźca (strzałka). Za artefaktem następuje monosynaptyczna odpowiedź mięśniowa o krótkim opóźnieniu (a) oraz polisynaptyczna odpowiedź RGC o dłuższym opóźnieniu (b). Potencjał (a) jest bezpośrednią odpowiedzią mięśnia pierścienno-tarczowego, ponieważ mięsień ten jest unerwiony przez pobliski gałąź zewnętrzną SLN. Przypadkowa aktywacja tej gałęzi często występuje podczas stymulacji mankietowej gałęzi wewnętrznej w celu wywołania odpowiedzi RGC. Potencjał mięśnia pierścienno-tarczowego jest rejestrowany przez elektrodę TA-LCA, ponieważ mięsień ten znajduje się w pobliżu kompleksu. Wcześniejsze badania wykazały, że potencjał mięśnia pierścienno-tarczowego wywołany stymulacją gałęzi wewnętrznej może zostać selektywnie zniesiony poprzez przecięcie gałęzi zewnętrznej SLN (Zealear, niepublikowane obserwacje). Maksymalne odpowiedzi EMG wywołane przez SLN odzwierciedlają stopień naturalnego unerwienia kompleksu TA-LCA poprzez jego sensoryczno-motoryczną drogę RGC. Przed neurorrafią RLN w mięśniu PCA nie występuje unerwienie RGC, zatem w tym mięśniu nie powinien być wykrywany potencjał SLN. Po przecięciu i naprawie nerwu, potencjały wywołane przez SLN odzwierciedlają stopień prawidłowej reinnerwacji kompleksu TA-LCA przez RGC oraz nieprawidłowej reinnerwacji mięśnia PCA przez RGC. Aktywność RGC jest kwantyfikowana poprzez prostowanie i całkowanie w okresie 20 ms, aby uchwycić cały kształt fali RGC.
Na (Rycynie 4C) zarejestrowano serie (strzałki) spontanicznej aktywności EMG z mięśnia PCA podczas normalnych wdechów. Ta inspiracyjna aktywność EMG wzrasta w miarę podawania CO2, co pokazano na (Rycynie 4D) przy mniejszej prędkości przesuwu. Spontaniczna aktywność EMG mięśnia PCA stanowi dobrą ocenę stopnia normalnego unerwienia tego mięśnia przez jego pierwotne inspiracyjne motoneurony. Kompleks TA-LCA nie wykazuje unerwienia inspiracyjnego, zatem w tych mięśniach nie powinny być wykrywane potencjały inspiracyjne. Wynika to z faktu, że u znieczulonego zwierzęcia w odwodzeniu fałdu głosowego przy maksymalnym wysiłku wdechowym biorą udział wyłącznie inspiracyjne jednostki motoryczne. Po przecięciu i naprawie nerwu spontaniczne potencjały inspiracyjne odzwierciedlają stopień prawidłowej reinnerwacji mięśnia PCA oraz stopień nieprawidłowej reinnerwacji kompleksu TA-LCA. Rejestry inspiracyjnej aktywności EMG są wzmacniane, prostowane i całkowane w okresie czasu 8 s.

Prezentowany tutaj jest protokół produkcji wszczepialnego systemu do chronologicznego zapisu in vivo wywołanych i spontanicznych potencjałów elektromiograficznych. System jest stosowany do badania unerwienia mięśni krtani po uszkodzeniu nerwów.

Wszczepialny system do przewlekłej elektromiografii in vivo

Electromyography (EMG) measures the muscle response to electrical stimulation or spontaneous activity of motor units and plays an important role in ...

System ten może być wykorzystany do produkcji prostego, ekonomicznego i wszczepialnego systemu do długotrwałego rejestrowania wywołanych lub spontanicznych potencjałów elektromiograficznych. Główną zaletą tego systemu w porównaniu z konwencjonalnymi przewlekłymi systemami rejestracji EMG jest to, że przewody są zwinięte i są odporne na pęknięcia lub zakłócenia u wybudzonego, poruszającego się zwierzęcia. Głównym zastosowaniem tej techniki jest zbadanie specyfiki renowacji mięśni krtani w obecności terapii kondycjonowania elektrycznego w celu uniknięcia synkinezy.Technologia ta może być również stosowana w innych układach nerwowo-mięśniowych, dla których potrzebna jest przewlekła stymulacja nerwów i/lub zapis EMG u obudzonych poruszających się zwierząt. Procedurę przedstawi Shan Huang, adiunkt otolaryngologii w moim laboratorium. Przed przygotowaniem mankietu elektrody stymulacyjnej RLN należy przyciąć 170-centymetrowy drut ze stali nierdzewnej typu 316 pokryty teflonem dla każdego mankietu i użyć urządzenia zwijającego do zwijania drutów w sprężyny o długości 12 centymetrów.W razie potrzeby rozciągnij sprężynę, aby zwiększyć jej długość dla każdego miejsca implantu. Pozostaw trzy milimetry jednego końca i 10 milimetrów drugiego końca każdego zwiniętego przewodu prosto i odizoluj każdy koniec. Następnie pozłacaną miedzianą żyłkę żeńską do trzymilimetrowego końca każdego zwiniętego przewodu.Aby przygotować mankiet nerwowy, wytnij pięciomilimetrowy odcinek silikonowej rurki z rolki rurki. Pod mikroskopem operacyjnym użyj igły podskórnej o rozmiarze 25, aby przebić ściankę rurki 1,5 milimetra od końca i poza środkiem w pobliżu ściany wewnętrznej. Zasyp 10-milimetrowy koniec jednego przewodu do końcówki igły i wyjmij igłę, aby zdeponować odizolowaną część w rurce.Zegnij goły koniec drutu na zewnątrz rurki i przekręć drut na przewód w miejscu jego wejścia do rury, aby zakotwiczyć przewód do rury. Aby włożyć drugi przewód w odległości 1,5 milimetra od przeciwległego końca rurki, należy wyrównać punkt wejścia z punktem pierwszego przewodu. Użyj igły, aby przebić ścianę i wsuń jej trzon w pobliże wewnętrznej ściany przeciwnej do pierwszego przewodu.Napełnij igłę odizolowanym końcem o średnicy 10 milimetrów i wyjmij igłę. Dwie elektrody stymulujące powinny tworzyć kształt litery V pod kątem 45 stopni, który będzie siedział okrakiem na nerwie, aby zapewnić dostarczanie prądu przez nerw z anody do katody. Użyj pary zakrzywionych nożyczek, aby wykonać szczelinę w kształcie litery S w ściance rurki naprzeciwko punktów wejścia elektrod i użyj zakrzywionej igły mikrochirurgicznej, aby wprowadzić niewchłanialny szew monofilamentowy o długości 6-0 do ścianki mankietu na każdym końcu.Połącz kroplę żelu silikonowego klasy medycznej typu A z jego rozpuszczalnikiem w probówce Eppendorfa i wymieszaj na mieszalniku wirowym. Nałóż preparat żelowy za pomocą strzykawki insulinowej o pojemności 30 jednostek, aby ponownie zaizolować cały odsłonięty nieizolowany drut na zewnątrz mankietu. Aby przygotować mankiet elektrody stymulacyjnej, zmontuj mankiet, jak właśnie pokazano, używając rurki o mniejszej średnicy.Aby przygotować elektrodę rejestrującą PCA EMG, zmontuj zwinięty przewód do elektrody mięśniowej PCA i żeński pin do trzymilimetrowego końca przewodu, jak pokazano. Użyj igły o rozmiarze 25, aby włożyć 10-milimetrowy koniec elektrody mięśniowej PCA do końcówki elektrody do głębokiej stymulacji mózgu i zegnij koniec ołowiu, aby utworzyć haczyk. Następnie przypnij przewód, aby uzyskać łącznie pięć milimetrów długości nagrania.Aby przygotować pojemnik na skórę do łączenia połączeń między elektrodami a sprzętem zewnętrznym, wytnij dwa 17,5-milimetrowe kawałki, z których każdy zawiera osiem otworów z jednorzędowego żeńskiego złącza paska pinowego i użyj papieru ściernego, aby zszorstkować zewnętrzne powierzchnie każdego elementu. Użyj fenolu, aby skleić szlifowane kawałki ze sobą w dygestoriach i umieść powstały dwurzędowy łącznik w pojemniku z wodą o temperaturze 60-80 stopni w dygestoriach na 30 minut. Podczas gdy klej twardnieje, wytnij z paska płytę czołową o grubości 25,6 milimetra.Wywierć otwór w środku płyty czołowej. Powiększ otwór za pomocą wiertarki i skalpela, aby uzyskać prostokątny otwór o wymiarach 5,4 na 17,4 milimetra wyśrodkowany na środku płyty czołowej. Zakończ i wyrównaj rogi otworu pilnikiem.Po wyschnięciu kleju włóż krawędź łącznika dwurzędowego z otworami o większej średnicy wewnątrz prostokątnego otworu płyty czołowej, aż zrówna się z powierzchnią płyty czołowej. Użyj fenolu, aby przykleić złącze do płyty czołowej i umieść zespół w wodzie o temperaturze 60-90 stopni. Gdy fenol stwardnieje, wywierć otwór o średnicy 1.3 milimetra w każdym rogu płyty czołowej i po każdej stronie płyty czołowej w połowie odległości od każdego końca.Wytnij rurkę o długości 15 milimetrów z dzianiny poliestrowej i użyj igły podskórnej, aby przewlec druty ze stali nierdzewnej przez ścianę w trzech pozycjach oddalonych od siebie o 3,8 milimetra na całej długości przeszczepu, aby przymocować rurkę do zespołu. Umieść równomiernie rozmieszczone nacięcia w każdym rogu złącza, aby zakotwiczyć przewody do powierzchni montażowej i użyj szczypiec, aby skręcić końce każdego przewodu, aby przymocować rurkę do zespołu. Następnie zrób trwały ślad na poliestrowej łatce na jednym końcu pojemnika.Wykonaj nacięcie szyi w linii środkowej od wcięcia tarczycy do brzucha. Po odsłonięciu dolnej granicy chrząstki cricoid u znieczulonego psa, umieść mankiet stymulacyjny na każdym z obustronnych SLN i RLN i użyj dołączonych szwów, aby zamknąć wargi każdego mankietu. Użyj stempla do biopsji, aby wykonać czteromilimetrowe okienko chrząstki po każdej stronie przedniej powierzchni chrząstki tarczycy i odsłonić boczne aspekty obu bocznych kompleksów mięśni pierściennych tarczycy.Włóż zadzior każdej elektrody rejestrującej EMG do kompleksu TA LCA za pomocą igły o rozmiarze 23 i zszyj plaster poliestrowy na chrząstce cricoid w każdym z czterech rogów. Umieść elektrodę do głębokiej stymulacji mózgu wraz z towarzyszącą jej elektrodą rejestrującą EMG pod mięśniem PCA z każdej strony i użyj endoskopu, aby potwierdzić, że stymulacja powoduje odwodzenie fałdu głosowego dla każdego kanału. Użyj niewchłanialnych szwów 4-0, aby zakotwiczyć elektrody głębokiej stymulacji mózgu do chrząstki sercowej za pomocą kotwicy, która blokuje się na przewodzie.Włóż wszystkie przewody elektrod rejestrujących EMG stymulacji nerwów do gniazda za pomocą ich żeńskich pinów za pomocą narzędzia do wprowadzania wykonanego z hemostatu. Użyj cementu kostnego, aby uszczelnić dolną powierzchnię pojemnika, aby zaizolować ołowiane połączenia kołków. Gdy cement stwardnieje, umieść pojemnik na rostralnym końcu nacięcia linii środkowej i przymocuj pojemnik do tkanek podskórnych przez poliestrową spódnicę.Następnie przełóż szwy przez otwory w płycie czołowej, aby przymocować krawędź skóry do pojemnika. Tutaj pokazano reprezentatywny zapis EMG z jednej z sesji wyjściowych z nienaruszonymi RLN. Na nagraniu z mięśnia PCA, stymulacja RLN wytwarza artefakt bodźca, po którym następuje duży potencjał wywołany EMG.W nagraniu z kompleksu mięśni krzyżowo-ogonowych bocznych tarczycy, stymulacja SLN wytwarza artefakt bodźca, po którym następuje krótka odpowiedź mięśni monosynaptycznych i dłuższa odpowiedź zamknięcia odruchu polisynaptycznego o dłuższym opóźnieniu. Na tym nagraniu można zarejestrować wybuchy spontanicznej aktywności EMG z mięśnia PCA podczas normalnych wdechów. Ta wdechowa aktywność EMG wzrasta w trakcie dostarczania dwutlenku węgla z mniejszą prędkością przemiatania.Nie ma wdechowego unerwienia kompleksu mięśni rykoarytenoidalnych bocznych tarczycy, więc nie należy wykrywać potencjałów wdechowych z tych mięśni. Technologia ta została zaadaptowana do badania wpływu kondycjonowania elektrycznego na specyfikę ponownego unerwienia mięśni twarzy królika, a także na zanik starzejących się mięśni języka szczura.

an-implantable-system-for-chronic-in-vivo-electromyography

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Neuronauka

Przedstawiamy przydatne informacje dla chirurgów uczących się procesu implantacji chronicznych elektrod do rejestracji sygnałów neuronalnych. Opisano techniki stosowane dla systemów elektrod penetrujących oraz powierzchniowych w modelu gryzoni.

Chirurgiczna implantacja chronicznych elektrod neuronowych do rejestracji aktywności pojedynczych jednostek i sygnałów elektrokortykograficznych

Opracowanie skutecznego systemu interfejsu mózg-maszyna-(BMI) do przywracania i rehabilitacji dwunożnej lokomocji wymaga dokładnego dekodowania intencji użytkownika.  W tym miejscu przedstawiamy nowatorski protokół eksperymentalny i technikę zbierania danych do jednoczesnego nieinwazyjnego nabywania aktywności neuronalnej, aktywności mięśni i kinematyki całego ciała podczas różnych zadań i warunków lokomocyjnych.

Jednoczesna elektroencefalografia skóry głowy (EEG), elektromiografia (EMG) i segmentalny zapis inercyjny całego ciała do multimodalnego dekodowania neuronalnego

Wprowadzono bezprzewodowy, dwukierunkowy system do wielokanałowych zapisów neuronowych i stymulacji u swobodnie zachowujących się szczurów. System jest lekki i kompaktowy, dzięki czemu ma minimalny wpływ na repertuar behawioralny zwierzęcia. Co więcej, ten dwukierunkowy system zapewnia wyrafinowane narzędzie do oceny związków przyczynowo-skutkowych między wzorcami aktywacji mózgu a zachowaniem.

Bezprzewodowy, dwukierunkowy interfejs do rejestrowania in vivo i stymulacji aktywności neuronalnej u swobodnie zachowujących się szczurów

To badanie wprowadza metodę jednoczesnego rejestrowania lokalnych potencjałów pola w mózgu, elektrokardiogramów, elektromiogramów i sygnałów oddechowych swobodnie poruszającego się szczura. Technika ta, która obniża koszty eksperymentów i upraszcza analizę danych, przyczyni się do zrozumienia interakcji między mózgiem a narządami obwodowymi.

Jednoczesne zapisy lokalnych potencjałów pola korowego, elektrokardiogram, elektromiogram i rytm oddychania swobodnie poruszającego się szczura

Optymalne wyniki funkcjonalne po rekonstrukcji bionicznej u pacjentów z globalnym uszkodzeniem splotu ramiennego zależą od ustrukturyzowanego protokołu rehabilitacji. Trening elektromiograficzny powierzchniowy może poprawić amplitudę, separację i spójność sygnałów EMG, które - po planowej amputacji niesprawnej ręki - kontrolują i kierują protezą ręki.

Powierzchniowy biofeedback elektromiograficzny jako narzędzie rehabilitacji dla pacjentów z globalnym uszkodzeniem splotu ramiennego poddawanych rekonstrukcji bionicznej

Ten artykuł szczegółowo opisuje, jak przeprowadzić in vivo (przy użyciu matryc elektrod powierzchniowych i igłowych) oraz ex vivo (przy użyciu ogniwa dielektrycznego) mięsień brzuchaty łydki gryzonia. Zademonstruje technikę zarówno na myszach, jak i szczurach oraz szczegółowo omówi dostępne modyfikacje (np. otyłe zwierzęta, młode).

Wykonywanie miografii impedancji elektrycznej in vivo i ex vivo u gryzoni

Ten protokół opisuje wytwarzanie rąk i chirurgiczne wszczepianie elektrod elektromiograficznych (EMG) w mięśniach kończyn przednich myszy, aby rejestrować aktywność mięśni podczas eksperymentów z zachowaniem głowy.

Rejestrowanie aktywności mięśni kończyn przednich u myszy z unieruchomioną głową z przewlekle wszczepionymi elektrodami EMG

Naszym celem było dostarczenie zaktualizowanego, łatwego do zrozumienia przewodnika na temat produkcji i testowania elektrod do elektromiografii epimysalnej. W tym celu udostępniamy instrukcje dotyczące pozyskiwania materiałów oraz szczegółowy przewodnik po procesie produkcji i testowania.

Opracowanie taniej elektrody do elektromiografii epimysjalnej: uproszczony przepływ pracy przy produkcji i testowaniu

Tutaj przedstawiamy lekki, opłacalny system implantacji sond dla przewlekłej elektrofizjologii u gryzoni, zoptymalizowany pod kątem łatwości użycia, odzyskiwania sondy, wszechstronności eksperymentalnej oraz zgodności z zachowaniem.

Implant DREAM: lekki, modułowy i opłacalny system implantów do przewlekłej elektrofizjologii u myszy zamocowanych na głowie i swobodnie zachowujących się

Przedstawiono protokół instalacji i przygotowania elektrod domięśniowych, wraz z montowanym na zwierzętach, zminiaturyzowanym urządzeniem pomiarowym do analizy elektromiografii (EMG) w badaniach lokomocji. System ten umożliwia bezprzewodową transmisję danych EMG w czasie rzeczywistym w celu zbadania regeneracji lokomocji u szczurów po udarze.

Przenośny system pomiarowy elektromiograficzny dla małych zwierząt w czasie rzeczywistym

Badanie przedstawia protokół projektowania, produkcji i umieszczania nowatorskiego systemu ciągłego zapisu EEG/EKG u królików. Ten przewodowy system pozwala na ciągłe zapisy EEG/EKG z dziewięciu różnych elektrod na głowie i klatce piersiowej, co ułatwia kompleksową ocenę aktywności elektrycznej w mózgu i sercu.

Zabieg chirurgicznego wszczepienia implantu i konfiguracja okablowania do ciągłego, długoterminowego monitorowania EEG/EKG u królików

Poznaj wszczepialny system do przewlekłej elektromiografii in vivo w badaniach reinnervacji mięśni krtani u psów. Technika umożliwia stabilny zapis potencjałów u ruchomych zwierząt.

Wszczepialny system do przewlekłej elektromiografii in vivo

Przeglądaj więcej filmów