Name: Perfuzja i inflacja płuca myszy w celu histologii guza (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2020-08-06T15:30:00.000+00:00
Duration: 4 min 24 s
Description: Poznaj metodę perfuzji i inflacji płuca myszy do histologii guza. Technika umożliwia dokładną analizę patologiczną tkanek płucnych i ocenę przerzutów w badaniach nad rakiem płuca.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

playerTrialDesktop

Badania opisane w tej publikacji były wspierane przez National Center for Advancing Translational Sciences w ramach nagrody numer UL1TR003096 (MDE), National Heart, Lung, and Blood Institute Predoctoral Fellowship in Lung Diseases Training Program 5T32HL134640 (MLD).

Wszystkie opisane tutaj metody zostały zatwierdzone przez Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) Uniwersytetu Alabama w Birmingham.
1. Protokół eksperymentalny
<ol>
	<li>Poświęć mysz za pomocą zatwierdzonej metody IACUC. W tym przypadku zastosowaliśmy zwichnięcie szyjki macicy myszy znieczulonej 5% izofluranem. Do badania należy użyć odpowiedniej myszy; tutaj używamy 8-tygodniowej myszy FVB</li>
	<li>Za pomocą nożyczek chirurgicznych wykonaj poziome nacięcie o średnicy 3,5-5 mm na środku podbrzusza. Następnie włóż nożyczki chirurgiczne do małego otworu utworzonego w wyniku nacięcia i przetnij pionowo w górę środkowej linii środkowej do tuż poniżej szyi myszy.</li>
	<li>Odciągnij skórę palcami i sprawdź pachowe węzły chłonne.</li>
	<li>Za pomocą nożyczek chirurgicznych wykonaj boczne nacięcie o średnicy 3,5 mm, aby otworzyć jamę brzuszną, a następnie przeciąć w kierunku przednim aż do dołu klatki piersiowej. Sprawdź narządy w jamie brzusznej: wątrobę, śledzionę, nerki itp.</li>
	<li>Płaskimi nożyczkami chirurgicznymi lub za pomocą kleszczy przesuń wątrobę, aby odsłonić przeponę. Sprawdź przeponę pod kątem wzrostu guza lub przerzutów. Następnie delikatnie przetnij membranę po prawej stronie operatora, pozwalając jej się rozszerzyć. Delikatnie przetnij przeponę od prawej do lewej, aby odsłonić klatkę piersiową i płuca. Uważaj, aby nie przeciąć płuc.</li>
	<li>Przeciąć boczną krawędź lewej klatki piersiowej (po prawej stronie operatora), aby sprawdzić lewy płat płuc.</li>
	<li>Delikatnie odsuń prawe płaty płuca na bok i odetnij boczną krawędź prawej klatki piersiowej i usuń klatkę piersiową. 
	UWAGA: Usunięcie klatki piersiowej jest opcjonalne, chociaż usunięcie umożliwia wyraźniejszy widok późniejszego napompowania płuc.
	<ol>
		<li>Jeśli wymagana jest świeża lub zamrożona tkanka płucna, użyj kleszczy hemostatowych, aby zacisnąć oskrzela lewego płata i wyciąć lewe płuco za pomocą nożyczek chirurgicznych przed perfuzją.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Za pomocą kleszczy podnieś tkankę pokrywającą tchawicę, odetnij nadmiar tkanki. Następnie delikatnie przeciąć cienką tkankę wyściełającą tchawicę, aby odsłonić drogi oddechowe.</li>
	<li>Przeciąć tętnicę nerkową nożyczkami chirurgicznymi.</li>
	<li>Aby wykonać perfuzję płuc, użyj strzykawki o pojemności 3 ml z igłą 22 G, aby wstrzyknąć 1x PBS z 10 U/ml heparyny do prawej komory serca. Powoli ukrwić płuca w stężeniu około 300 μl/s za pomocą PBS/heparyny. Płuca często stają się białe. Na tym etapie zwykle stosuje się 2,5 ml PBS.</li>
	<li>Do napompowania płuc użyj strzykawki o pojemności 3 ml z igłą 22 G, tym razem trzymanej równolegle do tchawicy. Włóż igłę do tchawicy i wstrzyknij 10% formalinę o szybkości przepływu nie większej niż ~200 μL/s, aż płuca zostaną całkowicie napompowane. Gdy płuca zostaną napompowane, formalina cofnie się z tchawicy. Przytrzymaj igłę na miejscu jeszcze przez kilka sekund, a następnie wycofaj.
	<ol>
		<li>(Opcjonalnie) Przed wyjęciem igły i napompowania płuc użyj nici do szwu, aby związać tchawicę. Aby to osiągnąć, użyj 4 cali nici do szwów, przytrzymując punkt nici za pomocą małej pary kleszczy. Umieść nić po grzbietowej stronie tchawicy i przeciągnij, aby zrobić pętlę wokół igły. Następnie wykonaj węzeł overhand wokół igły. Mocno zaciągnąć węzeł, usunąć igłę z tchawicy, zamknąć węzeł.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Użyj kleszczy, aby podnieść serce, włóż nożyczki chirurgiczne bezpośrednio za płucami i przetnij tkankę łączną podczas podnoszenia serca w celu wycięcia płuc.</li>
	<li>Przetnij serce, aby usunąć je z płuc.</li>
	<li>Umieść płuca w kasecie oznaczonej identyfikatorem myszy lub identyfikatorem badania. Umieść kasetę w 10% buforowanej formalinie i utrwalaj na 24-48 godzin. W razie potrzeby płuca można pozostawić w utrwalaczu na ponad rok.</li>
	<li>Przenieś kasetę zawierającą płuca do 70% etanolu i przystąp do przetwarzania w celu badania histologicznego.</li>
</ol>

<ol><li>Hsia, C. C., Hyde, D. M., Ochs, M., Weibel, E. R., Structure, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+official+research+policy+statement+of+the+American+Thoracic+Society%2FEuropean+Respiratory+Society%3A+standards+for+quantitative+assessment+of+lung+structure%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Respiratory+and+Critical+Care+Medicine%22%5BJournal%5D)">An official research policy statement of the American Thoracic Society/European Respiratory Society: standards for quantitative assessment of lung structure.</a> American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 181 (4), 394-418 (2010).</li>
<li>Vasilescu, D. M., Knudsen, L., Ochs, M., Weibel, E. R., Hoffman, E. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Optimized+murine+lung+preparation+for+detailed+structural+evaluation+via+micro-computed+tomography%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Applied+Physiology%22%5BJournal%5D)">Optimized murine lung preparation for detailed structural evaluation via micro-computed tomography.</a> Journal of Applied Physiology. 112 (1), 159-166 (2012).</li>
<li>Blumler, P., Acosta, R. H., Thomas-Semm, A., Reuss, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Lung+fixation+for+the+preservation+of+air+spaces%5BTitle%5D)+AND+%22Experimental+Lung+Research%22%5BJournal%5D)">Lung fixation for the preservation of air spaces.</a> Experimental Lung Research. 30 (1), 73-82 (2004).</li>
<li>Oldmixon, E. H., Suzuki, S., Butler, J. P., Hoppin, F. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Perfusion+dehydration+fixes+elastin+and+preserves+lung+air-space+dimensions%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Applied+Physiology%22%5BJournal%5D)">Perfusion dehydration fixes elastin and preserves lung air-space dimensions.</a> Journal of Applied Physiology. 58 (1), 105-113 (1985).</li>
<li>Braber, S., Verheijden, K. A., Henricks, P. A., Kraneveld, A. D., Folkerts, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+comparison+of+fixation+methods+on+lung+morphology+in+a+murine+model+of+emphysema%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Physiology-Lung+Cellular+and+Molecular+Physiology%22%5BJournal%5D)">A comparison of fixation methods on lung morphology in a murine model of emphysema.</a> American Journal of Physiology-Lung Cellular and Molecular Physiology. 299 (6), 843-851 (2010).</li>
<li>Renne, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Recommendation+of+optimal+method+for+formalin+fixation+of+rodent+lungs+in+routine+toxicology+studies%5BTitle%5D)+AND+%22Toxicologic+Pathology%22%5BJournal%5D)">Recommendation of optimal method for formalin fixation of rodent lungs in routine toxicology studies.</a> Toxicologic Pathology. 29 (5), 587-589 (2001).</li>
<li>Limjunyawong, N., Mock, J., Mitzner, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Instillation+and+Fixation+Methods+Useful+in+Mouse+Lung+Cancer+Research%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Instillation and Fixation Methods Useful in Mouse Lung Cancer Research.</a> Journal of Visualized Experiments. (102), e52964(2015).</li>
<li>Lum, H., Mitzner, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effects+of+10%25+formalin+fixation+on+fixed+lung+volume+and+lung+tissue+shrinkage.+A+comparison+of+eleven+laboratory+species%5BTitle%5D)+AND+%22American+Review+of+Respiratory+Disease%22%5BJournal%5D)">Effects of 10% formalin fixation on fixed lung volume and lung tissue shrinkage. A comparison of eleven laboratory species.</a> American Review of Respiratory Disease. 132 (5), 1078-1083 (1985).</li>
<li>Edmonds, M. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((MicroRNA-31+initiates+lung+tumorigenesis+and+promotes+mutant+KRAS-driven+lung+cancer%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Clinical+Investigation%22%5BJournal%5D)">MicroRNA-31 initiates lung tumorigenesis and promotes mutant KRAS-driven lung cancer.</a> Journal of Clinical Investigation. 126 (1), 349-364 (2016).</li>
<li>Zhao, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Wogonin+suppresses+melanoma+cell+B16-F10+invasion+and+migration+by+inhibiting+Ras-medicated+pathways%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">Wogonin suppresses melanoma cell B16-F10 invasion and migration by inhibiting Ras-medicated pathways.</a> PLoS One. 9 (9), 106458(2014).</li>
</ol>

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Opisana powyżej procedura perfuzji, napełniania i utrwalania płuc myszy jest idealna do szybkiego i skutecznego przygotowania płuc myszy do analizy histologicznej guza płuc i patologii. Zabieg nie wymaga specjalnego sprzętu i można go wykonać w mniej niż 6 minut na mysz. Procedura nie wymaga stałej objętości do pompowania ani stałego ciśnienia płynu. Ponieważ procedura ta nie jest ustandaryzowana, nie jest zalecana dla osób chcących wykonać analizy stereologiczne lub morfometryczne płuc. Procedury, w przypadku których ta...

Istnieje wiele mysich modeli onkogenezy płuc i przerzutów raka do płuc, począwszy od złożonych GEMM, poprzez modele rakotwórcze, aż po modele syngeniczne i ksenoprzeszczepowe, gdzie komórki rakowe są wstrzykiwane za pomocą dosercowego, śródpiersiowego, żyły ogonowej lub innych metod w celu ustalenia guzów w płucach. Wszystkie te modele łączy wspólna potrzeba oceny histologicznej i patologii płuc. Dlatego konieczne jest posiadanie solidnej, ale szybkiej metody przeprowadzania sekcji zwłok myszy podczas perfuzji płuc w celu usunięcia nadmiaru krwi oraz nadmuchiwania i utrwalania płuc, aby wyraźnie uwidocznić architekturę płuc. Szybkość jest kluczowym elementem tej procedury, ponieważ może być konieczne pobranie płuc od dziesiątek myszy w jednym punkcie czasowym. Tę procedurę można wykonać w mniej niż 6 minut na mysz.
Chociaż ta procedura jest więcej niż wystarczająca do oceny histologii guza, nie jest zalecana dla tych, którzy chcą wykonać pomiary sterelogiczne lub morfometryczne płuc. Takie pomiary wymagają standaryzacji napompowania płuc, podobnie jak obliczanie bezwzględnej powierzchni płuca, objętości bezwzględnej oraz rozmiaru i liczby pęcherzyków płucnych1. Ta metoda nie jest również optymalna dla niektórych podejść do obrazowania. Na przykład obrazowanie płuc za pomocą μCT do analizy morfometrycznej ex vivo wymaga, aby płuca pozostały wypełnione powietrzem2. Gdy ochrona przestrzeni powietrznych i wymiarów jest głównym problemem, zaleca się naprawienie płuc za pomocą technik odwadniania perfuzyjnego3,4. Jednym z największych problemów związanych z tym modelem jest możliwość pęknięcia ścian wyrostka zębodołowego, co zmniejsza jego zastosowanie w badaniach nad rozedmą płuc; Jednak zalecana procedura unieruchamiania płuc w celu badania rozedmy płuc jest nadal dość podobna, ponieważ zaleca się unieruchomienie płuc albo przez dotchawicze wkroplenie 10% formaliny (podobnie jak w opisanym tutaj protokole) pod stałym ciśnieniem płynu lub przez utrwalenie in situ5.
Zaletą opisanej tutaj procedury jest to, że nie wymaga ona stałego ciśnienia płynów, zamiast tego napełnia płuca aż do ich pełnego rozszerzenia, co skraca czas potrzebny na zabieg. Opisana tu procedura jest bardzo podobna do metod zalecanych przez arsenał Towarzystwa Patologii Toksykologicznej, gdzie utworzono podkomisję w celu zalecenia najlepszych metod utrwalania płuc do badań toksykologicznych. Większość naukowców w tej podkomisji zaleciła unieruchomienie płuc poprzez wkraplanie dotchawicze za pomocą strzykawki, chociaż istniały różne zalecenia dotyczące czasu pozostawienia płuca w fixative6. Tak więc, chociaż istnieje wiele metod napompowania i utrwalenia płuc, metoda opisana w niniejszym dokumencie jest proponowana jako optymalna metoda szybkiego nadmuchania i utrwalenia płuc w celu oceny histologicznej guza w dalszej części guza.

<table><tbody><tr><td>10% buforowana formalina</td><td>Fisher</td><td>23-245685</td><td></td></tr><tr><td>22 G Igła</td><td>BD</td><td>305155</td><td></td></tr><tr><td>Strzykawka 3 ml</td><td>BD</td><td>309656</td><td></td></tr><tr><td>70% etanolu</td><td>Decon</td><td>2405</td><td></td></tr><tr><td></td><td>Kleszcze Aparat Harvard</td><td>72-8595</td><td></td></tr><tr><td>Heparyna</td><td>Fisher</td><td>H19</td><td></td></tr><tr><td>Sól fizjologiczna buforowana fosforanem ( PBS)</td> <td>Corning</td><td>21-030-CV</td><td></td></tr><tr><td>Nożyczki chirurgiczne</td><td>Aparat Harvard</td><td>72-8428</td><td></td></tr></tbody></table>

perfuzja i inflacja płuca myszy w celu histologii guza

Perfusion and Inflation of the Mouse Lung for Tumor Histology

Możliwość oceny histologii płuc jest kluczowa dla dziedzin badań nad rakiem płuc i przerzutami raka. Równie ważne jest szybkie i skuteczne przeprowadzanie sekcji zwłok na podstawie badań bez poświęcania jakości pobranych tkanek. Celem tego protokołu jest przedstawienie metody szybkiego perfuzji, nadmuchiwania i utrwalania płuc myszy do dalszej analizy histologicznej. Ta metoda nie standaryzuje napompowania płuc; W związku z tym nie wymaga żadnych specjalnych procedur ani sprzętu, a zamiast tego po prostu wkrapla utrwalacz bezpośrednio przez tchawicę po perfuzji przez serce. Pozwala to na wystarczające oszacowanie wielkości guza, histologii i oceny. Pozwala to również na pobranie zamrożonej tkanki przed utrwaleniem tkanki płucnej. Metoda ta jest ograniczona tym, że nie pozwala na późniejsze ilościowe określenie morfometryczne płuc; jednak jest więcej niż wystarczający do analizy guza płuc z genetycznie modyfikowanych modeli myszy (GEMM), modeli syngenicznych, a także badań nad guzem ksenoprzeszczepu i przerzutami.

Powyższy protokół umożliwia szybką perfuzję, nadmuchanie i fiksację płuc myszy. Przedstawione poniżej ryciny obrazują znaczenie każdego z etapów. Rycina 1 przedstawia płuca barwione H&amp;E, które zostały poddane perfuzji PBS, oraz płuca, w których pominięto etap perfuzji lub w których perfuzja nie przebiegła prawidłowo. Jak widać, nadmiar krwi w słabo perfundowanych płucach pogarsza jakość histologiczną i może utrudnić pełną obserwację architektury płuc. Rycina 2</stron...

Celem tej metody jest przedstawienie prostej i efektywnej metody perfuzji, napełniania i utrwalania płuc myszy w celu zbadania patologii guza płuc i oceny przerzutów do płuc.

Perfuzja i inflacja płuca myszy w celu histologii guza

The ability to evaluate lung histology is critical for the fields of lung cancer research and cancer metastasis. It is equally important to perform ...

Procedurę zademonstruje Mackenzie Davenport, doktorantka z Edmonds Laboratory. Po eutanazji myszy użyj nożyczek chirurgicznych, aby wykonać poziome nacięcie o długości od 3,5 do pięciu milimetrów na środku dolnej części brzucha. Następnie włóż nożyczki chirurgiczne do nacięcia i przetnij pionowo w górę środkowej linii środkowej do tuż poniżej szyi myszy.Odciągnij skórę palcami i sprawdź pachowe węzły chłonne. Użyj nożyczek chirurgicznych, aby wykonać 3,5-milimetrowe nacięcie boczne, aby otworzyć jamę brzuszną. Następnie przeciąć w kierunku wewnętrznym aż do dołu klatki piersiowej.Sprawdź narządy w jamie brzusznej, takie jak wątroba, śledziona i nerki. Płaską częścią nożyczek chirurgicznych przesuń wątrobę, aby odsłonić przeponę. Sprawdź membranę pod kątem wzrostu guza lub przerzutów, a następnie delikatnie odetnij przeponę po prawej stronie operatora, pozwalając jej się rozszerzyć.Przetnij przeponę od prawej do lewej, aby odsłonić klatkę piersiową i płuca, uważając, aby nie przeciąć płuc. Przeciąć boczną krawędź lewej klatki piersiowej, aby sprawdzić lewy płat płuc. Delikatnie odsuń prawe płaty płuc na bok.Następnie odetnij boczną krawędź prawej klatki piersiowej i usuń klatkę pier

perfusion-and-inflation-of-the-mouse-lung-for-tumor-histology

Research

JoVE Journal

Cancer Research

Badania nad rakiem

Nowy protokół opisany w niniejszym badaniu umożliwia selekcyjne wykrywanie przerzutów do płuc z rozdzielczością pojedynczych komórek u myszy poprzez połączenie perfuzji i fiksacji płuc in-situ oraz barwienia X-Gal komórek nowotworowych znakowanych genem lacZ.

Ulepszona wizualizacja przerzutów do płuc w rozdzielczości pojedynczych komórek u myszy poprzez połączoną perfuzję in-situ tkanki płucnej i barwienie X-Gal komórek nowotworowych znakowanych lacZ

Ten film opisuje metodę przygotowania płuc do obrazowania na żywo ex vivo w celu zbadania interakcji między komórkami rakowymi a komórkami zrębu, przy użyciu agarozy do inflacji. W protokole próbki opisano procedurę inflacji agarozy przed obserwacją żywych interakcji komórkowych.

Napompowanie agarozy w całym płucu: metoda przygotowania płuc do obrazowania na żywo ex vivo

Rekapitulacja mikrośrodowiska specyficznego dla danego narządu, która stymuluje miejscową angiogenezę, jest niezbędna do skutecznej regeneracji uszkodzonych tkanek. W niniejszym raporcie przedstawiono nowatorską metodę wszczepiania żeli fibrynowych na powierzchnię płuc żywej myszy w celu zbadania, w jaki sposób mikrośrodowisko specyficzne dla płuc moduluje angiogenezę i regenerację pęcherzyków płucnych u dorosłych myszy.

Implantacja żelu fibrynowego do płuca myszy w celu zbadania angiogenezy specyficznej dla płuc

Celem tego artykułu jest opisanie prostych metod, które znacznie pomogą w konfiguracji i analizie płuc myszy z rakiem płuc lub innymi patologiami. Przedstawiamy 3 protokoły do prostego i niezawodnego przeprowadzania wkraplania płuc, stabilizacji i pomiarów objętości płuc.

Metody wkraplania i utrwalania przydatne w badaniach nad rakiem płuc myszy

Wewnętrzna powierzchnia płuc (ISA) jest krytycznym kryterium oceny morfologii i fizjologii płuc w chorobach płuc i regeneracji pęcherzyków płucnych wywołanej urazem. Opisujemy tutaj znormalizowaną metodę, która może zminimalizować błąd systematyczny pomiaru ISA zarówno w modelach myszy do pneumonektomii płuc, jak i implantacji protez.

Ustandaryzowana metoda pomiaru wewnętrznej powierzchni płuc za pomocą pneumonektomii u myszy i implantacji protezy

Opisujemy metodę znacznego zwiększenia ortotopowego wszczepienia komórek raka płuc do płuc myszy poprzez wstępne kondycjonowanie dróg oddechowych z uszkodzeniem. Podejście to może być również stosowane do badania interakcji zrębu w mikrośrodowisku płuc, rozsiewu przerzutów, chorób współistniejących raka płuc oraz do bardziej efektywnego generowania ksenoprzeszczepów pochodzących od pacjentów.

Wstępne kondycjonowanie dróg oddechowych myszy za pomocą bleomycyny zwiększa skuteczność ortotopowego wszczepienia komórek raka płuc

W tym protokole opisujemy, jak wykorzystać pozytonową tomografię emisyjną [18F]-2-fluoro-2-deoksy-D-glukozy i obrazowanie tomografii komputerowej (18F-FDG PET/CT) do pomiaru odpowiedzi metabolicznej guza na terapię celowaną MLN0128 w mysim modelu raka płuc z mutacją Kras/Lkb1 oraz obrazowania sprzężonego z autoradiografią ex vivo o wysokiej rozdzielczości i histologią ilościową.

Wykorzystanie obrazowania PET/CT 18F-FDG i histologii ilościowej do pomiaru dynamicznych zmian w metabolizmie glukozy w mysich modelach raka płuc

Prezentowana jest metoda napełniania powietrzem z perfuzją naczyniową płuc, która zachowuje lokalizację komórek w drogach oddechowych, pęcherzykach płucnych i śródmiąższu do analiz strukturalno-funkcjonalnych. Stałe ciśnienie w drogach oddechowych jest utrzymywane za pomocą komory do napełniania powietrzem, podczas gdy utrwalacz jest perfuzjonowany przez prawą komorę. Płuca są przetwarzane do badań histologicznych.

Nadmuchiwanie powietrza w płucach myszy z fiksacją perfuzji naczyniowej

Tutaj prezentujemy protokół do dożylnego obrazowania przeszczepionego lewego płuca myszy za pomocą mikroskopii dwufotonowej. Stanowi to cenne narzędzie do badania dynamiki i interakcji komórkowych w czasie rzeczywistym po przeszczepie płuc u myszy.

Przyżyciowa mikroskopia dwufotonowa przeszczepionego płuca myszy

Prezentujemy metodę modelu patogenezy grzybów, która zachowuje naturalne położenie zarodników grzybów w drogach oddechowych płuc do analizy za pomocą mikroskopii fluorescencyjnej.

Skuteczna metoda obrazowania płuc myszy, która zachowuje dynamikę przestrzenną zarodników grzybów w drogach oddechowych

Głównym wyzwaniem przy opracowywaniu nowych terapii raka płuc jest modelowanie mikrośrodowiska guza w miarę postępu choroby regionalnej w kierunku choroby przerzutowej. Tutaj opisujemy prostą metodę ustanowienia ortotopowego modelu syngeneicznego raka płuc, który pozwala na śledzenie chorób in vivo w czasie.

Minimalnie inwazyjna metoda tworzenia syngeneicznego ortotopowego modelu myszy raka płuc

Poznaj metodę perfuzji i inflacji płuca myszy do histologii guza. Technika umożliwia dokładną analizę patologiczną tkanek płucnych i ocenę przerzutów w badaniach nad rakiem płuca.

Perfuzja i inflacja płuca myszy w celu histologii guza

Przeglądaj więcej filmów