Name: Ustandaryzowany protokół testowania preferencji w celu oceny dobrostanu ryb (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2020-02-22T13:30:00.000+00:00
Duration: 7 min 29 s
Description: Poznaj ustandaryzowany protokół testowania preferencji zebrafii Danio rerio w celu oceny dobrostanu ryb w niewoli. Metoda pozwala badać wpływ wzbogacenia środowiska i przepływu wody na wybór siedliska.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Ta praca była wspierana przez Research Collaboration Fellowship i Huck Institute na Uniwersytecie Stanowym Pensylwanii, a także USDA AES 4558. Badania były zgodne ze wszystkimi wymogami protokołów opieki nad zwierzętami i użytkowania Uniwersytetu Stanowego Pensylwanii; Nr IACUC 46466.

Obecne badanie zostało zatwierdzone i spełnia wszystkie wymagania protokołów opieki nad zwierzętami i ich użytkowania Uniwersytetu Stanowego Pensylwanii; Nr IACUC 46466.
1. Ustawienie aparatu preferencji
<ol>
	<li>Uzyskać zgodę Komitetu ds. Opieki nad Zwierzętami instytutu (lub równoważnej organizacji) na wszystkie procedury eksperymentalne i hodowlane z udziałem żywych zwierząt przed rozpoczęciem eksperymentu.</li>
	<li>Użyj eksperymentalnego zbiornika wykonanego z nieprzezroczystego białego plastiku. Ściany między strefami wykonane są z szarego akrylu, który jest mocowany za pomocą uszczelniacza silikonowego. 
	UWAGA: Wielkość zbiornika doświadczalnego zależy od wielkości gatunku będącego przedmiotem zainteresowania i liczby wykorzystanych osobników (np. dla 8 dorosłych ryb danio pręgowanego zaleca się zbiornik o wymiarach 76 cm dł. x 76 cm szer. x 30 cm wys.).</li>
	<li>Podziel zbiornik doświadczalny na cztery strefy, które różnią się w zależności od określonych parametrów siedliska, które mają być badane. Przykłady różnych rodzajów wzbogacania, które należy zbadać, obejmują piaszczyste i skaliste podłoże, sztuczne rośliny kontra schronienia lub przepływ wody kontra obecność sztucznych roślin (<silna klasa="xfig">Rysunek 1).
	<ol>
		<li>Jeśli jako parametr zainteresowania używasz przepływu wody, użyj małych pomp do dostarczania strumieni wody (patrz Tabela materiałów). Ustaw pompy na wybraną prędkość tak, aby zapewniały stały i ukierunkowany przepływ wody. Wybierz żądaną prędkość w oparciu o ekologię i historię życia interesującego gatunku (np. 14 cm/s w przypadku danio pręgowanego).</li>
	</ol>
	</li>
	<li>W środku eksperymentalnego zbiornika znajduje się centralna arena, na której dostarczane jest jedzenie (<silna klasa="xfig">Rysunek 1). Dostęp do centralnej areny z każdej strefy odbywa się przez mały otwór w ścianach oddzielających. Otwór jest wystarczająco duży, aby interesujące go gatunki mogły bez przeszkód przemieszczać się między strefami, ale wystarczająco mały, aby zmniejszyć wszelkie wizualne sygnały, których ryby mogą doświadczyć z innych stref.</li>
	<li>Umieścić biofiltr i grzałkę w każdym rogu zbiornika, ale poza obszarem doświadczalnym, aby nie zakłócać przepływu wody i zapewnić stałą temperaturę wody we wszystkich strefach.</li>
	<li>Ustaw dodatkowe eksperymentalne zbiorniki, zgodnie z warunkami przestrzennymi. Obracaj różne strefy w każdym zbiorniku eksperymentalnym, aby ograniczyć odchylenia sekwencyjne. Upewnij się, że wszystkie zbiorniki replikowane mają jednolite warunki (ten sam poziom światła, temperatura wody itp.)</li>
	<li>Umieść kamery (patrz Tabela Materiałów) na statywach bezpośrednio nad każdym zbiornikiem eksperymentalnym, tak aby wszystkie strefy były widoczne. Unikaj obiektywów szerokokątnych i upewnij się, że na kartach pamięci jest wystarczająco dużo miejsca do nagrywania.</li>
	<li>Ustaw stopniowy (np. 1/2 h) cykl 12 L: 12 D, aby symulować wschód i zachód słońca. Utrzymywać temperaturę wody na poziomie 25 ± 1 °C.</li>
</ol>
2. Schwytanie, aklimatyzacja i procedura
<ol>
	<li>Trzymaj ryby w domowych zbiornikach, gdy nie są testowane. Złap wszystkie ryby testowe z ich domowych zbiorników i umieść je na środkowej arenie zbiornika eksperymentalnego (Dzień 1). Zminimalizuj czas rejestrowania, aby zmniejszyć stres (np. mniej niż 30 s). 
	UWAGA: Alternatywną procedurą przenoszenia ryb z ich zbiornika macierzystego do zbiornika eksperymentalnego, która może zminimalizować stres, jest transport ryb w zlewce z wodą w zbiorniku.</li>
	<li>Utrzymuj liczbę i płeć ryb w każdym zbiorniku doświadczalnym na stałym poziomie we wszystkich powtórzonych zbiornikach i wybieraj na podstawie wielkości gatunku i ekologii.</li>
	<li>W dniach 1-4 ryby spędzają czas na aklimatyzacji i eksploracji różnych stref. W tych dniach nie zbieraj danych. 
	UWAGA: Wydłuż lub zmniejsz liczbę dni na aklimatyzację w zależności od konkretnego protokołu eksperymentalnego. Okres aklimatyzacji powinien być jednak wystarczający, aby zminimalizować skutki obchodzenia się z rybami, a także przyzwyczaić je do żerowania w aparacie.</li>
	<li>W okresie aklimatyzacji należy ściśle monitorować jakość wody, przeprowadzając regularne testy jakości wody (np. poziom pH, azotanów lub azotynów) i wymieniać wodę w przypadku wykrycia jakichkolwiek problemów (patrz Tabela materiałów).</li>
	<li>Nakarm ryby w postaci płatków pokarmowych (patrz Tabela materiałów) na arenie centralnej za pomocą pływającego pierścienia pokarmowego (patrz Tabela materiałów) przymocowanego do ściany areny centralnej na powierzchni wody. Pierścień pokarmowy zapewnia, że cząsteczki jedzenia pozostają w centralnej arenie i nie wykazują odchyleń do stref z powodu dryfowania żywności.</li>
	<li>Daj rybie 5 godzin na karmienie ad libitum przed usunięciem resztek pokarmu ze zbiornika doświadczalnego za pomocą siatki zanurzeniowej. Karm ryby raz rano i raz po południu.</li>
	<li>Oceń zachowania w dniach 5–7. Włącz kamery i rejestruj zachowania ryb przez 2 godziny po każdym zaplanowanym porannym i popołudniowym karmieniu. W dniu 8 usuń wszystkie ryby z eksperymentalnych zbiorników za pomocą siatki zanurzeniowej i umieść je z powrotem w ich domowych zbiornikach.</li>
	<li>W zależności od tego, ile wody w zbiorniku ściekowym jest dostępne, zastąp co najmniej 1/3 wody w zbiorniku doświadczalnym świeżą wodą ze studzienki, aby zmniejszyć wpływ hormonów stresu na ryby w kolejnych powtórzeniach.</li>
	<li>Ustaw zbiorniki eksperymentalne zgodnie z harmonogramem rotacji stref na ten tydzień. Obracanie stref zmniejsza prawdopodobieństwo wystąpienia jakichkolwiek uprzedzeń behawioralnych w wyniku umieszczenia dowolnej strefy względem siebie. Następnie ponownie rozpocznij proces testowania z nową partią ryb.</li>
</ol>
3. Pomiary i analiza danych
<ol>
	<li>Pobierz filmy na komputer pod koniec każdego dnia nagrywania. Dzięki temu na karcie pamięci jest miejsce przed każdym użyciem.</li>
	<li>Użyj oprogramowania wideo (patrz tabela materiałów), aby określić ilościowo preferencje strefowe. Ręcznie policz liczbę ryb w każdej strefie w odstępach 5-minutowych w każdym 2-godzinnym okresie rejestracji (w tych liczeniach uwzględnij arenę centralną). Określ płeć ryby podczas analizy, jeśli na podstawie materiału wideo możliwe jest rozróżnienie między samcami i samicami.</li>
	<li>Aby przeanalizować preferencje siedliskowe, oblicz średnią liczbę ryb w strefie dla każdego zbiornika repliki (tj. uśrednij wszystkie dane z 3 dni). Aby uzyskać wynik preferencji dla użycia struktury, oblicz indeks preferencji Jacobsa15 as 
	 
	J = (rx − p)/[(rx + p) – 2*rx*p] 
	 
	gdzie x jest strefą zainteresowania, rx jest stosunkiem ryb w strefie x do całkowitej liczby ryb we wszystkich strefach, a p jest dostępną proporcją wszystkich stref w zbiorniku doświadczalnym. Indeks mieści się w zakresie od +1 dla maksymalnej preferencji i -1 dla maksymalnego unikania.</li>
	<li>W celu określenia, czy zaszły jakiekolwiek zmiany w szybkości, z jaką ryby przełączają się między strefami w okresie obserwacji, należy obliczyć szybkość przełączania, rsr, w ciągu pierwszych i ostatnich 5 minut każdego okresu obserwacji, gdzie rsr jest liczbą wejść ryb do każdej strefy z areny centralnej, podzieloną przez całkowitą liczbę ryb.</li>
	<li>Załóżmy, że ryba weszła do strefy, gdy całe ciało ryby przechodzi przez otwór oddzielający te strefy. Obliczyć początkową i końcową średnią szybkość przełączania dla każdego zbiornika repliki. Przeprowadź wszystkie obserwacje behawioralne przez tego samego eksperymentatora, aby zmniejszyć wszelkie błędy obserwacyjne eksperymentatora.</li>
	<li>Korzystając z oprogramowania statystycznego (patrz tabela materiałów), należy przeprowadzić odpowiednie analizy statystyczne. Sugerowane analizy obejmują jednoczynnikową ANOVA, z indeksem preferencji jako zmienną zależną i strefą jako zmienną predyktora, oraz sparowany test t na początkowym i końcowym średnim tempie przełączania dla każdego zbiornika.</li>
	<li>Zastosuj test post hoc wielokrotnego porównania Tukeya, aby dokładniej zbadać porównania stref, w których każda strefa jest porównywana ze sobą. Bardziej złożona analiza statystyczna obejmuje modele mieszane, które oceniają efekty czasowe, efekty areny, efekty seksualne, a nawet indywidualne różnice w zachowaniu.</li>
</ol>

<ol><li>Reed, B., Jennings, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Guidance+on+the+housing+and+care+of+zebrafish%2C+Danio+rerio%5BTitle%5D)+AND+%22AAALAC+International%22%5BJournal%5D)">Guidance on the housing and care of zebrafish, Danio rerio.</a> AAALAC International. , 36(2010).</li>
<li>van Praag, H., Kempermann, G., Gage, F. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neural+consequences+of+environmental+enrichment%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Reviews+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Neural consequences of environmental enrichment.</a> Nature Reviews Neuroscience. 1, 191-198 (2000).</li>
<li>Oomen, C. A., Berkinschtein, P., Kent, B. A., Sakisda, L. M., Bussey, T. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Adult+hippocampal+neurogenesis+and+its+role+in+cognition%5BTitle%5D)+AND+%22Wiley+Interdisciplinary+Reviews+-+Cognitive+Science%22%5BJournal%5D)">Adult hippocampal neurogenesis and its role in cognition.</a> Wiley Interdisciplinary Reviews - Cognitive Science. 5 (5), 573-587 (2014).</li>
<li>DePasquale, C., Neuberger, T., Hirrlinger, A. M., Braithwaite, V. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+influence+of+complex+and+threatening+environments+in+early+life+on+brain+size+and+behaviour%5BTitle%5D)+AND+%22Proceeedings+of+the+Royal+Society+B%3A+Biological+Sciences%22%5BJournal%5D)">The influence of complex and threatening environments in early life on brain size and behaviour.</a> Proceeedings of the Royal Society B: Biological Sciences. 283 (1823), 1-8 (2016).</li>
<li>Salvanes, A. G. V., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Environmental+enrichment+promotes+neural+plasticity+and+cognitive+ability+in+fish%5BTitle%5D)+AND+%22Proceedings+of+the+Royal+Society+B%3A+Biological+Sciences%22%5BJournal%5D)">Environmental enrichment promotes neural plasticity and cognitive ability in fish.</a> Proceedings of the Royal Society B: Biological Sciences. 280, 1-7 (2013).</li>
<li>Barnea, A., Pravosudov, V. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Birds+as+a+model+to+study+adult+neurogenesis%3A+bridging+evolutionary%2C+comparative+and+neuroethological+approaches%5BTitle%5D)+AND+%22European+Journal+of+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Birds as a model to study adult neurogenesis: bridging evolutionary, comparative and neuroethological approaches.</a> European Journal of Neuroscience. 34 (6), 884-907 (2011).</li>
<li>LaDage, L. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Interaction+between+territoriality%2C+spatial+environment%2C+and+hippocampal+neurogenesis+in+male+side-blotched+lizards%5BTitle%5D)+AND+%22Behavioral+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Interaction between territoriality, spatial environment, and hippocampal neurogenesis in male side-blotched lizards.</a> Behavioral Neuroscience. 127 (4), 555-565 (2013).</li>
<li>Kempermann, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Why+New+Neurons%3F+Possible+Functions+for+Adult+Hippocampal+Neurogenesis%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Why New Neurons? Possible Functions for Adult Hippocampal Neurogenesis.</a> Journal of Neuroscience. 22 (3), 635-638 (2002).</li>
<li>Dawkins, M. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Using+behaviour+to+assess+animal+welfare%5BTitle%5D)+AND+%22Animal+Welfare%22%5BJournal%5D)">Using behaviour to assess animal welfare.</a> Animal Welfare. 13, 3-7 (2004).</li>
<li>Kistler, C., Hegglin, D., Würbel, H., König, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Preference+for+structured+environment+in+zebrafish+%28Danio+rerio%29+and+checker+barbs+%28Puntius+oligolepis%29%5BTitle%5D)+AND+%22Applied+Animal+Behaviour+Science%22%5BJournal%5D)">Preference for structured environment in zebrafish (Danio rerio) and checker barbs (Puntius oligolepis).</a> Applied Animal Behaviour Science. 135, 318-327 (2011).</li>
<li>Schroeder, P., Jones, S., Young, I. S., Sneddon, L. U. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((What+do+zebrafish+want%3F+Impact+of+social+grouping%2C+dominance+and+gender+on+preference+for+enrichment%5BTitle%5D)+AND+%22Laboratory+Animals%22%5BJournal%5D)">What do zebrafish want? Impact of social grouping, dominance and gender on preference for enrichment.</a> Laboratory Animals. 48 (4), 328-337 (2014).</li>
<li>Matthews, M., Trevarrow, B., Matthews, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+virtual+guide+for+zebrafish+users%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+Animal%22%5BJournal%5D)">A virtual guide for zebrafish users.</a> Lab Animal. 31 (3), 34-40 (2002).</li>
<li>Näslund, J., Johnsson, J. I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Environmental+enrichment+for+fish+in+captive+environments%3A+Effects+of+physical+structures+and+substrates%5BTitle%5D)+AND+%22Fish+and+Fisheries%22%5BJournal%5D)">Environmental enrichment for fish in captive environments: Effects of physical structures and substrates.</a> Fish and Fisheries. 17 (1), 1-30 (2016).</li>
<li>Oliveira, K. V., Barreto, R. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Environmental+enrichment+reduces+aggression+of+pearl+cichlid%2C+Geophagus+brasiliensis%2C+during+resident-intruder+interactions%5BTitle%5D)+AND+%22Neotropical+Ichthyology%22%5BJournal%5D)">Environmental enrichment reduces aggression of pearl cichlid, Geophagus brasiliensis, during resident-intruder interactions.</a> Neotropical Ichthyology. 8 (2), 329-332 (2010).</li>
<li>Brydges, N. M., Braithwaite, V. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Does+environmental+enrichment+affect+the+behaviour+of+fish+commonly+used+in+laboratory+work%5BTitle%5D)+AND+%22Animal+Behaviour+Science%22%5BJournal%5D)">Does environmental enrichment affect the behaviour of fish commonly used in laboratory work.</a> Animal Behaviour Science. 118, 137-143 (2009).</li>
<li>Ahlbeck Bergendahl, I., Miller, S., Depasquale, C., Giralico, L., Braithwaite, V. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Becoming+a+better+swimmer%3A+structural+complexity+enhances+agility+in+a+captive-reared+fish%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Fish+Biology%22%5BJournal%5D)">Becoming a better swimmer: structural complexity enhances agility in a captive-reared fish.</a> Journal of Fish Biology. 90 (3), 1112-1117 (2017).</li>
<li>Roberts, L. J., Taylor, J., de Leaniz, C. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Environmental+enrichment+reduces+maladaptive+risk-taking+behavior+in+salmon+reared+for+conservation%5BTitle%5D)+AND+%22Biological+Conservation%22%5BJournal%5D)">Environmental enrichment reduces maladaptive risk-taking behavior in salmon reared for conservation.</a> Biological Conservation. 144 (7), 1972-1979 (2011).</li>
<li>Jacobs, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Quantitative+measurement+of+food+selection%5BTitle%5D)+AND+%22Oecologia%22%5BJournal%5D)">Quantitative measurement of food selection.</a> Oecologia. 14, 413-417 (1974).</li>
<li>DePasquale, C., Fettrow, S., Sturgill, J., Braithwaite, V. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+impact+of+flow+and+physical+enrichment+on+preferences+in+zebrafish%5BTitle%5D)+AND+%22Applied+Animal+Behaviour+Science%22%5BJournal%5D)">The impact of flow and physical enrichment on preferences in zebrafish.</a> Applied Animal Behaviour Science. 215, 77-81 (2019).</li>
<li>Bekoff, M. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aBekoff%2C+M+%22Encyclopedia+of+Animal+Rights+and+Animal+Welfare%2C+2nd+edition%22">Encyclopedia of Animal Rights and Animal Welfare, 2nd edition</a>. , Greenwood Press. Santa Barbara, CA. 53(2009).</li>
<li>Fraser, D., Nicol, C. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Preference+and+motivation+research%5BTitle%5D)+AND+%22Animal+Welfare%22%5BJournal%5D)">Preference and motivation research.</a> Animal Welfare. , 183-199 (2011).</li>
<li>Franks, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((What+do+animals+want%5BTitle%5D)+AND+%22Animal+Welfare%22%5BJournal%5D)">What do animals want.</a> Animal Welfare. 28, 1-10 (2019).</li>
<li>Blaser, R. E., Rosemberg, D. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Measures+of+anxiety+in+zebrafish+%28Danio+rerio%29%3A+dissociation+of+black%2Fwhite+preference+and+novel+tank+test%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">Measures of anxiety in zebrafish (Danio rerio): dissociation of black/white preference and novel tank test.</a> PLoS One. 7 (5), 1-8 (2012).</li>
</ol>

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Tutaj przedstawiamy projekt eksperymentalny, który pozwala nam zbadać preferencje ryb dla różnych typów siedlisk. Niektóre krytyczne kroki, które są ważne w testowaniu preferencji, obejmują: 1) zapewnienie utrzymania jednolitych warunków w różnych powtórzeniach (np. zewnętrzne odgłosy lub ruch, eksperymentator, skład chemiczny wody, poziomy światła); 2) zapewnienie, że strefy są rotowane między powtórzeniami i znaczna ilość wody jest zastępowana słodką wodą z miski olejowej między badaniami w celu zmniejszenia odchyleń; ...

Przepisy regulujące, jak zwierzęta laboratoryjne powinny być trzymane w niewoli, są wyraźne i dobrze zdefiniowane. Międzynarodowe Stowarzyszenie Oceny i Akredytacji Opieki nad Zwierzętami Laboratoryjnymi (AAALAC) nadzoruje i zarządza wszystkimi organizacjami i instytucjami, które pracują ze zwierzętami badawczymi i ma szczegółowe wytyczne dotyczące hodowli i trzymania odpowiednich dla gatunku. Na przykład Wytyczne AAALAC dotyczące trzymania i opieki nad danio pręgowanym, Danio Rerio1 "zdecydowanie zachęcają" do stosowania wzbogacania (dodawania obiektów fizycznych lub współplemieńców w środowisku inwentarskim) podczas trzymania danio pręgowanego w niewoli. W dalszej części przewodnika czytamy: "Zapewnienie sztucznych roślin lub struktur imitujących siedlisko danio pręgowanego daje zwierzętom wybór w ich środowisku".
Dowody sugerują, że wzbogacenie może stymulować wzrost nowych neuronów (neurogenezę) w obszarach mózgu zaangażowanych w przetwarzanie informacji przestrzennych2, i uważa się, że te zmiany neuronalne są związane ze zwiększoną zdolnością uczenia się3. Wpływ wzbogacenia na neurogenezę i uczenie się był szeroko badany w różnych taksonach, w tym fish4,5, birds6, reptiles7 i mammals8. Chociaż tego typu badania są ważne dla zrozumienia wpływu wzbogacania na mózg i zachowanie, nie biorą one pod uwagę konkretnych wyborów lub preferencji zwierząt w określonym środowisku w stosunku do innego.
Podstawowym pytaniem, które należy zadać przy ocenie dobrostanu zwierząt trzymanych w niewoli, jest to, czy zwierzęta mają to, czego chcą, czy nie9. Sposobem na zbadanie tego pytania, który dostarcza namacalnych dowodów, jest zapewnienie zwierzętom wyborów, które pozwolą nam zrozumieć ich subiektywne preferencje. Na przykład w dwóch badaniach sprawdzono, czy danio pręgowany preferuje dostęp do wzbogaconego czy zwykłego środowiska, przy czym oba badania wskazują na preferencję obszarów, które zawierają wzbogacenie10,11. Jednak zasugerowano również, że danio pręgowany wydaje się być obojętny na wzbogacanie środowiska12, więc odpowiedź na to pytanie nie jest oczywiście jednoznaczna. Inne zastosowanie testów preferencji związanych z dobrostanem zwierząt obejmuje próbę zrozumienia, w jaki sposób różne aspekty wzbogaconego środowiska odgrywają rolę w wyborach dokonywanych przez poszczególne zwierzęta. U samych ryb różne rodzaje wzbogacania mają różny wpływ na mózg i zachowanie, a związek ten jest dodatkowo komplikowany przez indywidualne różnice w cechach osobowości13. Co więcej, testowanie preferencji może być przydatne w badaniach porównawczych wzbogacania środowiska. Wykazano, że nawet w przypadku różnych gatunków ryb wzbogacenie ma wpływ na wiele różnych typów zachowań, w tym agresję14, boldness15, locomotion16 i podejmowanie ryzyka17.
Indeks preferencji Jacoba jest testem statystycznym, który jest często używany do ilościowego określania preferencji mieszkaniowych18. Indeks preferencji Jacoba przypisuje wartość każdemu innemu siedlisku na podstawie liczby zwierząt obecnych w każdym typie siedliska w różnych punktach czasowych, gdzie preferencja waha się od -1 (unikanie) do +1 (najbardziej preferowane). W tym miejscu opisujemy metodę wykorzystania wskaźnika preferencji Jacoba do badania preferencji mieszkaniowych ryb i posługujemy się przykładem oceny dwóch ważnych cech środowiska wodnego: 1) obecności lub braku wzbogacenia; oraz 2) przepływ wody19. Protokół można jednak łatwo zaadaptować tak, aby uwzględniał różne czynniki środowiskowe (np. żwir kontra piasek jako podłoże, rośliny z tworzyw sztucznych kontra żywe rośliny, niski i wysoki przepływ wody) w odniesieniu do różnych gatunków i krajobrazów (np. wodnych i lądowych).

<table><tbody><tr><td>Sztuczne rośliny akwariowe</td><td>Smarlin</td><td>B07PDZQ5M5</td><td></td></tr><tr><td>Sztuczne wodorosty Rośliny wodne do akwarium</td><td>MyLifeUNIT</td><td>PT16L212</td><td></td></tr><tr><td>Zbiorniki eksperymentalne</td><td>United State Plastic Corporation</td><td>6106</td><td></td></tr><tr><td>Pływający pierścień spożywczy</td><td>SunGrow</td><td>B07M6VWH9V</td><td></td></tr><tr><td>Przepływomierz</td><td>YSI</td><td>BA1100</td><td></td></tr><tr><td>Grzałka termostatu akwariowego Jager</td><td>Ehiem</td><td>3619090</td><td></td></tr><tr><td>Master Zestaw do badania jakości wody</td><td>API</td><td>34</td><td></td></tr><tr><td>SPSS Statystyki dla Macintosh</td><td>IBM</td><td>Wersja 25.0</td><td></td></tr><tr><td>Pompa zatapialna, SL-Songlong</td><td></td> <td>SL-381</td><td></td></tr><tr><td>TetraMin Płatki tropikalne</td><td>Tetra</td><td>16106</td><td></td></tr><tr><td>Narożny filtr biologiczny z potrójnym przepływem</td><td>Lee's</td><td>13405</td><td></td></tr><tr><td>Kamera wideo</td><td>Coleman</td><td>TrekHD CVW16HD</td><td></td></tr><tr><td>Windows Media Player (oprogramowanie wideo)</td><td>Microsoft</td><td>Windows Media Player 12</td><td></td></tr></tbody></table>

ustandaryzowany protokół testowania preferencji w celu oceny dobrostanu ryb

A Standardized Protocol for Preference Testing to Assess Fish Welfare

Techniki oceny dobrostanu zwierząt starają się uwzględnić specyficzne potrzeby i pragnienia danego zwierzęcia. Wzbogacenie (dodanie obiektów fizycznych lub osobników współplemieńców w środowisku inwentarskim) jest często sposobem na zapewnienie zwierzętom żyjącym w niewoli możliwości wyboru, z kim lub z kim lub z czym wchodzą w interakcje i jak spędzają czas. Podstawowym elementem środowiska wodnego, który jest często pomijany w niewoli, jest jednak zdolność zwierzęcia do podjęcia decyzji o zaangażowaniu się w ćwiczenia fizyczne. Dla wielu zwierząt, w tym ryb, ćwiczenia są ważnym aspektem ich historii życia i wiadomo, że mają wiele korzyści zdrowotnych, w tym pozytywne zmiany w mózgu i zachowaniu. W niniejszej pracy przedstawiono metodę oceny preferencji siedliskowych zwierząt żyjących w niewoli. Protokół można łatwo zaadaptować do różnych czynników środowiskowych (np. żwir kontra piasek jako podłoże, rośliny z tworzyw sztucznych kontra żywe rośliny, niski przepływ kontra wysoki przepływ wody) u różnych gatunków wodnych lub do stosowania z gatunkami lądowymi. Statystyczną ocenę preferencji przeprowadza się za pomocą wskaźnika preferencji Jacoba, który klasyfikuje siedliska od -1 (unikanie) do +1 (najbardziej preferowane). Dzięki tym informacjom można określić, czego chce zwierzę z punktu widzenia dobrostanu, w tym preferowaną lokalizację.

W celu zbadania preferencji dotyczących środowiska życia u danio przeżłustrego, którym udostępniono wybór spośród różnych form wzbogacenia środowiska, obejmujących 1) plastikowe rośliny i piaszczysty substrat oraz 2) przepływ wody, zastosowaliśmy test preferencji. Obszar ten podzielono na cztery strefy: (i) tylko wzbogacona; (ii) tylko przepływ; (iii) wzbogacona i przepływ; (iv) zwykła, oraz arenę centralną, w której dostarczano pokarm19. Danio przeżłustry wykazały najwyższą preferencję dla strefy...

Podstawowym aspektem oceny dobrostanu zwierząt w niewoli jest pytanie, czy zwierzęta mają to, czego chcą. W tym miejscu przedstawiamy protokół określający preferencje mieszkaniowe u danio pręgowanego (Danio rerio) w odniesieniu do obecności/braku wzbogacenia środowiska i dostępu do płynącej wody.

Ustandaryzowany protokół testowania preferencji w celu oceny dobrostanu ryb

Animal welfare assessment techniques try to take into consideration the specific needs and wants of the animal in question. Providing enrichment (the ...

Protokół ten pozwala nam lepiej zrozumieć, czego chcą ryby, przyglądając się wyborom, których dokonują w odniesieniu do preferencji siedliskowych, co ma fundamentalne znaczenie dla ich dobrostanu. Protokół ten można łatwo dostosować, aby przyjrzeć się różnym czynnikom środowiskowym, w tym żwirowi i piaszczystemu podłożu, żywym roślinom w porównaniu z plastikiem, a nawet różnym gatunkom wodnym. Aby ustawić aparat preferencji, użyj eksperymentalnego zbiornika wykonanego z nieprzezroczystego białego tworzywa sztucznego, podzielonego na cztery strefy ze ściankami wykonanymi z akrylu, przymocowanymi za pomocą uszczelniacza silikonowego.W każdej strefie należy umieścić odpowiednie materiały wzbogacające zgodnie z określonymi parametrami siedliska, które mają być badane. Na przykład uwzględnij piaszczyste i skaliste podłoża, sztuczne rośliny kontra schronienia lub przepływ wody kontra sztuczne rośliny. Jeśli przepływ wody ma być używany jako interesujący parametr, należy umieścić małe pompy, aby dostarczać strumienie wody do zbiornika i ustawić pompy na określoną prędkość, tak aby zapewniały stały i ukierunkowany przepływ wody w oparciu o ekologię i historię życia interesującego gatunku.W środku eksperymentalnego zbiornika znajduje się centralna arena, do której będzie dostarczane jedzenie. Dostęp do Areny Centralnej z każdej strefy powinien odbywać się przez mały otwór w ścianach oddzielających, który jest wystarczająco duży, aby interesujące go gatunki mogły bez przeszkód przemieszczać się między strefami, ale wystarczająco mały, aby zmniejszyć wszelkie wizualne sygnały, których ryby mogą doświadczyć z innych stref. Umieścić biofiltr i grzałkę w każdym rogu zbiornika poza obszarem doświadczalnym, tak aby nie zakłócać przepływu wody i zapewnić stałą temperaturę wody we wszystkich strefach.Ustaw wszelkie dodatkowe zbiorniki eksperymentalne zgodnie z warunkami przestrzennymi, upewniając się, że wszystkie replikowane zbiorniki mają jednolite warunki. Umieść kamery na statywach, bezpośrednio nad każdym zbiornikiem eksperymentalnym, tak aby wszystkie strefy były widoczne. Po upewnieniu się, że na kartach pamięci jest wystarczająco dużo miejsca do nagrywania, ustaw oświetlenie w pomieszczeniu na stopniowy 12-godzinny cykl światła/ciemności, aby symulować wschód i zachód słońca.I ustaw temperaturę wody na 25, plus minus jeden stopień Celsjusza. Trzymaj ryby w domowych zbiornikach, gdy nie są testowane. W dniu eksperymentu użyj dwóch sieci, aby szybko złapać wszystkie badane ryby z ich domowych zbiorników i umieść je na Centralnej Arenie zbiornika eksperymentalnego w ciągu 30 sekund od złapania.W dniach od pierwszego do czwartego ryby spędzą czas na aklimatyzacji i eksploracji różnych stref. W tych dniach nie zbieraj danych. Podczas aklimatyzacji przeprowadzaj regularne badania jakości wody, wymieniając wodę w przypadku wykrycia jakichkolwiek problemów.Aby nakarmić ryby, użyj pływającego pierścienia pokarmowego, przymocowanego do ściany Areny Centralnej na powierzchni wody, aby dostarczyć rybom płatki pokarmu dla ryb. Po 30 minutach dostępu ad libitum użyj siatki zanurzeniowej, aby usunąć resztki jedzenia ze zbiornika. W dniach od piątego do siódmego włącz kamery i rejestruj zachowania ryb przez dwie godziny po każdym zaplanowanym porannym i popołudniowym karmieniu.Ósmego dnia użyj siatki zanurzeniowej, aby przenieść wszystkie ryby z powrotem do ich domowych zbiorników. W zależności od tego, ile wody w zbiorniku ściekowym jest dostępne, zastąp co najmniej jedną trzecią wody w zbiorniku doświadczalnym świeżą wodą z miski olejowej, aby zmniejszyć wpływ hormonów stresu na ryby i kolejne powtórzenia. Następnie ustaw zbiorniki doświadczalne zgodnie z harmonogramem rotacji stref na ten tydzień i rozpocznij proces testowania z nową partią ryb.Pod koniec każdego dnia nagrywania pobierz filmy na komputer. Za pomocą oprogramowania wideo można ręcznie policzyć liczbę ryb w każdej strefie, w odstępach pięciominutowych, w każdym dwugodzinnym okresie nagrywania. Aby przeanalizować preferencje siedliskowe, oblicz średnią liczbę ryb w strefie dla każdego zbiornika repliki.Aby uzyskać wynik preferencji dla użycia struktury, oblicz indeks preferencji Jacobsa, korzystając ze wzoru, jak wskazano. Załóżmy, że ryba weszła do strefy, gdy całe ciało ryby przechodzi przez otwór między strefami. Aby określić, czy zaszły jakiekolwiek zmiany w szybkości, z jaką ryby zmieniają się między strefami w okresie obserwacji, należy obliczyć liczbę wejść ryb do każdej strefy z Areny Centralnej, podzieloną przez całkowitą liczbę ryb w ciągu pierwszych i ostatnich pięciu minut każdego okresu obserwacji.I oblicz początkową i końcową średnią szybkość przełączania dla każdego powtórzonego zbiornika. Korzystając z oprogramowania statystycznego, przeprowadź odpowiednią analizę statystyczną, taką jak jednoczynnikowa analiza ANOVA, z indeksem preferencji jako zmienną zależną i strefą jako zmienną predykcyjną, a także sparowany test t dotyczący początkowej i końcowej średniej szybkości przełączania dla każdego zbiornika. Aby porównać każdą strefę z każdą inną strefą, zastosuj test post-hoc wielokrotnego porównania Tukeya.W tym reprezentatywnym eksperymencie danio pręgowany wykazał najwyższą preferencję dla strefy wzbogaconej i przepływowej oraz unikał stref tylko przepływu i równin, spędzając więcej czasu na arenie centralnej. Ponadto danio pręgowany przemieszczał się między różnymi strefami siedliskowymi częściej na początku okresu obserwacji niż na jego końcu. Bardzo ważne jest, aby w replikowanych zbiornikach utrzymywane były jednolite warunki, takie jak hałas zewnętrzny, ruch, skład chemiczny wody lub poziom światła.Testowanie preferencji obejmuje próbę zrozumienia, w jaki sposób różne aspekty wzbogacenia środowiska wpływają na decyzje jednostki. Ale jest również przydatny do porównawczych badań wzbogacania środowiska.

a-standardized-protocol-for-preference-testing-to-assess-fish-welfare

Research

JoVE Journal

Behavior

Zachowanie

Film opisuje test preferencji jasnego i ciemnego w celu zbadania zachowania związanego z lękiem u danio pręgowanego po ekspozycji na etanol.

Test preferencji jasno-ciemnej: metoda badania zachowań związanych z lękiem u danio pręgowanego

Wyjaśniono nowatorską metodę zmniejszania zmienności podczas wystawiania ryb na działanie narkotyków.  Stwierdzono, że ryby wystawione na różne wzorce ekspozycji na etanol miały zmieniony poziom lęku podczas odstawienia w teście skotoksji jasnej/ciemnej.

Nowa metoda podawania leków wielu danio pręgowanemu (Danio rerio) i kwantyfikacja odstawienia

Ten test biologiczny wykorzystuje model drapieżnej ryby do oceny obecności metabolitów odstraszających od karmienia z organicznych ekstraktów tkanek organizmów morskich w naturalnych stężeniach przy użyciu porównywalnej pod względem odżywczym matrycy pokarmowej.

Laboratoryjny test biologiczny żywiący się rybami w celu oceny aktywności przeciwdrapieżnej metabolitów wtórnych z tkanek organizmów morskich

Ten manuskrypt opisuje przygotowanie, implementację i analizę śmiałości, agresji i ławicy u danio pręgowanego oraz testy na obecność zespołu behawioralnego. Ustandaryzowane podejście do kwantyfikacji behawioralnej pozwoli na łatwiejsze porównanie między badaniami. Modyfikacje tego protokołu są możliwe, ponieważ każdy test może być przeprowadzany indywidualnie.

Testy śmiałości, agresji i płycizny dla zespołów behawioralnych danio pręgowanego

Opracowaliśmy protokół oceny samopoczucia myszy podczas zabiegów z użyciem znieczulenia ogólnego. Przeanalizowano szereg parametrów behawioralnych wskazujących na poziom dobrostanu, a także metabolity glikokortykosteroidów. Protokół może służyć jako ogólna pomoc w oszacowaniu stopnia ciężkości w sposób naukowy, skoncentrowany na zwierzętach.

Systematyczna ocena dobrostanu myszy przed zabiegami ze względu na znieczulenie ogólne

W tej pracy opisujemy ostry, przewlekły i wielopokoleniowy test biologiczny, aby zbadać wpływ pojedynczych i połączonych stresorów na turkusową karpię Nothobranchius furzeri. Protokół ten ma na celu badanie cech historii życia (śmiertelność, wzrost, płodność, waga) i krytycznego maksimum termicznego.

Protokół badania ostrej i przewlekłej ekotoksyczności turkusowej Killifish Nothobranchius furzeri

Ten manuskrypt opisuje prostą metodę behawioralnego pomiaru stresu u dorosłego gryba. Podejście to wykorzystuje wrodzoną tendencję do tego, że danio pręgowany preferuje dolną połowę zbiornika, gdy jest w stanie stresu. Opisano również metody sprzężenia testu z farmakologią.

Behawioralne podejścia do badania wrodzonego stresu u danio pręgowanego

Prezentujemy komorę behawioralną przeznaczoną do oceny zdolności poznawczych. Przedstawiamy dane pokazujące, że raz zdobyty danio pręgowany pamięta zadanie 8 tygodni później. Pokazujemy również, że zegmunowany z hiperglikemią ma zmienioną wydajność poznawczą, co wskazuje, że ten paradygmat ma zastosowanie w badaniach oceniających funkcje poznawcze i pamięć.

Zadanie behawioralne trójkomorowego wyboru z wykorzystaniem danio pręgowanego jako systemu modelowego

Tutaj prezentujemy kompleksowy zestaw testów behawioralnych, w tym nowatorski zbiornik, Shoaling i testy preferencji społecznych, aby skutecznie określić potencjalne neurotoksyczne skutki chemikaliów (np. metamfetaminy i glifosatu) na dorosłe rybki danio pręgowane za pomocą jednego zbiornika. Metoda ta jest istotna dla badań neurotoksycznych i środowiskowych.

Ocena neurotoksyczności u dorosłych Danio rerio przy użyciu baterii testów behawioralnych w jednym zbiorniku

Zadania preferencji społecznych wielokomorowych zostały dostosowane od szczurów do rybek zebra, ułatwiając badania nad zachowaniami społecznymi w organizmach modelowych. Ten protokół waliduje niskobudżetowe zadanie trójkomorowe z otwartym zbiornikiem przy użyciu kamer internetowych i oprogramowania open-source w celu zmierzenia preferencji społecznych rybek zebra, czyniąc je dostępnymi dla badań i nauczania na poziomie licencjackim.

Niedroga alternatywa do badania preferencji społecznych u Danio pręgowanego (Danio rerio) przy użyciu zadania wolnego pływania w trzykomorowym otwartym zbiorniku

Poznaj ustandaryzowany protokół testowania preferencji zebrafii Danio rerio w celu oceny dobrostanu ryb w niewoli. Metoda pozwala badać wpływ wzbogacenia środowiska i przepływu wody na wybór siedliska.

Ustandaryzowany protokół testowania preferencji w celu oceny dobrostanu ryb

Przeglądaj więcej filmów