Name: Pachwinowy podskórny model przeszczepu białej tkanki tłuszczowej (ISWAT) mysich wysp trzustkowych (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2020-02-16T15:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 14 s
Description: Poznaj metodę izolacji i przeszczepu wysp trzustkowych myszy do pachwinowej tkanki tłuszczowej w badaniach nad cukrzycą typu I. Technika ta umożliwia monitorowanie glikemii i analizę histologiczną przeszczepów.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Ta praca była wspierana przez granty z Narodowego Kluczowego Programu Badawczo-Rozwojowego Chin (2017YFC1103704)Specjalne fundusze na budowę szpitali wysokiego poziomu w prowincji Guangdong (2019), Projekt Medyczny Sanming w Shenzhen (SZSM201412020), Fundusz na Budowę Dyscypliny Medycznej Wysokiego Poziomu w Shenzhen (2016031638), Fundacja Nauki i Technologii Shenzhen (JCJY20160229204849975, GJHZ20170314171357556), Fundacja Zdrowia i Komisji Planowania Rodziny w Shenzhen (SZXJ2017021SZXJ2018059), Medyczna Fundacja Badań Naukowych prowincji Guangdong w Chinach (A2019218), Chińska Fundacja Nauk Podoktoranckich (2018M633218).

Wszystkie procedury w tym protokole były zgodne z zasadami dobrostanu zwierząt Komisji Oceny Etyki Drugiego Szpitala Ludowego w Shenzhen. Biorcami i dawcami przeszczepu wysp trzustkowych były samce myszy C57BL/6 w wieku od 8 do 10 tygodni zakupione w Centrum Zwierząt Medycznych w prowincji Guangdong. Procedura pobierania, izolacji, hodowli lub podawania pobranych komórek została przeprowadzona w warunkach aseptycznych.
1. Przygotowanie wysepek
<ol>
	<li>Przygotować roztwór roboczy kolagenazy typu V. Zważyć kolagenazę typu V i rozpuścić w buforze D-Hanka do końcowego stężenia 1 mg/ml, przefiltrować za pomocą jednostki filtrującej napędzanej strzykawką 0,22 μm i strzykawki o pojemności 60 ml i wstępnie schłodzić w lodzie. Wymagana jest objętość 5 ml dla każdego dawcy-biorcy.</li>
	<li>Poddaj eutanazji 10-tygodniowego samca myszy C57BL/6 (23 ± 2 g) przez zwichnięcie szyjki macicy i spryskaj zewnętrzną część myszy 75% etanolem przez kilka sekund. W międzyczasie napełnić strzykawkę o pojemności 5 ml roztworem kolagenazy i wymienić igłę strzykawki na zginaną igłę perfuzyjną o czubku (32 G).</li>
	<li>Umieść mysz dawcę w pozycji leżącej na worku z lodem pod lunetą sekcyjną, wytnij poprzeczny otwór za pomocą prostych, spiczastych nożyczek okulistycznych w skórze okolicy łonowej i całkowicie naciąć skórę w kierunku głowy. Następnie całkowicie otwórz brzuch przez nacięcie w kształcie litery V od okolicy łonowej do wyrostka mieczykowatego.</li>
	<li>Odsłoń woreczek żółciowy i całą długość wspólnego przewodu żółciowego, zmieniając położenie wątroby. Następnie zacisnąć otwór dwunastnicy wspólnego przewodu żółciowego za pomocą zacisku naczyniowego i wyciąć mały otwór w woreczku żółciowym. 
	UWAGA: Optymalne umieszczenie igły jest ważne, aby zapobiec cofaniu się do wątroby i pęcherzyka żółciowego.</li>
	<li>Kankalować wspólny przewód żółciowy z otworu pęcherzyka żółciowego za pomocą igły perfuzyjnej w kroku 1.2, a następnie wstrzyknąć ~ 2 ml roztworu kolagenazy do trzustki. Następnie oddziel perfundowaną trzustkę od jelit, żołądka i śledziony za pomocą dwóch par nieinwazyjnych mikropęset i umieść je w stożkowej probówce o pojemności 50 ml na lodzie. 
	UWAGA: Powtórz ten proces dla wszystkich myszy dawców. Trzy kolejno perfundowane trzustki (nie więcej niż 40 minut od siebie) można połączyć w stożkową probówkę o pojemności 50 ml wstępnie napełnioną 3 ml roztworu kolagenazy dla każdej trzustki.</li>
	<li>Dodać 100 μl DNazy I (10 mg/ml) na trzustkę do stożkowych probówek o pojemności 50 ml i trawić trzustki w łaźni wodnej w temperaturze 37 °C, potrząsając stożkowymi probówkami przez 3–5 minut 
	UWAGA: Energicznie potrząsaj rurkami 40 razy w odstępach 10 sekund, aby odłączyć tkankę przed trawieniem w łaźni wodnej, a następnie umiarkowanie potrząsaj rurkami podczas trawienia.</li>
	<li>Dodać roztwór zatrzymujący (2,5 mg/ml roztwór BSA-HBSS) do końcowej objętości 50 ml w celu zablokowania trawienia, a następnie odwirować pulsacyjnie probówki do prędkości 750 x g w temperaturze 4 °C i szybko zatrzymać.</li>
	<li>Odlej supernatant i umyj granulki 2x, delikatnie ponownie zawieszając w 15–25 ml BSA-HBSS. Pulsacyjnie odwirować probówkę z taką samą prędkością, jak opisano w kroku 1.7 przez 1 minutę.</li>
	<li>Odlewać supernatant i zebrać granulki z trzech stożkowych probówek w stożkowej probówce o pojemności 50 ml. Zawiesić granulki w całkowitej objętości 10 ml histopaque-1119. Wymieszać jednorodnie i kolejno dodać 5 ml histopaque-1077 i 5 ml HBSS, pipetując powoli wzdłuż boku probówki.</li>
	<li>Wirować próbki w wirówce w temperaturze 750 x g w temperaturze 4 °C przez 10 minut bez hamulców.</li>
	<li>Odessać wysepki z granicy faz HBSS/histopaque-1077 do stożkowej probówki o pojemności 50 ml za pomocą jednorazowej pipety Pasteura o pojemności 5 ml, dodać BSA-HBSS do końcowej objętości 50 ml i odwirować pulsacyjnie przy 750 x g w temperaturze 4 °C.</li>
	<li>Odlewać sklarowany osad i umyć wysepki za pomocą 30 ml BSA-HBSS. Wirować przez 1 minutę w temperaturze 750 x g w temperaturze 4 °C.</li>
	<li>Zawiesić wysepki za pomocą 30 ml pożywki hodowlanej (10% FBS-1%P/S-CMRL-1066) na probówkę i wlać do światłoszczelnego naczynia hodowlanego o średnicy 10 cm. Pod mikroskopem stereoskopowym, używając końcówek do pipet o pojemności 200 μl z żelem, ręcznie wybierz wysepki z roztworu na podstawie ich morfologii (tj. sferoidalne, białe). Umieścić w naczyniu do hodowli komórkowych niepoddanych działaniu substancji z 10 ml pożywki hodowlanej. 
	UWAGA: Drugi ręczny zbiór można przeprowadzić, jeśli czystość najpierw oczyszczonych wysepek nie jest optymalna po pierwszym zbiorze.</li>
	<li>Sprawdź czystość ręcznie pobranych wysepek przez barwienie ditizonem pod mikroskopem świetlnym i wykryj żywotność wysepek za pomocą barwienia dioctanu fluoresceiny (FDA) i jodku propidyny (PI) pod mikroskopem fluorescencyjnym.</li>
	<li>Wyhodować izolowane wyspy trzustkowe w pożywce hodowlanej (jak w kroku 1.13) w inkubatorze w temperaturze 37 °C, 95% powietrza-5% CO2 przed przesadzeniem.</li>
</ol>
2. Przeszczep wysp trzustkowych ISWAT
<ol>
	<li>Wywołać cukrzycę u 8-tygodniowego samca myszy C57BL/6 (22 ± 2 g) za pomocą pojedynczego wstrzyknięcia streptozotocyny (STZ). W dniu -4 pościć myszy przez ~ 4-6 godzin, a następnie przygotować 2% roztwór STZ przy użyciu 0,1 M buforu cytrynianowego (pH 4,4). Zważyć, ponownie zawiesić w buforze i wstrzyknąć myszom dootrzewnowo w dawce 180 mg/kg. 
	UWAGA: Roztwór STZ musi być świeżo przygotowany przed użyciem i przykryty folią aluminiową ze względu na jego wrażliwość na światło. Należy go zużyć od razu, ponieważ straci aktywność w ciągu 15-20 minut.</li>
	<li>Nakłuj żyły ogonowe myszy, którym wstrzyknięto STZ, aby zebrać trochę krwi około godziny 10 rano dnia -1 i dnia 0 i zmierz poziom glukozy we krwi na czczo za pomocą paska testowego i podstawowego przyrządu do monitorowania stężenia glukozy we krwi. Myszy zostaną wykorzystane jako biorcy przeszczepu wysp trzustkowych, jeśli poziom glukozy we krwi w ciągu 2 kolejnych dni testowych wynosi co najmniej 20 mmol/l.</li>
	<li>W dniu 0 zważ i zaznacz wszystkie myszy biorcy. Znieczulenie każdego biorcy poprzez wstrzyknięcie dootrzewnowo 60 mg/kg pentobarbitalu sodu. 
	UWAGA: Uszczypnij palec u nogi, aby sprawdzić głębokość znieczulenia. Jeśli mysz biorcy nie ma odruchu wycofania, poziom znieczulenia jest wystarczający do operacji. W przeciwnym razie należy podać dodatkowe 10 mg/kg sodu pentobarbitalowego. Zastosowany pentobarbital sodu rozcieńczono w sterylnym roztworze soli fizjologicznej w stężeniu 2% (m/v).</li>
	<li>Wyjmij hydrożel z zamrażarki o temperaturze -20 °C i trzymaj go na lodzie, aby umożliwić rozmrożenie. Hydrożel jest płynny w temperaturze 4–10 °C i krzepnie w wyższej temperaturze.</li>
	<li>Pobrać ~450–500 ekwiwalentów wysepek (IEQ) dla każdego biorcy do sterylnej probówki wirówkowej o pojemności 1,5 ml pod mikroskopem stereoskopowym (jak w kroku 1.13) z 200 μl pożywki hodowlanej i trzymać na lodzie, aż będzie gotowa do przeszczepu.</li>
	<li>Wymaz z lewej okolicy pachwinowej biorcy za pomocą 75% etanolu. Umieść go w pozycji leżącej na plecach i przymocuj cztery kończyny za pomocą taśmy chirurgicznej. Zgolić włosy wokół pola operacyjnego za pomocą elektrycznych maszynek do strzyżenia i przetrzyj obszar jodoforem.</li>
	<li>Wykonaj pionowe nacięcie skóry w tym obszarze za pomocą nożyczek okulistycznych i nieinwazyjnej mikropęsety, zidentyfikuj dolną tętnicę i żyłę nadbrzusza w ISWAT i utwórz małą kieszeń nad naczyniami.</li>
	<li>Obracać rurkę z wysepkami przez 30 s przy 200 x g i usunąć supernatant tak bardzo, jak to możliwe. Odessać 20 μl całkowicie rozmrożonego hydrożelu i załadować go do probówki z wysepkami. Delikatnie zawieś wysepki, unikając pęcherzyków.</li>
	<li>Dostarczyć całą mieszaninę wysepki i hydrożelu w probówce do kieszeni (krok 2.7) odbiorcy za pomocą końcówki do pipety o pojemności 200 μl. 
	UWAGA: Ten proces wymaga dwóch techników, jednego do zbierania krawędzi kieszeni za pomocą nieinwazyjnej pęsety, a drugiego do dostarczania mieszanki wysp trzustkowych do kieszeni.</li>
	<li>Dodać 20 μl cefalosporyny (~5–10 mg) do miejsca przeszczepu po całkowitym zestaleniu mieszaniny wysp trzustkowych i hydrożelu, a następnie użyć szwu chirurgicznego 5-0, aby zamknąć mięsień i skórę metodą szwu ciągłego. 
	UWAGA: Hydrożel potrzebuje około 3 minut, aby zastygnąć ze względu na temperaturę ciała.</li>
	<li>Umieść odbiorcę w czystej klatce i utrzymuj w cieple za pomocą podkładki termicznej. Kontynuuj monitorowanie, aż odbiorca w pełni wyzdrowieje i zacznie poruszać się autonomicznie. Następnie podać dootrzewnowo 0,03 mg/ml buprenorfiny ze sterylnym roztworem soli fizjologicznej, zgodnie z dawką 0,1 mg/kg.</li>
	<li>Powtórz kroki 2.3–2.11 dla każdej myszy odbiorcy.</li>
	<li>Mierz poziom glukozy we krwi bez czczo myszy biorców (jak w kroku 2.2) 3-4 razy w tygodniu przez pierwszy miesiąc, a następnie 1 raz w tygodniu.</li>
	<li>Pod koniec obserwacji (100 dni po przeszczepie), w znieczuleniu (przeprowadzonym jak w kroku 2.3) należy wyciąć ISWAT, na którym znajduje się przeszczep, od biorców, postępując zgodnie z sterylnymi krokami opisanymi w kroku 2.6. Utrwalić tkankę w formalinie i paraformaldehydzie zgodnie z protokołami histologicznymi barwienia hematoksyliną i eozyną (H&E) oraz immunofluorescencji insuliny i glukagonu.</li>
	<li>Dodać cefalosporynę i zamknąć nacięcie biorców, jak w kroku 2.10, a następnie przygotować się do rekonwalescencji, jak w kroku 2.11.</li>
</ol>

<ol><li>Cho, N. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((IDF+Diabetes+Atlas%3A+Global+estimates+of+diabetes+prevalence+for+2017+and+projections+for+2045%5BTitle%5D)+AND+%22Diabetes+Research+and+Clinical+Practice%22%5BJournal%5D)">IDF Diabetes Atlas: Global estimates of diabetes prevalence for 2017 and projections for 2045.</a> Diabetes Research and Clinical Practice. 138, 271-281 (2018).</li>
<li>Shapiro, A. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Islet+transplantation+in+seven+patients+with+type+1+diabetes+mellitus+using+a+glucocorticoid-free+immunosuppressive+regimen%5BTitle%5D)+AND+%22New+England+Journal+of+Medicine%22%5BJournal%5D)">Islet transplantation in seven patients with type 1 diabetes mellitus using a glucocorticoid-free immunosuppressive regimen.</a> New England Journal of Medicine. 343 (4), 230-238 (2000).</li>
<li>McCall, M., Shapiro, A. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Update+on+islet+transplantation%5BTitle%5D)+AND+%22Cold+Spring+Harbor+Perspectives+in+Medicine%22%5BJournal%5D)">Update on islet transplantation.</a> Cold Spring Harbor Perspectives in Medicine. 2 (7), 007823(2012).</li>
<li>Pathak, V., Pathak, N. M., O'Neill, C. L., Guduric-Fuchs, J., Medina, R. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Therapies+for+Type+1+Diabetes%3A+Current+Scenario+and+Future+Perspectives%5BTitle%5D)+AND+%22Clinical+Medicine+Insights%3A+Endocrinology+and+Diabetes%22%5BJournal%5D)">Therapies for Type 1 Diabetes: Current Scenario and Future Perspectives.</a> Clinical Medicine Insights: Endocrinology and Diabetes. 12, 1179551419844521(2019).</li>
<li>Bottino, R., Knoll, M. F., Knoll, C. A., Bertera, S., Trucco, M. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+Future+of+Islet+Transplantation+Is+Now%5BTitle%5D)+AND+%22Frontiers+in+Medicine+%28Lausanne%29%22%5BJournal%5D)">The Future of Islet Transplantation Is Now.</a> Frontiers in Medicine (Lausanne). 5, 202(2018).</li>
<li>Stokes, R. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Transplantation+sites+for+human+and+murine+islets%5BTitle%5D)+AND+%22Diabetologia%22%5BJournal%5D)">Transplantation sites for human and murine islets.</a> Diabetologia. 60 (10), 1961-1971 (2017).</li>
<li>van der Windt, D. J., Echeverri, G. J., Ijzermans, J. N., Cooper, D. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+choice+of+anatomical+site+for+islet+transplantation%5BTitle%5D)+AND+%22Cell+Transplantation%22%5BJournal%5D)">The choice of anatomical site for islet transplantation.</a> Cell Transplantation. 17 (9), 1005-1014 (2008).</li>
<li>Addison, P., Fatakhova, K., Rodriguez Rilo, H. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Considerations+for+an+Alternative+Site+of+Islet+Cell+Transplantation%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Diabetes+Science+and+Technology%22%5BJournal%5D)">Considerations for an Alternative Site of Islet Cell Transplantation.</a> Journal of Diabetes Science and Technology. , (2019).</li>
<li>Pepper, A. R., Bruni, A., Shapiro, A. M. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Clinical+islet+transplantation%3A+is+the+future+finally+now%5BTitle%5D)+AND+%22Current+Opinion+in+Organ+Transplantation%22%5BJournal%5D)">Clinical islet transplantation: is the future finally now.</a> Current Opinion in Organ Transplantation. 23 (4), 428-439 (2018).</li>
<li>Bellin, M. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Similar+islet+function+in+islet+allotransplant+and+autotransplant+recipients%2C+despite+lower+islet+mass+in+autotransplants%5BTitle%5D)+AND+%22Transplantation%22%5BJournal%5D)">Similar islet function in islet allotransplant and autotransplant recipients, despite lower islet mass in autotransplants.</a> Transplantation. 91 (3), 367-372 (2011).</li>
<li>Bruni, A., Gala-Lopez, B., Pepper, A. R., Abualhassan, N. S., Shapiro, A. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Islet+cell+transplantation+for+the+treatment+of+type+1+diabetes%3A+recent+advances+and+future+challenges%5BTitle%5D)+AND+%22Diabetes%2C+Metabolic+Syndrome+and+Obesity%3A+Targets+and+Therapy%22%5BJournal%5D)">Islet cell transplantation for the treatment of type 1 diabetes: recent advances and future challenges.</a> Diabetes, Metabolic Syndrome and Obesity: Targets and Therapy. 7, 211-223 (2014).</li>
<li>Smood, B., Bottino, R., Hara, H., Cooper, D. K. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Is+the+renal+subcapsular+space+the+preferred+site+for+clinical+porcine+islet+xenotransplantation%3F+Review+article%5BTitle%5D)+AND+%22International+Journal+of+Surgery+and+Medicine%22%5BJournal%5D)">Is the renal subcapsular space the preferred site for clinical porcine islet xenotransplantation? Review article.</a> International Journal of Surgery and Medicine. 69, 100-107 (2019).</li>
<li>Luan, N. M., Iwata, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Long-term+allogeneic+islet+graft+survival+in+prevascularized+subcutaneous+sites+without+immunosuppressive+treatment%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Transplantation%22%5BJournal%5D)">Long-term allogeneic islet graft survival in prevascularized subcutaneous sites without immunosuppressive treatment.</a> American Journal of Transplantation. 14 (7), 1533-1542 (2014).</li>
<li>Yasunami, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+Novel+Subcutaneous+Site+of+Islet+Transplantation+Superior+to+the+Liver%5BTitle%5D)+AND+%22Transplantation%22%5BJournal%5D)">A Novel Subcutaneous Site of Islet Transplantation Superior to the Liver.</a> Transplantation. 102 (6), 945-952 (2018).</li>
<li>Rajab, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Islet+transplantation%3A+alternative+sites%5BTitle%5D)+AND+%22Current+Diabetes+Reports%22%5BJournal%5D)">Islet transplantation: alternative sites.</a> Current Diabetes Reports. 10 (5), 332-337 (2010).</li>
<li>Ekser, B., Vagefi, P. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Search+for+the+best+site+in+islet+xenotransplantation%5BTitle%5D)+AND+%22International+Journal+of+Surgery+and+Medicine%22%5BJournal%5D)">Search for the best site in islet xenotransplantation.</a> International Journal of Surgery and Medicine. 70, 106-107 (2019).</li>
<li>Lu, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+Method+for+Islet+Transplantation+to+the+Omentum+in+Mouse%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">A Method for Islet Transplantation to the Omentum in Mouse.</a> Journal of Visualized Experiments. (143), e57160(2019).</li>
<li>Neuman, J. C., Truchan, N. A., Joseph, J. W., Kimple, M. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+method+for+mouse+pancreatic+islet+isolation+and+intracellular+cAMP+determination%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">A method for mouse pancreatic islet isolation and intracellular cAMP determination.</a> Journal of Visualized Experiments. (88), e50374(2014).</li>
<li>Zmuda, E. J., Powell, C. A., Hai, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+method+for+murine+islet+isolation+and+subcapsular+kidney+transplantation%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">A method for murine islet isolation and subcapsular kidney transplantation.</a> Journal of Visualized Experiments. (50), e2096(2011).</li>
<li>Khatri, R., Hussmann, B., Rawat, D., Gurol, A. O., Linn, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intraportal+Transplantation+of+Pancreatic+Islets+in+Mouse+Model%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Intraportal Transplantation of Pancreatic Islets in Mouse Model.</a> Journal of Visualized Experiments. (135), e57559(2018).</li>
<li>Carter, J. D., Dula, S. B., Corbin, K. L., Wu, R., Nunemaker, C. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+practical+guide+to+rodent+islet+isolation+and+assessment%5BTitle%5D)+AND+%22Biological+Procedures+Online%22%5BJournal%5D)">A practical guide to rodent islet isolation and assessment.</a> Biological Procedures Online. 11, 3-31 (2009).</li>
</ol>

Autorzy nie zgłaszają konfliktu interesów.

Przeszczep wysp trzustkowych jest obiecującą terapią w leczeniu cukrzycy typu 1. Na efekt tej terapii wpływa wiele czynników, a wybór optymalnego miejsca do implantacji wysp trzustkowych jest niezwykle ważny. Idealne miejsce anatomiczne do przeszczepu wysp trzustkowych powinno mieć następujące cechy: dostępność dla prostych procedur przeszczepu, biopsji i pobierania przeszczepów; zmniejszone powikłania; wysoki wskaźnik sukcesu kontroli poziomu glukozy we krwi; i długotrwałe przeżywalność szczepów wysp trzustkowych<sup cl...

Światowa częstość występowania i rozpowszechnienie cukrzycy typu 1 (T1DM) szybko rośnie, zgodnie z danymi statystycznymi Międzynarodowej Federacji Diabetologicznej (IDF)1. Przeszczep wysp trzustkowych jest jednym z najbardziej obiecujących podejść do leczenia cukrzycy typu 1DM4. Od czasu wielkiego przełomu dokonanego w klinicznym przeszczepie wysp trzustkowych przy użyciu protokołu Edmonton2, przeżywalność przeszczepu wysp trzustkowych u biorców T1DM po 5 latach wynosi obecnie około 50%3.
W przeszłości kilka miejsc do przeszczepu, takich jak wątroba, torebka nerkowa, śledziona, obszar śródmięśniowy, przestrzeń podskórna, szpik kostny i woreczek moczowy były badane pod kątem eksperymentalnego przeszczepu wysp trzustkowych5,6,7. Niektóre z powyższych witryn zostały przetestowane w warunkach klinicznych8. Chociaż przeszczepianie wysp trzustkowych do wątroby pozostaje obecnie najczęściej stosowaną metodą w zastosowaniach klinicznych9, istnieje kilka ważnych problemów, które należy rozwiązać podczas korzystania z tej strony. Na przykład, jak zmniejszyć wczesną utratę przeszczepionych wysp trzustkowych spowodowaną natychmiastową reakcją zapalną za pośrednictwem krwi (IBMIR) i słabym zaopatrzeniem w natlenienie10,11 i jak odzyskać przeszczepy wysp trzustkowych, jeśli to konieczne, ponieważ dyfuzyjnie lokalizują się one w wątrobie. Torebka nerkowa może być idealnym miejscem dla biorców gryzoni. Jednak szczelna torebka nerkowa ogranicza przeszczepienie wystarczającej ilości alogenicznych wysp trzustkowych u ludzi, chociaż może być lepszym rozwiązaniem dla ksenotransplantacji wysp trzustkowych ze względu na wysoce oczyszczone preparaty z wysp trzustkowych stosowanych klinicznie5,12. W związku z tym trwają poszukiwania bardziej odpowiedniego miejsca do przeszczepu wysp trzustkowych.
Przestrzeń podskórna może być wykorzystana jako klinicznie stosowne miejsce do przeszczepu wysp trzustkowych ze względu na jej dostępność. Jednak skuteczność przeszczepu wysp trzustkowych do przestrzeni podskórnej jest niezwykle niska, co wymaga stosunkowo dużej liczby wysp trzustkowych do odwrócenia hiperglikemii13. Niedawno japoński zespół badawczy odkrył ISWAT, nowatorskie miejsce podskórne lepsze do przeszczepu wysp trzustkowych w modelu mysim w porównaniu z klasą wątroby<sup="xref">14. ISWAT zawiera tętnicę i żyłę nadbrzusza, więc bogate ukrwienie może zapewnić rewaskularyzację przeszczepu wysp trzustkowych. W tym manuskrypcie proponujemy łatwą metodę implantacji przy użyciu hydrożelu z matrycą błony podstawnej do mocowania syngenicznych mysich wysepek w ISWAT. Protokół ten okazuje się skuteczny w przypadku przeszczepu wysp trzustkowych.

<table><tbody><tr><td>0,22 &m; m Jednostka filtrująca napędzana strzykawką Merck</td><td>Millipore</td><td>SLHV033RB</td><td></td></tr><tr><td>1,5 ml probówka wirówkowa</td><td>Axygen</td><td>MCT-150-C</td><td></td></tr><tr><td>5 ml Pipeta Pasteura</td><td>JingAn Biological, Chiny</td><td>J00085</td><td></td></tr><tr><td>Strzykawka 5 ml</td><td>Szboon, Chiny</td><td>20170829</td><td></td></tr><tr><td>50 ml stożkowa rurka</td><td>Corning</td><td>430829</td><td></td></tr><tr><td>5-0 szew chirurgiczny</td><td>sh-Jinhuan, Chiny</td><td>CR537</td><td></td></tr><tr><td>Strzykawka 60 ml</td><td>Szboon, Chiny</td><td>20170623</td><td></td></tr><tr><td>75% etanolu</td><td>LIRCON, Chiny</td><td>9180527</td><td></td></tr><tr><td>Alexa Fluor 488 osioł anty-mysi IgG (H + L)</td> <td>Invitrogen</td><td>A21202</td><td>Rozcieńczenie (1:200)</td></tr> <tr><td>przeciwciało przeciw myszom Przeciwciało przeciw glukagonowi</td><td>Abcam</td><td>ab10988</td><td>Rozcieńczenie (1:100)</td></tr> <tr><td>przeciwciało przeciwko myszom</td> Komórka przeciwciała przeciwko insulinie <td> Technologia sygnalizacji</td><td>3014s</td><td>Rozcieńczenie (1:100)</td></tr> <tr><td>tępo zakończona igła perfuzyjna</td><td>Oloey, Chiny</td><td>005</td><td>32G, żółta</td></tr><tr><td>BSA</td><td>Meilune, Chiny</td><td>MB4219</td><td></td></tr><tr><td>C57BL / 6 Myszy</td><td>Centrum Zwierząt Medycznych w prowincji</td><td></td> Guangdong 8 <td>~ 10 tygodni</td></tr><tr><td>naczynie do hodowli komórkowej</td><td>BIOFIL, Chiny</td><td>TCD000100</td><td>Ogólne, nieleczone, średnica 87,8 mm</td></tr><tr><td>wirówka</td> cefalosporyna <td>Thermo Scientific</td><td>ST16R</td><td></td></tr><tr><td></td><td>Lukang medyczna, Chiny</td><td>150303</td><td></td></tr><tr><td>CMRL-1066</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>C0422</td><td></td></tr><tr><td>Codos Pet Clipper</td><td>Szcodos, Chiny</td><td>CP-8000</td><td></td></tr><tr><td>kolagenaza Typ V</td><td>Sigma</td><td>C9262</td><td></td></tr><tr><td>DAPI</td><td>Thermo Fisher</td><td>D1306</td><td></td></tr><tr><td>Bufor D-hanka</td><td>Coolaber, Chiny</td><td>PM5140-10</td><td></td></tr><tr><td>ditizon</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>D5130</td><td></td></tr><tr><td>Dnaza I</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>D4263</td><td></td></tr><tr><td>Podłoże do barwienia eozyny</td><td>Beyotime Biotech, Chiny</td><td>C0109</td><td></td></tr><tr><td>FBS</td><td>GE Healthcare Nauki przyrodnicze</td><td>SH30084</td><td></td></tr><tr><td>dioctan fluoresceiny (FDA)</td><td>Thermo Fisher</td> Mikroskop fluorescencyjny <td>F1303</td><td></td></tr><tr><td>Końcówki do pipet</td><td></td><td></td> żelowych Leica DMIL Corning CLS4884 <td></td></tr><tr><td>HBSS</td><td>Coolaber, Chiny</td><td>PM5150-10</td><td></td></tr><tr><td>media barwiące hematykaliną</td><td>Technologia sygnalizacji komórkowej</td><td>14166S</td><td></td></tr><tr><td>HISTOPAQUE-1077</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>RNBG0522</td><td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>HISTOPAQUE-1119</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>RNBG0536</td><td></td></tr><tr><td>Hydrożel</td><td>BD Biosciences</td><td>356234</td><td>Matryca błony podstawnej</td></tr><tr><td>Jodophor</td><td>LIRCON, Chiny</td><td>5190313</td><td></td></tr><tr><td>światłoszczelne naczynie hodowlane</td><td>DVS, Chiny</td><td>AN-5058548</td><td>Samodzielna produkcja szklane naczynie spryskane czarną farbą</td></tr><tr><td>Medyczna taśma klejąca</td><td>Cofoe, Chiny</td><td>K12001</td><td></td></tr><tr><td>nieinwazyjna mikropęseta</td><td>RWD Life Science</td><td>F11033-11 i F12016-15</td><td></td></tr><tr><td>One Touch ultraeasy Podstawowy system monitorowania stężenia glukozy we krwi</td><td>Johnson & Nożyczki</td> okulistyczne Johnson <td>33391713</td><td></td></tr><tr><td></td><td>RWD Life Science</td><td>S12012-12 i S11001-08</td><td></td></tr><tr><td>P/S (penicylina / streptomycyna)</td><td>Gibco</td><td>15140-122</td><td></td></tr><tr><td>pentobarbital sodowy</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>P-010</td><td></td></tr><tr><td>Jodek propidyny</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>P4864</td><td></td></tr><tr><td>STZ (streptozotocyna)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>S0130</td><td></td></tr><tr><td>Pasek testowy</td><td>GenUltimate</td><td>100-50</td><td></td></tr><tr><td>Sprzężony z TRITC kozioł anty-króliczy IgG (H + L)</td> <td>proteintech</td><td>SA00007-2</td><td>Rozcieńczenie (1:200)</td></tr> <tr><td>zacisk naczyniowy</td><td>RWD Life Science</td><td>R31006-04</td><td></td></tr></tbody></table>

pachwinowy podskórny model przeszczepu białej tkanki tłuszczowej (iswat) mysich wysp trzustkowych

Inguinal Subcutaneous White Adipose Tissue (ISWAT) Transplantation Model of Murine Islets

Przeszczep wysp trzustkowych jest dobrze znaną metodą leczenia cukrzycy typu 1. Torebka nerkowa jest najczęściej używanym miejscem przeszczepu wysp trzustkowych w modelach gryzoni. Jednak szczelna torebka nerkowa ogranicza przeszczepianie wystarczającej ilości wysp trzustkowych u dużych zwierząt i ludzi. Stwierdzono, że pachwinowa podskórna biała tkanka tłuszczowa (ISWAT), nowa przestrzeń podskórna, jest potencjalnie cennym miejscem do przeszczepu wysp trzustkowych. To miejsce ma lepsze ukrwienie niż inne przestrzenie podskórne. Co więcej, ISWAT mieści większą masę wysp niż torebka nerkowa, a przeszczep do niej jest prosty. W artykule opisano procedurę izolacji i przeszczepu mysich wysp trzustkowych w miejscu ISWAT u syngenicznych myszy z cukrzycą. Korzystając z tego protokołu, mysie wyspy trzustkowe wyizolowano przez standardowe trawienie kolagenazą, a do utrwalenia oczyszczonych wysepek w miejscu ISWAT użyto hydrożelu z macierzy błony podstawnej. Poziom glukozy we krwi myszy biorców był monitorowany przez ponad 100 dni. Przeszczepy wysp trzustkowych pobrano w 100 dniu po przeszczepie w celu analizy histologicznej. Opisany w tym manuskrypcie protokół przeszczepiania wysp trzustkowych w ośrodku ISWAT jest prosty i skuteczny.

W niniejszym protokole przedstawiono dwie procedury: preparowanie wysepek trzustkowych myszy oraz transplantację wysepek do miejsca ISWAT. W pierwszej procedurze, po perfuzji i trawieniu roztworem kolagenazy typu V, oczyszczaniu przy użyciu Histopaque-1119 i Histopaque-1077 oraz dodatkowym etapie ręcznego wyboru, wyizolowane wysepki mysie będą wystarczająco czyste do transplantacji (jak pokazano na Rysunku 1), a do transplantacji zostaną wykorzystane wyizolowane wysepki o wysokiej żywotności...

W tym protokole opisana jest metoda izolacji i przeszczepu mysich wysp trzustkowych do pachwinowej podskórnej białej tkanki tłuszczowej. Izolowane syngeniczne mysie wysepki są przeszczepiane mysiemu biorcy za pomocą hydrożelu z błony podstawnej. Monitorowany jest poziom glukozy we krwi biorców i przeprowadzana jest analiza histologiczna przeszczepów wysp trzustkowych.

Pachwinowy podskórny model przeszczepu białej tkanki tłuszczowej (ISWAT) mysich wysp trzustkowych

Pancreatic islet transplantation is a well-established therapeutic treatment for type 1 diabetes. The kidney capsule is the most commonly used site for ...

Przeszczep wysp trzustkowych jest jednym z najbardziej obiecujących podejść do leczenia cukrzycy typu I. Trwają też poszukiwania odpowiedniego miejsca do przeszczepu wysp trzustkowych. Przeszczep wysp trzustkowych do pachwinowej podskórnej białej tkanki tłuszczowej jest prostą, ale skuteczną metodą, która może mieć implikacje kliniczne.Ekstrapolacja tej procedury na praktykę kliniczną może doprowadzić do opracowania leku na cukrzycę typu I. Metoda ta może dostarczyć informacji na temat klinicznego przeszczepu wysp trzustkowych, ponieważ stwierdzono, że język językowy nie jest idealnym miejscem do wszczepienia wysp trzustkowych. Ważne jest, aby dokładnie śledzić każdy etap procedury, zwłaszcza kluczowe, takie jak trawienie trzustki.Demonstracja wizualna pomoże naukowcom, którzy dopiero zaczynają przygodę z tą techniką, w lepszym określeniu, w jaki sposób przeprowadzić izolację wysepek i transmutację. Aby zebrać wysepki, najpierw spryskaj futro 10-tygodniowej czarnej myszy sześcioletniej C57 75% etanolem i napełnij pięciomililitrową strzykawkę świeżo przygotowanym roztworem kolagenazy. Wyposaż strzykawkę w igłę perfuzyjną o rozmiarze 32 i umieść mysz w pozycji leżącej na worku z lodem.Użyj prostych, spiczastych nożyczek okulistycznych, aby zrobić poprzeczny otwór w skórze okolicy łonowej i przedłużyć nacięcie w kierunku głowy zwierzęcia. Całkowicie otwórz jamę brzuszną przez nacięcie w kształcie litery V od okolicy łonowej do wyrostka mieczykowatego i przesuń wątrobę, aby odsłonić woreczek żółciowy i całą długość wspólnego przewodu żółciowego. Następnie za pomocą zacisku naczyniowego zamknij otwór dwunastnicy wspólnego przewodu żółciowego i wytnij mały otwór w woreczku żółciowym.Kankalować wspólny przewód żółciowy przez otwór za pomocą wcześniej przygotowanej igły perfuzyjnej i wstrzyknąć około dwóch mililitrów roztworu kolagenazy do trzustki. Po dostarczeniu całej kolagenazy użyj dwóch par nieinwazyjnych mikro pęset, aby oddzielić perfundowaną trzustkę od jelit, żołądka i śledziony, a następnie umieść trzustkę w 50-mililitrowej stożkowej rurce na lodzie. Po zebraniu wszystkich próbek, dodaj 100 mikrolitrów Dnazy I na trzustkę do 50-mililitrowych probówek i energicznie potrząśnij każdą probówką około 40 razy w ciągu 10 sekund przed umieszczeniem tkanek w łaźni wodnej o temperaturze 37 stopni Celsjusza na trzy do pięciu minut z umiarkowanym wstrząsaniem.Pod koniec inkubacji dodać do końcowej objętości 50 mililitrów roztworu Stop Solution, aby zatrzymać trawienie. I odwirować pulsacyjnie probówki do prędkości 750 razy G w temperaturze czterech stopni Celsjusza, a następnie szybko zatrzymać wirówkę. Po odrzuceniu supernatantów przemyć granulki dwa razy w ilości od 15 do 25 mililitrów roztworu zatrzymującego na jedno przemycie w tych samych warunkach wirowania, jak właśnie pokazano.Po drugim praniu zbierz trzy granulki na rurkę w nowe stożkowe rurki o pojemności 50 mililitrów. I ponownie zawiesić komórki trzustki w całkowitej objętości dziesięciu mililitrów Histopaque 1119. Następnie ostrożnie dodaj pięć mililitrów Histopaque 1077 z boku każdej probówki, a następnie pięć mililitrów HBSS.Oddzielić komórki przez odwirowanie i użyć pięciomililitrowej pipety Pasteura, aby zebrać wysepki z interfejsu HBSS Histopaque 1077. Zebrać wysepki w nowej stożkowej probówce o pojemności 50 mililitrów w końcowej objętości 50 mililitrów roztworu zatrzymającego do wirowania impulsowego i odrzucić supernatant. Ponownie zawiesić osad w 30 mililitrach świeżego roztworu Stop na jednominutowe odwirowanie i ponownie zawiesić wysepki w 30 mililitrach pożywki hodowlanej.Zdekantować wysepki do jednego 10-centymetrowego światłoszczelnego naczynia hodowlanego na probówkę. I umieść naczynie pod mikroskopem stereoskopowym. Używając końcówek do pipet o pojemności 200 mikrolitrów z żelem, ręcznie wybierz białe sferoidalne wyspy z roztworu.Umieszczanie wysepek w niepoddanym działaniu substancji naczyniu do hodowli komórkowych zawierającym 10 mililitrów pożywki hodowlanej podczas ich zbierania. Sprawdź czystość ręcznie wybieranych wysepek poprzez barwienie ditizonem pod mikroskopem świetlnym. I wykryj żywotność wysepek za pomocą barwienia dioctanu fluoresceiny jodkiem propidyny pod mikroskopem fluorescencyjnym.Następnie hoduj izolowane wysepki w świeżej pożywce w temperaturze 37 stopni Celsjusza w 95% powietrzu i 5% dwutlenku węgla aż do przeszczepu. Począwszy od trzeciego i czwartego dnia po indukcji cukrzycy, należy przekłuć żyłę ogonową każdego ośmiotygodniowego samca C57, któremu wstrzyknięto streptozotocynę, około godziny 10:00, aby pobrać próbkę krwi od każdego zwierzęcia biorcy.Użyj podstawowego przyrządu do monitorowania stężenia glukozy we krwi, aby określić poziom glukozy we krwi na czczo każdej myszy, a następnie dodaj krew do poszczególnych pasków testowych. Gdy zwierzę wykaże poziom glukozy we krwi wynoszący co najmniej 20 milimoli na litr przez dwa dni z rzędu, zważ i oznacz mysz biorcę i potwierdź brak reakcji na odruch pedałowania u znieczulonych zwierząt. Umieść porcję hydrożelu z przechowywania w temperaturze minus 20 stopni Celsjusza na lodzie w celu rozmrożenia.I przenieś od 450 do 500 ekwiwalentów wysepek na odbiorcę do sterylnej 1,5-mililitrowej probówki wirówkowej zawierającej 200 mikrolitrów pożywki na probówkę na lód. Przetrzyj lewą okolicę pachwinową biorcy 75% etanolem i umieść mysz w pozycji leżącej. Przymocuj kończyny taśmą chirurgiczną i użyj maszynki do strzyżenia, aby usunąć włosy wokół pola operacyjnego.Przetrzyj obszar operacyjny jodoforem i wykonaj pionowe nacięcie w zdezynfekowanej skórze. Zidentyfikuj dolną tętnicę i żyłę nadbrzusza w ISWAT i utwórz małą kieszeń nad naczyniami. Osadź wysepki przez odwirowanie i usuń jak najwięcej supernatantu.Dodaj 20 mikrolitrów rozmrożonego hydrożelu do każdej probówki i delikatnie zawieś wysepki, uważając, aby nie powstały bąbelki. Po uzyskaniu jednorodnej zawiesiny należy użyć końcówki pipety o pojemności 200 mikrolitrów, aby ostrożnie wprowadzić całą mieszaninę hydrożelu z wysepek z jednej probówki do kieszeni. Gdy hydrożel całkowicie zastygnie, dodaj 20 mikrolitrów cefalosporyny do miejsca przeszczepu i zamknij mięsień i skórę ciągłym szwem chirurgicznym 5-0.Następnie umieść biorcę w czystej klatce na podkładce termicznej z monitorowaniem aż do pełnego leżenia. Po przetworzeniu mysich wysepek, jak pokazano, izolowane mysie wysepki będą wystarczająco czyste do przeszczepu. Do przeszczepu należy używać tylko izolowanych wysepek o wysokiej żywotności.Po dokładnym wymieszaniu przeszczepów wysp trzustkowych z hydrożelem, przeszczep można wszczepić w miejsce ISWAT. Po około miesiącu od przeszczepienia do ISWAT przeszczepy wysp trzustkowych odwracają hiperglikemię, podczas gdy masa ciała myszy biorcy stopniowo wzrasta. Po 100 dniach od przeszczepu usunięcie przeszczepów powoduje natychmiastowy wzrost o godzinie 10:00.poziom glukozy we krwi na czczo. Analiza histologiczna w tym momencie pokazuje, że przeszczepy wysp trzustkowych pozostały nienaruszone. Barwienie immunofluorescencyjne insuliną i glukagonem wskazuje, że przeszczepione wyspy trzustkowe są również funkcjonalne po 100 dniach od przeszczepu.Należy uważać, aby nie potrząsać zbyt mocno obfitymi komórkami trzustki, w przeciwnym razie zdolność uzyskanych wysp trzustkowych będzie zagrożona. Izolowane wyspy trzustkowe mogą być przeszczepiane pod torebkę nerkową jako kontrola w celu porównania efektów izolowanego przeszczepu do pachwinowej podskórnej białej tkanki tłuszczowej na miejscu. Procedura ta przyczyni się do rozpoczęcia badań klinicznych nad przeszczepem wysp trzustkowych w inne miejsca poza wątrobą.

inguinal-subcutaneous-white-adipose-tissue-iswat-transplantation

Research

JoVE Journal

Medicine

Medycyna

Przeszczepianie wyizolowanych wysepek zostało zaproponowane jako potencjalna metoda leczenia cukrzycy typu 1. W niniejszym materiale opisujemy metodę izolacji wysepek z trzustek myszy oraz ich transplantacji do przestrzeni podtorebkowej nerki.

Metoda izolacji wysepek mysich i przeszczepiania podtorebkowego do nerki

Ten protokół demonstruje izolację mysich wysepek i zasiewanie ich na rusztowaniu zdecelularycznym. Wyspy trzustkowe wsparte na rusztowaniach przeszczepiono do poduszeczki tłuszczowej najądrza myszy z cukrzycą indukowaną streptozotocyną (STZ). Wyspy trzustkowe przetrwały w miejscu przeszczepu i odwróciły stan hiperglikemii.

Wspomagany rusztowaniem przeszczep wysp trzustkowych w poduszce tłuszczowej najądrza myszy z cukrzycą

Biała tkanka tłuszczowa (WAT) ma krytyczne braki w swoich obecnych pierwotnych modelach hodowli, co utrudnia rozwój farmakologiczny i badania metaboliczne. W tym miejscu przedstawiamy protokół wytwarzania układu mikrofizjologicznego tkanki tłuszczowej poprzez umieszczanie WAT między arkuszami komórek zrębu. Ta konstrukcja zapewnia stabilną i adaptowalną platformę dla podstawowej kultury WAT.

Platforma mikrofizjologiczna dla ludzkiego tłuszczu: warstwowa biała tkanka tłuszczowa

Ten artykuł opisuje metodę przeszczepiania komórek nabłonka sutka szczura dawcy do białej poduszeczki tłuszczowej między łopatkami u zwierząt biorców. Metoda ta może być stosowana do badania wpływu gospodarza i/lub dawcy na rozwój nabłonka sutka i eliminuje potrzebę wstępnego oczyszczania, zwiększając w ten sposób przydatność tej techniki.

Przeszczep komórek nabłonkowych sutka szczura do białej poduszeczki tłuszczowej między łopatkami

Ta metoda przeszczepiania wysp trzustkowych pokrytych tłuszczem jest odpowiednia do wykrywania wszczepionych wysp trzustkowych w jamie wewnątrzotrzewnowej. Co ważne, nie wymaga stosowania środków wiążących biologicznie ani szycia.

Przeszczep wysp trzustkowych pokrytych tłuszczem z wykorzystaniem białej tkanki tłuszczowej najądrza

Funkcjonalne obrazowanie i ilościowe określanie termogenicznych magazynów tłuszczu u myszy przy użyciu podejścia opartego na obrazowaniu mikro-PET/MR.

Wizualizacja i kwantyfikacja brązowych i beżowych tkanek tłuszczowych u myszy za pomocą obrazowania [18F]FDG Micro-PET/MR

Ten protokół przedstawia użycie CRISPR SunTag-p65-HSF1 (SPH) w adipocytach (AdipoSPH) jako alternatywnej strategii dla wirusa związanego z adenowirusem (AAV) do badania biologii beżowego tłuszczu. Wstrzyknięcie in vivo sgRNA przenoszącego AAV ukierunkowanego na endogenny gen Prdm16 jest wystarczające do wywołania rozwoju beżowego tłuszczu i wzmocnienia programu genów termogenicznych.

Badanie biologii i metabolizmu tłuszczów beżowych przy użyciu systemu aktywacji CRISPR SunTag-p65-HSF1

Ten protokół opisuje półautomatyczną izolację frakcji zrębu naczyniowego (SVF) z mysiej tkanki tłuszczowej w celu uzyskania preadipocytów i osiągnięcia różnicowania adipocytów in vitro. Użycie dysocjatora tkankowego do trawienia kolagenazy zmniejsza zmienność eksperymentalną i zwiększa odtwarzalność.

Półautomatyczna izolacja zrębu frakcji naczyniowej z mysiej białej tkanki tłuszczowej za pomocą dysocjatora tkankowego

Przedstawiamy tutaj protokół przeszczepu tkanki tłuszczowej białej i brązowej, który oferuje obiecującą strategię odwrócenia niepłodności, otyłości i hiperglikemii, jednocześnie poprawiając funkcję nerek u myszy z cukrzycą i otyłością BTBR.

Przeszczepy białego i brązowego tłuszczu: podejście do korekty deficytów rozrodczych, metabolicznych i nerkowych u myszy otyłych czarno-brązowych brachyury (BTBR)

Opis chirurgicznego indukowania endometriozy u myszy i szczurów poprzez autotransplantację tkanki macicy do kaskady tętniczej krezki jelitowej.

Myszowy model chirurgicznie wywołanej endometriozy poprzez autotransplantację tkanki macicy

Poznaj metodę izolacji i przeszczepu wysp trzustkowych myszy do pachwinowej tkanki tłuszczowej w badaniach nad cukrzycą typu I. Technika ta umożliwia monitorowanie glikemii i analizę histologiczną przeszczepów.

Pachwinowy podskórny model przeszczepu białej tkanki tłuszczowej (ISWAT) mysich wysp trzustkowych

Przeglądaj więcej filmów